Summary
Présentés ici sont des méthodes pour effectuer des tests biomécaniques in vivo sur le plexus brachial dans un modèle de porcelet néonatal.
Abstract
La paralysie néonatale du plexus brachial (NBPP) est une lésion extensible qui se produit pendant le processus d'accouchement dans les complexes nerveux situés dans les régions du cou et de l'épaule, collectivement appelée plexus brachial (BP). Malgré les progrès récents dans les soins obstétricaux, le problème du PPNB continue d'être un fardeau mondial pour la santé avec une incidence de 1,5 cas pour 1 000 naissances vivantes. Les types plus graves de cette blessure peuvent causer la paralysie permanente du bras de l'épaule vers le bas. La prévention et le traitement du NBPP justifient une compréhension des réponses biomécaniques et physiologiques des nerfs bp nouveau-nés lorsqu'ils sont soumis à l'étirement. La connaissance actuelle du BP nouveau-né est extrapolée à partir de l'animal adulte ou du tissu cadavérique de BP au lieu du tissu néonatal in vivo de BP. Cette étude décrit un dispositif et une procédure d'essai mécanique in vivo pour effectuer des essais biomécaniques in vivo dans les porcelets néonatals. L'appareil se compose d'une pince, d'un actionneur, d'une cellule de charge et d'un système de caméra qui appliquent et surveillent les souches et les charges in vivo jusqu'à ce qu'elles soient en panne. Le système de caméra permet également de surveiller l'emplacement de la défaillance pendant la rupture. Dans l'ensemble, la méthode présentée permet une caractérisation biomécanique détaillée de BP néonatal lorsqu'il est soumis à l'étirement.
Introduction
Malgré les progrès récents en obstétrique, le problème du PPNB causé par des lésions extensibles au complexe BP continue d'être un fardeau sanitaire mondial, avec une incidence de 1,5 cas pour 1 000 naissances vivantes1,2. Les facteurs de risque associés peuvent être maternels (c.-à-d. poids excessif, diabète maternel, anomalies utérines, antécédents de paralysie de BP), foetal (c.-à-d. macrosomie foetale), ou liés à la naissance (c.-à-d., dystocie d'épaule, travail prolongé, accouchement assisté avec des forceps ou des extracteurs d'aspirateur, présentation de culasse3). Bien que ces complications soient inévitables dans certaines circonstances, la prévention et le traitement du PPNB justifient une compréhension des réponses biomécaniques et physiologiques du BP néonatal lorsqu'il est soumis à l'étirement.
Les études biomécaniques rapportées sur le BP ont employé des animaux adultes et le tissu cadavérique humain et montrent des écarts significatifs4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. La pertinence clinique des propriétés biomécaniques du tissu COMPLEXE de BP justifie un modèle animal néonatal aussi bien qu'une approche d'essai biomécanique in vivo. En outre, les limitations avec l'étude des dommages d'étirement de BP dans les scénarios compliqués de livraison de monde réel augmentent la dépendance sur des modèles d'ordinateur qui fournissent des méthodes qui permettent d'étudier les effets des diverses complications et techniques d'accouchement. La clé de la pertinence clinique de ces modèles est leur biofidélité (réponse humaine). Les modèles de calcul disponibles par Gonik et coll.16 et Grimm et coll.17 reposent sur le tissu nerveux du lapin et du rat, mais non sur le tissu BP néonatal. L'exécution d'essais biomécaniques in vivo dans un modèle animal néonatal cliniquement pertinent peut combler l'écart critique des données néonatales non disponibles de BP.
L'étude actuelle décrit un dispositif d'essai mécanique in vivo et une procédure pour effectuer des essais biomécaniques chez des porcelets néonatals mâles du Yorkshire de 3 à 5 jours. L'appareil se compose d'une pince, d'un actionneur, d'une cellule de charge et d'un système de caméra qui appliquent et surveillent les souches et les charges in vivo pendant la défaillance. Le système de caméra permet également de surveiller l'emplacement de la défaillance pendant la rupture. Dans l'ensemble, le système permet une caractérisation biomécanique détaillée du BP néonatal lorsqu'il est soumis à l'étirement, fournissant ainsi les contraintes de seuil de bp et les contraintes pour la défaillance mécanique in vivo. Les données obtenues peuvent encore améliorer le comportement humain (biofidélité) des modèles de calcul existants qui sont conçus pour étudier les effets des forces exogènes et endogènes sur l'étirement BP dans les scénarios de livraison associés à NBPP.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux de l'Université Drexel a approuvé toutes les procédures (#20704).
1. Arrivée et acclimatation des animaux
- Quarantaine 1/2 porcelets d'un jour pendant au moins 24 h après l'arrivée.
- Loger les porcelets dans des cages en acier inoxydable propres et ariolisées (36 po x 48 x 36 po) sur la literie à copeaux de tremble et nourrir le libitum d'ad avec le remplacement du lait de porc.
- Maintenir la température ambiante à 85 oF afin d'assurer un environnement thermoneutre.
2. Journée d'expérience
- Retirez l'alimentation 2 h avant l'expérience.
- Injecter des porcelets avec une injection intramusculaire de kétamine (10 à 40 mg/kg)/xylazine (1,5 à 3,0 mg/kg de IM) et transporter par une cage de transport vers l'espace chirurgical.
3. Induction et entretien de l'anesthésie
- Administrer 4% d'anesthésique par inhalation d'isoflurane mélangé à l'oxygène par cône nasal et confirmer que l'animal est profondément anesthésié en évaluant l'absence de réflexes palpébrals et de sevrage.
- Intuber l'animal en le plaçant en position de supine et utiliser un laryngoscope (lame droite) pour guider le tube d'intubation (diamètre de 2,5 à 2 mm) dans la trachée.
- Placez l'animal sur le ventilateur une fois que le tube d'intubation est fixé.
- Assurez-vous que les porcelets reçoivent un mélange d'isoflurane (0,25 % à 3 % d'entretien), d'oxygène et d'oxyde nitreux.
- Fournir une dose de fentanyl (10 g/kg) et continuer à donner une dose tous les 1 à 2 h afin d'assurer une profondeur adéquate continue d'analgésie et de sédation et d'éviter les artefacts de mouvement qui pourraient risquer de dislodgment du tube endotrachéal.
- Établir l'accès intraveineux (IV) dans la veine abdominale sous-cutanée ou toute autre veine périphérique.
- Établir la ligne artérielle à travers l'artère fémorale. Cela peut être fait de façon non invasive ou en effectuant une réduction.
4. Surveillance et soins
- Surveillez la profondeur de l'anesthésie en confirmant l'absence de réflexe canthal et l'absence de réponse de sevrage au pincement des orteils.
- Effectuer une surveillance continue des paramètres physiologiques pendant l'anesthésie et tout au long de l'expérience, qui comprend la pression artérielle artérielle, l'électrocardiographie (ECG), le CO2de marée, l'oxymétrie des impulsions et la température corporelle.
- Surveillez les gaz sanguins et les sucres dans le sang tous les 0,5 à 1 h et donnez des liquides intraveineux (50 % de dextrose et 50 % de salin normal) aux animaux anesthésiés plus de 1 h à 100 cc/kg/jour, au besoin, pour assurer l'euglycémie.
- Surveillez de près le plan anesthésique de l'animal et fréquemment. Fournir une analgésie et/ou augmenter l'anesthésie inhalante.
- Maintenir l'animal à une tension d'oxygène normale en contrôlant les paramètres du ventilateur et les doses de médicaments au besoin pour assurer la normoxie, puis placez l'animal sur une couverture d'eau circulante régulée par la température de sorte que la température normale du corps est maintenue à 39 oC pour la durée de l'expérience.
5. Chirurgie du plexus brachial
- Placez l'animal en position de supine sur la table d'opération après une anesthésie appropriée, tel que décrit à la section 3, avec le membre supérieur en enlèvement, exposant la région axillaire.
- Utilisez n'importe quel drapé chirurgical pour couvrir l'animal. Utilisez des techniques propres mais non stériles.
- Exposer le complexe de plexus brachial des deux côtés de la colonne vertébrale en faisant une incision de ligne médiane (à l'aide d'une lame de #10) sur la peau et le fascia qui recense la trachée, jusqu'au tiers supérieur du sternum, correspondant aux niveaux de la colonne vertébrale entre C3-T3.
- Extrapolez l'incision à l'aide des forceps et de l'hémostat horizontalement de chaque côté de l'encoche suprasternale le long du bord de la clavicule au bras supérieur, tout en épargnant les veines céphaliques et basiliques.
- Relâchez les volets supérieurs et inférieurs par dissection émoussée à l'aide de ciseaux et de forceps, permettant l'accès aux régions cervicales et thoraciques du plexus brachial, respectivement.
- Identifier l'axe (C2) et la première côte au T1. À l'aide de ces repères, identifiez les trois plus faibles foramen vertébraux cervicaux (C6-C8) et premiers thoracaux (T1), puis examinez attentivement le plexus pour localiser les bifurcations des divisions (forme M) afin d'obtenir une exposition.
- Étiquetez (à l'aide de boucles nerveuses) les régions de plexus brachiaux au-dessus de ces bifurcations plus près de la colonne vertébrale comme racine/tronc et étiquetez celles situées en dessous de ces bifurcations comme des accords suivis du nerf, qui sont situés plus près du bras.
6. Essais biomécaniques
- Mise en place du dispositif d'essai biomécanique
REMARQUE: Un dispositif d'essai mécanique sur mesure a été conçu et fabriqué pour effectuer in vivo tronçon de la BP (Figure 1).- Fixez la base de la configuration à un chariot.
- Fixez l'actionneur électromécanique sur la base à l'aide de grandes pinces C. L'actionneur est capable de fournir 150 lb de force, 10 " course, et la vitesse de 15 mm/s. La vitesse peut être réduite à 0,2 mm/s et fonctionner toujours comme souhaité.
- Fixez la cellule de charge de 200 N à l'actionneur.
- Attachez (vis-in) une pince à la cellule de charge qui se compose de plexiglas rembourré, ce qui empêche la concentration de stress au site de serrage.
- Fixez un appareil photo à un trépied. Assurez-vous que la caméra a la capacité d'enregistrer jusqu'à 120 f/s à une résolution de 658 x 4926 pixels.
- Fixez les câbles USB de la caméra, de l'actionneur et de la cellule de charge à l'ordinateur pour intégrer et synchroniser tous les composants de la configuration.
- Branchez l'ordinateur, l'actionneur et chargez la cellule dans une source d'alimentation.
- Calibrer la cellule de charge avant d'enregistrer les charges appliquées. Pour ce faire, effectuez les étapes ci-dessous :
- Réglez l'actionneur à un angle de 90 degrés à l'aide de la poignée réglable et vérifiez l'angle avec un protracteur.
- Ouvrez le logiciel qui fonctionne avec la cellule de charge (Table des Matériaux). Appuyez sur le bouton Démarrer pour afficher une lecture en direct de la tension.
- Accrochez les poids de la pince allant de 0 à 1 000 g par incréments de 100 g à partir de la configuration et enregistrez les tensions mesurées.
- Calculer l'équation linéaire des tensions et des poids en trouvant la pente (m) et en interceptant (b). Cela se fait à l'aide d'un programme de feuille de calcul et de la fonction de pente incluse pour calculer b à partir de l'équation 1 ci-dessous. Insérez l'équation 2 ci-dessous dans le code de configuration mécanique.
Équation 1 : b et y - mx
Où: y est le poids, x est la tension, m est la pente, et b est l'interception (constante).
Équation 2 : y et mx b
Où: y est le poids, x est la tension, m est la pente, et b est la constante.
- Test : le nerf BP est coupé et ancré à la mise en place d'essai par la pince sur mesure.
- Couper le nerf BP à l'aide de ciseaux fins.
- Clamp le côté coupé du nerf BP dans la pince sur mesure comme indiqué dans la figure 1.
- Placez manuellement de la peinture acrylique noire ou de l'encre de Chine sur le segment BP serré (Figure 2).
- Placez une grille d'étalonnage, qui est une règle de 1 cm, à plat dans l'animal pour définir la balance pour l'analyse des données.
- Utilisez le logiciel de la caméra pour visualiser le placement de la caméra directement sur les segments testés, permettant ainsi la surveillance du mouvement/déplacement des marqueurs et de déterminer la souche tissulaire réelle à n'importe quel moment.
- Enregistrez les mesures initiales telles que la hauteur à laquelle le nerf s'insère dans le corps à partir de la table et la hauteur de la pince de la table, l'angle de l'actionneur, et toute la longueur du tissu.
- Ouvrez le logiciel de programmation (tableau contenant l'interface utilisateur graphique [GUI] comme indiqué dans la figure 3).
- Exécutez l'interface graphique en appuyant sur le bouton Run.
- Initialize le système en appuyant sur le bouton Initialize.
- Tare le système en appuyant sur le bouton Tare.
- Étirez le segment BP en appuyant sur le bouton de test de démarrage. Ceci tire le tissu à un taux assigné de 500 mm/min jusqu'à ce que l'échec complet se produise dans n'importe quel segment du BP. Ce taux d'étirement est sélectionné sur la base de la littérature disponible4,8,18. Le programme enregistre également un fichier vidéo, la charge de tension appliquée, le déplacement du tissu et la durée du test.
- Enregistrez le site d'échec, qui est le point où le tissu se rompt.
- Euthanasie : euthanasier les porcelets à la fin de l'expérience avec une dose létale de pentobarbital (120 mg/kg i.v.).
- Analyse des données : utiliser un logiciel de suivi des mouvements pour l'analyse des vidéos acquises lors des tests.
- Ouvrez le fichier vidéo de l'expérience dans le logiciel de suivi des mouvements en sélectionnant le fichier . Ouvrez le fichier vidéo.
- Utilisez la grille d'étalonnage pour configurer la balance dans le logiciel de suivi des mouvements à l'aide de l'outil Line, en cliquant à droite sur la ligne après qu'elle est dessinée, en sélectionnant la mesure Calicali ,et en entrant une valeur connue en centimètres ( Figure4).
- Suivre les marqueurs sur le tissu dans le logiciel de suivi des mouvements en cliquant à droite sur la vidéo et en sélectionnant Track Path et en alignant le centre du marqueur avec le marqueur sur le tissu et en le tapant jusqu'à la rupture.
- Exporter les coordonnées x et y des marqueurs en sélectionnant l'exportation de fichiers à la feuille de calcul afin qu'il puisse être utilisé pour calculer les souches.
- Importer les données dans un logiciel de programmation pour calculer la distance entre les coordonnées x et y au fil du temps pour calculer les souches.
- Calculez les valeurs de la souche à chaque point de temps en divisant la variation de distance par la distance d'origine après avoir tenu compte des changements d'inclinaison pendant l'étirement. Les valeurs réelles de la souche sont déterminées entre chaque paire de marqueurs adjacents à chaque point de temps. La moyenne de ces souches est également calculée.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Une parcelle représentative de temps de chargement et des souches de quatre segments de plexus BP (entre quatre marqueurs) sont représentées dans la figure 5 et la figure 6,respectivement. La charge de défaillance obtenue de 8,3 N à 35% de souche de défaillance moyenne signale les réponses biomécaniques de BP néonatal lorsqu'il est soumis à l'étirement. Certaines régions du nerf subissent des souches plus élevées que d'autres, ce qui indique des blessures non uniformes le long de la longueur du nerf. Les données de la caméra permettent de signaler l'emplacement de l'échec étant proximal pour le foramen.
Figure 1 : Détails du dispositif d'essai mécanique in vivo, y compris l'actionneur, la cellule de charge et la pince. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Marqueurs placés au-dessus des segments BP pour enregistrer les souches soutenues par le tissu pendant l'étirement. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Étapes pour l'acquisition de données à l'aide d'une interface utilisateur graphique. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : Détails du suivi des marqueurs etde l'analyse des souches . Les vidéos de test enregistrées en format AVI sont importées dans le logiciel de suivi. La tension entre chaque marqueur et le premier et le dernier marqueur est obtenue comme détaillé. Une moyenne entre les souches de marqueurs est utilisée pour signaler les souches de défaillance. Un exemple d'étirement nerveux avec trois marqueurs et la parcelle moyenne calculée de temps de contrainte sont montrés ici, avec des souches d'échec rapportées de 43%. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 5 : Charge maximale signalée en cas de panne. La cellule de charge attachée à l'actionneur acquiert les données de charge pendant l'étirement. Les données sont utilisées pour obtenir une parcelle de temps de chargement comme indiqué. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 6 : Souches signalées dans quatre segments différents du plexus étiré. Les souches sont calculées entre chaque marqueur et comparées aux souches moyennes obtenues dans les quatre segments (entre chacun des deux marqueurs adjacents). Certaines régions du nerf subissent des souches plus élevées que d'autres et les souches moyennes indicatif de lésions non uniformes le long de la longueur du nerf. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
La littérature disponible sur les réponses biomécaniques de l'étirement sur le tissu BP présentent un large éventail de valeurs seuils ainsi que des écarts méthodologiques4,6,8,18,19,20,21,22,23. Les variations des résultats publiés pourraient être dues à des différences dans le traitement des tissus (p. ex., des tissus fixes par rapport aux tissus non fixes), à des différences méthodologiques dans la mesure de l'allongement et à des différences dans les espèces utilisées. De plus, ces données proviennent d'animaux adultes ou de cadavres humains et non de nouveau-nés. Les raisons éthiques font qu'il est difficile d'obtenir des données mécaniques de nouveau-nés humains vivants, de sorte que les grands modèles animaux qui ont des similitudes anatomiques avec les humains peuvent être utilisés à la place. Les porcelets servent de modèle animal qui a déjà été utilisé dans les études liées à BP6,24.
Les méthodes et la mise en place proposées permettent de mesurer la réponse biomécanique in vivo de BP néonatale dans un modèle animal de grande taille, offrant une compréhension du mécanisme de blessure pendant l'étirement de BP. Bien que le protocole d'essai et la configuration soient robustes, il offre certaines limites (c.-à-d. glissements se produisant pendant les essais mécaniques, perte de visibilité des marqueurs pendant les essais, mouvement de l'ensemble du corps lors des essais jusqu'à ce que l'échec se produise). Pendant que les glissades se produisent pendant les essais, s'assurer qu'un serrage approprié peut minimiser les glissements. L'ajout de rembourrage peut sécuriser davantage le tissu et éviter les glissades. Les pinces peuvent également être facilement remplacées par d'autres types de pinces au besoin. La perte de visibilité des marqueurs se produit dans moins de 2 % des cas et est inévitable. La sécurisation du torse de l'animal pendant l'essai peut nécessiter une plate-forme de sécurisation. Étant donné que la configuration permet de suivre le mouvement d'insertion à travers un système de caméra, il tient compte de tous les mouvements d'animaux pendant les essais. Une limitation supplémentaire du système est sa capacité à fournir une vue de caméra en direct à travers un programme distinct, limitant ainsi la vue de la caméra en direct pendant les tests. Cela peut être amélioré à l'avenir en intégrant une vue de caméra en direct dans le programme qui est actuellement utilisé pour exécuter le test.
En résumé, le PPNB est une blessure importante avec des séquelles à vie pour de nombreuses personnes. Malheureusement, au cours des trois dernières décennies, il n'y a pas eu de diminution du taux de son apparition, malgré l'augmentation du développement technologique et de la formation des obstétriciens. Cette absence de diminution de l'occurrence peut être directement attribuée aux limites de l'élaboration de stratégies préventives qui minimisent l'apparition du PPNB. Les stratégies préventives ne peuvent pas être explorées tant qu'une compréhension détaillée du mécanisme de blessure à tous les niveaux (c.-à-d. mécanique, fonctionnel et histologique) n'est pas disponible. Aucune méthode à ce jour n'a été rapportée pour mesurer les souches in vivo de BP dans un modèle néonatal de grand animal, et l'étude courante est la première à offrir un protocole qui explore davantage les changements physiologiques et fonctionnels dans le tissu néonatal de BP post-étirement. En effectuant des essais à diverses souches, les valeurs de seuil de blessure pour des dommages fonctionnels et structurels dans le plexus brachial néonatal peuvent être rapportées.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
La recherche rapportée dans cette publication a été soutenue par l'Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development des National Institutes of Health sous le numéro de prix R15HD093024 et par le Prix CARRIÈRE de la National Science Foundation Numéro 1752513.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Omega Subminature Tension & Compression Load Cell | Omega | LCM201-200N | 200N load cell |
| Basler acA640-120uc camera | Basler | acA640-120uc | |
| Feedback Linear Actuator | Progressive Automations | PA-14P | 10" stroke, 150lb force, 15mm/s speed |
| Motion Tracking Software | Kinovea | N/A | Open Source |
| Proramming Software - MATLAB | Mathworks | N/A | version 2018A |
| Surgical instruments | |||
| Forceps | Fine Science Tools Inc | 11006-12 and 11027-12 or 11506-12 | |
| Hemostats | Fine Science Tools Inc | 13009-12 | |
| Scissors | Fine Science Tools Inc | 14094-11 or 14060-09 |
References
- Chauhan, S. P., Blackwell, S. B., Ananth, C. V. Neonatal brachial plexus palsy: Incidence, prevalence, and temporal trends. Seminars in Perinatology. 38 (4), 210-218 (2014).
- Foad, S. L., Mehlman, C. T., Ying, J. The epidemiology of neonatal brachial plexus palsy in the United States. Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 90 (60), 1258-1264 (2008).
- García Cena, C. E., et al. Skeletal modeling, analysis and simulation of upper limb of human shoulder under brachial plexus injury. Advances in Intelligent Systems and Computing. 252, 195-207 (2014).
- Marani, E., van Leeuwen, J. L., Spoor, C. W. The tensile testing machine applied in the study of human nerve rupture: a preliminary study. Clinical Neurology and Neurosurgery. 95, S33-S35 (1993).
- Zapałowicz, K., Radek, A. Mechanical properties of the human brachial plexus. Neurologia i Neurochirurgia Polska. 34 (6), 89-93 (2000).
- Singh, A., Shaji, S., Delivoria-Papadopoulos, M., Balasubramanian, S. Biomechanical Responses of Neonatal Brachial Plexus to Mechanical Stretch. Journal of Brachial Plexus and Peripheral Nerve Injury. 13 (1), e8-e14 (2018).
- Driscoll, P. J., et al. An in vivo study of peripheral nerves in continuity: biomechanical and physiological responses to elongation. Journal of Orthopaedic Research. 20 (2), 370-375 (2002).
- Zapalowicz, K., Radek, A. Experimental investigations of traction injury of the brachial plexus. Model and results. Annales Academiae Medicae Stetinensis. 51 (2), 11-14 (2005).
- Ma, Z., et al. In vitro and in vivo mechanical properties of human ulnar and median nerves. Journal of Biomedical Materials Research - Part A. 101 (9), 2718-2725 (2013).
- Rydevik, B. L., et al. An in vitro mechanical and histological study of acute stretching on rabbit tibial nerve. Journal of Orthopaedic Research. 8 (5), 694-701 (1990).
- Kwan, M. K., Wall, E. J., Massie, J., Garfin, S. R. Strain, stress and stretch of peripheral nerve rabbit experiments in vitro and in vivo. Acta Orthopaedica. 63 (3), 267-272 (1992).
- Takai, S., et al. In situ strain and stress of nerve conduction blocking in the brachial plexus. Journal of Orthopaedic Research. 20 (6), 1311-1314 (2002).
- Zhe, S., Feng, T., Sun, C., Ma, H. Tensile mechanical properties of the brachial plexus of experimental animals. Journal of Clinical Rehabilitative Tissue Engineering Research. 14 (20), 3730-3733 (2010).
- Alexander, M. J., Barkmeier-Kraemer, J. M., Geest, J. P. Vande Biomechanical properties of recurrent laryngeal nerve in the piglet. Annals of Biomedical Engineering. 38 (8), 2553-2562 (2010).
- Zilic, L., et al. An anatomical study of porcine peripheral nerve and its potential use in nerve tissue engineering. Journal of Anatomy. 227 (3), 302-314 (2015).
- Gonik, B., Zhang, N., Grimm, M. J. Prediction of brachial plexus stretching during shoulder dystocia using a computer simulation model. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 189 (4), 1168-1172 (2003).
- Grimm, M. J., Costello, R. E., Gonik, B. Effect of clinician-applied maneuvers on brachial plexus stretch during a shoulder dystocia event: Investigation using a computer simulation model. Obstetrical and Gynecological Survey. 203 (4), (2011).
- Kawai, H., et al. Stretching of the brachial plexus in rabbits. Acta Orthopaedica. 60 (6), 635-638 (1989).
- Narakas, A. O. Lesions found when operating traction injuries of the brachial plexus. Clinical Neurology and Neurosurgery. 95, S56-S64 (1993).
- Kleinrensink, G. J., et al. Upper limb tension tests as tools in the diagnosis of nerve and plexus lesions - Anatomical and biomechanical aspects. Clinical Biomechanics. 15 (1), 9-14 (2000).
- Zapałowicz, K., Radek, A. Mechanical properties of the human brachial plexus. Neurologia, i Neurochirurgia Polska. 34 (6), 89-93 (2000).
- Singh, A., Lu, Y., Chen, C., Cavanaugh, J. Mechanical properties of spinal nerve roots subjected to tension at different strain rates. Journal of Biomechanics. 39 (9), 1669-1676 (2006).
- Singh, A., Lu, Y., Chen, C., Kallakuri, S., Cavanaugh, J. M. A new model of traumatic axonal injury to determine the effects of strain and displacement rates. Stapp Car Crash Journal. 50, 601-623 (2006).
- Gonik, B., et al. The timing of congenital brachial plexus injury: A study of electromyography findings in the newborn piglet. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 178 (4), 688-695 (1998).
