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方法文章

通过压力-容积环分析确定心脏对β-肾上腺素能刺激的反应

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DOI：

10.3791/62057

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2021年5月19日

 ,  ,  ,  , 
1Pharmakologisches Institut, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, 2DZHK (German Centre for Cardiovascular Research), partner site Heidelberg/Mannheim, 3Department of Internal Medicine III, University of Heidelberg, 4Department of Anesthesiology, University Hospital RWTH Aachen

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文介绍了一种通过静脉输注逐渐增加剂量的异丙肾上腺素来评估小鼠心脏内在功能及β-肾上腺素能储备的心脏压力-容积环分析方法。我们采用改良的开胸法进行压力-容积环测量，在该方法中引入了具有正压呼气末通气的呼吸支持。

摘要

评估心脏功能是心血管疾病动物模型中一种可靠的终点分析方法，可用于表征特定治疗对心脏的影响。由于基因操作的可行性，小鼠已成为研究心脏功能及寻找潜在新治疗靶点最常用哺乳类动物模型。本文介绍了一种在基础状态以及通过静脉输注递增浓度异丙肾上腺素诱导β-肾上腺素能刺激条件下，利用压力-容积环测量与分析技术在活体动物中测定心脏功能的实验方案 。我们提供了一种优化的实验流程，包括通气支持，并考虑呼气末正压，以减轻开胸测量期间可能产生的不利影响；同时采用强效镇痛（布托啡诺），避免实验过程中因疼痛引发不可控的心肌应激。总体而言，本方案对操作步骤的详细描述及对潜在问题的讨论，有助于实现高度标准化和可重复的压力-容积环分析，通过避免可能的方法学偏差，减少实验动物从研究队列中的剔除。

引言

心血管疾病通常会影响心脏功能。这一问题凸显了在动物疾病模型中评估体内详细心脏功能的重要性。动物实验遵循“3R原则”（减少、优化、替代）的指导框架。在当前发展阶段，若要理解涉及全身反应的复杂病理过程（例如心血管疾病），主要策略是优化现有方法。优化方法还可因降低实验变异性而减少所需动物数量，从而提高分析和结论的统计效能。此外，将心脏收缩功能测量与心脏病动物模型相结合，包括通过神经体液刺激或压力超负荷（如主动脉缩窄）诱导的模型，可模拟例如儿茶酚胺/β-肾上腺素能水平的改变1,2,3,4，为临床前研究提供有力手段。考虑到基于导管的方法仍是深入评估心脏收缩功能最广泛使用的技术5，本文旨在基于既往经验（包括对该方法特定参数的评估）6,7，介绍一种在β-肾上腺素能刺激期间通过压力-容积环（PVL）测量小鼠体内心脏功能的优化方法。

评估心脏血流动力学参数的方法包括成像技术和基于导管的技术。针对具体科学问题，需仔细权衡这两种方法各自的优缺点。成像技术包括超声心动图和磁共振成像（MRI），两者均已在小鼠中成功应用。超声心动图测量需要使用适用于小鼠高心率的高速探头，初期成本较高；该方法是一种相对简便的非侵入性技术，但其结果在不同操作者之间存在变异性，理想情况下操作者应具备识别和显示 心脏结构的丰富经验。此外，该方法无法直接进行压力测量，相关参数需通过尺寸测量与血流速度数据结合计算获得。然而，其优势在于可在同一只动物上进行多次测量，从而实现对心脏功能（例如疾病进展过程中）的连续监测。在容积测量方面，MRI被视为金标准，但与超声心动图类似，无法直接测量压力，仅能获得依赖前负荷的参数8。其局限性还包括设备可及性、分析工作量以及运行成本。相比之下，基于导管的方法是测量心脏功能的良好替代方案，其额外优势在于可直接监测心腔内压力，并测定不依赖负荷的心肌收缩力参数，如前负荷可募集每搏功（PRSW）9。然而，通过压力-导纳导管（基于导电性测定）测得的左心室容积通常小于MRI测得值，但组间差异仍保持在相近范围内10。为获得可靠的容积数值，必须进行相应的校准，这是PVL测量中的关键步骤。该过程结合了体外实验中使用已知容积比色皿测定血液导电性（将导纳转换为容积）与体内实验中通过高渗盐水推注法测定心肌并行导纳的分析11,12。此外，导管在心室内的位置以及电极沿心室长轴的正确取向，对于检测其周围产生的电场至关重要。尽管小鼠心脏体积较小，但在扩张的心室中仍有可能避免因导管在心室内方向改变而产生的伪影5,10；然而，在β-肾上腺素能刺激条件下仍可能出现伪影6,13。除导纳法外，基于导纳（admittance）的新方法已被开发以避免校准步骤，但该方法测得的容积值往往被高估14,15。

由于小鼠是心血管研究中最重要的临床前模型之一，且β-心脏的肾上腺素能储备在心脏生理学与病理学中具有核心意义，本文介绍一种改进的实验方案，通过在β-肾上腺素能刺激期间进行压力-容积环（PVL）测量，以测定小鼠体内心脏功能。

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方案

所有动物实验均经卡尔斯鲁厄地区委员会和海德堡大学批准，并遵循其相关规定（批准编号：AZ 35-9185.82/A-2/15、AZ 35-9185.82/A-18/15、AZ 35-9185.81/G131/15、AZ 35-9185.81/G121/17），符合欧洲议会关于用于科学目的动物保护的 2010/63/EU 指令指南。本方案中展示的数据来源于野生型 C57Bl6/N 雄性小鼠（年龄 17 ± 1.4 周）。 小鼠饲养于海德堡医学院动物实验中心（IBF）的特定病原体-free环境中。饲养条件为12小时光照-黑暗循环，相对湿度56–60%，每小时换气15次，室温22°C ± 2°C。小鼠饲养在II型或II型长型常规笼具中，笼内提供动物垫料和纸巾作为环境丰富材料。标准高压灭菌饲料和高压灭菌饮水均按需自由供应 ad libitum。

1. 仪器和药物溶液的准备

  1. 中心静脉导管：将微管（外径 0.6 mm）剪成约 20 cm 长的导管管段。用镊子将管子一端套在 23 号套管针的尖端上。将管子的另一端斜向剪切，形成一个可刺入股静脉的锐利尖端。
  2. 气管插管：取 20 号静脉穿刺套管，截取 3 cm 长度作为插管，移除注射器连接部分。
    1. 如果插管与呼吸机连接口不完全匹配，可在连接端缠绕数层 Parafilm 膜以加厚接口，确保连接稳固且密封（图 1A）。将 20 号静脉穿刺套管内的金属导丝剪短至 2.7 cm，用作插管辅助工具。已有文献详细描述了包括使用光纤照明以更清晰观察气管结构在内的优化插管方法，例如 Das 及其合作者所述16。
  3. 用于插管的麻醉混合液：取 200 µL 肝素（1000 IU/mL），加入 50 µL 0.9% NaCl 和 750 µL 来自油包水乳剂制剂的 2 mg/mL 依托咪酯，混合均匀。每只小鼠按 7 µL/g 体重（BW）给药（即布托啡诺 0.1 mg/kg BW，依托咪酯 10 mg/kg BW）。
  4. 肌肉松弛剂：将 100 mg 潘库溴铵溶解于 100 mL 0.9% NaCl 中。每只小鼠按 1.0 µL/g 体重（BW）给药（即 1 mg/kg BW）。
  5. 异丙肾上腺素溶液：将 100 mg 异丙肾上腺素溶解于 100 mL 0.9% NaCl 中（浓度为 1 µg/µL）。按以下比例配制稀释液（表 1），并将每种稀释液分别装入 1 mL 注射器中。
    1. 稀释液 1：将原液稀释 1:1.8；稀释液 2：将原液稀释 1:6；稀释液 3：将稀释液 1 进一步稀释至 1:10；最后，将稀释液 2 稀释 1:10 得到稀释液 4。
  6. 15% 高渗 NaCl 溶液（w/v）：将 1.5 g NaCl 溶解于 10 mL 双蒸 H2O 中。使用孔径为 0.45 µm 的注射器滤器过滤溶液。
  7. 12.5% 白蛋白溶液（w/v）的配制：将 1.25 g 牛血清白蛋白溶解于 10 mL 0.9% NaCl 中。在 37 °C 下孵育 30 分钟，冷却至室温后，使用孔径为 0.45 µm 的注射器滤器过滤溶液。
  8. 实验装置准备：首先打开加热板，并将其温度设定为 39–40 °C。将装有生理盐水的注射器置于加热板上，并将压力-容积环（PVL）导管插入该注射器中。导管需预孵至少 30 分钟以达到稳定状态。本实验所用系统包括一根 1.4-F 压力-导纳导管、一个控制单元及配套软件，其结构示意图见 图 1B，相关材料供应商信息列于 材料表 中。

2. 麻醉

  1. 在插管前30分钟，腹腔注射布托啡诺（0.1 mg/kg体重）。
  2. 将小鼠放入一个丙烯酸玻璃室中，该玻璃室预先用2.5%异氟烷饱和，并在底部放置加热垫进行预热。
  3. 一旦小鼠进入睡眠状态（无反射反应），立即腹腔注射麻醉混合物（7 mL/kg体重），其中包含依托咪酯（10 mg/kg）和肝素（1,200 IU/kg体重）。

3. 通气

  1. 在麻醉注射后3-4分钟，将动物转移至插管平台（图1C）。小鼠通过牙齿悬挂，背部朝向操作者。
  2. 用镊子轻轻抬起舌头。为识别声门，可用第二把镊子轻微抬起小鼠的下颌。
  3. 小心地将气管插管（图1A）插入气管，并取出导丝。
  4. 将动物转移至加热板上，使其仰卧，并将插管连接至小型动物呼吸机。
  5. 根据他人所述方法12，将呼吸频率调整为53.5 ×（体重，单位：克）-0.26 [min-1]，潮气量调整至峰值吸气压为11 ± 1 cmH2O，并设定2 cmH2O的呼气末正压（PEEP）。
  6. 使用胶带小心固定小鼠四肢于加热板上，并在双眼涂抹眼膏以防止干燥。
  7. 插入直肠温度探头，并将核心体温维持在37 ± 0.2 °C。
  8. 安装单导联心电图（ECG），在线监测心率，作为评估麻醉深度和稳定性的指标。
  9. 当趾间反射消失后，按1 mg/kg体重剂量经腹腔注射肌肉松弛剂泮库溴铵（pancuronium-bromide），以防止在PVL测量过程中出现呼吸干扰。

4. 手术

  1. 一般建议
    1. 手术期间，使用 O2 气化约 1.5–2% 的异氟烷进行通气。异氟烷浓度也可能因小鼠品系、性别、年龄和体重等变量而异，需根据具体实验条件 individually and experimentally 确定，此处数值适用于 C57BL6/N 小鼠品系。重要的是，呼吸机需连接至废气抽取系统，以防止操作人员吸入异氟烷。
    2. 手术操作时，使用体视显微镜 1.5–4 倍的放大倍数。
      注：有关非存活性手术动物准备的具体操作，请参照所在机构或当地的指导规范。
  2. 股静脉插管
    1. 用 70% 乙醇冲洗后肢，切开左侧腹股沟区域，暴露左侧股静脉。
    2. 使用电凝器烧灼腹壁浅动静脉。
    3. 在导管插入部位远端，用缝线结扎股静脉。
    4. 在股静脉下方穿过一根缝线，并在穿刺点头侧预留结扎线。使用连接 1 mL 注射器的预置微管（见步骤 1.1）穿刺股静脉。
    5. 打结固定，使导管稳定于血管内。
    6. 通过自动注射泵以 15 µL/min 的输注速率输注含 12.5% 白蛋白的 0.9% NaCl 溶液，以补偿液体丢失。此外，使用预温的 0.9% NaCl 溶液保持暴露组织湿润。
  3. 开胸术
    1. 用 70% 乙醇冲洗胸腔。
    2. 在剑突下方切开皮肤，使用镊子或电凝器钝性分离胸壁上的胸肌。
    3. 用镊子提起剑突，然后使用电凝器从剑突向两侧横向切开胸壁，直至膈肌完全暴露。
    4. 从下方切开膈肌，暴露心脏心尖部，随后用镊子小心去除心包膜。
    5. 按先前描述的方法6在左侧实施有限的肋间开胸。
    6. 在下腔静脉下方穿过一根缝线，用于后续阶段降低前负荷。
    7. 使用 25 号套管针轻轻穿刺心尖部（深度不超过 4 mm）。拔出套管针后，插入 PV 导管，直至所有电极进入心室。
    8. 通过轻柔移动和旋转调整导管位置，直至获得矩形回路图形（图 2A）。
    9. 始终使用预温的 0.9% NaCl 溶液保持所有暴露组织湿润。

5. 测量

  1. 一般建议
    1. 测量期间，使用100% O2将异氟烷挥发至约1.5–2%进行通气。
    2. 在剂量反应实验方案的每一步中，均需进行2次基线测量以及2次下腔静脉阻断。
      注意：第一次和第二次下腔静脉阻断后，压力和容积值必须恢复至第一次阻断前的稳态水平。这一观察对于识别因心室内体积连续减少所导致的导管位置偏移至关重要。若确实发生导管位置偏移，尤其是容积值将出现偏移。
  2. 在线分析各项参数（心率、每搏输出量、dP/dtmax），并等待心脏功能达到稳态。有关在C57Bl6/N小鼠中采用本实验设置时各参数的预期范围，请参见已发表的研究结果6。
  3. 将呼吸机停在呼气末位置，记录基线参数。3至5秒后，用镊子提起下腔静脉下方的缝线以减少心脏前负荷，从而获得前负荷无关的参数（图2B）。随后重新启动呼吸机。至少等待30秒，待血流动力学参数稳定后，再进行第二次阻断。
  4. 在完成基础状态下的测量后，切换至预先准备好的含有异丙肾上腺素的注射器，开始剂量反应实验。此处输注速率保持不变，以避免对心脏前负荷造成影响。更换注射器时请注意避免注入气泡。
    1. 等待至少2分钟，待新的稳态心脏功能建立后，再次将呼吸机停在呼气末位置，记录基线参数。3至5秒后，提起下腔静脉下方的缝线以降低心脏前负荷，从而获取前负荷无关的参数。
    2. 至少等待30秒后进行第二次阻断。之后切换至下一个异丙肾上腺素浓度的预装注射器，并重复记录基线及前负荷无关的参数。
      注意：在增加异丙肾上腺素剂量过程中，可能出现诸如收缩末期压力尖峰（ESPS，图2C）等伪影，这通常由导管嵌顿引起。在基线参数记录开始前出现的伪影，可通过重新调整导管位置轻松纠正。

6. 校准

注意：校准步骤可能因所使用的 PVL 系统而异。

  1. 并联导纳校准
    1. 在异丙肾上腺素剂量反应的最后一次测量完成后，将装有15% NaCl溶液的注射器连接至股动脉插管。小心注入管路中残留的5 µL高渗溶液，直至在线观察时发现压力-容积环（PVL）轻微右移。随后等待，直到环回到稳态。
    2. 在呼气末暂停呼吸机，并在2至3秒内快速注入一次10 µL的15% NaCl溶液。通过在线观察，检查压力-容积环是否明显增宽并向右移动。
  2. 导纳-容积校准
    1. 等待至少5分钟，以确保高渗盐水完全稀释。随后拔出导管，使用1 mL注射器和21号套管从跳动的心脏左心室中抽取至少600 μL血液。此时，在深度麻醉和镇痛状态下，通过大量放血、停止通气并摘除心脏，对动物实施安乐死 。
    2. 将血液转移至预热（在37 °C水浴中）的校准比色皿中，比色皿内含有已知体积的圆柱体。将PV导管置于每个圆柱体中央，并记录导纳值。通过为每只动物绘制标准曲线，可将导纳单位转换为绝对容积值。

7. 分析

  1. 在基础状态和异丙肾上腺素刺激下成功完成压力-容积环（PVL）测量后，使用适当的PVL分析软件对表征心脏功能的参数（如压力-容积环斜率PRSW、dP/dt、舒张末期压力和容积、收缩末期压力和容积、舒张时间常数Tau等）进行可视化、数字化、计算和提取。进一步的统计分析和图形绘制可借助标准分析软件完成。
  2. 前负荷无关参数的分析
    注意：此步骤中标准化操作流程至关重要。
    1. 为分析前负荷无关参数，从所有测量中选择前5-6个显示前负荷递减的压力-容积环（图2D）。在整个前负荷降低过程中，固定数量的压力-容积环用于分析，可减少所获得参数测量间的变异性。
    2. 计算实验方案每一步中两次测量的平均值。

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结果

压力-容积环（PVL）测量是一种强大的工具，可用于分析药物的心脏药效动力学，以及研究在正常和病理条件下基因修饰小鼠模型的心脏表型。该方案允许评估成年小鼠模型的心脏β-肾上腺素能储备。本文描述了一种在异氟烷麻醉联合布托啡诺（镇痛剂）和潘库溴铵（肌肉松弛剂）条件下进行的开胸方法，重点是通过股静脉导管输注不同浓度的异丙肾上腺素，观察心脏对β-肾上腺素能刺激的反应。本方案中展示的部分代表性数据来自野生型C57Bl6/N成年雄性小鼠（图3 和 表2）。为了显示PVL分析中某些重要参数测量值的变异性，我们使用野生型组的结果和免费的G*Power软件17进行了功效分析（α误差概率为0.05，功效为0.8）。在 表3 中列出了在0、0.825和8.25 ng/min异丙肾上腺素作用下，假设心率、压力-容积关系收缩末期斜率（PRSW）、每搏输出量、舒张时间常数Tau、dP/dtmax 和 dP/dtmin 各参数变化10%至30%时，计算...

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讨论

本文提供了一种在逐步增强β-肾上腺素能刺激条件下分析小鼠体内心脏功能的实验方案。该方法可用于评估基因修饰小鼠或经干预处理后小鼠的心脏功能基础参数以及肾上腺素能储备（如变力效应和变时效应）。与其它测定心脏功能的方法相比，压力-容积环（PVL）测量最显著的优势在于能够分析固有的、不受负荷影响的心脏功能。其他所有方法（如磁共振成像和超声心动图）仅能评估受负荷影响的心脏功能参数，尤其无法可靠地测定心肌收缩力。因此，PVL测量已成为深入分析心脏功能终点指标的金标准5。然而，前述方法可实现心脏功能的连续性分析，更适合用于纵向观察（例如疾病进展过程中的监测）。此外，在小鼠中，PVL测量所获得的心室腔内容积以及由此计算的每搏输出量和其他衍生参数，可能较磁共振成像结果偏低20。

在本方案中有四个关键步骤，对于获得有效的PVL数据至关重要：1）插管，2）股静脉导管的放置，3）压力-容积导管的放置，以及4）围手术期管理。小鼠的非侵入性插管需要一定的经验，若使用异氟烷则操作更为复杂，因为插管时间窗口较窄（20–...

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致谢

我们感谢海德堡大学跨学科生物医学研究机构（IBF）的Manuela Ritzal、Hans-Peter Gensheimer、Christin Richter及团队成员提供的专业技术支持。

本工作得到了德国心血管研究中心（DZHK）、德国联邦教育与研究部（BMBF）、巴登-符腾堡州创新基金以及德国研究基金会（DFG，德国研究基金会）项目编号239283807 - TRR 152、FOR 2289 和协同研究中心（SFB）1118的资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
1.4F SPR-839 导管Millar Instruments, USA840-8111
1 ml 注射器Beckton Dickinson, USAREF303172
生物放大器ADInstruments, USAFE231
桥式放大器ADInstruments, USAFE221
牛血清白蛋白Roth, Germany8076.2
盐酸布比诺啡Bayer, Germany4007221026402
校准比色皿Millar, USA910-1049
差分压力传感器 MPXHugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany型号 39912
Dumont 镊子 #5/45Fine Science tools Inc.11251-35
Dumont 镊子 #7BFine Science tools Inc.11270-20
Graefe 镊子Fine Science tools Inc.11051-10
GraphPad PrismGraphPad SoftwareVer. 8.3.0
EcoLab-PE-MicotubeSmiths, USA004/310/168-1
依托咪酯 LipuroBraun, Germany2064006
ExcelMicrosoft
肝素Ratiopharm, GermanyR26881
加热板及控制单元Labotec, GermanyHot Plate 062
异氟烷Baxter, GermanyHDG9623
异氟烷蒸发器AbbotVapor 19.3
盐酸异丙肾上腺素Sigma-Aldrich, USAI5627
细孔聚乙烯管，外径 0.61 mm，内径 0.28 mmSmiths Medical International Ltd, UK货号 800/100/100
小鼠用 MiniVent 呼吸机Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany型号 845
MPVS Ultra PVL 系统Millar Instruments, USA
NaClAppliChem, GermanyA3597
0.9% 等渗 NaClBraun, Germany2350748
泮库溴铵Sigma-Aldrich, USABCBQ8230V
Perfusor 11 PlusHarvard Apparatus编号 70-2209
Powerlab 4/35 控制单元ADInstruments, USAPL3504
可充电电凝装置套装Faromed, Germany09-605
剪刀Fine Science tools Inc.140094-11
LabChart 7 Pro 软件ADInstruments, USALabChart 7.3 Pro
标准小鼠饲料LASvendi GmbH, GermanyRod18
体视显微镜Zeiss, GermanyStemi 508
8/0 外科缝合线Suprama, GermanyCh.B.03120X
静脉穿刺套管针 Venflon Pro Safty 20 号Beckton Dickinson, USA393224
血管插管镊Fine Science tools Inc.00574-11
水浴锅Thermo Fisher Scientific, USA
注射器滤器（Filtropur S 0.45）Sarstedt, Germany货号 83.1826

参考文献

  1. Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19(2019).
  2. Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
  3. Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
  4. Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
  5. Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
  6. Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36(2019).
  7. Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
  8. Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
  9. Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
  10. Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
  11. Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
  12. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  13. Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
  14. van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287(2014).
  15. Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
  16. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).
  17. Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
  18. Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
  19. Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
  20. Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
  21. Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
  22. Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050(2013).
  23. Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942(2015).
  24. Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings - IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
  25. Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
  26. Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810(2016).
  27. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
  28. Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312(2011).
  29. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
  30. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).

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