Summary
In vivo immünfloresans lokalizasyonu (IVIL) yöntemi, in vivo tümör hedeflemesi ve ekzo immünboyama kombinasyonu nu kullanarak canlı organizmalarda onkolojik amaçlarla antikor ve antikor konjugatörlerinin in vivo biyodağılımını incelemek için kullanılabilir. Yöntemler.
Abstract
Monoklonal antikorlar (mAbs) kanser teşhisi, tanısı ve tedavisinde önemli araçlardır. Onlar tümörigenez proteinlerin rolünü çözmek için kullanılır, tümör tespiti ve karakterizasyonu sağlayan kanser biyobelirteçleri yönlendirilebilir, ve mAbs veya antikor-ilaç conjugates olarak kanser tedavisi için kullanılabilir bağışıklık etkileyici hücreleri etkinleştirmek için, inhibe etmek sinyal yolları, ya da doğrudan belirli antijen taşıyan hücreleri öldürmek. Yeni ve son derece spesifik mGe'lerin geliştirilmesi ve üretimindeki klinik gelişmelere rağmen, tanı ve tedavi uygulamaları tümör mikroortamının karmaşıklığı ve heterojenliği ile bozulabilir. Bu nedenle, etkili antikor bazlı tedaviler ve tanıların geliştirilmesi için, antikor bazlı konjuge'nin canlı tümör mikroortamı ile biyodağılımı ve etkileşiminin değerlendirilmesi çok önemlidir. Burada In Vivo Immunofluorescence Localization (IVIL) in vivo fizyolojik ve patolojik koşullarda antikor bazlı terapötik ve tanı etkileşimlerini incelemek için yeni bir yaklaşım olarak tanımlıyoruz. Bu teknikte, terapötik veya tanısal antijene özgü antikor intravenöz olarak invivo ve lokalize ex vivo izole tümörlerde ikincil antikor ile enjekte edilir. Bu nedenle IVIL, antikor bazlı ilaçların ve hedefleme ajanlarının in vivo biyodağılımını yansıtmaktadır. İki IVIL uygulaması meme kanserinin moleküler görüntülemesi için antikor bazlı kontrast ajanların biyodağılımı ve erişilebilirliğini değerlendirirken tanımlanmıştır. Bu protokol, gelecekteki kullanıcıların IVIL yöntemini kendi antikor tabanlı araştırma uygulamaları için uyarlamalarına olanak sağlayacaktır.
Introduction
Monoklonal antikorlar (mAb) b hücreleri tarafından salgılanan ve bağışıklık sisteminde biyolojik işlevini belirlemek ve inhibe etmek için birincil bir fonksiyona sahip immünglobulin süper familyasının büyük glikoproteinleridir (yaklaşık 150 kDa) yıkım, bakteriyel veya viral patojenler, ve kanser hücrelerinde anormal protein ekspresyonu tanıyabilir1. Antikorlar femtomolar konsantrasyonları onları biyotıp2son derece umut verici araçlar yapma kendi özel epitopsiçin son derece yüksek bir yakınlık olabilir. Milstein ve Köhler tarafından hibridoma teknolojisinin gelişmesiile (1984 yılında Nobel Ödülü) ile mAbs üretimi mümkün oldu3. Daha sonra, insan mAbs faj ekran teknolojisi veya transgenik fare suşları kullanılarak oluşturulan ve yeni araştırma araçları ve terapötik4,5olarak kullanım devrim .
Kanser dünya çapında bir sağlık sorunu ve önleme, algılama vetedavi6 için yeni yaklaşımlar için ihtiyaç yaratarak ölüm önemli bir nedenidir. Bugüne kadar, mAbs tümörigenez genlerin rolü ve proteinlerin extrication izin verdi ve kanser biyobelirteçleri karşı yönlendirildiğinde, hasta tabakalaşma için tümör tespiti ve karakterizasyonu sağlayabilir. Kanser tedavisi için, bispesifik mAbs, antikor-ilaç konjugeler, ve küçük antikor parçaları terapötik olarak geliştirilmektedir, ve terapötiketkinliğiniartırmak için hedeflenen ilaç teslim imiş 7 . Buna ek olarak, antikorlar floresan güdümlü cerrahi, fotoakustik (PA) görüntüleme, ultrason (ABD) moleküler görüntüleme ve klinik olarak kullanılan pozitron emisyonu gibi moleküler görüntüleme yöntemleri için kontrast ajanların biyomarker hedeflemeiçin hizmet tomografi (PET) veya tek foton emisyon bilgisayarlı tomografi (SPECT)8. Son olarak, antikorlar da hedeflenen tedaviler için hastaların tabakalaşma ve yanıt izleme sağlayan teranostik ajanlar olarak kullanılabilir9. Bu nedenle, yeni mAbs kanser tespiti, tanı ve tedavisinde kritik bir rol oynamaya başlıyor.
Yeni ve son derece spesifik mGe'lerin geliştirilmesi ve üretimindeki kritik gelişmelere rağmen, tanı ve tedavi uygulamaları tümör ortamının karmaşıklığı nedeniyle etkisiz hale getirilebilir. Antikor etkileşimleri epitop türüne bağlıdır,yani,doğrusal veya konformasyonel10olup olmadığını. Antijenlerin tanınmasına ek olarak, antikorlar damar duvarları gibi doğal engelleri aşmak gerekir, bazal membranlar, ve tümör stroma antijen ifade hedef hücrelere ulaşmak için. Antikorlar doku ile sadece değişken parça antijen bağlama (Fab) etki alanı yoluyla değil, aynı zamanda sabit kristal in parçası (Fc) ile etkileşime hangi daha da off-site etkileşimleri yol açar11. Tümör vaskülarizasyonunda tümör toplu ve heterojenlik ve lenfatik sistemde tümör belirteçlerinin heterojen ekspresyonu ile de hedefleme karmaşıktır12,13. Buna ek olarak, tümör mikroçevre tümör hücrelerini destekleyen kanser ilişkili fibroblastlar oluşur, anti-tümör bağışıklık reaksiyonları bastırmak tümör bağışıklık hücreleri, ve oksijen ve besin naklini destekleyen tümör endotel, tüm antikor bazlı terapötik lerin veya tanıların penetrasyonunu, dağılımını ve kullanılabilirliğini engelleyen. Genel olarak, bu hususlar terapötik veya tanısal etkinliği sınırlayabilir, tedavi yanıtını azaltabilir ve tümör direncine neden olabilir.
Bu nedenle, etkili antikor tabanlı tedaviler ve tanı ların geliştirilmesi için, tümör mikroortamında antikor bazlı konjuge biyodağılımı ve etkileşiminin değerlendirilmesi çok önemlidir. Şu anda klinik öncesi çalışmalarda tümör araştırma modellerinde belirteç ekspresyonu, tümörkesitlerininimmünoresans (IF) boyaması ile ex vivo olarak analiz edilir. Standart IF boyama, hayvandan izole edilmiş ekstrem tümör doku dilimlerinde sekonder floresan etiketli antikorlar ile vurgulanan primer marker spesifik antikorlarla yapılır. Bu teknik, doku fiksasyonu sırasında belirteç statik konumunu vurgular ve antikor tabanlı terapötik veya tanı fizyolojik koşullarda dağıtmak veya etkileşim nasıl içgörü sağlamaz. PET, SPECT, ABD ve PA tarafından moleküler görüntüleme yaşayan preklinik modellerde antikor konjuge kontrast madde dağılımı hakkında bilgi sağlayabilir8,15. Bu görüntüleme yöntemleri non-invaziv olduğundan, boylamsal çalışmalar yapılabilir ve zamana duyarlı veriler grup başına en az sayıda hayvan ile toplanabilir. Ancak, bu non-invaziv moleküler görüntüleme yaklaşımları yeterince duyarlı değildir ve hücresel düzeyde antikor dağılımının lokalizasyonu için yeterli çözünürlüğe sahip değildir. Ayrıca, birincil antikor fiziksel ve biyolojik özellikleri büyük ölçüde bir kontrast madde16konjugasyonu ile değiştirilebilir.
İn vivo fizyolojik ve patolojik durumları göz önünde bulundurarak antikor bazlı terapötik ve tanıların tümör ortamında nasıl etkileştiğini göz önünde bulundurmak ve yüksek çözünürlüklü hücresel ve hatta hücre altı dağılım elde etmek için konjuge olmayan antikor profilleri, antijene özgü antikorin intravenöz olarak intravenöz olarak intravenöz olarak enjekte edildiği Vivo İmmünofloresan Lokalizasyonunda (IVIL) kabul edilen bir IF yaklaşımı öneriyoruz. Antikor bazlı terapötik veya tanısal, birincil antikor olarak hareket, fonksiyonel kan damarlarında dolaşır ve son derece doğru, yaşayan tümör ortamında hedef protein bağlanır. İn vivo etiketli tümörlerin primer antikorile izole edilmesinden sonra, birikmiş ve korunmuş antikor konjugatörlerinin lokalize edilmesi nde ikincil bir antikor kullanılır. Bu yaklaşım, floresan olarak etiketlenmiş antikorenjekte eden if histoloji yaklaşımına daha önce tanımlanmış bir yaklaşıma benzer17. Burada ise, konjuge olmayan antikorların kullanımı antikor modifikasyonu ile indüklenen biyodağıtım özelliklerinde potansiyel bir değişiklik önler. Ayrıca floresan sekonder antikorların ex vivo uygulaması doku toplama ve işleme sırasında olası bir floresan sinyali kaybını önler ve floresan sinyal yoğunluğunun arttırılmasını sağlar. Etiketleme yaklaşımımız antikor bazlı ilaçların ve hedefli ajanların canlı biyodağılımını yansıtır ve yeni tanı ve tedavi edici ajanların gelişimi için önemli bilgiler sağlayabilir.
Burada, meme kanseri saptanması için moleküler görüntüleme yaklaşımları için antikor bazlı kontrast ajanların biyodağılımı nı ve erişilebilirliğini araştıran önceki çalışmalarda uygulandığı gibi IVIL yönteminin iki uygulamasını açıklıyoruz. İlk olarak, bir antikor-yakın kızılötesi boya konjuge biyodağılımı (anti-B7-H3 antikor yakın kızılötesi floresan boya bağlı, indosiyane yeşili, B7-H3-ICG) ve izotip kontrol ajanı (Iso-ICG) floresan ve fotoakustik moleküler moleküler için görüntüleme18araştırılır. Bu uygulamanın yöntemi protokolde açıklanmıştır. Daha sonra, netrin-1 bir konformasyonel duyarlı antikor biyodağıtım sonuçları, genellikle geleneksel IF görüntüleme ile tespit edilemez, ultrason moleküler görüntüleme ile kullanılan, sayısallaştırılmış ve temsili sonuçlarda sunulan19. Bu protokol makalesinin sonunda, okuyucular kendi antikor tabanlı araştırma uygulamaları için IVIL yöntemini benimseyerek rahat hissetmelidir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Burada açıklanan tüm yöntemler Stanford Üniversitesi Laboratuvar Hayvan Bakımı Kurumsal İdari Paneli (APLAC) tarafından onaylanmıştır.
1. Meme kanseri gelişiminin transgenik fare modeli
- Devam etmeden önce palpasyon veya kaliper ölçümü ile uygun tümör büyümesi için istenilen kanser modelinden fareleri gözlemleyin.
NOT: Burada meme kanseri gelişiminin transgenik mürin modeli (FVB/N-Tg(MMTV-PyMT)634Mul/J) (MMTV-PyMT) kullanılmıştır. Bu hayvanlar spontan her meme bezi nde yaş 6 ve 12 hafta arasında invaziv meme karsinomları geliştirmek20. Normal meme bezleri transgen-negatif, yaşa uygun çöplerin kontrolü olarak kullanılmıştır.
2. Spesifik ve nonspesifik antikor ajanlarının intravenöz enjeksiyonu
- Üreticitalimatlarına göre koruyucu ve depolama tamponlarını kaldırmak için bir tuzsuzlama sütununda (örneğin, PD-10) tavşan anti-fare B7-H3 ve tavşan IgG izotip kontrolü antikorlarını arındırın.
NOT: Protein-A agarose boncuk bazlı protokol21ile bazı antikorların daha fazla saflaştırmagerekebilir. - Her antikor 33 μg Aliquot dozajları bireysel mikrosantrifüj tüplerde eşleşin.
NOT: Uygulanan ajanın dozajı uygulamaya bağlı olarak değişebilir ve antikor konjuge sinin rutin olarak kullanıldığı dozlarla eşleşir. Hayvan güvenliği için hacim 100 μL'den fazlaise antikor solüsyonlarının konsantrasyonu gereklidir. - Doku toplamadan önce istenilen zaman noktasında, burada 96 saat, 2 L/dk oksijen akan% 2 izofluran ile tümör taşıyan hayvan anestezi ve 37 ° C ısıtmalı aşamada yer. İşlemden önce doğru anestezi seviyesine ulaşıldığından emin olmak için bir parmak tutamını yapın.
- Antikor çözeltilerinin kuyruk damar ısülolasyonuna hazırlanmak için, alkol mendili ile üç kez silerek hayvanın kuyruğunu dezenfekte edin. Yaklaşık 30 s. Tüm hayvan ısıtma kaçının bir ısı yastığı ile ısıtarak kuyruk damarları dilate. Isı yastığını çıkardıktan sonra kuyruğunu bir kez daha alkol lemi ile silin.
- 27G kuyruk damar kateterini kullanarak kelebek iğnesini iki yan kuyruk damarına takın ve bir parça cerrahi bantla sahneye yerleştirilen iğneyle kuyruğu dikkatlice düzeltin.
NOT: Katetere görünür kan geri akışı kuyruk damarı içinde iğnenin uygun yerini gösterir. - Kateteri 25 μL steril fosfat tamponlu salin (PBS) ile yıkayın, ardından antikor solüsyonunu insülin şırıngalarını kullanarak katetere enjekte edin. Kateteri bir kez daha 25 μL steril PBS ile yıkayın.
- İğneyi kuyruktan çıkarın ve kanamayı durdurmak için basınç uygulayın.
- Anestezikapatın ve herhangi bir sıkıntı belirtisi için tamamen uyanık olana kadar hayvan gözlemleyin.
3. Hedef tümör dokularının toplanması ve hazırlanması
- İstenilen zaman noktasında, insancıl kabul edilebilir kurumsal prosedüre göre hayvan ötenazi, burada, bir oda deplasman akış hızı ile sıkıştırılmış gaz tankı% 100 CO2 kademeli teneffüs ile 10-30% hacim / dk.
NOT: IVIL tekniğinin bazı uygulamaları serbestçe dolaşan antikor kaldırmak için PBS ile kardiyak perfüzyon ile ötanazi gerektirir19,22. - Solunum ve kardiyak hareketin durması, parmak ucutu yanıtının olmaması ve mukozanın ağarması, cerrahi makas ve forceps kullanılarak tümör dokularının alınması yoluyla insancıl ötenazinin doğrulanmasından sonra aşağıdaki gibi:
- Fareyi supine pozisyonunda yerleştirin ve kuyruğuna en yakın meme bezleri kümesi arasındaki derinin sadece dış tabakasını tutarak (5th)forceps ile, cerrahi makas bir çift ile küçük bir kesi yapmak.
- Kapalı makas kesim içine tanıtmak ve yavaş yavaş dikkatle altta yatan karın duvarı zarı bozulmadan cildi ayırmak için ucu açın.
- Karın kadar dikey bir kesi yapmak, iç membran deri ayırmaya devam. 3ve 4meme bezleri arasında, cildin geri çekilmesi ve meme bezlerinin görselleştirilmesi sağlamak için karın boyunca yatay bir kesim yapmak.
NOT: Meme tümörleri ve bezleri deri altında yüzeysel olarak bulunur. - Her tümör veya normal bezi forceps ile kavrayarak, dikkatle cerrahi makas kullanarak bağlı cilt kesip.
- Excised dokuları doku tek kullanımlık baz kalıpları içine yerleştirin, önceden etiketlenmiş ve optimum kesme sıcaklığı ile doldurulmuş (OCT) gömme ortamı ve kuru buz üzerine yerleştirerek hızlı bir şekilde kalıpları dondurun. Hedef dışı teslimatı incelemek için, diğer doku ları veya ilgi çekici organları(örn. karaciğerveya akciğerler) çıkarın.
NOT: Bu noktada protokolü duraklatmak için dondurulmuş doku bloklarını -80 °C'de hazır olana kadar saklayın. - Bir kriyostat kullanarak, 10 μm kalınlığında bölüm dondurulmuş doku blokları ve önceden etiketlenmiş yapışma cam slaytlar üzerine bitişik bölümleri yerleştirin.
NOT: Bu noktada protokolü duraklatmak için slaytları devam etmeye hazır olana kadar -80 °C'de saklayın.
4. Ex vivo boyama protokolü
NOT: Floresan mikroskopi görüntüleri arasındaki nicel karşılaştırma için tüm slaytlar aynı anda aynı hazırlanmış çözümlerle lekelenir.
- Dondurulmuş doku slaytlarını oda sıcaklığında PBS ile 5 dk boyunca durulayın ve OCT'yi çıkarın.
- Boyama sırasında ihtiyaç duyulan çözeltilerin hacmini azaltmak için doku kesitlerini hidrofobik bariyer kalemle ayırın.
NOT: Kalemin doku örneklerini aşması için dikkatli olun, çünkü bu doku slayttan çıkarılabilir veya etkilenen doku kısmında uygun şekilde boyanmasını önleyebilir. Doku bölümlerinin herhangi bir noktada susuz kalmasını niçin izin vermeyin. - 5 dakika için% 4 paraformaldehit çözeltisi ile doku bölümleri düzeltin.
- 5 dakika PBS slaytlar durular.
- PBS'de %0.5 Triton-X 100 ile 15 dk boyunca doku kesitlerini permeabilize edin.
- 5 dakika PBS slaytlar durular.
- Oda sıcaklığında 1 saat boyunca PBS (bloklama çözeltisi) olan %3 w/v sığır serumalbumini (BSA) ve %5 v/v keçi serumu ile dokuları bloke edin.
NOT: Bloke solüsyonu serumunu ikincil antikor konak hayvanıile eşleştirin. - 5 dakika PBS slaytlar durular.
- İstenildiği gibi kayıt tutan primer antikorlar, muhtemelen ortak bir nükleer (örneğin, DAPI), vasküler (örneğin, CD31) veya sitoplazmik belirteç (örneğin, aktin) olan inkübat bölümleri. Burada, fare anti-mouse CD31 (vasküler marker) bir slayt tepsisi üzerinde dehidratasyon korunan 4 ° bir gecede engelleme çözeltisi üreticinin talimatlarına göre kullanılmıştır.
NOT: Ek primer antikor veya antikor eşleci eklemeyin. Enjekte edilen ve dokularda birikmesine izin verilen konjuge primer antikor olarak hareket. - PBS'deki slaytları 5 dk üç kez durulayın ve PBS'yi her seferinde değiştirin.
- Birincil antikorları etiketlemek için ikincil antikorlarla inküböz slaytlar. Bu uygulama için, AlexaFluor-546 konjuge keçi anti-tavşan antikor (1:200 seyreltme, üreticinin talimatlarına göre optimize) ve CD31 AlexaFluor-488 keçi anti-sıçan ikincil antikor (1:200) kullanarak anti-B7-H3 antikor görselleştirmek seyreltme, üreticinin talimatlarına göre optimize) bloklama çözeltisi, bir slayt tepsisi üzerinde ışık ve dehidratasyon korunan, oda sıcaklığında 1 saat için.
NOT: İkincil antikorlar aynı konak hayvana ait olmakla birlikte, ikincil antikorların yakınlığıyla ilgili birincil antikorların konak türüne eşleşir. Slaytlar bu noktadan itibaren ışıktan korunur. - PBS'deki slaytları 5 dk üç kez durulayın ve PBS'yi her seferinde değiştirin.
- Doku diliminin ortasına montaj ortamının bir damlasını uygulayın ve hava kabarcıklarının tuzaklanmasından kaçınarak dikkatlice bir kapak kaymayerleştirin.
- Açık oje ile coverslip kenarları mühür ve kurumasını bekleyin.
NOT: Protokolü bu noktada bir haftaya kadar duraklatmak için slaytları -20 °C'de hazır olana kadar saklayın.
5. Konfokal mikroskopi görüntüleme ve kantitatif görüntü analizi
NOT: Konfokal mikroskobun hazırlanması ve görüntüleme parametreleri kullanılan konfokal sisteme bağlıdır. Burada kullanılan mikroskop ticari olarak satın alındı (örneğin, Zeiss LSM 510 Meta sistemi) ve ilgili satın alma yazılımı kullanıldı (örneğin, Zen 2009). Ancak, bu adımların çoğu herhangi bir konfokal mikroskop için geçerli olacak ve temel konfokal mikroskopi bilgi varsayalım.
- Sistem açıklanıp ısındıktan sonra, istenilen hedefi seçin; burada 20x (sayısal diyafram = 0.8) nesnel kullanılmıştır.
- En parlak sinyal için optimizasyonu ayarlamak için pozitif bir kontrol kaydırağı yükleyin, coverslip aşağı. Kırmızı kanalda görüntüleme, Canlı görüntüleme modunda örnek sistemi odak.
- Kullanılan her lazer kanalı için, lazer yoğunluğunu, ana kazancı ve iğne deliği boyutunu aşağıdaki gibi optimize edin:
- Görüntüleme için Sürekli moduna geçin.
- Bak Tablosu (LUT) histogramını izlerken Lazer Yoğunluğu (lazer gücünü kontrol eden) ve Gain (Master) (fotoçarpan tüpü için voltajı kontrol eden) slayt çubuklarını optimize edin. Bu iki ayarı, histogramın dinamik aralığı pikselleri doyurmadan dolana kadar ayarlayın.
NOT: Lazer yoğunluğu çok yüksekse fotobeyaztma yapılacaktır. Kazanç (Master) çok yüksekse, görüntü gürültülü olur. İdeal olarak, Gain (Master) aralığının ortasında olacaktır. - İğne deliğini, en yüksek çözünürlüğü ve en ince z dilimini veren 1 havadar üniteye (AU) ayarlayın.
- Gerçek siyah arka plan için LUT histogramındaki gürültü tabanını en aza indirmek için Dijital Ofset çubuğunu kaydırın.
NOT: Mikroskopi ayarları her lazer kanalı ve amaç için optimize edildikten sonra, slaytlar arasında nicel karşılaştırma sağlamak için, görüntüleme oturumu boyunca ve tüm slaytların görüntülenmesi için sabit tutun.
- Edinme Modu sekmesi altında, Ortalama altında,istenilen Sayı ve Bit Derinliği'niseçin. En uygun piksel boyutunu ayarlamak için En Uygun düğmeyi tıklatın.
- Yüksek kaliteli bir görüntü toplamak için Snap edinme düğmesini kullanın. Burada tümörün içinden rastgele görüş alanları seçilmiştir, ancak farklı uygulamalar için diğer ilgi alanları (damarlar, tümör marjları, penetrasyon derinliği, vb.)
- Görüntü dosyalarını çevrimdışı işleme ve niceleme için confocal yazılımı (burada,.lsm) tarafından kullanılan biçimde kaydedin.
NOT: Tüm slaytlar aynı oturumsırasında görüntülenmezse, ayarları kaydedin ve sonraki ziyaretlerde yeniden yükleyin, ancak fotobeyaztma nedeniyle aynı slaytı yeniden görüntülemek önerilmez. - Nicel floresan yoğunluk ölçümlerini gerçekleştirin. Açık Fiji (Fiji Sadece ImageJ yazılımı)19,23 ve yükleme .lsm görüntü dosyası durum çubuğuüzerine sürükleyerek.
- Renk kanalı verilerini bölün. Resim > Yığınlar > Kanalları Böl.
- Floresan görüntülerini gerektiği gibi önceden işleme, yani arka plan sinyalini(İşlem > Arka Planı Çıkar)çıkarın veya bir filtreleme yöntemi yle gürültüyü azaltın.
- Sinyal yoğunluğuna bir eşik ayarlayarak referans proteine (vasküler, nükleer, hücresel leke) karşılık gelen renk kanalını segmentleyin (Resim > Ayarla > Eşik).
NOT: Manuel eşik görüntü analizine öznellik getirir, bu nedenle otomatik bir eşik algoritması kullanmak veya görüntü histogramlarına başvurmak görüntü analizi sonuçlarını daha az önyargılı hale getirir. - İkili maske oluşturmak için bu eşiği kullanın(İşlem > İkili > Maskeye Dönüştürün).
- Maskenin içindeki ROI'ları ölçün ve etiketleyin (Analiz Et > Parçacıkları Analiz Et > Yöneticiye Ekle > Tamam'ı denetle).
- İlgi nin antikoruna karşılık gelen renk kanalına ROI uygulayın (Kanal görüntüsünü tıklatın, Analiz > Araçlar > YG Yöneticisi > Ölçü). Bu, maske ROI'larını antikor görüntüsüne uygular ve Sonuçlar penceresindeki etiket bölümleri için görüntü ölçümleri sağlar. Sonuç pencereyi kaydet (Dosya > Kaydet).
- Burada açıklandığı gibi ortalama floresan yoğunluğu gibi faiz istenilen istatistik, hesaplayın24.
- Slayt kümesi içindeki her görüntüyle aynı şekilde tüm işleme adımlarını gerçekleştirin. Büyük görüntü toplu iş için bunu otomatik olarak yapmak için bir makro oluşturun23.
- Görüntü görüntüleme için yalnızca nicel ölçümlerden sonra, tüm slaytlarda minimum, maksimum, parlaklık ve kontrastı ayarlayarak biyodağıtım desenlerinin görselleştirilmesini optimize etmek için nitel görüntü ayarlamaları uygulayın (Resim > Ayarla > Parlaklık/Kontrast).
- Sunularda ve yayınlarda kullanılmak üzere görüntü türünü(Resim > Yazın > RGB Rengi)dönüştürün ve .tiff (Dosya > Kaydet > Tiff...) gibi kayıpsız görüntü türünde dosyaları kaydedin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
IVIL yöntemi burada, b7-H3-ICG ve Iso-ICG'nin in vivo biyodağılımı nı ve doku etkileşimini incelemek için, canlı bir hayvana intravenöz enjeksiyondan sonra, 96 saat boyunca hedef doku ile etkileşime girebilmelerine izin vererek ve dokular hasat, ex vivo immünboyama sırasında birincil antikorlar olarak hareket etmek. IVIL yöntemi ayrıca B7-H3 marker için dokuların standart ex vivo IF boyama ile karşılaştırıldı. Normal murine meme bezleri B7-H3 belirteci ifade etmez, ex vivo doğruladı, standart IF boyama, ve diğer pasif mekanizmalar aracılığıyla antikor birikmez, ve, bu nedenle, B7-H3-ICG veya Iso-ICG birikimi tespit edildi, temsilcisi negatif bir sonucun(Şekil 1, üst satır). Ancak, murine meme tümörleri hem vaskülatür hem de epitelde B7-H3 ekspresi yapar (standart IF boyama ile doğrulandığı gibi) ve IVIL vaskülatürde güçlü bir şekilde biriken B7-H3-ICG ajanını vurgulamayı başardı ve kısmen ekstravasate edebildi. tümörler boyunca B7-H3 belirteci tek tip dağılımı ile karşılaştırıldığında heterojen bir şekilde olsa da kanser hücrelerine kendilerini bağlamak için vaskülatür, ayrıca Şekil 1gösterilen , alt satır. Ayrıca, Iso-ICG ajanının moleküler özgüllüğü olmamasına rağmen, Fc etkileşimleri, kötü interstisyel drenaj ve murine meme içinde gelişmiş geçirgenlik ve tutma etkisi nedeniyle spesifik olmayan bir şekilde biriktiği gösterilmiştir. tümörler (Şekil 1). Bu fark, iki ajan arasında gösterilen biyodağıtım desenlerinde vurgulanır ve spesifik antikor ajanının spesifik bağlayıcı sonuçlarını daha da geliştirir ve olumlu bir sonucun iki olası sonucunu temsil eder.
B7-H3-ICG temsilcisi sonuçları, IVIL yönteminin genel antikor/antikor eşlenik biyodağılımı tanımlamak için nitel bir yöntem olarak nasıl kullanılabileceğini göstermektedir. Ancak, zaman zaman, daha nicel bir yorum gerekebilir, ya da bir antikor son derece hassas olabilir, konformasyona özgü bağlama kapasitesi. Bu gibi durumlarda, IVIL de istenilen bilgileri sağlayabilir. Tümör dokularında netrin-1 proteininin ekspresyonunun ve CD31-pozitif tümör endotel ile birlikte lokalizasyonunun incelendiği ikinci örnekte, IVIL tekniği de başarıyla uygulanmıştır19.
Netrin-1 metastatik meme kanseri 25,26gibi kanser bazı türleri aşırı ifade edilen bir salgılanan65kDa proteindir. Netrin-1 için moleküler görüntüleme yaklaşımı nın gelişebilmesi için proteinin in vivo bulunabilirliğinin19olarak belirlenmesi gerekmektedir. Ayrıca, anti-netrin-1 antikor doku fiksasyonu sonrası antijenine yeterli afiniteye sahip olmadığı için klasik immünohistokimya ya da IF boyama için alternatif bir boyama protokolü gerekmekte ve IVIL uygulanmıştır. Humanized anti-netrin-1 antikor ve insan IgG izotip kontrol antikor kardiyak perfüzyon ve tümör toplama önce 24 saat intravenöz enjekte edildi. Vaskülatürdeki spesifik olmayan arka plan boyamalarını azaltmak ve hedef ekspresyon sınırlı olduğunda izotip kontrol antikor sinyaline kıyasla önemli anti-netrin-1 antikor birikiminin saptanmasını artırmak için kardiyak perfüzyon uygulandı. Tümör kesitleri antik-CD31 antikor (sıçan anti-fare CD31 antikor ( MalzemeTablosu)ve floresan sekonder antikorlar, Alexa 488-çiftli keçi anti-rat IgG, 1:500 seyreltme ve Alexa Fluor 594- vurgulayan vaskülatür ile ex vivo olarak etiketlenmiştir. birleştiğinde keçi anti-insan IgG, 1:500 seyreltme sırasıyla) anti-netrin-1/izotip ve anti-CD31 mAbs ortaya çıkarmak için kullanılmıştır. Anti-netrin-1 ve izotip kontrol antikorlarının floresan sinyal yoğunlukları CD31 ile birlikte lokalize boyama farklılıklarını belirlemek için ölçüldü. Şekil 2, mmtv-PyMT meme tümörlerinin epitel tümör bölmesi (pozitif sonuç) özellikle birikmiş anti-netrin-1 antikor, normal meme bezlerinde sinyal (negatif sonuç) olduğunu göstermektedir. Antikor daha endotel belirteci CD31 ile birlikte lokalize. Izotip antikor enjekte edilen tümörler ve normal bezler ile karşılaştırıldığında tümör dokusuiçin epitel birikiminin spesifik olduğu görüldü. Netrin-1 bağlanması (tümörler) ve spesifik olmayan Fc etkileşimleri (tümörler ve normal meme bezleri) nedeniyle hem tümörlerin hem de normal bezlerin endotel hücrelerinde sinyal birikimi vardı11. Böylece, CD31 tabanlı ikili maske kullanılarak floresan sinyal nicelliği gerekli ydi ve anti-netrin-1 antikor sinyalinin tümör dokusundaki izotip kontrol antikor sinyalinden anlamlı olarak yüksek olduğunu gösterdi, bu da netrin-1 özellikle tümör endotel birikmiş.
Şekil 1 : Spesifik B7-H3 antikor-ICG konjuge ve nonspesifik izotip kontrolü antikor-ICG konjuge lokalizasyonunun temsili konfokal mikrografları normal veya karsinom dokuları içeren murine meme bezlerinde lokalizasyon. (Üst) Bir hayvanın normal meme bezleri intravenöz iso-ICG veya B7-H3-ICG 33 μg ile enjekte ve karşı-CD31 ile boyanmış (yeşil) antikor konjugates hiçbir boyama gösteren. Normal dokuların standart ex vivo IF boyama ile B7-H3 ekspresyonu olmadığı gösterilmiştir. (Alt) 33 μg B7-H3-ICG veya Iso-ICG (kırmızı) ve vasküler karşı lekeli CD31 (yeşil) ile enjekte edilen bir hayvanın invaziv meme tümörleri, hem B7-H3-ICG hem de Iso-ICG ajanları. B7-H3-ICG güçlü vaskülatür bağlanır, in vivo temas ilk noktası, ve daha sonra heterojen tümör epitel leke için vaskülatür ekstravazasyon yapabiliyor. İzo-ICG tümör dokuları içinde non-spesifik birikimi gösterir. Standart ex vivo IF boyama epitel ve endotel hücrelerinde B7-H3 belirteci düzgün ifade gösterir. Sarı renk, birlikte lokalize kırmızı ve yeşil kanal sinyalini gösterir. Ölçek çubuğu 100 μm ve paneller arasında tutarlıdır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2 : MMTV-PyMT meme tümörlerinde netrin-1 in vivo immüno-lokalizasyonu. (Sol) Murine karsinom ve normal meme bezlerinde netrin-1 ekspresyonu (kırmızı) veya izotip kontrol ekspresyonunu (kırmızı) saptamak için IVIL yönteminin temsili konfokal mikrografları. IVIL, MMTV-PyMT tümörlerinde netrin-1 için epitelyal sinyali, normal meme bezlerinde değil, endotel hücrelerinde güçlü netrin-1 sinyalini (CD31 boyama, yeşil) meme tümörlerinde ve normal meme bezlerinde netrin-1'in önemli ölçüde zayıf sinyalini doğrular. Sarı renk, birlikte lokalize kırmızı ve yeşil kanal sinyalini gösterir. Ölçek çubukları 20 μm'yi gösterir. Tümör endotellerinde netrin-1 proteininin saptanması için, 100 μg primer insanlaştırılmış NET1-H-mAb veya 100 μg insan IgG izotip kontrol antikoru tümör toplamadan önce 24 saat önce intravenöz olarak enjekte edildi. Serbest dolaşımda olan antikor PBS ile kardiyak perfüzyon ile çıkarıldı ve tümör dokusu izole edildi, flaş donduruldu ve bir kriyostat üzerinde 15 μm kalınlığında kesitlendi. Endotel hücreleri birincil sıçan anti-fare CD31 antikor ile etiketlendi ve ardından sekonder Alexa 488-birleştirilmiş keçi anti-sıçan IgG. Netrin-1'i hedefleyen birincil antikor ortaya çıkarmak için sekonder Alexa Fluor 594-coupled keçi anti-insan IgG kullanıldı. Keçi sekonder antikorlarının spesifik olmayan etkileşimini önlemek için, doku örnekleri keçi serumu ile bloke edildi. (Sağ) Anti-netrin-1 veya izotip kontrol antikor sinyalinin anti-CD31 antikor sinyali ile kolokalize olduğunu vurgulayan çubuk grafik. N=13 tümör (iki fareden) her mMTV-PyMT grubu ve N=7 meme bezleri (bir fare) normal bezler grubu başına; Hata çubukları sem mevcut; Öğrencinin t-testi ile iki grup karşılaştırmayapıldı. Şekil creative commons lisansı CC BY 4.0 (https://creativecommons.org/licenses/by/4.0/) altında 19 izni ile yeniden basıldı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bu yöntem birkaç kritik adıma sahiptir ve başarılı bir uygulama sağlamak için olası değişiklikler gerektirir. İlk olarak, antikor/antikor konjuge intravenöz enjeksiyonun dozajı ve zamanlaması özel uygulamaya uygun olmalıdır. Genellikle, dozlar antikor konjuge genellikle nasıl kullanılacağı ile tutarlı kullanılmalıdır, yani, terapötik antikor veya antikor tabanlı kontrast ajan eşleşen dozlarda. Ayrıca, hedef dokuların toplanmasının zamanlaması dikkatle düşünülmelidir. Antikorlar ve antikor konjugatları standart ilaçlarve kontrast ajanlara göre daha uzun dolaşım sürelerine sahiptir, ancak bunlar son derece değişkendir ve istenilen uygulama için optimize edilmelidir, ancak en az 24 saat dolaşım süresi27 . İkinci olarak, hedef doku toplama sırasında, kan havuzundan serbestçe dolaşan antikor kaldırmak için bir intrakardiyak perfüzyon tekniği uygulamak gerekebilir19. B7-H3-ICG tümör dağılımına bakıldığında, yeterince uzun dolaşım süreleri (96 saat) ve ajanın ekstravasküler lokalizasyonu nedeniyle gereksiz bulundu. Ancak, IVIL yönteminin netrin-1 uygulaması için netrin-1 endotel ekspresyonu ve nispeten düşük ekspresyon düzeyi nedeniyle kardiyak perfüzyon uygun kabul edildi. Üçüncü olarak, ex vivo doku boyama sırasında aynı seans sırasında nicel olarak karşılaştırılacak ve normal gruplar arası varyasyonları önlemek için aynı çözeltilerle karşılaştırılacak slaytların lekelemesi zorunludur. Slaytların adımlar arasında düzgün bir şekilde durulandığından emin olun ve hidrofobik kalem çözeltisi suboptimal boyamayı önlemek için dokuyla temas etmez. Son olarak, konfokal mikroskopi sırasında, göreceli niceleme izin vermek için slaytlar arasında aynı görüntüleme ayarlarını koruyun ve slaytların fotobeyazmasını önlemek için hızlı bir şekilde çalışın. Bu önemli noktalar başarılı bir IVIL uygulama olasılığını artıracaktır.
IVIL yönteminin çeşitli avantajları vardır. İlk olarak, yöntem standart IF tekniklerine benzer olsa da, ikisi önemli ölçüde farklı bilgiler sağlar. IF boyama belirli bir zaman noktasında doku içindeki moleküler belirteçlerin anatomik konumunu gösterir (doku toplanıp sabitlendiğinde). Ancak IVIL, B7-H3-ICG'nin lokalizasyonunda gösterildiği gibi bir antikor veya antikor eşlenik eşlenik, belirli veya spesifik olmayan birikim, içselleştirme veya hedefte tutma olsun, nasıl dağıtıladığına ve etkileşime girdiğine dair bilgi sağlar. Doku. Bu farmakokinetik / dinamik ve biyodağıtım çalışmaları için önemlidir. İkinci olarak, geleneksel IF yöntemleri, zaman zaman, antijen bozulmasına neden olabilir dokuların fiksasyonu ile sınırlıdır veya birincil antikor tarafından bağlayıcı önleme maskeleme28. Bu nedenle, IVIL standart IF boyama veya immünohistokimya başarısız olduğunda yararlı olabilir. IVIL tekniği, in vivo antikor aktivitesini doğrulamak için tamamlayıcı bir yöntem olarak düşünülebilir. Son olarak, geleneksel IF boyama teknikleri aşina olanlar uygulama basit yöntemi bulacaksınız ve eldeki gerekli malzemelerin çoğu olacaktır.
IVIL yönteminin birkaç sınırlaması vardır. İlk olarak, hedef dokuları hasat için hayvan ötenazi gerekliliği nedeniyle, IVIL sadece tek bir zaman noktasında biyolojik etkileşim bilgileri sağlar. Farklı hayvanlara değişen zaman noktalarında birincil antikor veya antikor eşlenik enjeksiyonu biyodağıtım ve in vivo etkileşim hakkında daha geniş bir bilgi penceresi sağlayacaktır. İkinci olarak, kullanıcılar intravenöz kuyruk ven enjeksiyonu veya potansiyel intrakardiyak perfüzyon gibi in vivo hayvan tekniklerini bilmiyorsa, bu yöntemiçin bir sınırlama olabilir. Bu yöntemler, kalifiye personelin güvenilir bir şekilde performans göstermesini gerektirir. Ancak, kuyruk ven enjeksiyonu sırasında bir kateter kullanımı uygun iğne yerleştirme enjeksiyondan önce teyit edilebilir olarak tüm dozun uygulanmasını sağlar. Ayrıca, düşünülebilir kuyruk ven enjeksiyonu için bir alternatif retro-orbital enjeksiyon, genellikle daha az deneyimli personel ile daha yüksek bir başarı oranına sahiptir. Nicel değerlendirmeye olanak sağlamak için tüm doku slaytlarını aynı toplu iş halinde boyama ve görüntüleme ihtiyacı, tek bir çalışmaya dahil edilebilen numune ve belirteç lerin sayısını sınırlar. Çalışmanın istenilen bilgileri toplamak için farklı günlerde ve bitişik doku dilimlerinde seri boyama halinde düzenlenmesi gerekebilir. Son olarak, türlerle eşleşen antikorların kullanımı, yani, murine anti-mouse antikorların murine preklinik modellerde, ikincil antikorlar ile non-spesifik arka plan boyama bir sorun ortaya çıkarır. Bu nedenle, bu çalışmada sunulduğu gibi türlere uyumsuz birincil antikorların kullanılması gerekmektedir veya floresan olarak etiketlenmiş tür-eşleşmibirincil antikorların kullanılması gerekmektedir.
IVIL tekniği birçok uygulama için tanısal ve terapötik antikorların biyodağıtım analizi için yararlıdır. İntravenöz antikor veya ligand enjeksiyonu ve ex vivo doku analizi için farklı uygulamalar daha önce bildirilmiştir ve yaygın olarak bu boyama prosedürü tanıtmak için ilgi teyit. Robertson ve meslektaşları endotel kılcal damarları ve Lycopersicon esculentum agglutinin intravenöz enjeksiyonları ile büyük damarlar gibi vasküler elemanları etiketli (domates lectin)29. Bu teknik histokimya ve immünositokimya ile uyumluydu ve vasküler desenler ve fonksiyonel parenkimal özellikleri ortaya çıkardı. Rağmen, floresan ligands kullanımı enjeksiyon üzerine floresan hızlı bozulma ile sınırlıydı30. IVIL protokolünde gösterildiği gibi, primer antikor in vivo enjeksiyonu ve ardından ikincil floresan antikor ile ex vivo etiketleme daha sağlam bir yaklaşım olabilir. In vivo IF boyama bu tür bir başka ilginç uygulama Anderson ve meslektaşları tarafından gösterildiği gibi intravasküler lenfositlerin etiketlemeolduğunu 31. İntravenöz enjekte antikor daha sonra toplanan ve immünolojik belirteçlerin akış sitometri analizi için daha fazla işlenmiş kan damarlarında lokalize lenfositler etiketlemek için kullanılmıştır. Son olarak, baş ve boyun skuamöz hücreli karsinomu (HNSCC) olan hastalara yapılan antikor terapötiklerinin doğum ve histolojik lokalizasyonunu değerlendirmek için, antikor dağılımına dair ilk insan içi çalışma sistematik olarak yapılmıştır. uygulanan yakın kızılötesi floresan etiketli terapötik antikor cetuximab-IRDye800CW32. Veriler histolojik analizlerle karşılaştırıldı ve floresan sinyalin tümörden özgüllüğü doğrulayan mesafe ile azaldığını gösterdi. Rağmen, terapötik antikor antijen ekspresyonun tüm bölgelere ulaşamadı, epidermal büyüme faktörü reseptörü yüksek düzeyde özellikle iyi diferansiye tümör bölgeleri (EGFR) antijen. Güçlü direnç ve etkinlik eksikliği ile karşılaşan hedefe yönelik tedaviler ve immünoterapilerin geliştirilmesine odaklanan kanser araştırmaları bağlamında, IVIL yöntemi terapötik antikorların dağılımını incelemek için mükemmel bir araç olacaktır. PD-1/PD-L-1 veya HER233,34gibi. Bu sonuçlar, hedeflenen tedavilerin yeni yaklaşımların gelişimini teşvik eden bazı durumlarda neden etkili olduğunu anlamak için son derece değerlidir. Birlikte ele alındığında, bu örnekler IVIL yaklaşımının potansiyel önemini vurgulamaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.
Acknowledgments
Dr. Andrew Olson'a (Stanford Neuroscience Mikroskopi Servisi) tartışmalar ve ekipman kullanımı için teşekkür ederiz. Dr. Juergen K. Willmann'a akıl hocalığı için teşekkür ederiz. Bu çalışma NIH R21EB022214 hibe (KEW), NIH R25CA118681 eğitim hibe (KEW) ve NIH K99EB023279 (KEW) tarafından desteklenmiştir. Stanford Nörobilim Mikroskopi Servisi NIH NS069375 tarafından desteklenmiştir.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal Model | |||
| FVB/N-Tg(MMTV-PyMT)634Mul/J | The Jackson Laboratory | 002374 | Females, 4-6 weeks of age |
| Animal Handling Supplies | |||
| 27G Catheter | VisualSonics | Please call to order | Vevo MicroMarker Tail Vein Access Cannulation Kit |
| Alcohol Wipes | Fisher Scientific | 22-246073 | |
| Gauze Sponges (4" x 4" 16 Ply) | Cardinal Health | 2913 | |
| Heat Lamp | Morganville Scientific | HL0100 | |
| Isoflurane | Henry Schein Animal Health | 29404 | |
| Ophthalmic Ointment | Fisher Scientific | NC0490117 | |
| Surgical Tape | 3M | 1530-1 | |
| Tissue Collection | |||
| Disposable Base Molds | Fisher Scientific | 22-363-556 | |
| Optimal Cutting Temperature (OCT) Medium | Fisher Scientific | 23-730-571 | |
| Surgical London Forceps | Fine Science Tools | 11080-02 | |
| Surgical Scissors | Fine Science Tools | 14084-08 | |
| Antibodies | |||
| AlexaFluor-488 goat anti-rat IgG | Life Technologies | A-11006 | |
| AlexaFluor-546 goat anti-rabbit IgG | Life Technologies | A-11010 | |
| AlexaFluor-594 goat anti-human IgG | Life Technologies | A11014 | |
| Human IgG Isotype Control | Novus Biologicals | NBP1-97043 | |
| Humanized anti-netrin-1 antibody | Netris Pharma | contact@netrispharma.com | |
| Rabbit anti-Mouse CD276 (B7-H3) | Abcam | ab134161 | EPNCIR122 Clone |
| Rat anti-Mouse CD31 | BD Biosciences | 550274 | MEC 13.3 Clone |
| Reagents | |||
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A2153-50G | |
| Clear Nail Polish | Any local drug store | ||
| Indocyanine Green - NHS | Intrace Medical | ICG-NHS ester | |
| Mounting Medium | ThermoFisher Scientific | TA-006-FM | |
| Normal Goat Serum | Fisher Scientific | ICN19135680 | |
| Paraformaldehyde (PFA) | Fisher Scientific | AAJ19943K2 | |
| Sterile Phosphate Buffered Saline (PBS) | ThermoFisher Scientific | 14190250 | |
| Triton-X 100 | Sigma-Aldrich | T8787 | |
| Supplies | |||
| Adhesion Glass Slides | VWR | 48311-703 | |
| Desalting Columns | Fisher Scientific | 45-000-148 | |
| Glass Cover Slips | Fisher Scientific | 12-544G | |
| Hydrophobic Barrier Pen | Ted Pella | 22311 | |
| Microcentrifuge Tubes | Fisher Scientific | 05-402-25 | |
| Slide Staining Tray | VWR | 87000-136 | |
| Software | |||
| FIJI | LOCI, UW-Madison. | Version 4.0 | https://fiji.sc/ |
References
- Forthal, D. N.
- Boder, E. T., Midelfort, K. S., Wittrup, K. D. Directed evolution of antibody fragments with monovalent femtomolar antigen-binding affinity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (20), 10701-10705 (2000).
- Köhler, G., Milstein, C. Continuous cultures of fused cells secreting antibody of predefined specificity. Nature. 256 (5517), 495-497 (1975).
- Lonberg, N., et al. Antigen-specific human antibodies from mice comprising four distinct genetic modifications. Nature. 368 (6474), 856-859 (1994).
- McCafferty, J., Griffiths, A. D., Winter, G., Chiswell, D. J. Phage antibodies: filamentous phage displaying antibody variable domains. Nature. 348 (6301), 552-554 (1990).
- Ferlay, J., et al. Cancer incidence and mortality worldwide: sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012. International Journal of Cancer. 136 (5), E359-E386 (2015).
- Reichert, J. M., Valge-Archer, V. E. Development trends for monoclonal antibody cancer therapeutics. Nature Reviews Drug Discovery. 6 (5), 349-356 (2007).
- Kircher, M. F., Willmann, J. K. Molecular Body Imaging: MR Imaging, CT, and US. Part I. Principles. Radiology. 263 (3), 633-643 (2012).
- Fleuren, E. D. G., et al.
- Forsström, B., Bisławska Axnäs, B., Rockberg, J., Danielsson, H., Bohlin, A., Uhlen, M. Dissecting Antibodies with Regards to Linear and Conformational Epitopes. PLoS ONE. 10 (3), (2015).
- Woof, J. M., Burton, D. R. Human antibody-Fc receptor interactions illuminated by crystal structures. Nature Reviews Immunology. 4 (2), 89-99 (2004).
- Brooks, J. D. Translational genomics: The challenge of developing cancer biomarkers. Genome Research. 22 (2), 183-187 (2012).
- Tabrizi, M., Bornstein, G. G., Suria, H. Biodistribution Mechanisms of Therapeutic Monoclonal Antibodies in Health and Disease. The AAPS Journal. 12 (1), 33-43 (2009).
- Duraiyan, J., Govindarajan, R., Kaliyappan, K., Palanisamy, M.
- Gambhir, S. S. Molecular imaging of cancer with positron emission tomography. Nature Reviews. Cancer. 2 (9), 683-693 (2002).
- Freise, A. C., Wu, A. M. In vivo Imaging with Antibodies and Engineered Fragments. Molecular Immunology. 67 (200), 142-152 (2015).
- Cilliers, C., Menezes, B., Nessler, I., Linderman, J., Thurber, G. M. Improved Tumor Penetration and Single-Cell Targeting of Antibody-Drug Conjugates Increases Anticancer Efficacy and Host Survival. Cancer Research. 78 (3), 758-768 (2018).
- Wilson, K. E., et al. Spectroscopic Photoacoustic Molecular Imaging of Breast Cancer using a B7-H3-targeted ICG Contrast Agent. Theranostics. 7 (6), 1463-1476 (2017).
- Wischhusen, J., et al. Ultrasound molecular imaging as a non-invasive companion diagnostic for netrin-1 interference therapy in breast cancer. Theranostics. 8 (18), 5126-5142 (2018).
- Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease. Molecular and Cellular Biology. 12 (3), 954-961 (1992).
- Hober, S., Nord, K., Linhult, M. Protein A chromatography for antibody purification. Journal of Chromatography B. 848 (1), 40-47 (2007).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents. Journal of Visualized Experiments JoVE. (65), (2012).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Bachawal, S. V., et al. Earlier detection of breast cancer with ultrasound molecular imaging in a transgenic mouse model. Cancer Research. 73, 1689-1698 (2013).
- Fitamant, J., et al. Netrin-1 expression confers a selective advantage for tumor cell survival in metastatic breast cancer. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105 (12), 4850-4855 (2008).
- Kennedy, T. E., Serafini, T., de la Torre, J. R., Tessier-Lavigne, M. Netrins are diffusible chemotropic factors for commissural axons in the embryonic spinal cord. Cell. 78 (3), 425-435 (1994).
- Ryman, J. T., Meibohm, B.
- Scalia, C. R., et al. Antigen Masking During Fixation and Embedding, Dissected. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 65 (1), 5-20 (2017).
- Robertson, R. T., et al. Use of labeled tomato lectin for imaging vasculature structures. Histochemistry and Cell Biology. 143 (2), 225-234 (2015).
- Chen, C. Y., et al. Blood flow reprograms lymphatic vessels to blood vessels. The Journal of Clinical Investigation. 122 (6), 2006-2017 (2012).
- Anderson, K. G., et al. Intravascular staining for discrimination of vascular and tissue leukocytes. Nature Protocols. 9 (1), 209-222 (2014).
- de Boer, E., et al. In Vivo Fluorescence Immunohistochemistry: Localization of Fluorescently Labeled Cetuximab in Squamous Cell Carcinomas. Scientific Reports. 5, (2015).
- Jenkins, R. W., Barbie, D. A., Flaherty, K. T. Mechanisms of resistance to immune checkpoint inhibitors. British Journal of Cancer. 118 (1), 9-16 (2018).
- Rexer, B. N., Arteaga, C. L. Intrinsic and acquired resistance to HER2-targeted therapies in HER2 gene-amplified breast cancer: mechanisms and clinical implications. Critical Reviews in Oncogenesis. 17 (1), 1-16 (2012).
