Summary
Este protocolo proporciona un método fácil de manejar para cultivar las células intestinales del pepino de mar Apostichopus japonicus y es compatible con una variedad de muestras de tejido ampliamente disponibles de organismos marinos, incluyendo Echinodermata, Mollusca y Crustacea.
Abstract
Las células cultivadas primarias se utilizan en una variedad de disciplinas científicas como herramientas excepcionalmente importantes para la evaluación funcional de sustancias biológicas o la caracterización de actividades biológicas específicas. Sin embargo, debido a la falta de medios y protocolos de cultivo celular universalmente aplicables, los métodos de cultivo celular bien descritos para los organismos marinos siguen siendo limitados. Mientras tanto, la contaminación microbiana y las propiedades politrópicas de las células invertebradas marinas impiden aún más el establecimiento de una estrategia de cultivo celular eficaz para los invertebrados marinos. Aquí, describimos un método fácil de manejar para el cultivo de células intestinales de pepino de mar Apostichopus japonicus; además, proporcionamos un ejemplo de inducción y detección de apoptosis in vitro en células intestinales cultivadas primarias. Además, este experimento proporciona detalles sobre el medio de cultivo adecuado y el método de colección de células. El protocolo descrito es compatible con una variedad de muestras de tejido ampliamente disponibles de organismos marinos, incluyendo Echinodermata, Mollusca y Crustacea, y puede proporcionar suficientes células para múltiples aplicaciones experimentales in vitro. Esta técnica permitiría a los investigadores manipular eficientemente los cultivos celulares primarios de los invertebrados marinos y facilitar la evaluación funcional de materiales biológicos específicos en las células.
Introduction
El cultivo de células en condiciones controladas artificialmente, y no en su entorno natural, proporciona materiales experimentales uniformes para estudios biológicos, especialmente para especies que no se pueden cultivar fácilmente en un entorno de laboratorio. Los invertebrados marinos representan más del 30% de todas las especies animales1y proporcionan numerosos materiales biológicos para llevar a cabo investigaciones sobre los mecanismos reguladores de procesos biológicos específicos, como la regeneración2,3, la respuesta al estrés4,y la adaptación ambiental5,6.
El pepino de mar, Apostichopus japonicus,es una de las especies de equinodermos más estudiadas que habita en aguas templadas a lo largo de la costa del Pacífico Norte. Es bien conocido como una especie comercialmente importante y maricultura a gran escala en Asia oriental, especialmente en China7. Numerosas preguntas científicas sobre A. japonicus,incluyendo los mecanismos reguladores subyacentes a la regeneración intestinal después de la evisceración8 y la degeneración en la estivación9, el control metabólico10,11,y la respuesta inmune12,13 bajo tensiones térmicas o patógenas, han atraído la atención de los investigadores. Sin embargo, en comparación con los animales modelo bien estudiados, la investigación básica, especialmente a nivel celular, está limitada por cuellos de botella técnicos, como la falta de métodos avanzados de cultivo celular.
Los investigadores han dedicado mucho esfuerzo al establecimiento de líneas celulares, pero también se han enfrentado a muchos desafíos y no se ha establecido ninguna línea celular de ningún invertebrado marino todavía14. Sin embargo, los cultivos celulares primarios de los invertebrados marinos han avanzado en las últimas décadas15,16,y han proporcionado una oportunidad para la experimentación a nivel celular. Por ejemplo, la intesina regeneradora de A. japonicus se ha utilizado como una fuente de células para cultivos celulares a largo plazo que proporcionó un método práctico para el cultivo celular primario de invertebrados marinos17. Este protocolo combina y optimizó el cultivo celular de invertebrados y desarrolló un método de cultivo primario ampliamente adecuado para pepino de mar u otros invertebrados marinos.
La apoptosis es un programa de suicidio celular intrínseco desencadenado por varios estímulos exógenos y endógenos. La apoptosis coordinada es crucial para muchos sistemas biológicos18,19,y se ha implicado en la regresión intestinal del pepino de mar durante la estivación9. Para investigar el proceso apoptotico en organismos de interés, se han establecido y aplicado con éxito una serie de métodos, incluidos ensayos de tinción y microscopía Hoechst, que se han aplicado con éxito20. Aquí, llevamos a cabo la inducción y detección de apoptosis en células intestinales cultivadas primarias de pepino de mar para evaluar la usabilidad de las células primarias en estudios biológicos de invertebrados marinos. La dexametasona, uno de los glucocorticosteroides sintéticos de uso común21,se utilizó para inducir apoptosis en células intestinales cultivadas a partir de pepino de mar, y la señal significativa Hoechst 33258 se detectó con éxito en las células manchadas mediante microscopía fluorescente.
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Protocol
1. Preparación media de cultivo celular
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Preparación de líquido sinmica
- Recogida de fluidos coelómicos: En condiciones estériles, diseccione un pepino de mar sano (peso húmedo de 85-105 g), recoja el líquido celómico y guárdelo en un matraz de vidrio estéril.
- Extirpación de células coelómicas: Centrifugar el líquido celómico en tubos centrífugos de 50 ml a 1.700 x g durante 5 min y transferir el sobrenadante a un nuevo matraz de vidrio estéril; a continuación, recoger el líquido celómico libre de células del pepino de mar.
- Inactivación de componentes de complemento: Incubar el matraz de vidrio estéril, que contiene el líquido celómico de pepino de mar, en un baño de agua de 40-50 oC durante 20-40 min para obtener el complemento de líquido celómico inactivado por componentes.
- Eliminación de microbios: Eliminar las bacterias y la clamidia por filtración a través de filtros de membrana de 0,22 m. A continuación, retire el micoplasma y otras partículas finas mediante filtración utilizando filtros de membrana de 0,1 m para obtener una solución de pretratamiento de líquido coelómico.
- Ajuste de salinidad: Ajustar la salinidad de la solución de pretratamiento de líquido celómico a 30o (medido por salinometro) añadiendo un 20% de alta concentración de solución de NaCl presterilizada y filtrada (diluida por líquido celómico pretratado) o DDW (agua destilada doble). Transfiera el líquido celómico de pepino de mar a una botella estéril, selle la botella y almacene el líquido a 4 oC para más experimentos.
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Optimización del medio de cultivo celular L-15 de Leibovitz
- Pesar 5,05 g de NaCl, 0,135 g de KCl, 0,15 g de CaCl2, 0,25 g de Na2SO4, 0,975 g de MgCl2, 0,25 g de glucosa, y 6,25 mg de taurina y diluirlos en 40 ml de medio L-15 de Leibovitz en un tubo estéril de 50 ml. Agitar el tubo de una coctelera durante 1 h para asegurarse de que las sales se han disuelto por completo.
- Añadir 2,5 ml de L-glutamina (100 mg/ml) y 500 ml de solución VE (1,75 mg/L) en el medio L-15 de Leibovitz previamente preparado y filtrar aún más el medio a través de filtros de membrana de 0,22 m.
- Ajustar el volumen medio total a 500 ml con el medio L-15 fresco de Leibovitz y con 100 ml de líquido celómico previamente preparado; a continuación, ajuste el pH a 7.6 utilizando la solución NaOH. Mantenga el proceso de operación en un entorno estéril. La proporción de compuestos de líquido celómico puede ser de 10%–50%, y 20% es suficiente para A. cultivo de células intestinales japonesas.
2. Preparación de células intestinales
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Procesamiento del intestino de pepino de mar
- Anestesia los pepinos de mar sanos en una caja de hielo. Diseccionar y recoger los intestinos anteriores, luego seccionar las muestras de tejido verticalmente y eliminar el contenido interno.
- Lavar dos veces las muestras de tejido en solución salina tamponada con fosfato (PBS) y desinfectarlas por inmersión en una solución acuosa de etanol (75% en volumen) durante no más de 2 s.
- Lave las muestras de tejido en PBS tres veces para eliminar el etanol y transferir alrededor de 100 mg de muestra de tejido en un tubo de microcentrífuga estéril de 2,0 ml.
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Colección de células
- Añadir 1,5 ml del medio de cultivo preoptimizado al bloque de tejido intestinal del pepino de mar y picar el bloque con tijeras quirúrgicas esterilizadas hasta que la solución esté turbia.
NOTA: Para un protocolo simplificado opcional, añada 0,5 ml de medio de cultivo preoptimizado al bloque de tejido intestinal de pepino de mar y corte el bloque con tijeras quirúrgicas esterilizadas en 1 mm3. Transfiera directamente las muestras a platos de cultivo seguidos de pasos de incubación posteriores. - Añadir 400 l de trippsina (0,25%), mezclar la solución por inversión e incubarla durante 5 minutos a temperatura ambiente; luego, filtrar la solución con un colador de células de 100 m.
NOTA: Es opcional agregar trippsina para la dispersión celular al tratar diferentes muestras de tejido. El ácido etilendiaminetetraacético (EDTA) debe estar contenido en la solución de trippsina para reducir la actividad inhibitoria de Ca2+ y Mg2+ en medio de cultivo. - Recoger el filtrado en un nuevo tubo estéril de 2,0 ml de microcentrífuga, centrífuga a 1.700 x g durante 3 min, desechar el sobrenadante, luego resuspender el pellet en medio de cultivo (complementado con antibióticos) y lavarlo dos veces.
NOTA: Preparar un nuevo medio de cultivo preoptimizado complementado con una solución de penicilina-estreptomicina al 2% (10.000 U/ml de penicilina y 10 mg/ml de estreptomicina) y un 1% de gentamicina (4 mg/ml) antes del inicio del experimento.
- Añadir 1,5 ml del medio de cultivo preoptimizado al bloque de tejido intestinal del pepino de mar y picar el bloque con tijeras quirúrgicas esterilizadas hasta que la solución esté turbia.
3. Cultivo celular
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Preajuste de incubadora: Preestablecer la incubadora para el cultivo celular y ejecutarla con antelación durante al menos 24 h con una temperatura de 18oC y humedad saturada.
NOTA: Alimentar CO2 en la incubadora dependiendo de las propiedades del medio de cultivo celular; no es necesario suministrarCO2 cuando se utiliza el medio básico del L-15 de Leibovitz. -
Cultivo celular de primera etapa
- Para inhibir el crecimiento de microbios y promover la proliferación durante la etapa inicial del cultivo celular, añadir 10 ml de solución de penicilina-estreptomicina (10.000 U/ml de penicilina y 10 mg/ml de estreptomicina) y 0,5 ml de gentamicina (40 mg/ml) en cada 500 ml de cultivo de cultivo preoptimizado. Además, suplementar cada medio de cultivo de 500 ml con 0,6 ml de insulina (10 mg/ml), 100 ml de factor de crecimiento similar a la insulina (0,1 g/L) y 25 ml de factor de crecimiento de fibroblastos (0,1 g/L).
- Recoger las células en tubos de 1,5 ml, resuspenderlas con 200 ml de medio indicado y canalizarlas en platos de 4 cm.
- Cultivar las células en una incubadora y añadir 2,0 ml de medio indicado a los platos de cultivo de células después de 6 h. Cambiar la mitad del medio cada 12 h hasta llegar a la siguiente etapa.
NOTA: Manipule el cambio medio suavemente, ya que las células no están unidas firmemente a los platos. Platos recubiertos de poli-d-lisina se pueden utilizar para unir libremente a las células del plato.
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Cultivo celular en segunda etapa
- Para reducir los efectos adversos de los antibióticos en las células cultivadas, reducir la concentración de antibióticos indicados (penicilina, estreptomicina y gentamicina) en el medio de cultivo a la mitad.
NOTA: El uso de insulina y factores de crecimiento depende de las condiciones de cultivo celular y es opcional. - Reemplace el medio de cultivo celular; realizar cambios medios cada dos o tres días dependiendo de la densidad celular.
NOTA: Observe las células cultivadas diariamente bajo un microscopio y registre las condiciones de crecimiento.
- Para reducir los efectos adversos de los antibióticos en las células cultivadas, reducir la concentración de antibióticos indicados (penicilina, estreptomicina y gentamicina) en el medio de cultivo a la mitad.
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Paso celular
NOTA: Pasaje y subcultura de las células, cuando la densidad de celda primaria alcanza el 60%.- Lave las células cultivadas dos veces con PBS a temperatura ambiente. Añadir 200 l de solución de trippsina (0,25%) a cada plato y agitar manualmente el plato asegurando que todo el fondo esté cubierto. Deseche la solución de trippsina e incubar las células durante 5 minutos a temperatura ambiente.
- Lavar las células con 1,0 ml de medio de cultivo fresco pipeteando y resuponiendo las células. Transfiera 0,5 ml de suspensión celular a un plato nuevo, agregue 1,5 ml de medio fresco e incubar las células a 18 oC.
NOTA: Los rascadores celulares se pueden utilizar para la recolección de células cuando la solución de trippsina no digiere y separa las células de los platos (algunas líneas celulares son demasiado adhesivas). Sin embargo, no lleve a cabo ambos métodos simultáneamente. - Cambie el medio después de 12 h y observe las células bajo un microscopio para evaluar las condiciones. Cultivo de las células para ensayos experimentales adicionales.
4. Inducción y detección de apoptosis en A. células intestinales noventa
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Cultivo celular y tratamiento de dexametasona
- Preparar las células intestinales siguiendo el protocolo introducido anteriormente y agregar las células gotas a una placa de 12 pocillos en un volumen celular de 2 x 106 por pozo.
- Después de tres días en cultivo, siguiendo los pasos del "cultivo celular de la primera etapa", lavar las células tres veces con PBS y reemplazar el medio con un medio optimizado (sin antibióticos y factores de crecimiento).
- Diluir la dexametasona (DXMS) en un medio de cultivo para preparar soluciones DXMS frescas de 2 m y 200 M antes de comenzar los experimentos.
- Añadir soluciones DXMS en diferentes concentraciones a células cultivadas cultivadas con el mismo volumen de medio de cultivo; establecer tres grupos experimentales, incluyendo control (CTL), 1 M y 100 m DXMS.
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Tinción de Hoechst
- Lave las células con PBS tres veces después de la incubación con/sin DXMS durante los períodos de tiempo indicados (0 h, 24 h y 48 h).
- Añadir 300 sl de solución Hoechst 33258 por pozo a una placa de 12 pocillos e incubar a 18 oC durante 30 minutos.
- Retire la solución de tinción Hoechst y fije las células agregando 300 sL de una solución de paraformaldehído al 4% (en PBS) a cada pocche. Agitar suavemente durante 15 min.
PRECAUCION: Paraformaldehído es moderadamente tóxico por contacto con la piel o inhalación, y se designa como un carcinógeno humano probable. Durante el pesaje y el manejo del paraformaldehído se deben utilizar campanas de humos químicos, cerramientos de balanza ventilado u otras medidas de protección. - Lave las células fijas tres veces en PBS. No deseche el PBS después del lavado para mantener las celdas cubiertas.
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Análisis de microscopía fluorescente
- Encienda el hardware del microscopio fluorescente, incluida la potencia de la lámpara de mercurio, la potencia de luz fluorescente y el PC. Inicie sesión en la cuenta del sistema operativo, inicie el software y compruebe su configuración.
- Coloque la placa preparada en la etapa del microscopio. Coloque la muestra sobre la lente objetivo utilizando el controlador de etapa.
- Encuentre las células de interés bajo el microscopio de luz, cambie a la microscopía fluorescente y capture las imágenes ajustando los parámetros.
NOTA: Para observar la señal fluorescente Hoechst 33258 unida al ADN de los núcleos, la microscopía de fluorescencia debe realizarse con excitación y emisión a aproximadamente 352 nm y 461 nm, respectivamente.
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Representative Results
Aquí, establecimos el cultivo celular intestinal primario de A. japonicus y pasamos las células. La Figura 1 muestra celdas redondas en diferentes etapas de cultivo. Y los ensayos de tinción EdU proporcionan evidencias directas para revelar la actividad proliferativa de estas células redondas en etapas posteriores(Figura 2). También ajustamos ligeramente el protocolo, el cultivo de bloques de tejido picado en lugar de células filtradas; además, un tipo de célula de husillo podría ser cultivado con éxito. Este tipo de célula ocurrió alrededor de los bloques de tejido intestinal y se pudo observar después de cuatro días de cultivo; sin embargo, no se pudo pasajer(Figura 3).
Las células cultivadas se pueden utilizar para diferentes aplicaciones experimentales biológicas. Tratamos las células con DXMS para diferentes períodos de tiempo, seguido de la tinción Hoechst 33258 para la detección de células apoptoticas. La Figura 4 indica la señal apoptotica inducida detectada de las células intestinales de pepino de mar por la tinción Hoechst 33258 y la microscopía fluorescente. La Figura 5 muestra las tasas de células apoptoticas para los períodos de tiempo indicados bajo estimulación con DXMS.
Figura 1: Microscopía de células redondas intestinales de pepino de mar cultivadas en diferentes etapas. (A) Celdas unidas a la parte inferior de los platos al tercer día después de haber sido sembradas. (B) Proliferación celular en el séptimo día. (C) Células unidas a la parte inferior de los platos después del paso. (D) Células que han perdido actividad y están muriendo después de diez pasajes. "CM" indica la masa celular, que ocurre durante la proliferación celular. "BT" indica la pista negra, que fue dejada por células muertas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Proliferación celular detectada por los ensayos de tinción edu. Los ensayos de proliferación celular se realizaron utilizando el kit(Tabla de Materiales)de acuerdo con el protocolo del fabricante. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Microscopía de bloques de tejido intestinal de pepino de mar cultivados y proliferación celular. (A) bloques de tejido (TB) unidos a la parte inferior del plato el primer día después del cultivo. (B) Bloques de tejido y células unidas a la parte inferior del plato en el segundo día después del cultivo. (C) Bloques de tejido y células de husillo (SC) ocurridas periféricamente al cuarto día después del cultivo. (D) células de husillo proliferadas en el séptimo día después del cultivo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Microscopía fluorescente de células redondas intestinales con apoptosis inducida. "NC" indica la señal fluorescente de condensación nuclear. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Análisis estadístico de células redondas intestinales Hoechst-positivas. Distribución del porcentaje de células fluorescentes de condensación nuclear de señal positiva entre Hoechst manchadas A. células intestinales no ventajosas junto con la dosis o el curso del tiempo del experimento (n.o 3). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
En las últimas décadas se han dedicado amplios esfuerzos de investigación a establecer líneas celulares en las últimas décadas, sin embargo, sigue siendo difícil avanzar en el cultivo a largo plazo de células a partir de invertebrados marinos14,22. Se ha informado de que las células cultivadas de la regeneración de los tejidos holothurianos eran viables durante un largo período de tiempo y se puede detectar una alta actividad de proliferación en células específicas17,23. Sin embargo, para las células de invertebrados marinos normales, todavía no hay un enfoque práctico de cultivo celular. El protocolo presentado aquí proporciona un método eficiente y fácilmente interpretable para el cultivo y el paso de células intestinales de la especie de invertebrado marino A. japonicus. El método se puede adaptar fácilmente para el cultivo celular primario de muchos organismos invertebrados marinos diferentes, como la sepia y el cangrejo.
Una serie de factores clave afectan a la aplicación exitosa de este procedimiento. La prevención de la contaminación microbiana es de suma importancia durante todo el proceso, y especialmente durante la primera semana de cultivo. Los animales acuáticos generalmente contactan a numerosos microbios del medio ambiente, que colonizan sus tejidos, como branquias, intestino, aleta y piel. Por lo tanto, será imposible esterilizar las muestras de tejido antes de la iniciación del cultivo celular. Para minimizar el riesgo de contaminación microbiana durante el cultivo celular, 75% inmersión de etanol para la esterilización de muestras de tejido es esencial; sin embargo, el tiempo de tratamiento debe optimizarse para diferentes tipos de tejido. Además, la aplicación de altas concentraciones de antibióticos durante las primeras etapas del cultivo celular también desempeña un papel importante en la inhibición del crecimiento microbiano. Además, la formulación media es un factor importante que determina la proliferación y la vida útil de las células cultivadas. Dado que todavía se desconocen las necesidades nutricionales de las células de invertebrados marinos, el medio de cultivo celular actual utilizado se ha diseñado principalmente para las líneas de vertebrados o células de insectos14. Para suministrar materiales nutricionales suficientes, el líquido celómico pretratado de los pepinos de mar se puede utilizar de forma similar a la FBS en el cultivo celular de mamíferos. Mientras tanto, para facilitar la proliferación celular, también se pueden aplicar varios factores de crecimiento de mamíferos en el medio de cultivo. Dado que la temperatura de incubación es un factor que afecta al éxito del cultivo celular de invertebrados marinos, se debe considerar la incubación de células bajo la temperatura de crecimiento óptima del organismo objetivo. Por ejemplo, la temperatura para el cultivo celular A. japonicus se puede establecer a 18 oC, que es adecuado para su crecimiento24.
El pretratamiento de tejidos puede afectar los tipos de células cultivadas y proliferantes con éxito. Células intestinales muy diferentes de A. japonicus, redondas o de husillo, se pueden obtener de células filtradas o bloques de tejido sembrados bajo el mismo procedimiento de cultivo exacto (datos comparativos de la Figura 1 y la Figura 3). Por lo tanto, la optimización del método de tratamiento de tejido para el tipo de cultivo celular específico también debe llevarse a cabo al principio; el procedimiento óptimo debe decidirse de acuerdo con el diseño experimental biológico.
Aquí, aplicamos el tratamiento DXMS para la inducción de apoptosis en células intestinales A. japonicus después de tres días en cultivo, y llevamos a cabo la tinción Hoechst para la detección de señal apoptotica. La detección exitosa de células positivas Hoechst, después de 48 h de estimulación por 1 M DXMS, proporcionó un ejemplo práctico para un experimento biológico basado en las células cultivadas.
El protocolo descrito es fácil de manejar y se puede utilizar para establecer un cultivo celular de invertebrados marinos. Las células cultivadas deben proporcionar material biológico con antecedentes genéticos consistentes para diferentes aplicaciones experimentales biológicas adicionales. Además, los procedimientos de protocolo ligeramente ajustados pueden cambiar los tipos de células que proliferan con éxito durante el cultivo y proporcionar diferentes materiales celulares para experimentos biológicos. Por lo tanto, será necesaria la optimización de ciertos pasos en el protocolo, dependiendo de las especies animales objetivo y los tipos de células específicos necesarios.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores quieren agradecer al profesor Naiming Zhou de la Universidad de Zhejiang por su asesoramiento técnico y por poner el equipo de su laboratorio a disposición para su uso. Este trabajo fue apoyado financieramente por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (números de subvención 41876154, 41606150 y 41406137) y los Fondos De Investigación Fundamental para las Universidades e Institutos de Investigación Provinciales de Zhejiang [número de subvención 2019JZ00007 ].
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.1 μm filter | Millipore | SLVV033RS | |
| 0.22 μm filter | Millipore | SLGP033RB | |
| 0.25% Trypsin | Genom | GNM25200 | |
| 100 μm filter | Falcon | 352360 | |
| 4 cm dishes | ExCell Bio | CS016-0124 | |
| 4% paraformaldehyde solution | Sinopharm Chemical Reagent | 80096618 | in PBS |
| Benchtop Centrifuges | Beckman | Allegra X-30R | |
| BeyoClick EdU-488 kit | Beyotime | C0071S | |
| CaCl2 | Sinopharm Chemical Reagent | 10005817 | |
| Constant temperature incubator | Lucky Riptile | HN-3 | |
| Dexamethasone | Sinopharm Chemical Reagent | XW00500221 | |
| Electric thermostatic water bath | senxin17 | DK-S28 | |
| Ethanol | Sinopharm Chemical Reagent | 80176961 | 75% |
| Fibroblast Growth Factor(FGF) | PEPROTECH | 100-18B | |
| Fluorescent microscope | Leica DMI3000B | DMI3000B | |
| Garamycin | Sinopharm Chemical Reagent | XW14054101 | |
| Glucose | Sinopharm Chemical Reagent | 63005518 | |
| Hoechst33258 Staining solution | Beyotime | C1017 | |
| Insulin | Sinopharm Chemical Reagent | XW1106168001 | |
| Insulin like Growth Factor(IGF) | PEPROTECH | 100-11 | |
| KCl | Sinopharm Chemical Reagent | 10016308 | |
| Leibovitz's L-15 | Genom | GNM41300 | |
| L-glutamine (100 mg/mL) | Genom | GNM-21051 | |
| MgCl2 | Sinopharm Chemical Reagent | XW77863031 | |
| Na2SO4 | Sinopharm Chemical Reagent | 10020518 | |
| NaCl | Sinopharm Chemical Reagent | 10019308 | |
| NaOH | Sinopharm Chemical Reagent | 10019718 | |
| PBS | Solarbio | P1020 | pH7.2-7.4 |
| Penicillin-Streptomycin | Genom | GNM15140 | |
| PH meter | Bante | A120 | |
| Taurine | SIGMA | T0625 | |
| VE | Seebio | 185791 |
References
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