Summary
Здесь мы описываем анализ сердечного давления и объема при увеличении доз внутривенно введенного изопротеренола для определения внутренней сердечной функции и β-адренергического резерва у мышей. Мы используем модифицированный подход с открытой грудной клеткой для измерения контура давления-объема, в который мы включаем вентиляцию с положительным давлением в конце выдоха.
Abstract
Определение сердечной функции является надежным анализом конечных точек на животных моделях сердечно-сосудистых заболеваний с целью характеристики воздействия конкретных методов лечения на сердце. Благодаря возможности генетических манипуляций мышь стала наиболее распространенной моделью млекопитающих для изучения сердечной функции и поиска новых потенциальных терапевтических целей. Здесь описан протокол определения сердечной функции in vivo с использованием измерений и анализа цикла давления-объема в базальных условиях и при β-адренергической стимуляции путем внутривенной инфузии повышения концентрации изопротеренола. Мы предоставляем усовершенствованный протокол, включающий поддержку вентиляции с учетом положительного давления в конце выдоха для смягчения негативных эффектов во время измерений с открытой грудной клеткой и мощную анальгезию (бупренорфин), чтобы избежать неконтролируемого стресса миокарда, вызванного болью во время процедуры. Все вместе подробное описание процедуры и обсуждение возможных ловушек позволяет проводить высоко стандартизированный и воспроизводимый анализ контура давления-объема, уменьшая исключение животных из экспериментальной когорты за счет предотвращения возможной методологической предвзятости.
Introduction
Сердечно-сосудистые заболевания обычно влияют на сердечную функцию. Этот вопрос указывает на важность оценки in vivo подробной сердечной функции на моделях болезней животных. Эксперименты на животных окружены рамками трех руководящих принципов Rs (3R) (Reduce/Refine/Replace). В случае понимания сложных патологий, связанных с системными реакциями (т.е. сердечно-сосудистыми заболеваниями) на текущем уровне развития, основным вариантом является уточнение имеющихся методов. Уточнение также приведет к сокращению требуемой численности животных за счет меньшей изменчивости, что повышает мощность анализа и выводов. Кроме того, комбинация измерений сократимости сердца с животными моделями сердечных заболеваний, включая те, которые вызваны нейрогуморальной стимуляцией или перегрузкой давления, такой как полоса аорты, которая имитирует, например, измененные катехоламины / β-адренергические уровни1,2,3,4,обеспечивает мощный метод доклинических исследований. Принимая во внимание, что катетерный метод остается наиболее широко используемым подходом для углубленной оценки сократимости сердца5,мы стремились представить здесь уточненное измерение сердечной функции in vivo у мышей с помощью измерений петли давления-объема (PVL) во время β-адренергической стимуляции на основе предыдущего опыта, включая оценку специфических параметров этого подхода6, 7.
Для определения гемодинамических параметров сердца доступны подходы, которые включают в себя визуализацию или катетерные методы. Оба варианта сопровождаются преимуществами и недостатками, которые необходимо тщательно рассмотреть для соответствующего научного вопроса. Подходы к визуализации включают эхокардиографию и магнитно-резонансную томографию (МРТ); оба были успешно использованы на мышах. Эхокардиографические измерения связаны с высокими первоначальными затратами на высокоскоростной зонд, необходимый для высокой частоты сердечных сокращений мышей; это относительно простой неинвазивный подход, но он варьируется среди операторов, которые в идеале должны иметь опыт распознавания и визуализации сердечных структур. Кроме того, никакие измерения давления не могут быть выполнены напрямую, и расчеты получаются из комбинации величин размера и измерений расхода. С другой стороны, он имеет то преимущество, что несколько измерений могут быть выполнены на одном и том же животном, а сердечная функция может контролироваться, например, во время прогрессирования заболевания. Что касается измерения объема, МРТ является золотым стандартом процедуры, но, подобно эхокардиографии, измерения прямого давления невозможны, и можно получить только параметры, зависящие от предварительной нагрузки8. Ограничивающими факторами также являются доступность, усилия по анализу и эксплуатационные расходы. Здесь катетерные методы измерения сердечной функции являются хорошей альтернативой, которая дополнительно позволяет осуществлять прямой мониторинг внутрисердечного давления и определять независимые от нагрузки параметры сократимости, такие как преднагрузочная рекрутируемая ударная работа (PRSW)9. Тем не менее, желудочковые объемы, измеренные катетером проводимости давления (путем определения проводимости), меньше, чем из МРТ, но групповые различия поддерживаются в том же диапазоне10. Для определения надежных объемных значений требуется соответствующая калибровка, которая является критическим этапом во время измерений PVL. Он сочетает в себе измерения ex vivo проводимости крови в объемно-калиброванных кюветах (преобразование проводимости в объем) с анализом in vivo на параллельную проводимость миокарда при болюсном введении гипертонического физиологического раствора11,12. Кроме того, позиционирование катетера внутри желудочка и правильная ориентация электродов вдоль продольной оси желудочка имеют решающее значение для способности обнаружения окружающего электрического поля, создаваемого ими. Еще при уменьшенных размерах мышиного сердца можно избежать артефактов, образующихся при изменениях внутрижелудочковой ориентации катетера, даже в расширенных желудочках5,10,но артефакты могут развиваться при β-адренергической стимуляции6,13. В дополнение к методам проводимости появилась разработка метода на основе допуска, чтобы избежать этапов калибровки, но здесь объемные значения довольно завышены14,15.
Поскольку мышь является одной из наиболее важных доклинических моделей в сердечно-сосудистых исследованиях, а β-адренергический резерв сердца представляет центральный интерес в физиологии и патологии сердца, мы представляем здесь уточненный протокол для определения in vivo сердечной функции у мышей путем измерений PVL во время β-адренергической стимуляции.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все эксперименты на животных были одобрены и проведены в соответствии с регламентом Регионального совета Карлсруэ и Гейдельбергского университета (AZ 35-9185.82/A-2/15, AZ 35-9185.82/A-18/15, AZ 35-9185.81/G131/15, AZ 35-9185.81/G121/17) соответствуют руководящим принципам Директивы 2010/63/EU Европейского парламента о защите животных, используемых в научных целях. Данные, показанные в этом протоколе, получены от самцов мышей дикого типа C57Bl6/N (17 ± возрасте 1,4 недели). Мыши содержались в определенных безпатогенных условиях на животноводческом объекте (IBF) Гейдельбергского медицинского факультета. Мышей размещали в 12-часовом цикле «свет-темнота» с относительной влажностью между 56-60%, 15-кратным изменением воздуха в час и комнатной температурой 22 ° C + / - 2 ° C. Они содержались в обычных клетках типа II или типа II, долго снабженных подстилкой животных и папиросной бумагой в качестве обогащения. Стандартная автоклавная пища и автоклавная вода были доступны для потребления ad libitum.
1. Приготовление инструментов и лекарственных растворов
- Центральный венозный катетер: Разрезайте микротрубку (наружный диаметр 0,6 мм) на катетерные трубки длиной ~ 20 см. Используйте щипцы, чтобы вытянуть один конец трубки на кончик канюли 23-го калибра. Отрежьте другой конец трубки по диагонали, чтобы создать острый наконечник, который может проткнуть бедренную вену.
- Эндотрахеальная трубка: Для интубационной трубки вырежьте венипунктуру 20-калиберной канюли длиной 3 см, чтобы удалить крепление шприца.
- Если интубационная трубка не подходит для подключения вентилятора идеально, оберните парапленку над концом трубы, где подключено вентиляционное устройство. Соединение должно быть стабильным и герметичным утолщением(рисунок 1А). Укоротите металлический направляющий штифт венипунктуры-канюли 20-го калибра до 2,7 см и используйте его в качестве вспомогательного средства для интубации. Усовершенствованные подходы к интубации, включая световые волокна для облегчения визуализации трахеи, также хорошо описаны, например, Дасом и соавторами16.
- Анестезирующая смесь, используемая для интубации: Смешайте 200 мкл гепарина (1000 МЕ/мл) с 50 мкл 0,9% NaCl и 750 мкл 2 мг/мл этомидата из продукта на основе эмульсии «масло-вода». Используйте 7 мкл/г массы тела (BW) для каждой мыши (0,1 мг/кг BW бупренорфина 10 мг/кг BW этомидата).
- Миорелаксант: Растворить 100 мг панкурония-бромида в 100 мл 0,9% NaCl. Используйте 1,0 мкл/г массы тела (1 мг/кг BW) для каждой мыши.
- Растворы изопротеренола: Растворить 100 мг изопротеренола в 100 мл 0,9% NaCl (1 мкг/мкл). Подготовьте следующие разведения(таблица 1)и переложите каждое в шприц объемом 1 мл.
- Для получения разведения 1 разбавить бульон 1:1,8. Для получения разведения 2 разбавьте бульон 1:6. Для получения разбавления 3 разбавите разбавление 1 до 1:10. Наконец, получают разбавление 4 путем разбавления 1:10 разбавления 2.
- 15% гипертонический NaCl (мас./об.): Растворить 1,5 г 0,9% NaCl в 10 мл двойного дистиллированногоH2O. Процедить раствор с помощью 0,45 мкм порового шприцевого фильтра.
- Приготовление 12,5% раствора альбумина (мас./об.): Растворить 1,25 г бычьего сывороточного альбумина в 10 мл 0,9% NaCl. Инкубировать раствор при 37 °C в течение 30 мин. Охладите до комнатной температуры и процедите раствор с помощью шприцевого фильтра длиной 0,45 мкм.
- Подготовка установки: Сначала включите нагревательную пластину и установите ее на 39-40 °C. Поместите шприц, наполненный физиологическим раствором, на грелку и перенесите катетер с нажимно-объемной петлей (PVL) в шприц. Предварительно инкубируйте катетер в течение не менее 30 мин перед использованием для стабилизации. Установка, которую мы используем, состоит из катетера 1,4-F с проводимостью под давлением, блока управления и соответствующего программного обеспечения, и она графически описана на рисунке 1B, а ссылки на поставщиков перечислены в таблице материалов.
2. Анестезия
- Вводят бупренорфин (0,1 мг/кг BW внутрибрюшинно) за 30 мин до интубации.
- Поместите мышь в акриловую стеклянную камеру, предварительно насыщенную 2,5% изофлураном и предварительно прогретую грелкой, помещенной на основание камеры.
- Как только мышь заснет (отсутствие рефлекса), внутрибрюшинно вводят анестезирующую смесь (7 мл/кг BW), содержащую 10 мг/кг этомидата и гепарина (1 200 МЕ/кг BW).
3. Вентиляция
- Переместите животное на интубационную платформу(рисунок 1С)через 3-4 минуты после инъекции анестетика. Мышь свисает с зубов спинным видом лицом к оператору.
- Осторожно приподнимите язык щипцами. Чтобы определить голосовую щель, слегка приподнимите нижнюю челюсть мыши вторыми щипцами.
- Осторожно вставьте эндотрахеальную трубку(рисунок 1А)в трахею и снимите направляющий стержень.
- Перенесите животное на нагревательную пластину, поместите его на спину и подключите интубационную трубку к респиратору мелкого животного.
- Отрегулируйте частоту дыхания до 53,5 х (масса тела в граммах)-0,26 [мин-1],как описано другими12, и приливные объемы до пиковых давлений вдоха 11 ± 1 смН2О. Установите PEEP 2 смГ2O.
- Аккуратно зафиксируйте конечности мыши на нагревательной пластине клейкими полосками и нанесите глазную мазь на оба глаза, чтобы предотвратить сухость.
- Вставьте ректальный датчик температуры и поддерживайте температуру тела на уровне 37 ± 0,2 °C.
- Установите 1-отведенную ЭКГ и контролируйте частоту сердечных сокращений в режиме онлайн в качестве индикатора глубины и стабильности анестезии.
- При отсутствии межпальцевых рефлексов вводят 1 мг/кг BW миорелаксанта панкуроний-бромида внутрибрюшинно. Это предотвращает появление респираторных артефактов во время измерений PVL.
4. Хирургия
- Общие рекомендации
- Во время операции вентилируют с ~1,5-2% изофлураном, испаряют сО2. Концентрация изофлурана также может зависеть от таких переменных, как штамм мыши, пол, возраст и вес животных, но она должна быть индивидуально и экспериментально определена, и значения здесь являются справочными для штамма мыши C57BL6 / N. Важно отметить, что вентилятор подключен к системе экстракции, чтобы оператор не вдыхал изофлуран.
- Используйте увеличение в 1,5-4 раза от стереомикроскопа для хирургических процедур.
ПРИМЕЧАНИЕ: Обратитесь к институциональному/местному руководству по подготовке животного к операциям, не связанным с выживанием.
- Канюляция бедренной кости
- Промыть заднюю конечность 70% этанолом, разрезать левую паховую область и обнажить левую бедренную вену.
- Взорвать эпигастральную артерию и вену прижиганием.
- Обжигайте бедренную вену швом, наложенным дистально к доступу к катетеру.
- Пропустите шов под бедренную вену и подготовьте узел черепа из места прокола. Проколите бедренную вену с помощью подготовленной микротрубки (см. этап 1.1), прикрепленной к шприцу объемом 1 мл.
- Завяжите узел, чтобы зафиксировать трубку внутри сосуда.
- Противодействовать потере жидкости путем инфузии 0,9% NaCl, дополненного 12,5% альбумином со скоростью инфузии 15 мкл/мин с помощью автоматического шприцевого насоса. Кроме того, держите открытые ткани влажными, используя предварительно подогретый 0,9% NaCl.
- Торакотомии
- Промыть грудную клетку 70% этанолом.
- Прорежьте кожу прямо под клифозным отростком и тупо отделите грудные мышцы от грудной стенки щипцами или прижиганием.
- Поднимите клифозный отросток щипцами, а затем прорежьте стенку грудной клетки, двигаясь сбоку с обеих сторон прижиганием, пока диафрагма не будет полностью видна снизу.
- Разрезайте диафрагму снизу и обнажите сердечную вершину. Затем аккуратно удалите перикард щипцами.
- Выполните ограниченную костотомию с левой стороны, как описаноранее 6.
- Пропустите шов под нижней кавальной веной, чтобы выполнить снижение преднагрузки на более поздних стадиях.
- Аккуратно проколоть сердечную верхушку канюлей 25-го калибра (максимум 4 мм). Извлеките канюлю и вставьте фотоэлектр до тех пор, пока все электроды не окажутся в желудочке.
- Отрегулируйте положение катетера плавными движениями и поворотами до получения петель прямоугольной формы(рисунок 2А).
- Всегда держите все открытые ткани влажными, используя предварительно подогретый 0,9% NaCl.
5. Измерения
- Общие рекомендации
- Во время измерений вентилируют с ~1,5-2% изофлураном испаряют со 100%О2.
- Выполните 2 базовых измерения, а также 2 окклюзии полой вены на каждом этапе протокола дозового ответа.
ПРИМЕЧАНИЕ: Важно, чтобы после первой и второй окклюзии полой вены значения давления и объема возвращались к стационарным значениям, как и до первой окклюзии. Это наблюдение необходимо для того, чтобы распознать сдвиг положения катетера из-за последовательного уменьшения внутрижелудочкового объема. Если бы имело место сдвиг в положении катетера, особенно объемные значения были бы смещены.
- Выполните он-лайн анализ параметров (частота сердечных сокращений, ударный объем, dP/dtmax)и дождитесь получения стационарной сердечной функции. Для ожидаемого диапазона параметров с используемой здесь настройкой в мышах C57Bl6/N, пожалуйста, обратитесь к опубликованным результатам6.
- Остановите респиратор в положении выдоха и запишите исходные параметры. Через 3 - 5 секунд уменьшить сердечную преднагрузку, подняв шов под нижнюю кавальную вену щипцами с целью получения независимых параметров преднагрузки(рисунок 2В). Включите вентилятор. Подождите не менее 30 секунд для второй окклюзии, пока гемодинамические параметры не стабилизируются.
- После получения измерений в базальных условиях приступают к дозе-ответу изопротеренола путем перехода на подготовленные шприцы. Здесь скорость инфузии остается неизменной, чтобы избежать модификаций сердечной преднагрузки. Следите за тем, чтобы не наполнять пузырьки воздуха при смене шприца.
- Подождите не менее 2 минут, пока не будет получена новая стационарная сердечная функция, затем снова остановите респиратор в положении конечного выдоха и запишите исходные параметры. Через 3-5 секунд уменьшают сердечную преднагрузку, поднимая шов под нижней кавальной веной с целью получения независимых параметров преднагрузки.
- Подождите не менее 30 секунд для второй окклюзии. После этого переходите на подготовленный шприц со следующей концентрацией изопротеренола и повторяют записи исходных и преднагрузочных независимых параметров.
ПРИМЕЧАНИЕ: Артефакты, такие как конечный систолический скачок давления (ESPS, рисунок 2C),могут возникать во время увеличения дозировки изопротеренола, что является результатом захвата катетера. Артефакты, возникающие до начала базальных параметров, могут быть легко исправлены путем изменения положения катетера.
6. Калибровка
ПРИМЕЧАНИЕ: Процедуры калибровки могут варьироваться в зависимости от используемой системы PVL.
- Калибровка параллельной проводимости
- Подключите шприц, содержащий 15% раствор NaCl, к бедренной канюле после последнего измерения дозы-ответа изопротеренола. Осторожно настаивайте 5 мкл гипертонического раствора, оставшегося в трубке, пока PVL слегка не сместится вправо во время он-лайн визуализации. Затем подождите, пока петли не вернутся в установившееся состояние.
- Остановите респиратор по истечении срока действия и введите один болюс 10 мкл 15% NaCl в течение 2 - 3 секунд. Проверьте, не расширяются ли PVL в значительной степени и не смещаются ли они вправо во время онлайн-визуализации.
- Калибровка по отношению к объему
- Подождите 5 мин, не меньше, чтобы гипертонический солевой болюс полностью разбавился. После этого извлеките катетер и извлеките не менее 600 мкл крови из левого желудочка бьющегося сердца с помощью шприца 1 мл и канюли 21-го калибра. В этот момент животное усыпляется под глубоким наркозом и обезболиванием путем массивного кровотечения, путем остановки вентиляции и удаления сердца.
- Переведите кровь в предварительно нагретую (на водяной бане при 37 °С) калибровочную кювету с цилиндрами известного объема. Поместите фотоэлектр pv в центр каждого цилиндра и запишите проводимость. Вычисляя стандартную кривую для каждого животного, единицы проводимости могут быть преобразованы в абсолютные объемные значения.
7. Анализ
- После успешных измерений PVL в базальных условиях и стимуляции изопротеренола визуализируйте, оцифровывайте, рассчитывайте и извлекайте параметры, характеризующие сердечную функцию (например, PRSW, dP / dt, конечное диастолическое давление и объем, конечное систолическое давление и объем, константа релаксации Tau, среди прочих), используя соответствующее программное обеспечение для анализа PVL. Дальнейший статистический анализ и графические представления могут быть выполнены с помощью стандартного аналитического программного обеспечения.
- Анализ независимых параметров преднатяга
ПРИМЕЧАНИЕ: Для этого шага крайне важно стандартизировать процедуру.- Выберите первые 5-6 PRL, показывающие уменьшающуюся преднатяг во всех измерениях для анализа независимых параметров преднагрузки(рисунок 2D). Постоянное количество PRL, выбранных для анализа при снижении преднагрузки, уменьшит изменчивость между измерениями полученных параметров.
- Рассчитайте среднее значение двух измерений на каждом шаге протокола.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Измерение объема давления (PVL) является мощным инструментом для анализа сердечной фармакодинамики лекарств и исследования сердечного фенотипа генетически модифицированных моделей мышей в нормальных и патологических условиях. Протокол позволяет оценить сердечный β-адренергический резерв во взрослой мышиной модели. Здесь мы описываем метод открытой грудной клетки под изофлурановой анестезией в сочетании с бупренорфином (анальгетик) и панкурониумом (мышечный релаксант), который фокусируется на сердечной реакции на β-адренергическую стимуляцию путем введения концентраций изопротеренола через катетер бедренной вены. Некоторые репрезентативные данные, показанные в этом протоколе, получены от диких самцов мышей типа C57Bl6/N(рисунок 3 и таблица 2). В качестве индикатора изменчивости некоторых важных параметров, измеренных нашим PVL-анализом, мы выполнили анализ мощности (α вероятностью ошибки 0,05 и мощностью 0,8), используя результаты группы WT и свободно доступное программное обеспечение G*Power17. В таблице 3 показаны рассчитанные размеры эффекта и требуемые размеры выборки для частоты сердечных сокращений, PRSW, объема удара, константы релаксации Tau, dP/dtmax и dP/dtmin, предполагающей изменения от 10% до 30% для каждого параметра при 0, 0,825 и 8,25 нг/мин изопротеренола.
Графический анализ соотношений давление-объем осуществляется путем построения объема (мкл) на Y- и давления (мм рт.ст.) на оси X. Если катетер правильно размещен внутри желудочка, полный сердечный цикл представлен ПВЛ прямоугольной формы(Рисунок 2А и Рисунок 3А). Вскоре систола начинается с фазы изоволюметрического сокращения (характеризуется dP/dtmax),во время которой оба сердечных клапана закрываются (правый вертикальный край). Когда желудочковое давление превышает аортальное давление, аортальный клапан открывается и кровь перекачивается в аорту во время фазы выброса (верхняя горизонтальная). Впоследствии, когда аортальное давление превышает желудочковое давление, аортальный клапан закрывается и начинается диастола. Во время изоволюметрической релаксации (характеризующейся параметрами dP/dtmin и Tau) желудочковое давление падает до тех пор, пока давление предсердий не превысит желудочковое давление и не откроется митральный клапан (левый вертикальный край). В настоящее время пассивное диастолическое наполнение, характеризующееся соотношением конец-диастолическое давление-объем (EDPVR), происходит до начала следующего сердечного цикла (нижний горизонтальный)(рисунок 2A-B).
Анализ PVL дает подробное представление о сердечной функции, поскольку он способен определять сердечную функцию независимо от сердечной преднагрузки. Таким образом, он был описан как золотой стандарт для определения сердечной функции в экспериментальных установках5. В описанном протоколе с использованием мышей C57Bl6/N мы оценили реакцию на изопротеренол, полученный по общим параметрам сердечной функции, таким как частота сердечных сокращений, сердечный выброс, ударный объем и ударная работа. Значительное влияние изопротеренола на каждый параметр наблюдается в реакции дозы при различных концентрациях изопротеренола(рисунок 3В). Параметры сократимости сердца, такие как PRSW и dP/dtmax, показали ожидаемое увеличение дозы-ответа при инфузии изопротеренола(рисунок 3A-B). С другой стороны, было зафиксировано снижение диастолических параметров (константа релаксации тау и dP/dtmin)с повышением концентрации изопротеренола(рисунок 3С),как и ожидалось от положительного люзитропного эффекта, производимого катехоламинами в здоровом сердце. Дополнительные параметры из показанных на фиг.3 (т.е. конечно-систолическое давление и объем, конечное диастолическое давление и объем, максимальное давление и т.д.) также получены из анализа PVL, а также могут быть проанализированы в зависимости от научного вопроса, генетической модели или модели заболевания и полученных наблюдений. Дополнительные и подробные значения наиболее распространенных параметров сердечной функции в ПВЛ на каждом шаге во время инкрементальной β-адренергической стимуляции, включая временную точку калибровки для параллельной проводимости с гипертоническим физиологическим раствором, который сильно влияет на параметры сердечного объема, а также на сердечную инотропию и расслабление, ранее сообщалось1,6.
Рисунок 1. Анестезия и установка контура давления-объема. (А) Венипунктура-канюля 20-го калибра, адаптированная для интубации мышей. (B) Диаграмма, показывающая организацию и соединение различных компонентов используемой установки измерения давления-объема, включая направление потока анестезирующего газа. (C) Интубационная платформа, используемая для подвешивания мышей для быстрой и безопасной интубации. Винты (i) с обеих сторон на конце подвесной резьбы (ii) включены для затягивания угрозы в зависимости от веса мыши. Стрелка указывает на возможность подключения для воздействия изофлурана. Температура: Температура; ЭКГ: Электрокардиограмма; MinPexp: Минимальное давление выдоха; MaxPexp: Максимальное давление выдоха; PV: Давление-объем. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2. Репрезентативный анализ давления-объема. (A) Примерные записи давления-объема, где показаны параметры, проанализированные во время базального измерения, и изображены основные события во время сердечного цикла. (B) Параметры ESPVR, EDPVR и PRSW отображаются во время предварительного сокращения нагрузки. (C) Представлены скачки конечного систолического давления во время базальных измерений (верхняя панель) или во время маневра окклюзии (нижняя панель) при стимуляции изопротеренолом. LV: Левый желудочек; дП/дтмин: Минимум дП/дт; дП/дтмакс:максимальный дП/дт; Ves: Конечный систолический объем; Ved: Конечный диастолический объем; ESPVR: Отношение конечного систолического давления к объему; PRSW: Преднатягируемая гребная работа; EDPVR: Отношение конечного диастолического давления к объему. Рисунок был адаптирован из приложения к нашей предыдущей работе 2019 года6. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3. Анализ PVL-измерений у мышей C57BL6/N. (A) Репрезентативные ПВЛ во время окклюзии нижних кавальных вен у контрольных мышей C57BL6/N и повышенных концентраций изопротеренола. (B) Общая сердечная функция во время базальных состояний и во время изопротеренола описывается анализом частоты сердечных сокращений, сердечного выброса, ударного объема и ударной работы. (C) Дополнительные параметры были проанализированы для оценки сократимости сердца и диастолической функции, таких как PRSW, константа релаксации Тау (уравнение Вайса18)и максимальная и минимальная dP/dt. Данные представлены в виде среднего ± стандартного отклонения. BPM: Удары в минуту; PRSW: Преднатягируемая гребная работа; n: количество мышей. **p < 0,01: p-значения из парного t-теста Стьюдента против базального состояния (изопротеренол = 0 нг/мин). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
| Изопротеренол | Концентрация (пг/мкл) | Скорость инфузии (мкл/мин) | Дозы (нг/мин) |
| Запас | 1000 | ||
| Разбавление 1 | 550 | 15 | 8.25 |
| Разбавление 2 | 165 | 15 | 2.475 |
| Разбавление 3 | 55 | 15 | 0.825 |
| Разбавление 4 | 16.5 | 15 | 0.2475 |
Таблица 1. Разбавление изопротеренола для повышения β адренергической стимуляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.
| Изопротеренол (нг/мин) | |||||
| 0 | 0.2475 | 0.825 | 2.475 | 8.25 | |
| Глобальные параметры и объемы | |||||
| Частота сердечных сокращений (уд/мин) | 470 ± 19.6 | 490 ± 19.3 | 542 ± 20.6 | 605 ± 20.5 | 638 ± 20.5 |
| Объем хода (мкл) | 16.2 ± 2.6 | 17.6 ± 2.1 | 20.3 ± 2.8 | 22.3 ± 2.2 | 23.9 ± 2.5 |
| Сердечный выброс (мкл/мин) | 7627 ± 1210 | 8609 ± 1097 | 11000 ± 1616 | 13502 ± 1494 | 15291 ± 1761 |
| Конечный систолический объем (мкл) | 13 ± 3.1 | 10.5 ± 3.5 | 4.81 ± 2.3 | 1.94 ± 1.9 | 1.5 ± 1.7 |
| Конечный диастолический объем (мкл) | 27.4 ± 3 | 26.6 ± 3.0 | 24.1 ± 3.1 | 23.8 ± 2.6 | 24.8 ± 2.7 |
| Среднее давление (мм рт.ст.) | 27.4 ± 2.2 | 28.6 ± 2.2 | 29.2 ± 1.9 | 29.7 ± 1.9 | 30.5 ± 1.9 |
| Артериальная эластация (мм рт.ст./мкл) | 4.44 ± 0.6 | 4.18 ± 0.7 | 3.46 ± 0.5 | 2,78 ± 0,9 | 2.91 ± 1 |
| Систолические параметры | |||||
| Предзагрузочная рекрутируемая ударная работа | 67.8 ± 7.62 | 76.3 ± 9.85 | 96.1 ± 14.62 | 108 ± 14.56 | 113 ± 13.02 |
| ЭСПВР | 4.96 ± 1.29 | 5.15 ± 1.16 | 7.2 ± 2.28 | 17.3 ± 42.04 | 40 ± 107.55 |
| Фракция выброса (%) | 52.59 ± 9.57 | 60.9 ± 9.94 | 80.23 ± 8.65 | 92.16 ± 7.2 | 94.18 ± 6.15 |
| Ход поршневой работы (мм рт.ст. х мкл) | 1007 ± 244.26 | 1153 ± 193 | 1399 ± 261 | 1582 ± 234 | 1720 ± 216 |
| Максимальное количество дП/дт (мм рт.ст./с) | 6128.7 ± 1398.39 | 7087 ± 1401 | 8982,4 ± 1481 | 11422 ± 1477 | 13256 ± 1165 |
| Минимальное дВ/дт (мкл/с) | - 523 ± 105.58 | - 613 ± 102 | - 835 ± 151 | - 1103 ± 165 | - 1273 ± 177 |
| Конечное систолическое давление (мм рт.ст.) | 70.8 ± 6.98 | 72.5 ± 7.42 | 69 ± 6.28 | 61.2 ± 17.36 | 68.2 ± 19.72 |
| Максимальная мощность (мм рт.ст. x мкл/с) | 3009 ± 955.31 | 3541 ± 1188 | 4185 ± 1058 | 4272 ± 959 | 4918 ± 1418 |
| Диастолические параметры | |||||
| ЭДПВР | 1 ± 0,93 | 1.23 ± 0.88 | 1.5 ± 0.86 | 1.87 ± 0.92 | 1.96 ± 0.99 |
| Тау (ms, уравнениеВайса) | 6.14 ± 0.64 | 5.67 ± 0.44 | 4.92 ± 0.44 | 4.83 ± 0.55 | 4.96 ± 0.65 |
| Минимальный дП/дт (мм рт.ст./с) | - 7272 ± 1403 | - 8119 ± 1295 | - 8998 ± 1240 | - 8618 ± 1129 | - 8648 ± 1468 |
| Конечное диастолическое давление (мм рт.ст.) | 5.29 ± 1.01 | 5.74 ± 1.07 | 5.6 ± 1.51 | 5.37 ± 1.13 | 5.76 ± 1.15 |
| Максимальное дВ/дт (мкл/с) | 765 ± 174 | 817 ± 178 | 972 ± 156 | 1158 ± 163 | 1264 ± 153 |
Таблица 2. Анализ PVL-измерений у мышей C57BL6/N. ПВЛ-параметры сердечной функции при базальных состояниях и при инфузии изопротеренола. Данные представлены в виде среднего ± стандартного отклонения от 18 самцов взрослых мышей. PV: Объем давления; BPM: Удары в минуту; ESPVR: Наклон концевой систолической PV-зависимости, недостаточный расчет при низких внутрижелудочковых объемах (2,475 и 8,25 нг/мин изопротеренола); EDPVR: Конечная диастолическая PV-зависимость, экспоненциальная регрессия (альфа-коэффициент). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.
| Дельта (%) | Размер эффекта | Размер выборки на группу | ||||
| Изопротеренол нг/мин | Изопротеренол нг/мин | |||||
| 0 | 0.825 | 8.25 | 0 | 0.825 | 8.25 | |
| Частота сердечных сокращений | ||||||
| 10 | 2.4 | 2.6 | 3.1 | 4 | 4 | 3 |
| 15 | 3.6 | 3.9 | 4.6 | 3 | 3 | 3 |
| 20 | 4.8 | 5.3 | 6.2 | 3 | 3 | 3 |
| 25 | 6.0 | 6.6 | 7.8 | 3 | 3 | 3 |
| 30 | 7.2 | 7.9 | 9.3 | 3 | 3 | 3 |
| Объем хода | ||||||
| 10 | 0.6 | 0.7 | 1.0 | 42 | 30 | 18 |
| 15 | 0.9 | 1.1 | 1.5 | 20 | 15 | 9 |
| 20 | 1.2 | 1.5 | 2.0 | 12 | 9 | 6 |
| 25 | 1.5 | 1.8 | 2.4 | 8 | 6 | 4 |
| 30 | 1.8 | 2.2 | 2.9 | 6 | 5 | 4 |
| Преднагрузочная рекрутируемая работа с ходом | ||||||
| 10 | 0.9 | 0.7 | 0.9 | 21 | 38 | 22 |
| 15 | 1.3 | 1.0 | 1.3 | 10 | 18 | 11 |
| 20 | 1.8 | 1.3 | 1.7 | 7 | 11 | 7 |
| 25 | 2.2 | 1.6 | 2.2 | 5 | 7 | 5 |
| 30 | 2.7 | 2.0 | 2.6 | 4 | 6 | 4 |
| дП/дтмакс | ||||||
| 10 | 0.4 | 0.6 | 1.1 | 83 | 44 | 14 |
| 15 | 0.7 | 0.9 | 1.7 | 38 | 20 | 7 |
| 20 | 0.9 | 1.2 | 2.3 | 22 | 12 | 5 |
| 25 | 1.1 | 1.5 | 2.8 | 15 | 8 | 4 |
| 30 | 1.3 | 1.8 | 3.4 | 11 | 6 | 3 |
| Тау | ||||||
| 10 | 1.0 | 1.1 | 0.8 | 19 | 14 | 28 |
| 15 | 1.4 | 1.7 | 1.2 | 9 | 7 | 13 |
| 20 | 1.9 | 2.2 | 1.5 | 6 | 5 | 8 |
| 25 | 2.4 | 2.8 | 1.9 | 4 | 4 | 6 |
| 30 | 2.9 | 3.4 | 2.3 | 4 | 3 | 5 |
| дП/дтмин | ||||||
| 10 | 0.5 | 0.7 | 0.6 | 60 | 31 | 47 |
| 15 | 0.8 | 1.1 | 0.9 | 27 | 15 | 22 |
| 20 | 1.0 | 1.4 | 1.2 | 16 | 9 | 13 |
| 25 | 1.3 | 1.8 | 1.5 | 11 | 6 | 9 |
| 30 | 1.6 | 2.2 | 1.8 | 8 | 5 | 7 |
| Отношение конечного систолического давления к объему | ||||||
| 10 | 0.4 | 0.3 | 0.04 | >100 | >100 | >100 |
| 15 | 0.6 | 0.5 | 0.06 | 48 | 73 | >100 |
| 20 | 0.8 | 0.6 | 0.07 | 28 | 41 | >100 |
| 25 | 1.0 | 0.8 | 0.09 | 19 | 27 | >100 |
| 30 | 1.2 | 1.0 | 0.11 | 13 | 19 | >100 |
| Концевой диастолический объем | ||||||
| 10 | 0.9 | 0.8 | 0.9 | 20 | 27 | 20 |
| 15 | 1.4 | 1.2 | 1.4 | 10 | 13 | 10 |
| 20 | 1.8 | 1.6 | 1.8 | 6 | 8 | 6 |
| 25 | 2.3 | 2.0 | 2.3 | 5 | 6 | 5 |
| 30 | 2.8 | 2.4 | 2.8 | 4 | 5 | 4 |
Таблица 3. Предполагаемый размер эффекта и требуемый размер выборки для выбранных параметров на основе значений, наблюдаемых у самцов мышей C57BL6/N. Дельта изображает гипотетическую разницу в параметре между контрольной (т.е. диким типом) и группой лечения. Размер эффекта и требуемый размер выборки на группу рассчитывается с использованием контрольных данных (среднее и стандартное отклонение), альфа-погрешности (0,05) и мощности (0,8) через G*Power 19. Полужирные значения (зеленые фоны в онлайн-версии таблицы) указывают рекомендуемый пороговый размер эффекта (1≤) и размер выборки для каждого параметра на каждую дозу изопротеренола. дП/дтмин: Минимум дП/дт; дП/дтмакс:максимальный дП/дт. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Здесь мы предоставляем протокол для анализа сердечной функции in vivo у мышей при увеличении β адренергической стимуляции. Процедура может быть использована для решения как исходных параметров сердечной функции, так и адренергического резерва (например, инотропии и хронотропии) у генетически модифицированных мышей или при вмешательствах. Наиболее заметным преимуществом измерений цикла давления-объема (PVL) по сравнению с другими средствами определения сердечной функции является анализ внутренней, независимой от нагрузки сердечной функции. Все другие методы (например, МРТ и эхокардиография) могут только оценить зависящие от нагрузки параметры сердечной функции и особенно сократимость сердца не могут быть надежно определены. Это делает измерения PVL золотым стандартом для измерений конечных точек глубокого анализа сердечной функции5. Однако методы, названные выше, позволяют проводить последовательный анализ сердечной функции, выводя их на передний план для продольных наблюдений (например, во время прогрессирования заболевания). Кроме того, внутрижелудочковые объемы, а затем объем инсульта и другие производные параметры могут быть недооценены в измерениях PVL по сравнению с МРТ у мышей20.
Существует четыре критических шага во время протокола, которые имеют решающее значение для получения достоверных данных PVL: 1) интубация, 2) размещение катетера бедренной вены, 3) размещение катетера с проводимостью давления и 4) перипроцедурный режим. Неинвазивная интубация мышей требует некоторого опыта и осложняется при использовании изофлурана, так как временные рамки интубации узкие (20 - 40 с). Таким образом, после интубации правильное размещение трубки следует тщательно проверить, изучив движения грудной клетки мышей при изменении частоты дыхания аппаратов ИВЛ. Чтобы расширить окно для интубации, мы здесь описали сопутствующее использование гипнотического этомидата короткого действия. Кроме того, доступны световые волокна для облегчения визуализации голосовой щели16. Правильное размещение катетера бедренной вены имеет важное значение для применения изопротеренола на более поздних стадиях. На этом этапе воздушная эмболия может серьезно нанести вред животным, вызывая легочную эмболию. Правильное размещение бедренного катетера можно изначально проверить тщательной аспирацией венозной крови. Когда правильное размещение катетера неопределенно на более поздних стадиях, можно исследовать конечный диастолический объем, который должен увеличиваться в ответ на малейший болюс при визуализации PVL в режиме онлайн. В отличие от большинства других исследователей, мы здесь описываем канюляцию бедренной вены, тогда как другие чаще всего использовали яремную вену в качестве сосуда-мишени для центрального венозного доступа12,21. Преимущество этого подхода заключается в том, что он не манипулирует близко к блуждающему нерву, как это делается при близком грудном подходе, когда сонная артерия подготовлена, и, таким образом, мы предполагаем, что потенциальная стимуляция парасимпатической системы путем простого прикосновения / повреждения нерва избегается. Правильное размещение фотоэлектрического катетера в желудочке имеет решающее значение для получения значимых данных, особенно в отношении параметров объема. Когда электроды не полностью находятся внутри желудочка или катетер неправильно размещен вдоль продольной оси желудочка, объемные параметры сильно недооцениваются. Кроме того, контакт между эндокардом и датчиком давления вызывает скачки конечного систолического давления, которые не должны допускаться во время исходных измерений6. Наконец, перипроцедурный режим, включая глубину анестезии и управление жидкостью, оказывает значительное влияние на надежность данных PVL у мышей. Анестетикная недо- или передозировка может серьезно повлиять на гемодинамические параметры, чаще всего приводя к снижению сердечной функции. Потеря жидкости, которая в основном связана с кровопотерей и испарением, должна быть противопоставлена постоянной инфузией подходящих растворов, таких как 12,5% альбумин, растворенный в 0,9% NaCl, который мы рекомендуем. Поскольку подход очень инвазивный, не менее важным является включение мощного анальгетика, такого как бупренорфин, для минимизации влияния на сердечно-сосудистые функции, вызванные недостаточным избеганием боли. Вводим обезболивающий препарат перед интубацией. Важно выполнить инъекцию ~ за 30 минут до начала всей процедуры, особенно если оператор опытный и, следовательно, быстрый, чтобы достичь надлежащего обезболивающего эффекта, избегая любой боли на этапе исследования. Кроме того, при работе с тучными моделями, вероятно, следует учитывать более высокие дозы из-за высокой липофильной способности этого вещества. Наконец, этот протокол также может быть модифицирован при определении ответа на другие катехоламинергические стимулы, такие как добутамин или адреналин; как, например, сделано Каллигарисом и его коллегами22, которые описали анализ внутрижелудочкового давления во время стимуляции добутамином.
Что касается регистрации и анализа измерений PVL, есть несколько шагов, которые необходимо рассмотреть. Во-первых, чрезвычайно важно последовательно анализировать записи PVL в экспериментальном наборе данных. Респираторные артефакты, которые развиваются из-за переменного легочного давления, приводящего к переменной сердечной преднагрузке во время механической вентиляции, необходимо избегать, выключая вентилятор во время записей. Для дальнейшего устранения дыхательных артефактов мы рекомендуем использовать миорелаксант панкуроний, чтобы предотвратить сокращения диафрагмы, которые часто наблюдаются во время изофлурановой анестезии. Кроме того, это дает возможность остановить вентиляцию по истечении срока действия и проанализировать все выбранные петли, в отличие от других протоколов, рекомендующих выбрать 8-10 петель и затем идентифицировать 5-6 контуров выдоха, которые впоследствии анализируются23. Важно отметить, что периоды апноэ должны быть короткими, чтобы избежать гиповентиляции, приводящей к гиперкапнии и респираторному ацидозу. Чтобы улучшить оксигенацию и предотвратить образование ателектаза, мы ранее рассмотрели использование PEEP-вентиляции во время измерений PVL у мышей6. При выборе циклов для анализа независимых данных предварительной нагрузки выберите первые 5-6 циклов, показывающих уменьшение конечного диастолического объема, и избегайте включения петель, где снижается только давление, а объем постоянен. Кроме того, дополнительные удары не должны включаться в анализ, так как они существенно влияют на параметры PVL. Примечательно, что чаще всего аритмические удары возникают из-за контакта между окклюзионным швом и мышиным сердцем. Калибровка для параллельной проводимости посредством инфузии гипертонического физиологического раствора оказывает огромное влияние на параметры сердечной функции и должна, насколько мы понимаем, выполняться в конце эксперимента6. Примечательно, что из-за его влияния на сердечную функцию калибровка для параллельной проводимости выполняется только один раз во время протокола. Однако параллельная проводимость немного изменяется во время протокола, из-за изменения формы желудочков при адренергической стимуляции. Доступны системы допуска для оценки PVL на мышах, которые не нуждаются в калибровке физиологического раствора и могут динамически рассчитывать параллельную проводимость на протяжении всех записей PVL. Однако точность этого метода до сих пор обсуждается5,8,24,25.
Мы определили из наших наблюдений, что при использовании этого протокола у взрослых здоровых самцов мышей дикого типа (т.е. C57Bl6/N) систолическое давление находится в диапазоне от 70 мм рт.ст. до 90 мм рт.ст. на исходном уровне и от 80 до 100 мм рт.ст. во время максимальной стимуляции агонистом β-адренорецепторов изопротеренолом. Аналогичным образом, наблюдалось, что ударный объем находится в диапазоне от 13 мкл до 20 мкл на исходном уровне и между 20 мкл и 35 мкл во время максимальной стимуляции. Частота сердечных сокращений составляла от 450 до 520 ударов в минуту на исходном уровне и может значительно превышать 650 ударов в минуту во время максимальной стимуляции. Что касается не зависящей от пред нагрузки сократимости сердца, то наиболее надежным параметром преднагрузочной рекрутируемой ударной работы (PRSW) было сочтено адекватным от 60 мм рт.ст. до 80 мм рт.ст. на исходном уровне и от 100 мм рт.ст. до 140 мм рт.ст. во время максимальной стимуляции. Если исходные параметры значительно отличаются от обычно получаемых, или когда сердечная функция неадекватно реагирует на β адренергическую стимуляцию, следует принимать во внимание осложнения (например, ненаблюдаемую кровопотерю, падение/повышение температуры тела или анестезию сверх/под дозу).
Кроме того, некоторые артефакты могут возникать во время измерений PVL у мышей. Наиболее распространенным артефактом является конечный систолический скачок давления (ESPS, рисунок 2C),который является результатом захвата катетера и легко выпрямляется путем изменения положения катетера перед базальными измерениями при 0 нг / мин изопротеренола. Измерения не должны начинаться до того, как ESPS будут устранены в исходных условиях, чтобы получить значимые данные, так как ESPS может влиять на несколько параметров сердечной функции6. Однако, когда ESPS возникает во время инкрементальной стимуляции изопротеренолом из-за измененной морфологии желудочков в измерениях, не затронутых на исходном уровне, это не выпрашивается, поскольку репозиционирование катетера изменит параллельную проводимость во время протокола ответа на дозу. Это следует внимательно изучить, так как, как и те, которые находятся на исходном уровне, эти ЭСПС, как было показано, значительно изменяют параметры сердечной функции не только за счет значительного увеличения максимального давления13,26,но и за счет уменьшения объема обнаружения6.
Репрезентативные значения гемодинамических параметров, полученные путем измерений PVL в исходных условиях и при инкрементальной стимуляции изопротеренолом у мышей, широко варьируются при различных методологических подходах и у разных штаммов мышей27,28. Кроме того, следует знать, что фенотипы генетически измененных мышей также могут быть ограничены различными генетическими фонами. Методологически существует два основных подхода к выполнению анализа объема давления у мышей. Каждый метод имеет свои (дис)преимущества, и метод выбора часто зависит от опыта лаборатории и ее исследователей. Здесь мы сосредоточимся на процедуре открытой грудной клетки, при которой катетер помещается через пункцию на вершине. Этот подход способствует размещению катетера под зрением, что позволяет точно позиционировать катетер, что является важным предиктором для записи значимых данных о сердечной функции у мышей. Особенно это касается записи объемных параметров в диапазоне микролитров. Напротив, критическим аспектом этого подхода является потеря физиологического внутригрудного давления, что приводит к коллапсу легких и образованию ателектаза и более высокой потере жидкости организма. Однако, используя вентиляцию с положительным давлением конечного выдоха (PEEP), мы здесь описываем стратегию, которая доказала, что противодействует повреждению легких во время PVL с открытой грудной клеткой у мышей6. Второй экспериментальный подход заключается в том, чтобы ввести катетер через сонную артерию, а затем ретроградно через аортальный клапан. Используя эту технику, внутригрудное давление можно удерживать довольно нормально, хотя механическая вентиляция все же необходима, что ослабляет это преимущество. Кроме того, подход с закрытой грудной клеткой ограничивает возможности исследователей для точного позиционирования катетера. Кроме того, фотоэлектрические катетеры, используемые у мышей, имеют диаметр от 1 до 1,4 французских (от 0,33 мм до 0,47 мм), что подразумевает значительную обструкцию пути оттока мышей при использовании закрытого грудного подхода, так как аорты взрослых мышей обычно имеют диаметры от 0,8 мм до 1,2 мм29,30. Что касается использования PVL в моделях сердечной недостаточности, подход с открытой грудной клеткой имеет особое значение для моделей поперечного сужения аорты, где сужение расположено между безымянной артерией и левой сонной артерией. Здесь катетер не может быть помещен через сонную артерию. С другой стороны, подход с закрытой грудной клеткой представляет интерес для исследователей, изучающих мышиные модели расширенных желудочков, например, после индукции инфаркта миокарда, где пункция вершины невозможна.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Конфликт интересов не должен объявляться.
Acknowledgments
Мы благодарны Мануэле Ритцаль, Хансу-Петеру Генсхаймеру, Кристин Рихтер и команде Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) из Гейдельбергского университета за экспертную техническую помощь.
Эта работа была поддержана DZHK (Немецкий центр сердечно-сосудистых исследований), BMBF (Министерство образования и исследований Германии), Федеральным инновационным фондом Земли Баден-Вюртемберг и Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Немецкий исследовательский фонд) Project-ID 239283807 - TRR 152, FOR 2289 и Центром совместных исследований (SFB) 1118.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.4F SPR-839 catheter | Millar Instruments, USA | 840-8111 | |
| 1 ml syringes | Beckton Dickinson, USA | REF303172 | |
| Bio Amplifier | ADInstruments, USA | FE231 | |
| Bridge-Amplifier | ADInstruments, USA | FE221 | |
| Bovine Serum Albumin | Roth, Germany | 8076.2 | |
| Buprenorphine hydrochloride | Bayer, Germany | 4007221026402 | |
| Calibration cuvette | Millar, USA | 910-1049 | |
| Differential pressure transducer MPX | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 39912 | |
| Dumont Forceps #5/45 | Fine Science tools Inc. | 11251-35 | |
| Dumont Forceps #7B | Fine Science tools Inc. | 11270-20 | |
| Graefe Forceps | Fine Science tools Inc. | 11051-10 | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software | Ver. 8.3.0 | |
| EcoLab-PE-Micotube | Smiths, USA | 004/310/168-1 | |
| Etomidate Lipuro | Braun, Germany | 2064006 | |
| Excel | Microsoft | ||
| Heparin | Ratiopharm, Germany | R26881 | |
| Hot plate and control unit | Labotec, Germany | Hot Plate 062 | |
| Isofluran | Baxter, Germany | HDG9623 | |
| Isofluran Vaporizer | Abbot | Vapor 19.3 | |
| Isoprenalinhydrochloride | Sigma-Aldrich, USA | I5627 | |
| Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID | Smiths Medical International Ltd, UK | Ref. 800/100/100 | |
| MiniVent ventilator for mice | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 845 | |
| MPVS Ultra PVL System | Millar Instruments, USA | ||
| NaCl | AppliChem, Germany | A3597 | |
| NaCl 0.9% isotonic | Braun, Germany | 2350748 | |
| Pancuronium-bromide | Sigma-Aldrich, USA | BCBQ8230V | |
| Perfusor 11 Plus | Harvard Apparatus | Nr. 70-2209 | |
| Powerlab 4/35 control unit | ADInstruments, USA | PL3504 | |
| Rechargeable cautery-Set | Faromed, Germany | 09-605 | |
| Scissors | Fine Science tools Inc. | 140094-11 | |
| Software LabChart 7 Pro | ADInstruments, USA | LabChart 7.3 Pro | |
| Standard mouse food | LASvendi GmbH, Germany | Rod18 | |
| Stereo microscope | Zeiss, Germany | Stemi 508 | |
| Surgical suture 8/0 | Suprama, Germany | Ch.B.03120X | |
| Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge | Beckton Dickinson, USA | 393224 | |
| Vessel Cannulation Forceps | Fine Science tools Inc. | 00574-11 | |
| Water bath | Thermo Fisher Scientific, USA | ||
| Syringe filter (Filtropur S 0.45) | Sarstedt, Germany | Ref. 83.1826 |
References
- Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).
- Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
- Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
- Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
- Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
- Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).
- Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
- Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
- Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
- Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
- Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
- van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
- Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).
- Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
- Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings - IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
- Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
- Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
- Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
