Summary

Ein neues Toolkit zur Bewertung von Genfunktionen mit bedingter Cas9-Stabilisierung

Published: September 02, 2021
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Summary

Hier beschreiben wir ein Genom-Editing-Tool, das auf der zeitlichen und bedingten Stabilisierung des geclusterten, regelmäßig interspaced short palindromic repeat- (CRISPR-) assoziierten Proteins 9 (Cas9) unter dem kleinen Molekül Shield-1 basiert. Die Methode kann für kultivierte Zellen und Tiermodelle verwendet werden.

Abstract

Die CRISPR/Cas9-Technologie (CRISPR-) (Clustered Short Palindromic Repeat- 9) ist zu einem weit verbreiteten Laborwerkzeug geworden, um genaue und gezielte Modifikationen im Genom einzuführen. Seine enorme Popularität und schnelle Verbreitung werden auf seine einfache Bedienung und Genauigkeit im Vergleich zu seinen Vorgängern zurückgeführt. Die konstitutive Aktivierung des Systems hat jedoch nur begrenzte Anwendungen. In diesem Artikel beschreiben wir eine neue Methode, die eine zeitliche Kontrolle der CRISPR/Cas9-Aktivität basierend auf der bedingten Stabilisierung des Cas9-Proteins ermöglicht. Die Verschmelzung einer engineered Mutante des Rapamycin-bindenden Proteins FKBP12 mit Cas9 (DD-Cas9) ermöglicht den schnellen Abbau von Cas9, der wiederum durch das Vorhandensein eines synthetischen FKBP12-Liganden (Shield-1) stabilisiert werden kann. Im Gegensatz zu anderen induzierbaren Methoden kann dieses System leicht angepasst werden, um bi-cistronische Systeme zu erzeugen, um DD-Cas9 mit einem anderen Gen von Interesse zu koexprimieren, ohne bedingte Regulation des zweiten Gens. Diese Methode ermöglicht die Generierung rückverfolgbarer Systeme sowie die parallele, unabhängige Manipulation von Allelen, auf die die Cas9-Nuklease abzielt. Die Plattform dieser Methode kann für die systematische Identifizierung und Charakterisierung essentieller Gene und die Abfrage der funktionellen Interaktionen von Genen in in vitro und in vivo Settings genutzt werden.

Introduction

CRISPR-Cas9, das für“clustered regularly interspaced short palindromic repeats-associated protein 9”steht,wurde erstmals im Rahmen von Studien zur bakteriellen adaptiven Immunität1,2entdeckt. Heute ist CRISPR/Cas9 das bekannteste Werkzeug für programmierbare Genbearbeitung und verschiedene Iterationen des Systems wurden entwickelt, um transkriptionelle und epigenetische Modulationen zu ermöglichen3. Diese Technologie ermöglicht die hochpräzise genetische Manipulation nahezu jeder DNA-Sequenz4.

Die wesentlichen Bestandteile jeder CRISPR-Genbearbeitung sind eine anpassbare Guide-RNA-Sequenz und die Cas9-Nuklease5. Der RNA-Guide bindet an die zielprolementarische Sequenz in der DNA und weist die Cas9-Nuklease an, an einem bestimmten Punkt im Genom einen Doppelstrangbruch durchzuführen3,4. Die resultierende Spaltstelle wird dann durch nicht-homologe Endfügung (NHEJ) oder homologiegerichtete Reparatur (HDR) repariert, mit der daraus resultierenden Einführung von Veränderungen in der zielgerichteten DNA-Sequenz5.

CRISPR/Cas9-basierte Genbearbeitung ist einfach zu bedienen und relativ kostengünstig im Vergleich zu früheren Gen-Editing-Techniken und hat sich in einer Vielzahl von Systemen als effizient und robusterwiesen 2,4,5. Das System stellt jedoch einige Einschränkungen dar. Es wurde oft gezeigt, dass die konstitutive Expression von Cas9 zu einer erhöhten Anzahl von Off-Targets und einer hohen Zelltoxizitätführt 4,6,7,8. Darüber hinaus nimmt das konstitutive Targeting von essentiellen und Zellüberlebensgenen durch Cas9 seine Fähigkeit, bestimmte Arten von funktionellen Studien wie kinetische Studien des Zelltods durchzuführen7.

Verschiedene induzierbare oder bedingt gesteuerte CRISPR-Cas9-Tools wurden entwickelt, um diese Probleme zu lösen6, wie Tet-ON und Tet-Off9; standortspezifische Rekombination10; chemisch induzierte Nähe11; inteinabhängiges Spleißen3; und 4-Hydroxytamoxifen Östrogenrezeptor (ER) basierte kerne Lokalisationssysteme12. Im Allgemeinen bieten die meisten dieser Verfahren (Intein-Spleißen und chemisch induzierte Proximity-Split-Systeme) keine reversible Kontrolle, zeigen eine sehr langsame kinetische Reaktion auf die medikamentöse Behandlung (Tet-On/Off-System) oder sind für Hochdurchsatzmanipulationen nicht zugänglich6.

Um diese Einschränkungen zu beheben, haben wir ein neuartiges Toolkit entwickelt, das nicht nur eine schnelle und robuste zeitgesteuerte Genbearbeitung ermöglicht, sondern auch Rückverfolgbarkeit, Abstimmbarkeit und Zugänglichkeit zur Genmanipulation mit hohem Durchsatz gewährleistet. Diese neuartige Technologie kann in Zelllinien, Organoiden und Tiermodellen eingesetzt werden. Unser System basiert auf einer entwickelten Domäne, die, wenn sie mit Cas9 verschmolzen ist, ihren schnellen Abbau induziert. Es kann jedoch schnell mit einem hochselektiven, ungiftigen, zelldurchlässigen kleinen Molekül stabilisiert werden. Genauer gesagt haben wir die humane FKBP12-Mutante “destabilisierende Domäne” (DD) zu Cas9 entwickelt und Cas9 für einen schnellen und konstitutiven Abbau über das Ubiquitin-Proteasom-System markiert, wenn es in Säugetierzellen exprimiert wird13. Der synthetische DD-Ligand Shield-1 kann die DD-Konformation stabilisieren und dadurch den Abbau von proteinen, die mit DD verschmolzen sind (wie Cas9), auf sehr effiziente Weise und mit einer schnellen kinetischen Reaktion verhindern14,15. Bemerkenswert ist, dass Shield-1 mit drei Größenordnungen enger an die Mutante FKBP12 bindet als an sein Wildtyp-Gegenstück14.

Das DD-Cas9/Shield-1-Paar kann verwendet werden, um die systematische Identifizierung und Charakterisierung essentieller Gene in kultivierten Zellen und Tiermodellen zu untersuchen, wie wir zuvor gezeigt haben, indem wir bedingt auf das CypD-Gen abzielen, das eine wichtige Rolle im Stoffwechsel der Mitochondrien spielt; EGFR, ein wichtiger Akteur in der onkogenen Transformation; und Tp53, ein zentrales Gen in der DNA-Schadensreaktion. Neben der zeitlich und bedingt kontrollierten Genbearbeitung besteht ein weiterer Vorteil der Methode darin, dass die Stabilisierung von DD-Cas9 unabhängig von seiner Transkription erfolgt. Diese Eigenschaft ermöglicht die Co-Expression von rückverfolgbaren Markern sowie Rekombinasen, wie der Östrogenrezeptor-abhängigen Rekombinase, CREER,unter dem gleichen Promotor. In dieser Arbeit zeigen wir, wie unsere Methode in vitro erfolgreich eingesetzt werden kann, um beispielsweise das DNA-Replikationsgen RPA3 bedingt anzusprechen.

Protocol

1.Der DD-Cas9-Vektor Erhalten Sie den DD-Cas9-Vektor von Addgene (DD-Cas9 mit Füllstoffsequenz und Venus (EDCPV), Plasmid 90085).HINWEIS: Dies ist ein lentivirales DD-Cas9-Plasmid mit einem U6-Promotor, der die Single-Guide-RNA (sgRNA)-Transkription antreibt, während der EFS-Promotor die DD-Cas9-Transkription antreibt. Die DYKDDDDK-Sequenz (Flag-Tag) ist am C-Terminal von Cas9 vorhanden, gefolgt von einem selbstspaltenden 2A-Peptid (P2A), das DD-Cas9 und das modifizierte fluoreszierende Protein Venus (mVe…

Representative Results

Um die bedingte Expression von Cas9 zu ermöglichen, entwickelten wir ein duales lentivirales Vektorkonstrukt, bestehend aus einem U6-getriebenen Promotor zur konstitutiven Expression von sgRNA und einem EF-1α-Kernpromotor, um die Expression des DD-Cas9-Fusionsproteins voranzutreiben (Abbildung 1A)19. Als Paradigma zur Veranschaulichung der Robustheit und Effizienz des Systems haben wir die lungenkarzinomale A549-Zelllinie mit dem len…

Discussion

Die CRISPR/Cas9-Technologie hat die Fähigkeit zur funktionellen Abfrage von Genomen revolutioniert2. Die Inaktivierung von Genen führt jedoch häufig zu Zellletalität, funktionellen Defiziten und Entwicklungsdefekten, was den Nutzen solcher Ansätze für die Untersuchung von Genfunktionen einschränkt7. Darüber hinaus kann die konstitutive Expression von Cas9 zu Toxizität und der Erzeugung von Off-Target-Effekten führen6. Es wurden verschiedene…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir danken den früheren Mitgliedern unseres Labors und Wissenschaftler Serif Senturk für die bisherige Arbeit. Wir danken Danilo Segovia für die kritische Lektüre dieses Manuskripts. Diese Studie war möglich und wurde von Swim Across America und dem National Cancer Institute Cancer Target Discovery and Development Center-Programm unterstützt.

Materials

100mM DTT Thermosfisher
10X FastDigest buffer Thermosfisher B64
10X T4 Ligation Buffer NEB M0202S
colorimetric BCA kit Pierce 23225
DMEM, high glucose, glutaMax Thermo Fisher 10566024
FastAP Thermosfisher EF0654
FastDigest BsmBI Thermosfisher FD0454
Flag [M2] mouse mAb Sigma F1804-50UG
Genomic DNA extraction kit Macherey Nagel 740952.1
lipofectamine 2000 Invitrogen 11668019
Phusion High-Fidelity DNA Polymerase NEB M0530S
oligonucleotides Sigma Aldrich
pMD2.G Addgene 12259
polybrene Sigma Aldrich TR-1003-G
psPAX2 Addgene 12260
QIAquick PCR & Gel Cleanup Kit Qiagen 28506
secondary antibodies LICOR
Shield-1 Cheminpharma
Stbl3 competent bacterial cells Thermofisher C737303
SURVEYOR Mutation Detection Kit Transgenomic/IDT
T4 PNK NEB M0201S
Taq DNA Polymerase NEB M0273S
α-tubulin [DM1A] mouse mAb Millipore CP06-100UG

References

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Cite This Article
Šafarič Tepeš, P., Sordella, R. A New Toolkit for Evaluating Gene Functions using Conditional Cas9 Stabilization. J. Vis. Exp. (175), e60685, doi:10.3791/60685 (2021).

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