Summary
Eine Kombination aus Tensidauswaschung mit 0,9% Kochsalzlösung (35 ml/kg Körpergewicht, 37 °C) und beatmet mit hohem Gezeitenvolumen mit niedrigem PEEP, um eine moderate beatmungsinduzierte Lungenverletzung (VILI) zu verursachen, führt zu einem experimentellen akuten Atemnotsyndrom (ARDS). Diese Methode bietet ein Modell der Lungenverletzung mit geringer / begrenzter Rekrutierbarkeit, um die Wirkung verschiedener Beatmungsstrategien über längere Zeiträume zu untersuchen.
Abstract
Es existieren verschiedene Tiermodelle, um die komplexen Pathomechanismen des akuten Atemnotsyndroms (ARDS) zu untersuchen. Zu diesen Modellen gehören unter anderem die pulmoarterielle Infusion von Ölsäure, die Infusion von Endotoxinen oder Bakterien, die Ligatur und Punktion von Cecal, verschiedene Lungenentzündungsmodelle, Lungenischämie/Reperfusionsmodelle und natürlich Tensidmangelmodelle. Tensidmangel führt zu einer schnellen, reproduzierbaren Verschlechterung des Lungengasaustauschs und der Hämodynamik und kann bei betäubten Schweinen durch wiederholte Lungenspülungen mit 0,9% Kochsalzlösung (35 ml/kg Körpergewicht, 37 °C) induziert werden. Das Tensidmangelmodell unterstützt Untersuchungen mit standardmäßiger respiratorischer und hämodynamischer Überwachung mit klinisch angewendeten Geräten. Das Modell leidet jedoch unter einer relativ hohen Rekrutierbarkeit und die Beatmung mit hohem Atemwegsdruck kann die Schwere der Verletzung sofort reduzieren, indem atelektische Lungenbereiche wieder geöffnet werden. Daher eignet sich dieses Modell nicht für Untersuchungen von Beatmungsgeräten, die hohe Atemwegsdrücke verwenden. Eine Kombination aus Tensidmangel und schädlicher Beatmung mit hohem Gezeitenvolumen / niedrigem positiven end-exspiratorischen Druck (hoher Tv / niedriger PEEP), um eine beatmungsinduzierte Lungenverletzung (VILI) zu verursachen, verringert die Rekrutierbarkeit der resultierenden Lungenverletzung. Die Vorteile einer rechtzeitigen Einarbeitung und die Möglichkeit, experimentelle Forschung in einem mit einer Intensivstation vergleichbaren Umfeld durchzuführen, bleiben erhalten.
Introduction
Die Mortalität des akuten Atemnotsyndroms (ARDS) bleibt mit Werten über 40%1 trotz intensiver Forschung seit seiner Erstbeschreibung durch Ashbough und Petty im Jahr 1967 hoch2. Natürlich ist die Erforschung neuartiger Therapieansätze in der Klinik aufgrund ethischer Bedenken und der fehlenden Standardisierung der zugrunde liegenden Pathologien, Umgebungsbedingungen und Co-Medikamente begrenzt, während Tiermodelle eine systematische Forschung unter standardisierten Bedingungen ermöglichen.
So wurde experimentelles ARDS entweder bei großen Tieren (z. B. Schweinen) oder kleinen Tieren (z. B. Nagetieren) mit verschiedenen Methoden wie der pulmoarteriellen Infusion von Ölsäure, der intravenösen (i.v.) Infusion von Bakterien und Endotoxinen oder Cecal Ligation and Puncture (CLP) Modellen, die Sepsis-induziertes ARDS verursachen, induziert. Darüber hinaus werden direkte Lungenverletzungen durch Verbrennungen und Rauchinhalation oder Lungenischämie/Reperfusion (I/R) verwendet3. Ein häufig verwendetes Modell für direkte Lungenverletzungen ist der Tensidmangel mit Lungenspülungen, wie er erstmals von Lachmann et al. bei Meerschweinchen beschrieben wurde4.
Die Tensidverarmung ist eine hochreproduzierbare Methode, die schnell zu Kompromissen beim Gasaustausch und der Hämodynamikführt 5. Ein großer Vorteil ist die Möglichkeit, Tensidmangel bei großen Spezies anzuwenden, die es ermöglichen, die Forschung mit klinisch eingesetzten mechanischen Beatmungsgeräten, Kathetern und Monitoren zu unterstützen. Ein großer Nachteil des Tensidmangelmodells ist jedoch die sofortige Rekrutierung von atelektischen Lungenbereichen, wenn hohe Atemwegsdrücke oder Rekrutierungsmanöver wie Bauchlage angewendet werden. Daher ist das Modell nicht geeignet, z.B. automatisierte Belüftung mit hohen PEEP-Werten über längere Zeit zu untersuchen6. Yoshida et al. beschrieben eine Kombination aus Tensidmangel und Beatmung mit hohen inspiratorischen Atemwegsdrücken, um experimentelles ARDS7zu induzieren, aber ihr Modell erfordert eine aufwendige Aufrechterhaltung des Sauerstoffpartialdrucks (PaO2)in einem vordefinierten Korridor durch wiederholte Blutgasentnahme und Einstellung des Antriebsdrucks gemäß einer gleitenden Tabelle von Inspiratordruck und PEEP.
Insgesamt kann ein Modell mit einer zu aggressiven schädigenden Beatmung oder einer mühsamen, wiederholten Anpassung des Beatmungsregimes zu einer strukturellen Schädigung der Lunge führen, die zu schwerwiegend ist und zu einem anschließenden Multiple-Organversagen führt. Daher bietet dieser Artikel eine detaillierte Beschreibung eines leicht realisierbaren Modells der Tensidverarmung plus schädlicher Beatmung mit hohem TV / niedrigem PEEP für die Induktion von experimentellem ARDS, das die Forschung mit klinisch verwendeten Beatmungsparametern über längere Zeiträume unterstützt.
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Protocol
Die Versuche wurden an der Klinik für Experimentelle Medizin, Charité - Universitätsmedizin, Berlin, Deutschland (zertifiziert nach EN DIN ISO 9001:2000) durchgeführt und vor den Versuchen von den Bundesbehörden für Tierversuche in Berlin genehmigt (G0229/18). Die Prinzipien der Versuchstierpflege wurden in allen Versuchen angewendet und entsprechen den Richtlinien der Europäischen und Deutschen Gesellschaft für Versuchstierkunde.
1. Versuchstiere und Tierschutz
- Führen Sie alle Experimente an tief betäubten männlichen Schweinen (German Landrace × Large White) im Alter von 3-4 Monaten mit einem Körpergewicht (BW) von 30-40 kg durch.
2. Anästhesie, Intubation und mechanische Beatmung
- Stellen Sie vor der Anästhesie 12 Stunden lang kein Trockenfutter zur Verfügung, um einen vollen Magen der Schweine zu vermeiden. Erlauben Sie freien Zugang zu Wasser und Stroh / Heu, um Stress zu minimieren.
- Prämedikation mit einer intramuskulären Injektion einer Kombination aus Azaperon (3 mg/kg KG), Atropin (0,03 mg/kg KG), Ketamin (25 mg/kg KG) und Xylazin (3,5 mg/kg KG) in die Halsmuskulatur des Schweins, während die Tiere noch in ihrer Haltungseinrichtung gehalten werden, um Stress zu minimieren.
HINWEIS: Tägliches Training, den Hals des Tieres zu streicheln, während vor dem Experiment ein paar Zuckerwürfel gefüttert werden, und das Anwenden der Injektion während der Fütterung von Zuckerwürfeln auf trainierte Weise wird eine reibungslose Prämedikation erleichtern und Stress weiter reduzieren.- Legen Sie das Tier auf eine Trage und bedecken Sie die Augen mit einem Tuch für den Transport, sobald eine ausreichende Anästhesie erreicht ist.
- Bringen Sie das Schwein in den Operationssaal und sorgen Sie immer für eine ausreichende Spontanatmung.
- Nehmen Sie eine Sauerstoffflasche, einen passenden Schlauch und eine Maske, um beim Transport der Schweine zusätzlichen Sauerstoff bereitzustellen, wenn die Haltungseinrichtungen nicht an das Labor angrenzen.
- Legen Sie das Schwein in die Bauchlage und präoxygenieren Sie mit einer Maske, die mit einem hohen Sauerstofffluss (z. B. 10 l / min) zur Schnauze des Tieres passt.
- Verwenden Sie einen peripheren Venenkatheter (normalerweise 18 oder 20 G), um venösen Zugang zu erhalten. Legen Sie den peripheren Venenkatheter nach einem Wischvorgang mit Alkoholwechsel in eine der Ohrvenen.
- Beginnen Sie eine Infusion mit einer ausgewogenen kristalloiden Lösung und stellen Sie die korrekte Platzierung des Katheters für die anschließende Infusion von Anästhetika sicher.
- 500 ml einer ausgewogenen kristalloiden Lösung als Bolus i.v. infundieren, gefolgt von einer kontinuierlichen Infusion von 4 ml/kg/h zur Flüssigkeitsunterstützung.
- Beginnen Sie mit der Überwachung der peripheren Sauerstoffsättigung (SpO2),indem Sie den SpO2-Sensor aneinemder Ohren oder am Schwanz besichern.
- Induzieren Sie die Anästhesie durch Injektion von Propofol (ca. 5-10 mg / kg - die genaue Dosis hängt von der Wirkung der Prämedikation ab und unterscheidet sich von Tier zu Tier) für die Orotrachealintubation.
HINWEIS: Die vorherige Injektion eines Opioids erleichtert die Intubation weiter, erfordert jedoch ausreichend Erfahrung, um eine vorzeitige Apnoe des Tieres zu vermeiden. Eine Injektion von 100 μg Fentanyl (Fentanylcitrat, 100 μg/ml) kann wiederholt werden, bis sich die spontane Atemfrequenz vor der Injektion von Propofol auf etwa 20/min verlangsamt. - Intubieren Sie das Tier mit einem manschettengebundenen Endotrachealtubus (7,5 - 8,0 mm ID) und einem Laryngoskop für große Tiere (gerade Klinge von ca. 25 cm Länge).
HINWEIS: Die Intubation ist am einfachsten in der Bauchlage, wie von Theisen et al.8ausführlich beschrieben.- Überprüfen Sie die Platzierung des Endotrachealtubus, indem Sie die typische Wellenform von CO2 während der Exspiration auf dem CO2-Monitor (Kapnograph) beobachten.
- Verwenden Sie Auskultation, um nach gleichen bilateralen Atemgeräuschen zu suchen.
HINWEIS: Die Schweine können mechanisch mit manueller Kompression des Brustkorbs von beiden Seiten belüftet werden, während bei fehlgeschlagener oder verzögerter Intubation Sauerstoff mit hohem Durchfluss versorgt wird.
- Stellen Sie den Anteil des inspirierten Sauerstoffs (FIO2)auf 1,0, die Atemfrequenz auf 15-20/min, das Gezeitenvolumen auf 8-9 ml/kg Körpergewicht, das Inspirations-Exspirations-Verhältnis (I:E) auf 1:1,5 ein und wenden Sie einen positiven End-Exspirationsdruck (PEEP) von 5 cmH2O an, um die mechanische Beatmung zu starten. Passen Sie die Einstellungen an, um einen endexspiratorischen Partialdruck von Kohlendioxid (PetCO2)von 35-40 mmHg und einen SpO2 über 95% anzuvisieren.
- Verwenden Sie eine kontinuierliche i.v. Infusion von Thiopenton (20 mg/kg/h) und Fentanyl (7 μg/kg/h), um die Anästhesie aufrechtzuerhalten.
HINWEIS: Die erforderliche Dosierung kann von Tier zu Tier und zwischen versuchsexperimentellen Einstellungen variieren. Aus Tierschutz- und wissenschaftlichen Gründen ist es unerlässlich, im Verlauf des Versuchs eine ausreichende Anästhesietiefe aufrechtzuerhalten. - Überwachen Sie das Tier während der Instrumentierung genau auf Stress- / Schmerzreaktionen (z. B. eine Erhöhung der Herzfrequenz, des Blutdrucks oder der Atemfrequenz).
HINWEIS: Die Instrumentierung sollte ohne Verabreichung eines Muskelrelaxans möglich sein, wenn die Tiefe der Anästhesie ausreichend ist. - Verabreichung eines Muskelrelaxans, z. B. Pancuroniumbromid (0,15 mg/kg KG i.v. Bolus, gefolgt von einer kontinuierlichen Infusion von 0,15 mg/kg KG/h oder wiederholten Bolusinjektionen), wenn für das Experiment eine Muskelentspannung erforderlich ist (z. B. vor einem Tensidabbau, vor messungen der verletzungsschädlichen Lungenverträglichkeit).
- Verwenden Sie eine kontinuierliche i.v. Infusion von Thiopenton (20 mg/kg/h) und Fentanyl (7 μg/kg/h), um die Anästhesie aufrechtzuerhalten.
- Instrumentierungstechniken
- Drehen Sie das Tier in Rückenlage.
- Sichern Sie den Endotrachealtubus und die i.v.-Linie, während Sie das Tier drehen.
- Ziehen Sie die Beine mit Bandagen zurück, um die Haut über den geplanten Schnittstellen zu strecken.
- Sterilisieren Sie die Operationsbereiche mit einem geeigneten Hautdesinfektionsmittel wie einer Alkohol- und Jod-1%igen Lösung.
- Kanruieren Sie die äußere Jugularvene mit einem zentralen Venenkatheter und führen Sie zusätzlich die Einführungsscheide des Lungenarterienkatheters (PAC) in dieselbe Vene ein.
- Führen Sie einen 10 cm großen Hautschnitt an der Linie durch, die den Unterkiefer und das Brustbein verbindet (linke oder rechte Seite möglich).
- Bewerten Sie immer die Tiefe der Anästhesie neu und passen Sie die Dosierung bei Bedarf an.
- Trennen Sie das Unterhautgewebe und das Platysma mit einer Gewebezette und einer chirurgischen Schere, bis die brachiozephale und die sternozephale Muskulatur sichtbar sind.
- Fahren Sie mit einem stumpfen Schnittverfahren fort, um die Faszien zwischen den Muskeln zu trennen, bis die äußere Vena jugularis sichtbar ist.
- Verwenden Sie die Seldinger-Technik9, um die äußere Jugularvene mit dem zentralen Venenkatheter und der Introducer-Scheide für das spätere Einsetzen des PAC zu kaninieren.
HINWEIS: Erweitern Sie die Vene nicht mit einem Dilatator, wie es bei einem perkutanen Ansatz der Fall ist. Dies würde die Vene reißen. Mit Standardnähten schließen. Die Größe der Scheide hängt von der Größe des gewählten PAC ab. Typischerweise werden eine 6F Introducer-Scheide (10 cm Länge) und ein 5F PAC von 75 cm Länge bei Schweinen mit 30-40 kg Körpergewicht verwendet.
- Kanwellieren Sie die Oberschenkelarterie zur invasiven Blutdrucküberwachung.
- Identifizieren Sie die Falte zwischen dem Gracilis und dem Sartoriusmuskel des Hinterbeins (links oder rechts ist möglich), um eine arterielle Linie zu platzieren.
HINWEIS: Die Pulsation der Oberschenkelarterie sollte leicht tastbar sein. - Die Arterie perkutan mit der Seldinger-Technik9 zukanwellieren.
- Verwenden Sie einen direkten Ansatz, wenn die Arterie nicht leicht zu tasten ist.
- Schneiden Sie die Haut mit einem 5 cm langen Schnitt durch und trennen Sie das Unterhautgewebe mit einer Gewebezette und einer chirurgischen Schere.
- Verwenden Sie ein stumpfes Schnittverfahren, das die Faszie zwischen den Muskeln bis zur Höhe der Oberschenkelarterie trennt.
ANMERKUNG :D o die saphenösen Gefäße nicht verletzen, indem sie das reduzierte Verfahren kranial von ihnen durchführen. - Schleifen Sie eine Ligatur um die Oberschenkelarterie, so dass das Gefäß im Falle einer Blutung an der Punktionsstelle geschlossen werden kann. Vermeiden Sie diesen Schritt, wann immer möglich, da er den Blutfluss zum Hinterbein beeinträchtigt.
- Kanellieren Sie die Arterie mit der Seldinger-Technik9.
- Identifizieren Sie die Falte zwischen dem Gracilis und dem Sartoriusmuskel des Hinterbeins (links oder rechts ist möglich), um eine arterielle Linie zu platzieren.
- Kalibrieren Sie die Wandler gegen die Atmosphäre (Null) und entweder 200 mmHg (arterielle Linie) oder 50 mmHg (zentrale Venenlinie) und verbinden Sie sie mit dem arteriellen Katheter und der zentralen Venenlinie, um mit der Überwachung zu beginnen.
- Platzieren Sie die Druckaufnehmer etwa halb so hoch wie der Thorax an der geschätzten Position des rechten Vorhofs.
- Führen Sie einen kleinen (4-5 cm) Schnitt durch die Haut über der Blase zur Katherisierung der Harnblase durch.
- Trennen Sie das Unterhautgewebe mit stumpfen Instrumenten.
- Legen Sie eine Geldbörsen-Schnur naht (1-2 cm im Durchmesser) in die Wand der Blase.
HINWEIS: Die Nähte sollten nicht durch alle Schichten der Blasenwand eindringen, was zum Verlust von Urin durch die Einstiche führen würde. - Führen Sie einen kleinen Schnitt in der Mitte der Naht durch und führen Sie den Harnkatheter ein.
- Blockieren Sie sofort den Ballon mit 10 ml destilliertem Wasser und ziehen Sie den Katheter in Richtung Blasenwand, bis ein leichter Widerstand zu spüren ist.
- Schließen Sie die Geldbörsennaht um den Katheter. Schließen Sie die Haut mit Standardnähten.
3. Einführung des Lungenarterienkatheters (PAC)
- Überprüfen Sie die Durchgängigkeit des Ballons des PAC mit 0,5-1 ml Luft je nach Größe des Katheters und entleeren Sie den Ballon erneut.
- Schließen Sie den PAC an das Druckaufnehmersystem an und kalibrieren Sie den Messumformer gegen die Atmosphäre (Null) und 100 mmHg.
- Führen Sie den PAC durch die Macherscheide mit einem entleerten Ballon für 10-15 cm (abhängig von der Mantellänge) ein.
- Blasen Sie den Ballon auf, nachdem er die Hülle verlassen hat, und führen Sie den PAC weiter aus, während Sie den Druck und die typischen Wellenformen auf dem Druckmonitor überwachen.
- Drücken Sie das PAC nach vorne, während die für den rechten Vorhof, den rechten Ventrikel und die Lungenarterie typischen Wellenformen auftreten und aufhören, das PAC voranzubringen, wenn die Wellenform des Lungenkapillarkeildrucks (PCWP) zu sehen ist.
- Notieren Sie die PCWP am Ende und entleeren Sie die Sprechblase (siehe Abbildung 1 für die jeweiligen Kurven).
HINWEIS: Nach der Deflation des Ballons muss die PCWP-Wellenform verschwinden und die pulmonale arterielle Druckwellenform muss sichtbar sein. Wenn die pulmonale arterielle Druckwellenform nicht zu sehen ist, wird der Katheter höchstwahrscheinlich zu weit in eine Lungenarterie eingeführt und hat eine Autokeilposition erreicht. Dies führt zu einem dauerhaften Verschluss eines Lungengefäßes und muss korrigiert werden, indem der Katheter zurückgezogen wird, bis die pulmonale arterielle Druckwellenform wieder auftaucht, wodurch Komplikationen, z. B. Ruptur des Lungengefäßes, vermieden werden10. Die PAC-Katheter werden bei Schweinen oft versehentlich über die Vena caval inferior in die Lebervenen vorgeschoben. Wenn also nach ca. 30 - 50 cm das rechte Ventrikeldrucksignal nicht erreicht wird, ziehen Sie den Katheter zurück und beginnen Sie von vorne.
4. Thermodilutionstechnik der Lungenarterie für hämodynamische Messungen
- Messen Sie das Herzzeitvolumen (CO) mit der Thermodilutionstechnik11.
- Verbinden Sie den Thermistor und ein Flow-Through-Gehäuse mit dem jeweiligen Lumen des PAC.
- Als nächstes verbinden Sie den hämodynamischen Monitor mit dem distalen Temperaturanschluss des PAC (rote Kappe).
- Stellen Sie den hämodynamischen Monitor auf den erforderlichen Modus ein, der die Kathetergröße, die Katheterlänge, das injizierte Volumen und die Temperatur der injizierten Kochsalzlösung ausgleicht.
- Injizieren Sie so schnell wie möglich das entsprechende Volumen von 0,9% Kochsalzlösung (normalerweise 5 oder 10 ml 0,9% Kochsalzlösung bei einer Temperatur von 4 °C).
- Warten Sie, bis die Messung abgeschlossen ist.
- Randomisieren Sie fünf Messungen in schneller Folge über den Atemzyklus des Beatmungsgeräts.
- Löschen Sie die höchsten und die niedrigsten Werte und verwenden Sie die verbleibenden drei Werte, um den Mittelwert zu berechnen.
- Beachten Sie diesen Mittelwert als Herzzeitvolumen.
- Messen Sie anschließend den PCWP durch Aufblasen des Katheterballons und entleeren Sie ihn nach der Messung.
- Verwenden Sie den mittleren arteriellen Druck (MAP), den pulmonalen arteriellen Druck (PAP), den zentralblösen Druck (CVP), PCWP und den CO für alle weiteren hämodynamischen Berechnungen.
HINWEIS: Das Salzvolumen sowie die Temperatur müssen vor den Messungen in den Monitor eingegeben werden. Die normale Kochsalzlösung muss für korrekte Messungen auf der gleichen Temperatur (normalerweise <5 °C) gehalten werden. Die Größe und Länge des Katheters muss ebenso eingegeben werden. Einige Monitore erfordern die Eingabe eines Korrekturfaktors. - Für Studien mit genauen Messungen des Elektrolythaushalts verwenden Sie 5% ige Glukoselösung anstelle von 0,9% Kochsalzlösung.
- Stellen Sie sicher, dass alle Parameter aufgezeichnet werden. Nehmen Sie simultane arterielle und gemischte venöse Blutproben kurz vor oder nach CO-Messungen, um die Berechnung des intrapulmonalen Rechts-links-Shunts zu ermöglichen.
- Zeichnen Sie alle erforderlichen Atemeinstellungen und Messungen auf, um den Datensatz zu vervollständigen, z. B. Peak, Plateau und End-Exspirator-Druck.
HINWEIS: Die Induktion von Anästhesie, Intubation und vollständiger Instrumentierung kann je nach Erfahrung und Anzahl der Prüfärzte 1,5 Stunden erfordern.
- Zeichnen Sie alle erforderlichen Atemeinstellungen und Messungen auf, um den Datensatz zu vervollständigen, z. B. Peak, Plateau und End-Exspirator-Druck.
5. Tensidmangel
- Belüften Sie das Tier mit einem FIO2 von 1,0.
- Trennen Sie das Tier vom Beatmungsgerät.
- Füllen Sie die Lunge mit vorgewarnter 0,9% Kochsalzlösung (37 °C, 35 ml/kg) mit einem Trichter, der mit dem Endotrachealtubus verbunden ist.
- Heben Sie dazu den Trichter etwa 1 m über das Tier an.
HINWEIS: Der hydrostatische Druck ordnen die Kochsalzlösung allen Lungenabschnitten zu. - Stoppen Sie sofort die Befüllung, wenn der MAP unter <50 mmHg sinkt.
- Heben Sie dazu den Trichter etwa 1 m über das Tier an.
- Senken Sie den Trichter auf Bodenniveau, um die Spülflüssigkeit abzuleiten. Schließen Sie das Tier zur Sauerstoffversorgung wieder an das Beatmungsgerät an.
- Warten Sie, bis sich das Tier erholt hat, und wiederholen Sie die Spülung bei Bedarf so schnell wie möglich.
HINWEIS: Die Notwendigkeit einer weiteren Spülung wird durch das Verhältnis PaO2/FIO2 definiert.- Nehmen Sie nach 5 Minuten nach jeder Spülung eine arterielle Blutgasprobe.
- Wiederholte Spülungen, bis das Verhältnis PaO 2 /FIO2 (Horowitz-Index) bei FIO21,0 und PEEP > 5 cmH2 O für mindestens 5 min unter 100 mmHg sinkt.
HINWEIS: Die Atemfrequenz muss während der Spülzeit angepasst werden, um den arteriellen pH-Wert über 7,25 zu halten, um eine hämodynamische Dekompensation zu verhindern.
- Beachten Sie, dass dieses Tiermodell auf einer Kombination aus Tensidmangel und VILI basiert.
HINWEIS: Die Spülungen werden gestoppt, nachdem das Verhältnis PaO2/ FIO2 für 5 min unter 100 bleibt, NICHT nach 60 min, wie zuvor für ein Modell der Tensidauswaschung ohne VILI5veröffentlicht.- Beginnen Sie mit hoher TV/niedriger PEEP-Belüftung, nachdem das angestrebte PaO2/FIO2 erreicht wurde.
HINWEIS: Andernfalls führt eine übermäßig aggressive Tensiderschöpfung in Kombination mit VILI zu multiplem Organversagen und beeinträchtigt das Experiment. Die Dauer des Tensidmangels variiert zwischen den Tieren, da ein definiertes PaO2/FIO2 angestrebt wird. Es kann 45 minuten bis 1,5 h dauern.
- Beginnen Sie mit hoher TV/niedriger PEEP-Belüftung, nachdem das angestrebte PaO2/FIO2 erreicht wurde.
6. Schädliche Belüftung mit hohem Gezeitenvolumen / niedrigem PEEP (hoher Tv / niedriger PEEP)
- Behalten Sie ein FIO2 von 1.0 bei.
- Stellen Sie den Ventilator auf einen volumengesicherten, druckgesteuerten Beatmungsmodus.
- Erhöhen Sie die Alarmschwelle für den maximalen Inspirationsdruck auf 60 mbar.
HINWEIS: Das Beatmungsgerät sollte einen Inspiratordruck von bis zu 60 mbar ausüben, jedoch nicht höher. - Senken Sie die Atemfrequenz auf 12/min und stellen Sie das Verhältnis Inspiration zu Ablauf (I:E) auf 1:1,5 ein (was zu einer Inspirationszeit von 2 s und einer Ablaufzeit von 3 s führt).
- Erhöhen Sie das Gezeitenvolumen langsam auf bis zu 17 ml/kg KÖRPERGEWICHT über mindestens 2 min.
- Erhöhen Sie das Gezeitenvolumen nicht weiter, wenn ein Inspiratordruck von 60 mbar erreicht wird.
HINWEIS: Der begrenzte Inspiratordruck kann je nach Lungenverletzung nach Tensidauswaschung zu einem Gezeitenvolumen unter 17 ml/kg Körpergewicht führen. Ein plötzlicher Anstieg des Gezeitenvolumens kann zu Barotrauma oder hämodynamischer Dekompensation führen. Daher ist es von größter Wichtigkeit, das Gezeitenvolumen langsam über mehrere Minuten zu erhöhen.
- Erhöhen Sie das Gezeitenvolumen nicht weiter, wenn ein Inspiratordruck von 60 mbar erreicht wird.
- Reduzieren Sie den PEEP auf 2 mbar.
- Lüften Sie das Tier bis zu 2 h (siehe Abbildung 2 für die Beatmungseinstellungen und die Fließkurve).
HINWEIS: Die Beatmung mit hohem Gezeitenvolumen führt zu einer guten Sauerstoffversorgung des Tieres, aber das zyklische, nahezu vollständige Aufblasen und Deflation führt zu strukturellen Verletzungen der Lunge. Strukturelle Schäden können nicht durch Rekrutierungsmanöver, anfällige Positionierung, hohe PEEP usw. rückgängig gemacht werden. Die daraus resultierende Schädigung muss während der gesamten Untersuchung toleriert werden. Abhängig vom folgenden Experiment und der Dauer der Untersuchung kann eine kürzere Belüftungszeit mit hohem TV/niedrigem PEEP erforderlich sein.
7. Ende des Experiments und Euthanasie
- Stellen Sie sicher, dass alle Messungen des experimentellen Protokolls, die auf die Induktion einer Lungenverletzung folgen, durchgeführt werden.
- Fügen Sie Fentanyl (mindestens 0,5 mg) zusätzlich zur Daueranästhesie hinzu und warten Sie mindestens 5 Minuten. Injizieren Sie Thiopental (mindestens 1000 mg) schnell, gefolgt von mindestens 60 mmol Kalium mit der zentralen Linie.
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Representative Results
Das PaO2/FIO2-Verhältnis nahm während des Tensidauswaschens bei allen Tieren ab (Abbildung 3). Die daraus resultierende Hypoxämie, Hyperkapnie und Atelektase verursachten einen Anstieg des Lungenarteriendrucks. Die Details der Lungenspülungen sind bereits an anderer Stelle beschrieben6.
Der Tensidmangel wurde wiederholt, bis das Verhältnis PaO2/FIO2 trotz mechanischer Belüftung mit einem PEEP von 5 mbar für mindestens 5 min unter 100 mmHg blieb. Danach wurde die Belüftung mit hohen Gezeitenvolumina, niedrigem PEEP und fast vollständiger Inflation / Deflation für 2 h begonnen, um VILI zu verursachen. Bemerkenswert ist, dass sich die Parameter des Gasaustauschs (Sauerstoffsättigung, PaO2)während der Beatmung mit hohen Gezeitenvolumina aufgrund der zyklischen Rekrutierung verbessern können, während mPAP aufgrund hoher intrathorakriner Drücke und Hyperkapnie normalerweise erhöht bleibt (Abbildung 3B). Im Durchschnitt benötigen Dieduktion von Anästhesie, Instrumentierung, Tensidmangel und schädliche Beatmung etwa 5 Stunden, abhängig von der Erfahrung des Prüfarztes und der Anzahl der Lavenzen, die erforderlich sind, um das angestrebte PaO2/ FIO2-Verhältnis zu erreichen.
Die Rekrutierbarkeit der Lunge wurde nach jedem experimentellen Schritt mit einem Rekrutierungsmanöver (Inspiratordruck von 50 mbar und PEEP 24 mbar für fünf Atemzüge) getestet. Eine arterielle Blutgasprobe wurde 5 minuten nach dem Rekrutierungsmanöver entnommen, während die Beatmung mit einem Gezeitenvolumen von 6 ml/kg Körpergewicht, einem PEEP von 15 mbar und einem FIO2 von 1,0 begonnen wurde. Dieses Rekrutierungsmanöver führte zu einer deutlichen Erhöhung der Sauerstoffversorgung bei allen Tieren nach tensidischer Auswaschung (Abbildung 3a), während 2 h schädigende Beatmung die Lungenrekrutbarkeit in Bezug auf Gasaustausch und mPAP verringerte (Abbildung 3, Tabelle 1). Die mit dem Protokoll induzierte Lungenverletzung war nicht anfällig für eine Rekrutierung, selbst wenn die Beatmung gemäß der ardS-Network hohen PEEP-Tabelle für 3 h nach einem zusätzlichen Rekrutierungsmanöver durchgeführt wurde.
Die computertomographische (CT) Bildgebung eines Tieres zeigte eine Atelektase der abhängigen Bereiche der Lunge während der Beatmung mit einem PEEP von 6 mbar, die sich weitgehend auflöst, wenn die Beatmung auf einen PEEP von 15 mbar eskaliert wurde (Abbildung 4), während die erheblichen allgegenwärtigen gemahlenen Glastrinnen nicht auflösten. Darüber hinaus deuteten einige CT-Befunde wie alveoläre Trübungen auf eine strukturelle Schädigung der Lunge hin, die mit der Post-mortem-Untersuchung der Lunge korrespondiert ist (Abbildung 4).
Abbildung 1: Platzierung des Lungenarterienkatheters. Skizze des Herzens, eines richtig platzierten Lungenarterienkatheters (PAC; gelber Katheter) und der jeweiligen Wellenformen, die beim Vorankommen eines PAC zu sehen sind. PCWP bedeutet pulmonaler Kapillarkeildruck. Die PCWP-Wellenform ist nur in Keilposition zu sehen, während der Ballon aufgeblasen wird. Die PCWP-Kurve sollte verschwinden und die Lungenarterienkurve sollte sichtbar sein, wenn der Ballon entleert und der PAC richtig platziert wird. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Einstellungen des Beatmungsgeräts für die schädliche Beatmung. Angezeigt werden die Beatmungseinstellungen während der Beatmung, um beatmungsinduzierte Lungenverletzungen (VILI) zu provozieren. Das Gezeitenvolumen entspricht 17 ml/kg Körpergewicht beim jeweiligen Tier. Das Strömungsmuster nimmt bei Ablauf auf Null ab (roter Stern). Der Nullfluss wird für einen relevanten Zeitraum des Atemzyklus aufrechterhalten. So wird eine nahezu vollständige Inflation und Deflation der Lunge erreicht, um Baro- und Atelektrouma zu fördern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Systemische Sauerstoffversorgung und Druck der Lungenarterie. (A) Individuelle Ergebnisse des arteriellen Partialdrucks von Sauerstoff. (B) Der mittlere pulmonale arterielle Druck von vier Tieren wird als repräsentative Werte für die induzierte Lungenverletzung angezeigt. Tests auf statistische Signifikanz wurden aufgrund der geringen Anzahl von Tieren (n = 4) nicht durchgeführt. Nach jedem Eingriff wurde ein Rekrutierungsmanöver (gelbe Pfeile) durchgeführt, um die Rekrutierbarkeit des Modells zu testen. Beachten Sie, dass PaO2 nach Lungenspülung und nach Rekrutierung um mindestens 150 mmHg ansteigt, jedoch nicht nach schädlicher Beatmung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Computertomographie der Lunge. Repräsentative computertomographische Scans (CT) eines Tieres nach Tensidauswaschung und mechanischer Beatmung mit hohen Gezeitenvolumina und niedrigem PEEP, um beatmungsinduzierte Lungenverletzungen (VILI) zu verursachen. Die Scans wurden während der Beatmung mit einem hohen positiven Exspiratordruck von 15 mbar (PEEP 15 mbar) und einem niedrigen PEEP von 6 mbar (PEEP 6 mbar) bei einem Gezeitenvolumen von 6 ml/kg Körpergewicht durchgeführt. Die oberen Tafeln zeigen die gleiche apikale Region der Lunge. Die unteren Tafeln zeigen die gleiche Region der Lunge in Höhe des Herzens. Das # markiert die abhängigen Lungenbereiche mit basaler Atelektase; die → kennzeichnet die abhängigen Lungenbereiche/ehemalige Atelektase, die unter Beatmung mit einem PEEP von 15 mbar rekrutiert werden; Die * markiert ausgedehnte geschliffene Glasträgungen mit überlagerter inter- und intralobulärer Septumverdickung, die bei der Belüftung mit einem PEEP von 15 mbar nicht aufgelöst werden, die + markiert diffuse alveoläre Trübungen, die auf alveoläre Blutungen hinweisen und bei der Beatmung mit einem PEEP von 6 mbar aufgrund der ausgedehnten Atelektase nicht sichtbar sind. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Postmortale Untersuchung der Lunge. Repräsentative Pathologie der unfixierten Lunge eines Tieres direkt nach dem Experiment. Der basale Bereich der Lunge ist dem Leser zugewandt. Das # kennzeichnet Atelektase; die + markiert diffuse Alveolarblutung; die → markiert aufgeblähte, edematöse peribronchiale Räume. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| Grundlinie | nach der Lavage | MIKROMETER | nach Injuriuos Beatmung | MIKROMETER | nach ARDS-Net | MIKROMETER | |
| PaO2 (mmHg) |
514 ±13 |
87 ±12 |
324 ±78 |
197 ±134 |
147 ±95 |
128 ±37 |
185 ±129 |
| PaCO2 (mmHg) |
48 ±6 |
86 ±10 |
82 ±12 |
66 ±5 |
96 ±4 |
92 ±5 |
123 ±10 |
| Ph | 7.39 ±0,09 |
7.14 ±0.05 |
7.17 ±0.08 |
7.26 ±0.06 |
7.11 ±0.04 |
7.14 ±0.04 |
7.04 ±0.03 |
| Lactat (mg/dl) |
4 ±3,9 |
6 ±5,0 |
6 ±5,9 |
4 ±3,6 |
4 ±3,5 |
4 ±3,6 |
6 ±5,3 |
| Herzfrequenz (Beats/min) |
86 ±8 |
90 ±11 |
92 ±12 |
104 ±18 |
129 ±30 |
147 ±13 |
149 ±5 |
| CO (L/min) | 4 ±0,8 |
3.7 ±1,4 |
3.6 ±0,8 |
5.2 ±0,8 |
5.1 ±0,8 |
6.9 ±1,0 |
|
| Landkarte (mmHg) |
93 ±4 |
101 ±21 |
108 ±31 |
78 ±8 |
96 ±31 |
65 ±12 |
72 ±9 |
| SVR (dyn. Sek. cm-5) |
1856 ±302 |
2552 ±777 |
1624 ±468 |
1179 ±237 |
903 ±292 |
711 ±166 |
|
| mPAP (mmHg) |
14 ±1 |
27 ±2 |
22 ±2 |
33 ±10 |
33 ±8 |
29 ±3 |
30 ±3 |
| PVR (dyn. Sek. cm-5) |
106 ±170 |
267 ±442 |
170 ±258 |
92 ±126 |
108 ±160 |
66 ±88 |
|
| PCWP | 6 ±2 |
10 ±2 |
8 ±2 |
9 ±1 |
10 ±4 |
11 ±5 |
|
| Cdyn (ml/mbar) |
33 ±4 |
12 ±2 |
21 ±4 |
23 ±8 |
20 ±2 |
26 ±8 |
24 ±5 |
Tabelle 1: Arterielle Blutgase, hämodynamische Daten und Lungen-Compliance. Die Tabelle stellt die jeweiligen arteriellen Blutgase und hämodynamischen Daten dar. RM: Rekrutierungsmanöver, PaO2:arteriener Partialdruck von Sauerstoff, PaCO2:arterieler Partialdruck von Kohlendioxid, CO: Herzzeitvolumen, MAP: mittlerer arteriener Druck, SRV: systemischer Gefäßwiderstand, mPAP: mittlerer pulmonaler arterieler Druck, PVR: pulmonaler Gefäßwiderstand, PCWP: pulmonaler Kapillarkeildruck. Daten, die als Mittelwert ± SD dargestellt werden.
| Grundlinie | nach der Lavage | MIKROMETER | ||||||
| Ich | PaO2 (mmHg) | 540 | 81.3 | 270 | 21.9 | -das Rekrutierungsmanöver nach Tensidmangel ohne vorherige Injektion eines Muskelrelaxans vorgeformt wurde -das Rekrutierungsmanöver (RM) führte zu einem Spannungspneumothorax mit schneller kardiopulmonaler Verschlechterung (grauer Hintergrund) trotz sofortiger Brustabflusseinführung - Folgende Tiere erhielten vor einer RM eine Bolusinjektion eines Muskelrelaxans und das Problem wurde nicht erneut beobachtet |
||
| PaCO2 (mmHg) | 42.6 | 69.4 | 84.9 | 93.9 | ||||
| Ph | 7.44 | 7.17 | 7.01 | 6.99 | ||||
| Laktat (mmol/L) | 11 | 17 | 67 | 56 | ||||
| Herzfrequenz (Schläge/min) | 138 | 155 | 141 | 221 | ||||
| CO (L/min) | 7.7 | 3.6 | 1.6 | |||||
| mAP (mmHg) | 82 | 60 | 143 | 53 | ||||
| mPAP (mmHg) | 26 | 18 | 22 | 22 | ||||
| PCWP (mmHg) | 10 | 12 | 12 | 17 | ||||
| Cdyn (mbar/ml) | 35 | 11 | 19 | 13 | ||||
| PCWP (mmHg) |
10 | 12 | 12 | 17 | ||||
| Cdyn (mbar/ml) | 35 | 11 | 19 | 13 | ||||
| Grundlinie | nach der Lavage | MIKROMETER | nach schädigender Beatmung | MIKROMETER | ||||
| II | PaO2 (mmHg) | 638 | 60 | 84 | 83.2 | 61.4 | 82.7 | -eine verletzte Beatmung mit einem Volumen von 17 ml/kg Körpergewicht für 3 Stunden durchgeführt wurde -nach schädigender Beatmung verschlechterte sich das Tier schnell und konnte nicht mit z.B. Bolusinjektionen von Adrenalin stabilisiert werden -die letzte Blutgasanalyse wurde unter Beatmung mit PEEP: 20 mbar erhalten. Ppeak: 35 mbar. was zu einem Gezeitenvolumen von nur 187 ml (4ml/kg Körpergewicht) führt - Verkürzung der schädigenden Beatmungszeit war in folgenden Versuchen notwendig |
| PaCO2 (mmHg) | 41 | 78 | 77 | 85.1 | 120 | 183 | ||
| Ph | 7.37 | 7.17 | 7.16 | 7.13 | 7.02 | 6.81 | ||
| Laktat (mg/dl) | 16 | 18 | 20 | 17 | 30 | 65 | ||
| Herzfrequenz (Schläge/min) | 86 | 64 | 109 | 133 | 150 | 185 | ||
| CO (L/min) | 4.3 | 3.3 | 3.7 | 5.6 | 2.4 | |||
| mAP (mmHg) | 77 | 82 | 61 | 53 | 77 | 40 | ||
| mPAP (mmHg) | 15 | 30 | 24 | 35 | 35 | 32 | ||
| PCWP (mmHg) | 7 | 8 | 9 | 8 | 9 | |||
| Cdyn (mbar/ml) | 34 | 9 | 12 | 17 | 14 | 13 | ||
Tabelle 2: Arterielle Blutgase und hämodynamische Daten während der Implementierung des Protokolls. Die Tabelle stellt die jeweiligen arteriellen Blutgase und hämodynamischen Daten von zwei Tieren dar, die während der Umsetzung des Protokolls vorzeitig verendet sind. Grauer Hintergrund hebt die letzten Ergebnisse vor dem Tod hervor. RM: Rekrutierungsmanöver, PaO2:arteriener Partialdruck von Sauerstoff, PaCO2:arteriener Partialdruck von Kohlendioxid, CO: Herzzeitvolumen, mAP: mittlerer arterieler Druck, mPAP: mittlerer pulmonaler arteriener Druck, PCWP: pulmonaler Kapillarkeildruck, PEEP: positiver endexspiratorischer Druck, Ppeak: maximaler inspiratorischer Druck.
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Discussion
Dieser Artikel beschreibt die Induktion von experimentellem ARDS bei Schweinen, die Tensidmangel durch wiederholte Lungenspülungen und Beatmung mit hohen Gezeitenvolumina, niedrigem PEEP und vollständiger Inflation / Deflation der Lunge kombinieren. Diese Kombination bewirkt eine reproduzierbare und vergleichbare Verschlechterung des Gasaustauschs und die daraus resultierende hämodynamische Kompromittierung, schränkt aber die Rekrutierbarkeit der Lunge ein. Somit ahmt dieses Modell klinisches ARDS mit geringer Rekrutierbarkeit nach und ermöglicht die Untersuchung neuer Beatmungsregime.
Es gibt einige Einschränkungen des Protokolls. Erstens führen wiederholte Spülungen zu einigen der histopathologischen Eigenschaften des klinischen (menschlichen) ARDS, einschließlich der Bildung einer großen Atelektase, der Bildung perivaskulärer Ödeme und einer Zunahme der Alveolar-Kapillarmembrandicke. Hohe TV / niedrige PEEP-Belüftung fügt einige Eigenschaften wie diffuse Alveolarblutungen hinzu, die nicht anfällig für Rekrutierung sind. Dennoch können wichtige Merkmale des menschlichen ARDS wie die Bildung hyaliner Membranen nicht innerhalb von Stunden induziert werden und fehlen daher in diesem Modell2,3. Zweitens ist die strukturelle Schädigung der Lunge für Stunden oder möglicherweise Tage irreversibel. Es muss jedoch darauf geachtet werden, ein übermäßiges Baro-, Volu- und Atelektrouma der Lunge zu vermeiden, das das folgende Experiment unmöglich machen würde. Unter Verwendung der im Artikel beschriebenen Beatmungseinstellungen begann das Protokoll mit zunächst 3 h VILI, um automatisierte Beatmungsmodi zu testen, die aktuelle klinische Erkenntnisse zur Beatmung von ARDS-Patienten integrieren. Leider verschlechterten sich einige Tiere im Laufe des Experiments und ein Fall eines schweren Pneumothorax (Tabelle 2) wurde beobachtet. Die Reduzierung der VILI-Periode auf 2 h war für das experimentelle Design geeignet, aber dieser Zeitraum kann in anderen experimentellen Umgebungen angepasst werden. Drittens können Lungenspülungen zu abruptem Rechtsherzversagen und Tod des Tieres führen. Etwa 10%-15% der Tiere können während der Induktionszeit sterben. Diese Zahl kann gemäß den zuvor veröffentlichten Empfehlungen reduziert werden5. Schließlich präsentierte die Studie nur die Ergebnisse von vier Tieren und zwei weiteren Tieren, die während der Implementierung des Modells vorzeitig starben. Strenge lokale Tierschutzgesetze unterstützen keine Versuche an weiteren Tieren, sobald das Modell ausreichend umgesetzt ist, aber Zwei-Treffer-Modelle, die aus Tensidmangel und schädigender Beatmung bestehen, wurden von anderen Forschungsgruppen verwendet7.
Wichtig ist, dass die Verschlimmerung der Lungenverletzung durch Beatmung mit hoher TV/niedriger PEEP-Beatmung zu unkontrollierbaren strukturellen Schäden der Lunge oder hämodynamischer Dekompensation führen kann. Daher müssen die Gezeitenvolumina in Schritten über mehrere Minuten erhöht und eine obere Schwelle für den maximalen Inspirationsdruck eingestellt werden, um Pneumothorax und hämodynamische Instabilität zu vermeiden. Es wurde festgestellt, dass eine obere Schwelle von 60 mbar am besten geeignet war, VILI zu verursachen, ohne Tiere vorzeitig zu verlieren.
Die zyklische Rekrutierung mit hohen Gezeitenvolumina führt trotz niedrigem PEEP zu einer ausreichenden Sauerstoffversorgung. Nach der Lungenspülung wurde das PEEP schrittweise parallel zum zunehmenden Gezeitenvolumen auf 2 mbar gesenkt, um eine unerträgliche Hypoxämie zu vermeiden.
Einige Forscher verwenden höhere Atemraten, um VILI7 aufgrund eines schnelleren Auftretens von VILI zu erzeugen, aber hohe Atemraten können zu Lufteinschlüssen führen, wenn die Strömungskurve des Beatmungsgeräts nicht genau überwacht wird. Lufteinfang kann VILI aufgrund einer unvollständigen Deflation der Lunge zum einen reduzieren, während es auch die hämodynamische Instabilität fördert, die durch anhaltend hohe intrathorakrile Drücke verursacht wird. So wurde im beschriebenen Modell eine langsamere Atemfrequenz mit einer gesicherten Deflation der Lunge und längerer VILI-Periode verwendet.
Bemerkenswert ist, dass Marker für Lungenentzündungen wie Interleukin 8 in der brochoalveolären Flüssigkeit nicht gemessen wurden, da eine verlängerte Beatmung in einem reproduzierbaren Modell mit geringer Rekrutierbarkeit die Hauptanwendung des Modells ist. Für die Erforschung spezifischer Entzündungsmuster (wie dem hyperinflammatorischen Subphenotyp von ARDS) könnte ein Multiple-Hit-Modell, das einen entzündlichen Erstschlag wie die i.v. Lipopolysaccharid-Infusion mit einer schädigenden Beatmung kombiniert, günstig sein12.
Die Kombination aus Tensidauswaschung und hoher TV/niedriger PEEP-Belüftung führt zu einem zeiteffizienten und reproduzierbaren Modell des menschlichen ARDS in Bezug auf Gasaustausch und hämodynamische Veränderungen. Die in diesem Modell induzierte Lungenverletzung stellt eine geringe Rekrutierbarkeit dar und ermöglicht die experimentelle Untersuchung therapeutischer Strategien, einschließlich mechanischer Beatmung.
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Disclosures
Alle Autoren legen keine finanziellen oder sonstigen Interessenkonflikte offen.
Acknowledgments
Wir danken Birgit Brandt für die hervorragende technische Unterstützung. Diese Studie wurde durch eine Förderung des Bundesministeriums für Bildung und Forschung (FKZ 13GW0240A-D) gefördert.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Eve | Fritz Stephan GmbH | emergency ventilator | |
| Flow through chamber thermistor | Baxter | 93-505 | for measuring cardiac output |
| Leader Cath Set | Vygon | 1,15,805 | arterial catheter |
| Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed | Covidien | 107-80 | 8.0 mm ID |
| MultiCath3 | Vygon | 1,57,300 | 3 lumen central venous catheter, 20 cm length |
| Percutaneus Sheath Introducer Set | Arrow | SI-09600 | introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length |
| Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter | Edwards | 132F5 | pulmonary artery catheter, 75 cm length |
| urinary catheter | no specific model requiered | ||
| Vasofix Braunüle 20G | B Braun | 4268113B | peripheral vein catheter |
| Vigilance I | Edwards | monitor |
References
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