Overflateaktiv uttømming kombinert med skadelig ventilasjon resulterer i en reproduserbar modell av akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS)

Summary

En kombinasjon av overflateaktiv utvasking med 0,9% saltvann (35 ml/kg kroppsvekt, 37 °C) og høy tidevannsvolumventilasjon med lav PEEP for å forårsake moderat respiratorindusert lungeskade (VILI) resulterer i eksperimentelt akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS). Denne metoden gir en modell for lungeskade med lav/begrenset rekrutterbarhet for å studere effekten av ulike ventilasjonsstrategier i lengre perioder.

Abstract

Ulike dyremodeller eksisterer for å studere de komplekse patomekanismer av akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS). Disse modellene inkluderer pulmo-arteriell infusjon av oljesyre, infusjon av endotoksiner eller bakterier, cecal ligation og punktering, ulike lungebetennelsesmodeller, lunge iskemi / reperfusjonsmodeller og selvfølgelig overflateaktive uttømmingsmodeller, blant andre. Surfaktant uttømming gir en rask, reproduserbar forverring av lungegassutveksling og hemodynamikk og kan induseres hos bedøvede griser ved hjelp av gjentatte lungeskylling med 0,9% saltvann (35 ml / kg kroppsvekt, 37 ° C). Den overflateaktive uttømmingsmodellen støtter undersøkelser med standard respiratorisk og hemodynamisk overvåking med klinisk anvendte enheter. Men modellen lider av en relativt høy rekrutterbarhet og ventilasjon med høyt luftveistrykk kan umiddelbart redusere alvorlighetsgraden av skaden ved å gjenåpne atelektatiske lungeområder. Dermed er denne modellen ikke egnet for undersøkelser av respiratorregimer som bruker høyt luftveistrykk. En kombinasjon av overflateaktiv uttømming og skadelig ventilasjon med høyt tidevannsvolum/lavt positivt sluttutløpstrykk (høy TV/lav PEEP) for å forårsake respiratorindusert lungeskade (VILI) vil redusere rekrutteringen av den resulterende lungeskaden. Fordelene ved en rettidig induksjon og muligheten til å utføre eksperimentell forskning i en setting som kan sammenlignes med en intensivavdeling, bevares.

Introduction

Dødeligheten av det akutte respiratoriske nødsyndromet (ARDS) forblir høy med verdier over 40% 1 til tross for^intensiv forskning siden den første beskrivelsen av Ashbough og Petty i 1967². Naturligvis er undersøkelsen av nye terapeutiske tilnærminger begrenset i klinikken på grunn av etiske bekymringer og mangel på standardisering av underliggende patologier, omgivelsesforhold og co-medisiner, mens dyremodeller muliggjør systematisk forskning under standardiserte forhold.

Dermed har eksperimentelle ARDS blitt indusert i enten store dyr (f.eks. griser) eller små dyr (f.eks. gnagere) ved hjelp av ulike metoder som pulmoarteriell infusjon av oljesyre, intravenøs (dvs. infusjon av bakterier og endotoksiner, eller cecal ligation og punktering (CLP) modeller som forårsaker sepsis-indusert ARDS. I tillegg brukes direkte lungeskader forårsaket av brannskader og røykinnånding eller lungeiskemi/reperfusjon (I/R)³. En ofte brukt modell av direkte lungeskade er overflateaktiv uttømming med lungeskylling som først beskrevet av Lachmann et al. hos marsvin⁴.

Overflateaktiv uttømming er en svært reproduserbar metode som resulterer raskt i kompromisser i gassutveksling og hemodynamikk⁵. En stor fordel er muligheten til å bruke overflateaktiv uttømming i store arter som muliggjør støtteforskning med klinisk brukte mekaniske respiratorer, katetre og skjermer. En stor ulempe med den overflateaktive uttømmingsmodellen er imidlertid den umiddelbare rekrutteringen av atelektatiske lungeområder når høyt luftveistrykk eller rekrutteringsmanøvrer, for eksempel utsatt posisjonering, brukes. Modellen er derfor ikke egnet til å undersøke for eksempel automatisert ventilasjon med høye PEEP-nivåer i lengre tid⁶. Yoshida et al. beskrev en kombinasjon av overflateaktiv uttømming og ventilasjon med høyt inspiratorisk luftveistrykk for å indusere eksperimentell ARDS⁷, men modellen deres krever et forseggjort vedlikehold av delvis oksygentrykk (P_aO 2 ) i en forhåndsdefinert_korridorvia gjentatt blodgassprøvetaking og justering av kjøretrykket i henhold til et glidende bord med inspiratorisk trykk og PEEP.

Totalt sett kan en modell med en altfor aggressiv skadelig ventilasjon eller en arbeidskrevende, gjentatt justering av ventilasjonsregimet føre til strukturell skade på lungene, noe som er for alvorlig og resulterer i etterfølgende multippel organsvikt. Dermed gir denne artikkelen en detaljert beskrivelse av en lett mulig modell av overflateaktiv uttømming pluss skadelig ventilasjon med høy TV / lav PEEP for induksjon av eksperimentell ARDS, som støtter forskning med klinisk brukte ventilasjonsparametere i lengre perioder.

Protocol

Eksperimentene ble utført ved Institutt for eksperimentell medisin, Charité - University Medicine, Berlin, Tyskland (sertifisert i henhold til EN DIN ISO 9001:2000) og ble godkjent av føderale myndigheter for dyreforskning i Berlin, Tyskland, før forsøkene (G0229/18). Prinsippene for laboratorie dyrepleie ble brukt i alle eksperimenter og er i samsvar med retningslinjene fra European and German Society of Laboratory Animal Sciences.

1. Forsøksdyr og dyrevelferd

1. Utfør alle forsøkene i dypt bedøvede mannlige griser (tysk Landrace × Large White) på 3-4 måneder med en kroppsvekt (bw) på 30-40 kg.

2. Anestesi, intubasjon og mekanisk ventilasjon

1. Ikke gi tørr mat i 12 timer før anestesi for å unngå en full mage av grisene. Gi fri tilgang til vann og halm/høy for å minimere stress.
2. Premedisinert med en intramuskulær injeksjon av en kombinasjon av azaperon (3 mg/kg kroppsvekt), atropin (0,03 mg/kg kroppsvekt), ketamin (25 mg/kg kroppsvekt) og xylazin (3,5 mg/kg kroppsvekt) i nakkemuskulaturen til grisen, mens dyrene fortsatt holdes i boligen for å minimere stress.
   MERK: Daglig trening av petting av dyrets nakke mens du fôrer noen sukkerbiter før eksperimentet og påfører injeksjonen mens du fôrer sukkerbiter på den trente måten, vil lette en jevn premedikasjon og redusere stress ytterligere.
   1. Plasser dyret på en båre og dekk øynene med en klut for transport når et tilstrekkelig nivå av anestesi er nådd.
   2. Overfør grisen til operasjonsteateret og sørg alltid for tilstrekkelig spontan pust.
   3. Ta en oksygensylinder, monteringsrør og maske for å gi ekstra oksygen mens du transporterer grisene, hvis boligfasilitetene ikke ligger ved siden av laboratoriet.
   4. Plasser grisen i utsatt posisjon og preoksygenat med en maske som passer dyrets snute ved hjelp av en høy strøm av oksygen (f.eks. 10 l/ min).
3. Bruk et perifert venekateter (vanligvis 18 eller 20 G) for å få venøs tilgang. Plasser det perifere venekateteret i en av øreårene etter en nedtørkingsprosedyre med alkoholbytter.
   1. Start en infusjon med en balansert krystallloidoppløsning og sørg for riktig plassering av kateteret for etterfølgende infusjon av bedøvelsesmidler.
   2. Tilsett 500 ml av en balansert krystallloidoppløsning som bolus i.v. etterfulgt av kontinuerlig infusjon på 4 ml/kg/t for væskestøtte.
   3. Begynn å overvåke den perifere oksygenmetningen (SpO₂) ved å sikre SpO₂-sensoren ved en av ørene eller halen.
4. Induser anestesi ved å injisere propofol (ca. 5-10 mg/kg - den nøyaktige dosen avhenger av effekten av premedikasjonen og adskiller seg fra dyr til dyr) for orotraketisk intubasjon.
   MERK: Tidligere injeksjon av en opioid vil lette intubasjon ytterligere, men krever god erfaring for å unngå en for tidlig apné av dyret. En injeksjon på 100 μg fentanyl (fentanylsitrat, 100 μg/ml) kan gjentas til den spontane luftveiene senkes til ca. 20/min før injisering av propofol.
5. Intuber dyret med et mansjett endotrakealrør (7,5 - 8,0 mm ID) og et laryngoskop designet for store dyr (rett blad på ca. 25 cm lengde).
   MERK: Intubasjon er enklest i den utsatte posisjonen som beskrevet i detalj av Theisen et al.⁸.
   1. Kontroller plasseringen av endotrakealrøret ved å observere den typiske bølgeformen av CO₂ under utløp på CO_2-monitoren(kapnograf).
   2. Bruk auskultasjon for å se etter like bilaterale pustelyder.
      MERK: Grisene kan ventileres mekanisk med manuell kompresjon av ribbeburet fra begge sider mens de forsyner oksygen med høy strømning i tilfelle feil eller forsinket intubasjon.
6. Sett brøkdelen av inspirert oksygen (F_IO₂) til 1,0, åndedrettsfrekvens til 15-20/min, tidevannsvolum til 8-9 ml/kg kroppsvekt, inspirasjon til utløpsforhold (I:E) til 1:1,5, og bruk et positivt sluttutløpstrykk (PEEP) på 5 cmH₂O for å starte mekanisk ventilasjon. Juster innstillingene for å målrette mot et sluttutløpende partielt trykk av karbondioksid (P_etCO₂) på 35-40 mmHg og en SpO₂ over 95%.
   1. Bruk en kontinuerlig i.v. infusjon av tiopenton (20 mg/kg/t) og fentanyl (7 μg/kg/t) for å opprettholde anestesi.
      MERK: Den nødvendige dosen kan variere fra dyr til dyr og mellom eksperimentelle innstillinger. Det er viktig å opprettholde en tilstrekkelig dybde av anestesi i løpet av eksperimentet for dyrevelferd og vitenskapelige grunner.
   2. Overvåk dyret nøye for stress/smertereaksjoner (for eksempel økning i hjertefrekvens, blodtrykk eller respirasjonsfrekvens) under instrumentering.
      MERK: Instrumentering bør være mulig uten å administrere en muskelavslappende hvis dybden av anestesi er tilstrekkelig.
   3. Administrer et muskelavslappende middel, for eksempel pancuroniumbromid (0,15 mg/kg bw i.v. bolus, etterfulgt av en kontinuerlig infusjon på 0,15 mg/kg kroppsvekt/t eller gjentatte bolusinjeksjoner), hvis muskelavslapping er nødvendig for eksperimentet (f.eks. før en overflateaktiv uttømming, før skadelige målinger av ventilaion lungesamsvar).
7. Instrumenteringsteknikker
   1. Gjør dyret til liggende stilling.
   2. Fest endotrakealrøret og i.v. linjen mens du dreier dyret.
   3. Trekk bena tilbake ved hjelp av bandasjer for å strekke huden over de planlagte snittstedene.
   4. Steriliser operasjonsområdene med et passende huddesinfeksjonsmiddel som alkohol og jod 1% løsning.
8. Kanylere den ytre jugulære venen med et sentralt venøst kateter og i tillegg introdusere innføringshylsen til lungearterinkateteret (PAC) i samme vene.
   1. Utfør et 10 cm hudinnsnitt på linjen som forbinder mandibelen og brystbenet (venstre eller høyre side mulig).
   2. Revurderer alltid dybden av anestesi og justerer doseringen om nødvendig.
   3. Skill det subkutane vevet og platysmaet med vevs tang og kirurgisk saks til brachiocephalic og sternocephalic musklene er synlige.
   4. Fortsett med en stump nedskjæringsprosedyre for å skille fascia mellom musklene til den ytre jugulære venen er synlig.
   5. Bruk Seldinger-teknikken⁹ til å kanylere den ytre jugulære venen med det sentrale venøse kateteret og innføringshylsen for senere innsetting av PAC.
      MERK: Ikke fortynn venen med en dilatator, da den gjøres i tilfelle en perkutan tilnærming. Dette ville rive venen. Lukk med standard suturer. Størrelsen på hylsen avhenger av størrelsen på den valgte PAC. En 6F innføringshylse (10 cm lengde) og en 5F PAC på 75 cm lengde hos griser på 30-40 kg kroppsvekt brukes vanligvis.
9. Kanylere lårarterien for invasiv blodtrykksovervåking.
   1. Identifiser brettet mellom gracilis og sartoriusmuskelen i bakbenet (venstre eller høyre er mulig) for å plassere en arteriell linje.
      MERK: Pulsering av lårarterien skal være lett håndgripelig.
   2. Kanylere arterien perkutant med Seldinger-teknikken⁹.
   3. Bruk en direkte tilnærming hvis arterien ikke er lett palpert.
      1. Skjær gjennom huden med et 5 cm langt snitt og skill det subkutane vevet med vevs tang og kirurgisk saks.
      2. Bruk en stump cut down prosedyre som skiller fascia mellom musklene til nivået av lårarterien.
         MERK :D om ikke skader de saphenøse karene ved å utføre nedskjæringsprosedyren kranial av dem.
      3. Sløyfe en ligatur rundt lårarterien slik at fartøyet kan lukkes i tilfelle blødning på punkteringsstedet. Unngå dette trinnet når det er mulig, da det kompromitterer blodstrømmen til bakbenet.
      4. Kanylere arterien med Seldinger-teknikken⁹.
10. Kalibrer transduserne mot atmosfæren (null) og enten 200 mmHg (arteriell linje) eller 50 mmHg (sentral venøs linje) og koble dem til arterielt kateter og den sentrale venøse linjen for å starte overvåkingen.
    1. Plasser trykktransduserne omtrent halvparten av thoraxens høyde i den estimerte posisjonen til høyre atrium.
11. Utfør et lite (4-5 cm) snitt som skjærer gjennom huden over blæren for kateterisering av urinblæren.
    1. Skill det subkutane vevet ved hjelp av stumpe instrumenter.
    2. Plasser en veskestreng sutur (1-2 cm i diameter) i blærens vegg.
       MERK: Suturene skal ikke trenge gjennom alle lagene i blæreveggen, noe som vil føre til tap av urin gjennom punkteringene.
    3. Utfør et lite snitt midt i suturen og innfør urinkateteret.
    4. Blokker umiddelbart ballongen med 10 ml destillert vann og trekk kateteret mot blæreveggen til en lysmotstand er følt.
    5. Lukk veskestrengsugingen rundt kateteret. Lukk huden ved hjelp av standard suturer.

3. Innføring av lungearteriekateteret (PAC)

1. Kontroller patency av ballongen på PAC med 0,5-1 ml luft avhengig av størrelsen på kateteret og tøm ballongen igjen.
2. Koble PAC til trykktransdusersystemet og kalibrer svingeren mot atmosfæren (null) og 100 mmHg.
3. Introduser PAC gjennom innføringshylsen med en deflatert ballong på 10-15 cm (avhengig av hylselengden).
   1. Blås opp ballongen etter at den har forlatt hylsen og før PAC videre mens du overvåker trykket og de typiske bølgeformene på trykkmonitoren.
   2. Skyv PAC fremover mens bølgeformene er typiske for høyre atrium, høyre ventrikel, og lungearterien vises og slutter å fremme PAC når lungekapillær kiletrykk (PCWP) bølgeform ses.
   3. Ta opp PCWP ved utløpet av slutten og tøm ballongen (se figur 1 for de respektive kurvene).
      MERK: Etter deflasjon av ballongen må PCWP-bølgeformen forsvinne, og lungepulsbølgeformen må være synlig. Hvis lungepulsbølgeformen ikke kan ses, er kateteret mest sannsynlig satt for langt inn i en lungearterie og har nådd en automatisk kileposisjon. Dette resulterer i en permanent okklusjon av et lungefartøy og må korrigeres ved å trekke kateteret tilbake til lungepulsbølgeformen dukker opp igjen og dermed unngår komplikasjoner, for eksempel brudd på lungefartøyet¹⁰. PAC-katetrene blir ofte ved et uhell avansert til leverårer via den dårligere kavalervenen hos griser. Således, hvis riktig ventrikeltrykksignal ikke nås etter ca. 30 - 50 cm, trekk kateteret tilbake og start på nytt.

4. Lungearterie termodilusjonsteknikk for hemodynamiske målinger

1. Mål hjerteutgangen (CO) med termodilusjonsteknikken¹¹.
   1. Koble thermistoren og en strømning gjennom huset til pacens respektive lumen.
   2. Deretter kobler du den hemodynamiske skjermen til den distale temperaturporten til PAC (rød hette).
   3. Juster den hemodynamiske skjermen til den nødvendige modusen som kompenserer for kateters størrelse, kateterlengde, injisert volum og temperatur på den injiserte saltoppløsningen.
   4. Injiser riktig volum på 0,9% saltvann så raskt som mulig (vanligvis 5 eller 10 ml 0,9% saltvann med en temperatur på 4 °C).
   5. Vent til målingen er fullført.
2. Tilfeldiggjøre fem målinger i rask rekkefølge over respiratorisk syklus av respiratoren.
   1. Slett de høyeste og laveste verdiene, og bruk de resterende tre verdiene til å beregne gjennomsnittet.
   2. Legg merke til denne gjennomsnittsverdien som hjerteutgang.
   3. Mål PCWP etterpå ved å oppblåse kateterballongen, og tøm den etter målingen.
   4. Bruk gjennomsnittlig arterielt trykk (MAP), lungearterisk trykk (PAP), sentralt venøst trykk (CVP), PCWP og CO for alle ytterligere hemodynamiske beregninger.
      MERK: Volumet av saltvann og temperatur må legges inn i skjermen før målingene. Den normale saltvann må holdes ved samme temperatur (vanligvis <5 °C) for riktige målinger. Størrelsen og lengden på kateteret må også legges inn. Noen skjermer krever at det settes inn en korreksjonsfaktor.
   5. For studier som involverer nøyaktige målinger av elektrolyttbalanse, bruk 5% glukoseoppløsning i stedet for 0,9% saltvann.
3. Sørg for å registrere alle parameterne. Ta samtidige arterielle og blandede venøse blodprøver kort tid før eller etter CO-målinger for å muliggjøre beregning av intrapulmonal høyre-mot-venstre shunt.
   1. Registrer alle nødvendige åndedrettsinnstillinger og målinger for å fullføre datasettet, for eksempel topp-, platå- og sluttutløpstrykk.
      MERK: Induksjonen av anestesi, intubasjon og full instrumentering kan kreve 1,5 timer avhengig av erfaring og antall etterforskere.

5. Overflateaktiv uttømming

1. Ventiler dyret med en F_IO₂ av 1,0.
   1. Koble dyret fra respiratoren.
2. Fyll lungene med forvarselt 0,9% saltvann (37 °C, 35 ml/kg) med en trakt koblet til endotrakealrøret.
   1. For dette, løft trakten ca 1 m over dyret.
      MERK: Det hydrostatiske trykket vil tildele saltvannsvæsken i alle lungeseksjoner.
   2. Slutt umiddelbart å fylle når kartet synker under <50 mmHg.
3. Senk trakten til bakkenivå for å tømme lavagevæsken. Koble dyret til ventilatoren for oksygenering.
4. Vent til dyret kommer seg og gjenta lavage så snart som mulig, om nødvendig.
   MERK: Nødvendigheten av ytterligere lavage er definert av forholdet P_aO₂/F_IO_2.
   1. Ta en arteriell blodgassprøve etter 5 minutter etter hver lavage.
   2. Gjenta laurene til_forholdetmellom P₂/F_IO₂ (Horowitz-indeksen) reduseres under 100 mmHg i minst 5 minutter ved F_IO₂ 1,0 og PEEP > 5 cmH₂O.
      MERK: Åndedrettsfrekvensen må justeres i lavagerperioden for å holde arteriell pH over 7,25 for å forhindre hemodynamisk dekompensasjon.
5. Vær oppmerksom på at denne dyremodellen er basert på en kombinasjon av overflateaktiv uttømming og VILI.
   MERK: Lavages vil bli stoppet etter P_enO₂/ F_IO₂ forholdet forblir under 100 i 5 min IKKE etter 60 min som publisert tidligere for en modell av overflateaktivt utvasking uten VILI⁵.
   1. Start med høy TV/lav PEEP-ventilasjon etter at den målrettede P_AO₂/F_IO₂ er nådd.
      MERK: Ellers vil en altfor aggressiv overflateaktiv uttømming kombinert med VILI resultere i flere organsvikt og kompromittere eksperimentet. Varigheten av overflateaktiv uttømming varierer mellom dyr, siden en definert P_AO₂/ F_IO₂ er målrettet. Det kan ta 45 min til 1,5 timer.

6. Skadelig ventilasjon med høyt tidevannsvolum / lavt PEEP (høy TV / lav PEEP)

1. Behold en F_IO₂ av 1.0.
2. Sett ventilatoren på et volum garantert, trykkstyrt ventilasjonsmodus.
3. Øk alarmterskelen for toppinspiratorisk trykk til 60 mbar.
   MERK: Ventilatoren skal påføre et inspiratorisk trykk opp til 60 mbar, men ikke høyere.
4. Senk åndedrettsfrekvensen til 12/min og sett inspirasjonen til utløpsforholdet (I:E) til 1:1.5 (noe som resulterer i en inspirasjonstid på 2 s og utløpstid på 3 s).
5. Øk tidevannsvolumet langsomt opp til 17 ml/kg kroppsvekt over minst 2 min.
   1. Ikke øk tidevannsvolumet ytterligere hvis et inspiratorisk trykk på 60 mbar nås.
      MERK: Det begrensede inspiratoriske trykket kan resultere i tidevannsvolum under 17 ml/kg kroppsvekt avhengig av lungeskaden etter overflateaktivt utvasking. En plutselig økning i tidevannsvolumet kan føre til barotrauma eller hemodynamisk dekompensasjon. Derfor er det av største betydning å øke tidevannsvolumene sakte over flere minutter.
6. Reduser PEEP til 2 mbar.
7. Ventiler dyret i opptil 2 timer (se figur 2 for ventilatorinnstillingene og strømningskurven).
   MERK: Ventilasjon med høye tidevannsvolumer vil resultere i god oksygenering av dyret, men syklisk nesten fullstendig inflasjon og deflasjon resulterer i strukturell skade på lungene. Strukturelle skader kan ikke reverseres med rekrutteringsmanøvrer, utsatt posisjonering, høy PEEP, etc. Den resulterende skaden må tolereres gjennom hele etterforskningen. En kortere høy TV/lav PEEP-ventilasjonstid kan være nødvendig avhengig av følgende eksperiment og varighet av undersøkelsen.

7. Slutt på eksperiment og eutanasi

1. Sørg for at alle målinger av den eksperimentelle protokollen, som vil følge induksjonen av lungeskade, utføres.
2. Injiser fentanyl (minst 0,5 mg) i tillegg til den kontinuerlige anestesi og vent minst 5 minutter. Injiser tiopental (minst 1000 mg) raskt etterfulgt av minst 60 mmol kalium ved hjelp av den sentrale linjen.

Representative Results

Forholdet P_aO₂/F_IO₂-ratio ble redusert under overflateaktiv utvasking hos alle dyr (figur 3). Den resulterende hypoksemi, hypercapnia og atelektase forårsaket en økning i lungearterietrykket. Detaljene i lungeskyllingene er allerede beskrevet andre steder⁶.

Den overflateaktive uttømmingen ble gjentatt til forholdet P_aO₂/F_IO₂ forble under 100 mmHg til tross for mekanisk ventilasjon med en PEEP på 5 mbar i minst 5 minutter. Etterpå ble ventilasjon med høye tidevannsvolumer, lav PEEP og nesten fullstendig inflasjon/deflasjon påbegynt i 2 timer for å forårsake VILI. Vær oppmerksom på at parametere for gassutveksling (oksygenmetning, P_aO₂) kan forbedres under ventilasjon med høye tidevannsvolumer på grunn av syklisk rekruttering mens mPAP vanligvis forblir forhøyet på grunn av høyt intrathoracic trykk og hypercapnia (Figur 3B). I gjennomsnitt krever induksjon av anestesi, instrumentering, overflateaktiv uttømming og skadelig ventilasjon ca 5 timer avhengig av erfaring fra undersøkeren og antall toaletter som kreves for å oppnå det målrettede forholdet P_aO₂/ F_IO_2.

Lungenes rekrutterbarhet ble testet etter hvert eksperimentelt trinn med en rekrutteringsmanøver (inspiratorisk trykk på 50 mbar og PEEP 24 mbar i fem pust). En arteriell blodgassprøve ble tatt 5 minutter etter rekrutteringsmanøveren mens ventilasjonen ble påbegynt med et tidevannsvolum på 6 ml/kg kroppsvekt, en PEEP på 15 mbar og en F_IO₂ av 1,0. Denne rekrutteringsmanøveren resulterte i en merkbar økning i oksygenering hos alle dyrene etter overflateaktiv utvasking (figur 3a), mens 2 timer med skadelig ventilasjon reduserte lungerekrutterbarheten med hensyn til gassutveksling og mPAP (Figur 3, Tabell 1). Lungeskaden som ble forårsaket med protokollen var ikke utsatt for rekruttering selv når ventilasjon ble utført i henhold til ARDS-Network høye PEEP-tabellen i 3 timer etter en ekstra rekrutteringsmanøver.

Computer tomographic (CT) avbildning av ett dyr viste atelektase av de avhengige områdene av lungen under ventilasjon med en PEEP på 6 mbar, som i stor grad løste seg da ventilasjonen ble eskalert til en PEEP på 15 mbar (figur 4), mens de betydelige allestedsnærværende bakken glass opasiteter ikke løste. Videre indikerte noen CT-funn som alveolar opasiteter strukturelle skader på lungene som tilsvarer post-mortem undersøkelse av lungene (figur 4).

Figur 1: Plassering av lungearteriekateter. Skisse av hjertet, et riktig plassert lungearteriekateter (PAC; gult kateter) og de respektive bølgeformene som kan sees mens du fremmer en PAC. PCWP betyr lunge kapillær kiletrykk. PCWP-bølgeformen kan bare ses i kileposisjon mens ballongen er oppblåst. PCWP-kurven skal forsvinne, og lungearteriekurven skal være synlig hvis ballongen tømmes og PAC plasseres riktig. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 2: Ventilatorinnstillinger for skadelig ventilasjon. Vises er ventilatorinnstillingene under ventilasjon for å provosere frem respiratorindusert lungeskade (VILI). Tidevannsvolumet tilsvarer 17 ml / kg kroppsvekt i det respektive dyret. Flytmønsteret reduseres til null flyt ved utløp (rød stjerne). Null strømning opprettholdes i en relevant periode av luftveiene. Dermed oppnås nesten fullstendig inflasjon og deflasjon av lungene for å fremme baro- og atelectrauma. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 3: Systemisk oksygenering og lungearterietrykk. (A) Individuelle resultater av det delvise arterielle trykket av oksygen. (B) Gjennomsnittlig lungearterisk trykk på fire dyr vises som representative verdier for den induserte lungeskaden. Test for statistisk signifikans ble ikke utført på grunn av det lille antallet dyr (n = 4). En rekrutteringsmanøver ble utført etter hver intervensjon (gule piler) for å teste for rekruttering av modellen. Merk at P_aO₂ øker etter lungeskylling og etter rekruttering med minst 150 mmHg, men ikke etter skadelig ventilasjon. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 4: Beregnet tomografi i lungene. Representative datatomografiske skanninger (CT) av ett dyr etter overflateaktiv utvasking og mekanisk ventilasjon med høye tidevannsvolumer og lav PEEP for å forårsake respiratorindusert lungeskade (VILI). Skanningene ble tatt under ventilasjon med høyt positivt sluttutløpstrykk på 15 mbar (PEEP 15 mbar) og lav PEEP på 6 mbar (PEEP 6 mbar) med et tidevannsvolum på 6 ml / kg kroppsvekt. De øvre panelene viser den samme apikale regionen av lungene. De nedre panelene viser samme lungeregion i hjertets høyde. # markerer de avhengige lungeområdene med basal atelektase; → markerer de avhengige lungeområdene/tidligere atelektase, som rekrutteres under ventilasjon med en PEEP på 15 mbar; * markerer omfattende glasstettheter med overliggende inter- og intralobulær septeal fortykning, som ikke løses under ventilasjon med en PEEP på 15 mbar, + merker diffuse alveolar opacifications, som indikerer alveolar blødning og er ikke synlige under ventilasjon med en PEEP på 6 mbar på grunn av den omfattende atelektase. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 5: Postmortem undersøkelse av lungene. Representativ patologi av de uløste lungene til ett dyr rett etter eksperimentet. Lungenes basale område vender mot leseren. #-merkene atelektase; +-merkene diffus alveolarblødning; de → merkene distended, edematous peribronchial mellomrom. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

	grunnlinje	etter lavage	RM	etter injuriuos ventilasjon	RM	etter ARDS-Net	RM
PaO2 (mmHg)	514 ±13	87 ±12	324 ±78	197 ±134	147 ±95	128 ±37	185 ±129
PenCO2 (mmHg)	48 ±6	86 ±10	82 ±12	66 ±5	96 ±4	92 ±5	123 ±10
Ph	7.39 ±0,09	7.14 ±0,05	7.17 ±0,08	7.26 ±0,06	7.11 ±0,04	7.14 ±0,04	7.04 ±0.03
Laktat (mg/dl)	4 ±3.9	6 ±5.0	6 ±5.9	4 ±3.6	4 ±3.5	4 ±3.6	6 ±5.3
hjertefrekvens (slag/min)	86 ±8	90 ±11	92 ±12	104 ±18	129 ±30	147 ±13	149 ±5
CO (L/min)	4 ±0,8		3.7 ±1.4	3.6 ±0,8	5.2 ±0,8	5.1 ±0,8	6.9 ±1.0
kart (mmHg)	93 ±4	101 ±21	108 ±31	78 ±8	96 ±31	65 ±12	72 ±9
SVR (dyn. sek. cm-5)	1856 ±302		2552 ±777	1624 ±468	1179 ±237	903 ±292	711 ±166
mPAP (mmHg)	14 ±1	27 ±2	22 ±2	33 ±10	33 ±8	29 ±3	30 ±3
NÅVERDI (dyn. sek. cm-5)	106 ±170		267 ±442	170 ±258	92 ±126	108 ±160	66 ±88
PCWP	6 ±2		10 ±2	8 ±2	9 ±1	10 ±4	11 ±5
Cdyn (ml/mbar)	33 ±4	12 ±2	21 ±4	23 ±8	20 ±2	26 ±8	24 ±5

Tabell 1: Arterielle blodgasser, hemodynamiske data og lungesamsvar. Tabellen presenterer de respektive arterielle blodgassene og hemodynamiske dataene. RM: rekrutteringsmanøver, P_aO₂: arterielt partielt oksygentrykk, P_ACO₂: arterielt partielt trykk av karbondioksid, CO: hjerteutgang, MAP: gjennomsnittlig arterielt trykk, SRV: systemisk vaskulær motstand, mPAP: gjennomsnittlig lungearterisk trykk, PVR: lungevaskulær motstand, PCWP: lungekapillært kiletrykk. Data presentert som gjennomsnittlig ± SD.

		grunnlinje	etter lavage	RM
Jeg	PaO2 (mmHg)	540	81.3	270	21.9	-rekrutteringsmanøveren etter at overflateaktiv uttømming ble forhåndsformet uten forutgående injeksjon av muskelavslappende middel -rekrutteringsmanøveren (RM) resulterte i en spenning pneumothorax med rask kardiopulmonal forverring (grå bakgrunn) til tross for umiddelbar innsetting av brystavløp - etter dyr fikk en bolusinjeksjon av et muskelavslappende middel før en RM, og problemet ble ikke observert igjen
	PenCO2 (mmHg)	42.6	69.4	84.9	93.9
	Ph	7.44	7.17	7.01	6.99
	Laktat (mmol/l)	11	17	67	56
	hjertefrekvens (slag/min)	138	155	141	221
	CO (L/min)	7.7		3.6	1.6
	mAP (mmHg)	82	60	143	53
	mPAP (mmHg)	26	18	22	22
	PCWP (mmHg)	10	12	12	17
	Cdyn (mbar/ml)	35	11	19	13
	PCWP (mmHg)	10	12	12	17
	Cdyn (mbar/ml)	35	11	19	13
		grunnlinje	etter lavage	RM	etter skadelig ventilasjon	RM
II	PaO2 (mmHg)	638	60	84	83.2	61.4	82.7	-skadelig ventilasjon ble utført med tidevann et volum på 17 ml/kg kroppsvekt i 3 timer -etter skadelig ventilasjon forverret dyret seg raskt og kunne ikke stabiliseres med f.eks bolusinjeksjoner av epinefrin -den siste blodgassanalysen ble oppnådd under ventilasjon med PEEP: 20 mbar. Ppeak: 35 mbar. resulterer i et tidevannsvolum på bare 187 ml (4 ml/kg kroppsvekt) - reduksjon av den skadelige ventilasjonsperioden var nødvendig i følgende eksperimenter
	PenCO2 (mmHg)	41	78	77	85.1	120	183
	Ph	7.37	7.17	7.16	7.13	7.02	6.81
	Laktat (mg/dl)	16	18	20	17	30	65
	hjertefrekvens (slag/min)	86	64	109	133	150	185
	CO (L/min)	4.3		3.3	3.7	5.6	2.4
	mAP (mmHg)	77	82	61	53	77	40
	mPAP (mmHg)	15	30	24	35	35	32
	PCWP (mmHg)	7	8	9	8	9
	Cdyn (mbar/ml)	34	9	12	17	14	13

Tabell 2: Arterielle blodgasser og hemodynamiske data under implementeringen av protokollen. Tabellen presenterer de respektive arterielle blodgassene og hemodynamiske dataene til to dyr, som døde for tidlig under implementeringen av protokollen. Grå bakgrunn fremhever de siste resultatene før døden. RM: rekrutteringsmanøver, P_aO₂: arterielt partielt trykk av oksygen, P_aCO₂: arterielt partielt trykk av karbondioksid, CO: hjerteutgang, mAP: gjennomsnittlig arterielt trykk, mPAP: gjennomsnittlig lungearterisk trykk, PCWP: lunge kapillær kiletrykk, PEEP: positivt sluttutløpstrykk, Ppeak: topp inspiratorisk trykk.

Discussion

Denne artikkelen beskriver induksjonen av eksperimentell ARDS hos griser som kombinerer overflateaktiv uttømming ved gjentatte lungeskylling og ventilasjon med høye tidevannsvolumer, lav PEEP og fullstendig inflasjon / deflasjon av lungene. Denne kombinasjonen forårsaker en reproduserbar og sammenlignbar forverring i gassutveksling og det resulterende hemodynamiske kompromisset, men begrenser lungenes rekrutteringsevne. Dermed etterligner denne modellen klinisk ARDS med lav rekrutterbarhet og tillater undersøkelse av nye ventilasjonsregimer.

Det er noen begrensninger i protokollen. For det første resulterer gjentatte lavager i noen av de histopatologiske egenskapene til kliniske (menneskelige) ARDS, inkludert dannelsen av store atelektase, perivasculær ødemdannelse og en økning av alveolar-kapillær membrantykkelse. Høy TV/lav PEEP-ventilasjon gir noen egenskaper som diffus alveolarblødning, som ikke er sårbare for rekruttering. Likevel kan viktige egenskaper ved menneskelig ARDS som dannelse av hyalinmembraner ikke induseres innen timer og mangler derfor i denne modellen^2,3. For det andre er lungenes strukturelle skade irreversibel i flere timer eller muligens dager. Men det må tas hensyn til å unngå en overdreven baro-, volu- og atelectrauma av lungene, noe som vil gjøre følgende eksperiment umulig. Ved hjelp av ventilatorinnstillingene som er beskrevet i artikkelen, startet protokollen med i utgangspunktet 3 timer VILI for å teste automatiserte ventilasjonsmoduser, som integrerer nyere kliniske bevis angående ventilasjon av ARDS-pasienter. Dessverre ble noen dyr forverret i løpet av eksperimentet, og ett tilfelle av en alvorlig pneumothorax (tabell 2) ble observert. Reduksjon av VILI-perioden til 2 timer var egnet for eksperimentell design, men denne tidsperioden kan tilpasses i andre eksperimentelle omgivelser. For det tredje kan lungeskylling føre til brå høyre hjertesvikt og dyrets død. Omtrent 10% -15% av dyrene kan dø i induksjonsperioden. Dette tallet kan reduseres etter anbefalingene som er publisert tidligere⁵. Til slutt presenterte studien bare resultatene av fire dyr og to ytterligere dyr, som døde for tidlig under implementeringen av modellen. Strenge lokale dyrebeskyttelseslover støtter ikke eksperimenter hos ytterligere dyr når modellen er tilstrekkelig implementert, men to-hit modeller som består av overflateaktiv uttømming og skadelig ventilasjon har blitt brukt av andre forskningsgrupper⁷.

Av betydning kan forverring av lungeskade ved ventilasjon med høy TV/ lav PEEP-ventilasjon føre til ukontrollerbar strukturell skade på lungene eller hemodynamisk dekompensasjon. Tidevannsvolumene må derfor økes i trinn over flere minutter, og en øvre terskel for toppinspiratorisk trykk må settes for å unngå pneumothorax og hemodynamisk ustabilitet. Det ble funnet at en øvre terskel på 60 mbar var mest egnet til å forårsake VILI uten å miste dyr for tidlig.

Den sykliske rekrutteringen med høye tidevannsvolumer vil resultere i tilstrekkelig oksygenering til tross for lav PEEP. Etter lungeskyllingene ble PEEP redusert til 2 mbar på en trinnvis måte parallelt med økende tidevannsvolum for å unngå utålelig hypoksemi.

Noen etterforskere bruker høyere luftveisrater for å generere VILI 7 på grunn av en^raskere utbrudd av VILI, men høye luftveisrater kan føre til luftfangst hvis strømningskurven til respiratoren ikke overvåkes nøye. Luftfangst kan redusere VILI på grunn av ufullstendig deflasjon av lungene for en ting, mens det også fremmer hemodynamisk ustabilitet forårsaket av vedvarende høyt intrathoracic trykk. Dermed ble en langsommere åndedrettsfrekvens brukt med en sikret deflasjon av lungene og lengre VILI-periode i den beskrevne modellen.

Vær oppmerksom på at markører for lungebetennelse som interleukin 8 i brochoalveolarvæsken ikke ble målt siden langvarig ventilasjon i en reproduserbar modell med lav rekrutterbarhet er hovedapplikasjonen til modellen. For forskning om spesifikke inflammatoriske mønstre (for eksempel den hyperinflammatoriske subfenotypen av ARDS) kan en multippel treffmodell som kombinerer en inflammatorisk første hit som i.v. lipopolysakkaridinfusjon med skadelig ventilasjon være gunstig¹².

Kombinasjonen av overflateaktiv utvasking og høy TV/lav PEEP-ventilasjon resulterer i en tidseffektiv og reproduserbar modell av humane ARDS med hensyn til gassutveksling og hemodynamiske endringer. Lungeskaden som er indusert i denne modellen presenterer lav rekrutteringsevne og tillater eksperimentell undersøkelse av terapeutiske strategier, inkludert mekanisk ventilasjon.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Eve	Fritz Stephan GmbH		emergency ventilator
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
Leader Cath Set	Vygon	1,15,805	arterial catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	1,57,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
urinary catheter			no specific model requiered
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Vigilance I	Edwards		monitor