Utarmning av tensid i kombination med skadlig ventilation resulterar i en reproducerbar modell av akut respiratoriskt nödsyndrom (ARDS)

Summary

En kombination av tensid washout med 0,9% saltlösning (35 ml/kg kroppsvikt, 37 °C) och hög tidvattenvolym ventilation med låg PEEP för att orsaka måttlig ventilator inducerad lungskada (VILI) resulterar i experimentell akut respiratorisk nöd syndrom (ARDS). Denna metod ger en modell av lungskada med låg/begränsad rekrytbarhet för att studera effekten av olika ventilationsstrategier under längre perioder.

Abstract

Olika djurmodeller finns för att studera de komplexa pathomechanismsna av akut respiratoriskt nödsyndrom (ARDS). Dessa modeller inkluderar pulmo-arteriell infusion av oljesyra, infusion av endotoxiner eller bakterier, cekal ligatur och punktering, olika lunginflammationsmodeller, lungischemi / reperfusionsmodeller och naturligtvis tensidutarmningsmodeller, bland andra. Utarmning av tensid ger en snabb, reproducerbar försämring av utbytet av lunggas och hemodynamik och kan induceras hos bedövade grisar med upprepade lungsköljningar med 0,9% saltlösning (35 ml/kg kroppsvikt, 37 °C). Den tensid utarmning modellen stöder undersökningar med standard luftvägarna och hemodynamic övervakning med kliniskt tillämpade enheter. Men modellen lider av en relativt hög rekrytbarhet och ventilation med högt luftvägstryck kan omedelbart minska skadans svårighetsgrad genom att öppna vid eltaktiska lungområden igen. Således är denna modell inte lämplig för undersökningar av ventilatorregimer som använder högt luftvägstryck. En kombination av tensid utarmning och skadevållande ventilation med hög tidvatten volym/låg positiva slutet-expiratory tryck (hög Tv/låg PEEP) att orsaka ventilator inducerad lung skada (VILI) kommer att minska rekrytbarheten av den resulterande lungskadan. Fördelarna med en induktion i rätt tid och möjligheten att bedriva experimentell forskning i en miljö jämförbar med en intensivvårdsavdelning bevaras.

Introduction

Dödligheten i akut respiratoriskt nödsyndrom (ARDS) är fortfarande hög med värden över 40%¹ trots intensiv forskning sedan dess första beskrivning av Ashbough och Petty 1967². Naturligtvis är undersökningen av nya terapeutiska metoder begränsad i kliniken på grund av etiska problem och bristen på standardisering av underliggande patologier, omgivande tillstånd och sammediciner, medan djurmodeller möjliggör systematisk forskning under standardiserade förhållanden.

Experimentella ARDS har således inducerats hos antingen stora djur (t.ex. grisar) eller små djur (t.ex. gnagare) med olika metoder som pulmo-arteriell infusion av oljesyra, intravenös (dvs. infusion av bakterier och endotoxiner) eller cekal ligatur och punktering (CLP) modeller som orsakar sepsisinducerad ARDS. Dessutom används direkta lungskador orsakade av brännskador och rökinandning eller lungaschemi/reperfusion (I/R). En ofta använd modell av direkt lungskada är tensidutarmning med lungsköljor som först beskrivs av Lachmann et al. hos marsvin⁴.

Utarmning av tensider är en mycket reproducerbar metod som snabbt resulterar i kompromisser i gasutbyte och hemodynamik⁵. En stor fördel är möjligheten att tillämpa utarmning av tensider i stora arter som möjliggör stödforskning med kliniskt använda mekaniska ventiler, katetrar och bildskärmar. En stor nackdel med den ytaktiva utarmningsmodellen är dock den omedelbara rekryteringen av atelektatiska lungområden när högt luftvägstryck eller rekryteringsmanövrer, såsom benägen positionering, tillämpas. Således är modellen inte lämplig för att undersöka, t.ex. automatiserad ventilation med höga PEEP-nivåer under längre tid⁶. Yoshida et al. beskrev en kombination av ytaktiv utarmning och ventilation med högt inandningsluftvägstryck för att inducera experimentell ARDS⁷, men deras modell kräver ett noggrant upprätthållande av partiellt syretryck (P_aO 2 ) i en fördefinierad_korridorvia upprepad provtagning av blodgas och justering av körtrycket enligt en glidande tabell med inandningstryck och PEEP.

Sammantaget kan en modell med en alltför aggressiv skadlig ventilation eller en mödosam, upprepad justering av ventilationsregimen resultera i strukturella skador på lungorna, vilket är för allvarligt och resulterar i efterföljande multipel organsvikt. Således ger denna artikel en detaljerad beskrivning av en lätt genomförbar modell av tensidutarmning plus skadlig ventilation med hög TV / låg PEEP för induktion av experimentell ARDS, som stöder forskning med kliniskt använda ventilationsparametrar under längre perioder.

Protocol

Experimenten utfördes vid Institutionen för experimentell medicin, Charité - Universitetsmedicin, Berlin, Tyskland (certifierad enligt EN DIN ISO 9001:2000) och godkändes av de federala myndigheterna för djurforskning i Berlin, Tyskland, före experimenten (G0229/18). Principerna för djurvård i laboratorier användes i alla experiment och är förenliga med riktlinjerna från European and German Society of Laboratory Animal Sciences.

1. Laboratoriedjur och djurskydd

1. Utför alla experiment i djupt sövda hansvin (tyska Landrace × Large White) i åldern 3-4 månader med en kroppsvikt (bw) på 30-40 kg.

2. Anestesi, intubering och mekanisk ventilation

1. Ge inte torrfoder i 12 timmar före anestesi för att undvika en full mage hos grisarna. Ge fri tillgång till vatten och halm/hö för att minimera stress.
2. Premedicinera med en intramuskulär injektion av en kombination av azaperon (3 mg/kg bw), atropin (0,03 mg/kg bw), ketamin (25 mg/kg bw) och xyzazin (3,5 mg/kg bw) i grisens halsmuskulatur, medan djuren fortfarande hålls i sitt inhysningsanläggning för att minimera stress.
   OBS: Daglig träning av att klappa djurets nacke medan du matar några sockerbitar före experimentet och applicerar injektionen medan du matar sockerbitar på tränat sätt kommer att underlätta en smidig premedicinering och minska stressen ytterligare.
   1. Placera djuret på en bår och täck ögonen med en trasa för transport när en tillräcklig nivå av anestesi har uppnåtts.
   2. Överför grisen till operationsteatern och se alltid till att det finns tillräckligt med spontan andning.
   3. Ta en syrecylinder, monteringsrör och mask för att ge extra syre under transport av grisarna, om husfaciliteterna inte ligger i anslutning till laboratoriet.
   4. Placera grisen i benägen position och preoxygenat med en mask som passar djurets nos med ett högt syreflöde (t.ex. 10 L/min).
3. Använd en perifer venkateter (vanligtvis 18 eller 20 G) för att få venös åtkomst. Placera den perifera venkatetern i en av öronvenerna efter en avtorkningsprocedur med alkoholbyten.
   1. Starta en infusion med en balanserad kristalloidlösning och se till att katetern placeras korrekt för efterföljande infusion av bedövningsmedel.
   2. Ingjuta 500 ml av en balanserad kristalloidlösning som bolus i.v. följt av kontinuerlig infusion av 4 ml/kg/h för vätskestöd.
   3. Börja övervaka den perifera syremättnaden (SpO₂) genom att fästa SpO_2-sensornvid ett av öronen eller svansen.
4. Inducera anestesi genom att injicera propofol (ca 5-10 mg/kg - den exakta dosen beror på effekten av premedicineringen och skiljer sig från djur till djur) för orotrakeal intubering.
   OBS: Tidigare injektion av en opioid kommer att underlätta intubation ytterligare men kräver gott om erfarenhet för att undvika en för tidig apné av djuret. En injektion på 100 μg fentanyl (fentanylcitrat, 100 μg/ml) kan upprepas tills den spontana andningshastigheten saktar ner till ca 20/min innan propofol injiceras.
5. Intubera djuret med ett manschetterat endotrakealrör (7,5 - 8,0 mm ID) och ett laryngoscope utformat för stora djur (rakt blad med ca 25 cm längd).
   OBS: Intubation är lättast i benägen position enligt beskrivningen i detalj av Theisen et al.⁸.
   1. Kontrollera placeringen av endotrakealröret genom att observera den typiska vågformen av CO₂ under utgångsdatumet på CO_2-monitorn(kapnografen).
   2. Använd auscultation för att kontrollera om det finns lika bilaterala andningsljud.
      OBS: Grisarna kan ventileras mekaniskt med manuell kompression av revbenskorgen från båda sidor samtidigt som syretillförseln försers med ett högt flöde vid misslyckad eller fördröjd intubering.
6. Ställ in fraktionen av inspirerat syre (F_IO₂) på 1,0, andningsfrekvensen till 15-20/min, tidvattenvolymen till 8-9 mL/kg bw, inspiration till utgångsförhållandet (I:E) till 1:1.5 och applicera ett positivt slututfallstryck (PEEP) på 5 cmH₂O för att starta mekanisk ventilation. Justera inställningarna för att rikta in dig på ett slututfallstryck av koldioxid (P_etCO₂₎på 35-40 mmHg och en SpO₂ över 95%.
   1. Använd en kontinuerlig i.v. infusion av tioopenton (20 mg/kg/h) och fentanyl (7 μg/kg/h) för att bibehålla anestesin.
      OBS: Den nödvändiga dosen kan variera från djur till djur och mellan försöksmiljöer. Det är viktigt att upprätthålla ett tillräckligt djup av anestesi under försökets gång av djurskyddsskäl och vetenskapliga skäl.
   2. Övervaka djuret noga för stress-/smärtreaktioner (t.ex. ökad hjärtfrekvens, blodtryck eller andningsfrekvens) under instrumenteringen.
      OBS: Instrumentering bör vara möjlig utan att administrera ett muskelavslappnande medel om anestesidjupet är tillräckligt.
   3. Administrera ett muskelavslappnande medel, t.ex. pankuroniumbromid (0,15 mg/kg bw dvs bolus, följt av en kontinuerlig infusion på 0,15 mg/kg bw/h eller upprepade bolusinjektioner), om muskelavslappning är nödvändig för experimentet (t.ex. före en ytaktiv utarmning, före skadevållande mätningar av lungöverensstämmelsen).
7. Instrumenteringsteknik
   1. Förvandla djuret till supine position.
   2. Fäst endotrachealröret och i.v. linjen medan du vrider djuret.
   3. Dra tillbaka benen med bandage för att sträcka huden ovanför de planerade snittplatserna.
   4. Sterilisera operationsområdena med lämpligt huddesinfektionsmedel som alkohol och jod 1% lösning.
8. Kanylera den yttre halsvenen med en central venkateter och dessutom för in införingshydmandeten av lungartärkatetern (PAC) i samma ven.
   1. Utför ett 10 cm hudsnitt på linjen som förbinder underdiblen och bröstbenet (vänster eller höger sida möjligt).
   2. Gör alltid om anestesin och justera dosen vid behov.
   3. Separera den subkutana vävnaden och platysma med vävnad tång och kirurgisk sax tills brachiocephalic och sternocephalic musklerna är synliga.
   4. Fortsätt med en trubbig nedskärningsprocedur för att separera fascian mellan musklerna tills den yttre halsvenen är synlig.
   5. Använd Seldinger-tekniken⁹ för att kanylera den yttre halsvenen med den centrala venkatetern och införingshydmandet för senare införande av PAC.
      OBS: Vidga inte venen med en dilatator som den görs vid en perkutan inflygning. Det här skulle slita i venen. Stäng med vanliga suturer. Storleken på manttan beror på storleken på den valda PAC. En 6F introducer mantja (10 cm längd) och en 5F PAC på 75 cm längd hos grisar på 30-40 kg kroppsvikt används vanligtvis.
9. Kannulera lårbensartären för invasiv blodtrycksövervakning.
   1. Identifiera vikningen mellan gracilis och sartoriusmuskeln i bakbenet (vänster eller höger är möjlig) för att placera en kranskärlslinje.
      OBS: Pulseringen av lårartären bör vara lätt påtaglig.
   2. Kannulera artären perkutant med Seldinger tekniken⁹.
   3. Använd ett direkt tillvägagångssätt om artären inte är lätt palperad.
      1. Skär genom huden med ett 5 cm långt snitt och separera den subkutana vävnaden med vävnadstängar och kirurgisk sax.
      2. Använd en trubbig nedskärningsprocedur som skiljer fascian mellan musklerna till nivån på lårbensartären.
         OBS :D skadar inte de saphenous kärlen genom att utföra den nedskurna proceduren kranial av dem.
      3. Slinga en ligatur runt lårbensartären så att kärlet kan stängas vid blödning på punkteringsstället. Undvik detta steg när det är möjligt, eftersom det äventyrar blodflödet till bakbenet.
      4. Kannulera artären med Seldinger-tekniken⁹.
10. Kalibrera givaren mot atmosfären (noll) och antingen 200 mmHg (arteriell linje) eller 50 mmHg (central venös linje) och anslut dem till artärkatetern och den centrala venösa linjen för att börja övervaka.
    1. Placera tryckgivare ungefär hälften av bröstkorgens höjd vid den uppskattade positionen för rätt atrium.
11. Utför ett litet (4-5 cm) snitt genom huden ovanför urinblåsan för katarisering av urinblåsan.
    1. Separera den subkutana vävnaden med trubbiga instrument.
    2. Placera en handväska-sträng sutur (1-2 cm i diameter) i väggen på blåsan.
       OBS: Suturerna bör inte tränga igenom alla lager av urinblåsans vägg, vilket skulle leda till förlust av urin genom punkteringar.
    3. Utför ett litet snitt i mitten av suturen och introducera urinkatetern.
    4. Blockera omedelbart ballongen med 10 ml destillerat vatten och dra katetern mot blåsans vägg tills ett ljusmotstånd känns.
    5. Stäng handväskan runt katetern. Stäng huden med vanliga suturer.

3. Införande av lungartärkatetern (PAC)

1. Kontrollera patencyen på PAC:s ballong med 0,5-1 ml luft beroende på kateterns storlek och töm ballongen igen.
2. Anslut PAC till tryckgivaresystemet och kalibrera givaren mot atmosfären (noll) och 100 mmHg.
3. Introducera PAC genom införarsmanten med en deflaterad ballong i 10-15 cm (beroende på mantlängden).
   1. Blås upp ballongen efter att den har lämnat mantlan och för PAC vidare samtidigt som trycket och den typiska vågen bildas på tryckmätaren.
   2. Tryck PAC framåt medan vågformerna som är typiska för rätt atrium, höger ventrikel och lungartären uppträder och slutar föra PAC när lungkapillary wedge press (PCWP) vågform ses.
   3. Spela in PCWP vid slutets utgång och töm ballongen (se figur 1 för respektive kurvor).
      OBS: Efter deflation av ballongen måste PCWP-vågformen försvinna och lungartärens tryckvågform måste vara synlig. Om lungartärens tryckvågform inte kan ses, sätts katetern sannolikt in för långt in i en lungartär och har nått en auto-wedge position. Detta resulterar i en permanent ocklusion av ett lungkärl och måste korrigeras genom att dra katetern tillbaka tills lungartärens tryckvågform återkommer och därigenom undvika komplikationer, t.ex. bristning av^{lungkärlet 10}. PAC-katetrarna förs ofta oavsiktligt in i levervener via den sämre cavalvenen hos grisar. Således, om rätt ventrikeltryckssignal inte nås efter ca 30 - 50 cm, dra katetern tillbaka och börja om igen.

4. Termodilutionsteknik för lungartärer för hemodynamiska mätningar

1. Mät hjärteffekten (CO) med termodilutionstekniken¹¹.
   1. Anslut thermistor och ett flöde genom höljet till respektive lumen i PAC.
   2. Anslut sedan den hemodynamiska bildskärmen med PAC:s distala temperaturport (rött lock).
   3. Justera den hemodynamiska bildskärmen till det nödvändiga läget som kompenserar för kateterstorlek, kateterlängd, injicerad volym och temperatur på den injicerade saltlösningen.
   4. Injicera lämplig volym på 0,9% saltlösning så snabbt som möjligt (vanligtvis 5 eller 10 ml 0,9% saltlösning med en temperatur på 4 °C).
   5. Vänta tills mätningen är klar.
2. Randomisera fem mätningar i snabb följd över respiratorens andningscykel.
   1. Ta bort de högsta och lägsta värdena och använd de återstående tre värdena för att beräkna medelvärdet.
   2. Observera detta medelvärde som hjärtminutvolym.
   3. Mät PCWP efteråt genom att blåsa upp kateterballongen och töm den efter mätningen.
   4. Använd det genomsnittliga arteriella trycket (MAP), lungartärtrycket (PAP), det centrala venösa trycket (CVP), PCWP och CO för alla ytterligare hemodynamiska beräkningar.
      OBS: Volymen saltlösning samt temperaturen måste anges i monitorn före mätningarna. Den normala saltlösningen måste hållas vid samma temperatur (vanligtvis <5 °C) för korrekta mätningar. Kateterns storlek och längd måste också anges. Vissa övervakare kräver att en korrigeringsfaktor förs in.
   5. För studier som involverar exakta mätningar av elektrolytbalansen, använd 5% glukoslösning istället för 0,9% saltlösning.
3. Se till att spela in alla parametrar. Ta samtidiga kranskärlens och blandade venösa blodprover strax före eller efter CO mätningar för att möjliggöra beräkning av intra-pulmonell höger till vänster shunt.
   1. Registrera alla nödvändiga andningsinställningar och mätningar för att slutföra datauppsättningen, t.ex. topp,platå och slututfallstryck.
      OBS: Induktion av anestesi, intubering och fullständig instrumentering kan kräva 1,5 h beroende på utredarnas erfarenhet och antal.

5. Utarmning av tensid

1. Ventilera djuret med en F_IO_{2 av} 1.0.
   1. Koppla bort djuret från fläkten.
2. Fyll lungorna med förvärmd saltlösning på 0,9 % (37 °C, 35 ml/kg) med en tratt ansluten till endotrakealröret.
   1. För detta, höj tratten ca 1 m över djuret.
      OBS: Det hydrostatiska trycket fördelar saltlösningen till alla lungsektioner.
   2. Sluta omedelbart fylla på när MAP minskar under <50 mmHg.
3. Sänk tratten till marknivå för att tömma lavagevätskan. Återanslut djuret till ventilatorn för syresättning.
4. Vänta tills djuret återhämtar sig och upprepa lavagen en snart som möjligt, om det behövs.
   OBS: Behovet av ytterligare lavage definieras av P_aO₂/F_IO_{2-förhållandet.}
   1. Ta ett kranskärlsblodgasprov efter 5 minuter efter varje lavage.
   2. Upprepa lavages tills P_aO₂/F_IO_{2-förhållandet} (Horowitz index) minskar under 100 mmHg i minst 5 min vid F_IO₂ 1,0 och PEEP > 5 cmH₂O.
      OBS: Andningshastigheten måste justeras under lavaperioden för att hålla artärpH över 7,25 för att förhindra hemodynamisk dekompensation.
5. Var medveten om att denna djurmodell är baserad på en kombination av ytaktiv utarmning och VILI.
   OBS: Lavagerna kommer att stoppas efter P_aO₂/F_IO_{2 förhållandet} förblir under 100 i 5 min INTE efter 60 min som tidigare publicerats för en modell av tensid washout utan VILI⁵.
   1. Börja med hög TV/låg PEEP-ventilation efter att den riktade P_aO₂/F_IO₂ har uppnåtts.
      OBS: Annars kommer en alltför aggressiv tensidutarmning i kombination med VILI att resultera i multipel organsvikt och äventyra experimentet. Varaktigheten av utarmning av tensid varierar mellan djur, eftersom en definierad P_aO₂/F_IO₂ är riktad. Det kan ta 45 minuter till 1,5 timmar.

6. Skadevållande ventilation med hög tidvattenvolym/låg PEEP (hög TV/låg PEEP)

1. Håll ett F_IO₂ av 1.0.
2. Ställ in fläkten på ett volymbes garanterat, tryckstyrt ventilationsläge.
3. Öka larmtröskeln för topp inandningstryck till 60 mbar.
   OBS: Fläkten ska applicera ett inandningstryck upp till 60 mbar, men inte högre.
4. Sänk andningshastigheten till 12/min och ställ in inspirationen till utgångsförhållandet (I:E) till 1:1.5 (vilket resulterar i en inspirationstid på 2 s och utgångstid på 3 s).
5. Öka tidvattenvolymen långsamt upp till 17 ml/kg bw under minst 2 min.
   1. Öka inte tidvattenvolymen ytterligare om ett inandningstryck på 60 mbar uppnås.
      OBS: Det begränsade inandningstrycket kan resultera i tidvattenvolym under 17 ml/kg kroppsvikt beroende på lungskadan efter ytbeläggningstvätt. En plötslig ökning av tidvattenvolymen kan leda till barotrauma eller hemodynamisk dekompensation. Därför är det av yttersta vikt att långsamt öka tidvattenvolymerna under flera minuter.
6. Minska PEEP till 2 mbar.
7. Ventilera djuret i upp till 2 timmar (se figur 2 för fläktinställningarna och flödeskurvan).
   OBS: Ventilation med höga tidvattenvolymer kommer att resultera i god syresättning av djuret, men den cykliska nästan fullständiga inflationen och deflationen resulterar i strukturella skador på lungorna. Strukturella skador kan inte vändas med rekryteringsmanövrer, benägen positionering, hög PEEP, etc. Den skada som detta leder till måste tolereras under hela utredningen. En kortare hög TV/ låg PEEP ventilationstid kan krävas beroende på följande experiment och undersökningens varaktighet.

7. Slut på experiment och dödshjälp

1. Se till att alla mätningar av det experimentella protokollet, som kommer att följa induktion av lungskada, utförs.
2. Injicera fentanyl (minst 0, 5 mg) dessutom till den kontinuerliga anestesin och vänta minst 5 minuter. Injicera tiopental (minst 1000 mg) snabbt följt av minst 60 mmol kalium med hjälp av centrallinjen.

Representative Results

P_aO₂/F_IO_{2-förhållandet}minskade under ytbeläggningstvätt i alla djur (figur 3). Den resulterande hypoxemia, hypercapnia och atelectasis orsakade en ökning av pulmonell gatan tryck. Detaljerna i lung lavages beskrivs redan någon annanstans⁶.

Den tensid utarmningen upprepades tills P_aO₂/F_IO_{2 förhållandet} förblev under 100 mmHg trots mekanisk ventilation med en PEEP på 5 mbar i minst 5 min. Efteråt påbörjades ventilation med hög tidvattenvolymer, låg PEEP och nästan fullständig inflation /deflation för 2 h för att orsaka VILI. Observera att parametrar för gasutbyte (syremättnad, P_aO₂) kan förbättras under ventilation med högvattenvolymer på grund av den cykliska rekryteringen medan mPAP vanligtvis förblir förhöjd på grund av högt intrathoracictryck och hyperkapni (Figur 3B). I genomsnitt kräver induktion av anestesi, instrumentering, ytaktiv utarmning och skadlig ventilation ca 5 h beroende på erfarenhet av prövaren och antalet lavar som krävs för att uppnå det riktade P_aO₂/ F_IO_{2-förhållandet.}

Rekrytbarheten av lungorna testades efter varje experimentellt steg med en rekryteringsmanöver (inandningstryck på 50 mbar och PEEP 24 mbar för fem andetag). Ett kranskärlens blodprov togs 5 min efter rekryteringsmanövern medan ventilationen påbörjades med en tidvattenvolym på 6 ml/kg bw, en PEEP på 15 mbar och en F_IO₂ av 1,0. Denna rekryteringsmanöver resulterade i en märkbar ökning av syresättningen hos alla djur efter ytbeläggningstvätt (figur 3a), medan 2 h skadlig ventilation minskade lungrekryterbarheten när det gäller gasutbyte och mPAP (figur 3, tabell 1). Lungskadan som inducerades med protokollet var inte benägna att rekrytera även när ventilation utfördes enligt ARDS-Network höga PEEP tabell för 3 h efter en ytterligare rekrytering manöver.

Datortomografi (CT) imaging av ett djur visade atelectasis av de beroende områdena i lungan under ventilation med en PEEP på 6 mbar, som löst till stor del när ventilation eskalerades till en PEEP på 15 mbar (Figur 4), medan de betydande allestädes närvarande markglas opaciteter inte löste. Dessutom indikerade vissa CT-fynd såsom alveolära opaciteter strukturella skador på lungorna motsvarande obduktion av lungorna (figur 4).

Figur 1: Placering av lungartärkateter. Skiss av hjärtat, en korrekt placerad lungartärkateter (PAC; gul kateter) och respektive vågformer som kan ses medan du främjar en PAC. PCWP betyder pulmonell kapillär kiltryck. PCWP-vågformen kan endast ses i killäge medan ballongen är uppblåst. PCWP-kurvan ska försvinna och lungartärkurvan ska vara synlig om ballongen töms och PAC placeras korrekt. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.

Bild 2:Fläktinställningar för skadlig ventilation. Visas är ventilatorinställningarna under ventilationen för att prova ventilatorinducerad lungskada (VILI). Tidvattenvolymen motsvarar 17 ml/kg kroppsvikt hos respektive djur. Flödesmönstret minskar till nollflöde vid utgångsdatum (röd stjärna). Nollflödet upprätthålls under en relevant period av andningscykeln. Således uppnås nästan fullständig inflation och deflation av lungorna för att främja baro- och atelectrauma. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.

Figur 3:Systemisk syresättning och lungartärtryck. B)Medelvärdet av lungartärtrycket hos fyra djur visas som representativa värden för den inducerade lungskadan. Test för statistisk signifikans utfördes inte på grund av det lilla antalet djur (n = 4). En rekryteringsmanöver utfördes efter varje ingripande (gula pilar) för att testa för rekrytbarhet av modellen. Observera att P_aO₂ ökar efter lung lavage och efter rekrytering med minst 150 mmHg, men inte efter skadevållande ventilation. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.

Figur 4: Beräknad lungtomografi. Representativa datortomografiska skanningar (CT) av ett djur efter tensid washout och mekanisk ventilation med hög tidvattenvolymer och låg PEEP att orsaka ventilator-inducerad lungskada (VILI). Skanningarna togs under ventilation med hög positiv slut utgångstryck på 15 mbar (PEEP 15 mbar) och låg PEEP på 6 mbar (PEEP 6 mbar) med en tidvatten volym på 6 mL/kg kroppsvikt. De övre panelerna visar samma apatiska region i lungorna. De nedre panelerna visar samma region i lungan på hjärtats höjd. # markerar de beroende lungområdena med basal atelektas; Den → markerar de beroende lungområdena/tidigare atelektas, som rekryteras under ventilation med en PEEP på 15 mbar. * markerar omfattande malda glas opaciteter med överlagrade inter- och intralobular septeal förtjockning, som inte löses under ventilation med en PEEP på 15 mbar, + märken diffusa alveolar opacifications, som indikerar alveolar blödning och inte är synliga under ventilation med en PEEP på 6 mbar på grund av den omfattande atelectasis. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.

Figur 5: Obduktion av lungorna. Representativ patologi av unfixed lungor av ett djur rätt efter experimentet. Lungornas basala område vänder sig mot läsaren. # märkena vid elelektsis; + märkena diffusa alveolära blödningar; de → märkena distended, edematous peribronchial utrymmen. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.

	baslinje	efter lavage	MIKROMETER	efter injuriuos ventilation	MIKROMETER	efter ARDS-Net	MIKROMETER
PaO2 (mmHg)	514 ±13	87 ±12	324 ±78	197 ±134	147 ±95	128 ±37	185 ±129
PaCO2 (mmHg)	48 ±6	86 ±10	82 ±12	66 ±5	96 ±4	92 ±5	123 ±10
pH	7.39 ±0,09	7.14 ±0,05	7.17 ±0,08	7.26 ±0,06	7.11 ±0,04	7.14 ±0,04	7.04 ±0,03
laktat (mg/dL)	4 ±3,9	6 ±5,0	6 ±5,9	4 ±3,6	4 ±3,5	4 ±3,6	6 ±5,3
hjärtfrekvens (slag/min)	86 ±8	90 ±11	92 ±12	104 ±18	129 ±30	147 ±13	149 ±5
CO (L/min)	4 ±0,8		3.7 ±1,4	3.6 ±0,8	5.2 ±0,8	5.1 ±0,8	6.9 ±1,0
karta (mmHg)	93 ±4	101 ±21	108 ±31	78 ±8	96 ±31	65 ±12	72 ±9
SVR (färgämne. sek. cm-5)	1856 ±302		2552 ±777	1624 ±468	1179 ±237	903 ±292	711 ±166
mPAP (mPAP) (mmHg)	14 ±1	27 ±2	22 ±2	33 ±10	33 ±8	29 ±3	30 ±3
PVR (PVR) (färgämne. sek. cm-5)	106 ±170		267 ±442	170 ±258	92 ±126	108 ±160	66 ±88
PCWP (pcWP)	6 ±2		10 ±2	8 ±2	9 ±1	10 ±4	11 ±5
Cdyn (olika betydelser) (ml/mbar)	33 ±4	12 ±2	21 ±4	23 ±8	20 ±2	26 ±8	24 ±5

Tabell 1: Arteriella blodgaser, hemodynamiska data och lungefterlevnad. Tabellen presenterar respektive kranskärlens blodgaser och hemodynamiska data. RM: rekryteringsmanöver, P_aO_2:kranskärlens partiella tryck av syre, P_aCO_2:kranskärlens partiella tryck av koldioxid, CO: hjärtminutvolym, KARTA: genomsnittligt arteriellt tryck, SRV: systemisk vaskulär resistens, mPAP: genomsnittligt pulmonellt kranskärlens tryck, PVR: lungvaskulär resistens, PCWP: lung kapillärkiltryck. Uppgifter som presenteras som ± SD.

		baslinje	efter lavage	MIKROMETER
Jag	PaO2 (mmHg)	540	81.3	270	21.9	-rekryteringsmanövern efter att tensidutarmningen var förformad utan föregående injektion av ett muskelavslappnande medel -rekryteringsmanövern (RM) resulterade i en spänningspneumothorax med snabb kardiopulmonell försämring (grå bakgrund) trots omedelbar bröstavloppsinsättning - efter att djur fått en bolusinjektion av ett muskelavslappnande medel före en RM och problemet inte observerades igen
	PenCO2 (mmHg)	42.6	69.4	84.9	93.9
	pH	7.44	7.17	7.01	6.99
	Laktat (mmol/L)	11	17	67	56
	hjärtfrekvens (slag/min)	138	155	141	221
	CO (L/min)	7.7		3.6	1.6
	mAP (mmHg)	82	60	143	53
	mPAP (mmHg)	26	18	22	22
	PCWP (mmHg)	10	12	12	17
	Cdyn (mbar/ml)	35	11	19	13
	PCWP (pcWP) (mmHg)	10	12	12	17
	Cdyn (mbar/ml)	35	11	19	13
		baslinje	efter lavage	MIKROMETER	efter skadevållande ventilation	MIKROMETER
II	PaO2 (mmHg)	638	60	84	83.2	61.4	82.7	-skadevållande ventilation utfördes med tidvatten en volym av 17 ml/kg kroppsvikt i 3 timmar -efter skadevållande ventilation försämrades djuret snabbt och kunde inte stabiliseras med t.ex. bolusinjektioner av adrenalin -den senaste blodgasanalysen erhölls under ventilation med PEEP: 20 mbar. Ppeak: 35 mbar. vilket resulterar i en tidvattenvolym på endast 187 ml (4 ml/kg kroppsvikt) - minskning av den skadevållande ventilationsperioden var nödvändig vid följande experiment
	PenCO2 (mmHg)	41	78	77	85.1	120	183
	pH	7.37	7.17	7.16	7.13	7.02	6.81
	Laktat (mg/dL)	16	18	20	17	30	65
	hjärtfrekvens (slag/min)	86	64	109	133	150	185
	CO (L/min)	4.3		3.3	3.7	5.6	2.4
	mAP (mmHg)	77	82	61	53	77	40
	mPAP (mmHg)	15	30	24	35	35	32
	PCWP (mmHg)	7	8	9	8	9
	Cdyn (mbar/ml)	34	9	12	17	14	13

Tabell 2: Arteriella blodgaser och hemodynamiska data under genomförandet av protokollet. Tabellen presenterar respektive kranskärlens blod gaser och hemodynamic data av två djur, som dog för tidigt under genomförandet av protokollet. Grå bakgrund belyser de sista resultaten före döden. RM: rekryteringsmanöver, P_aO_2:artärens partiella syretryck, P_aCO_2:artärens partiella tryck av koldioxid, CO: hjärtminutvolym, mAP: genomsnittligt kranskärlens tryck, MPAP: genomsnittligt lungartärtryck, PCWP: lungkapillär kiltryck, PEEP: positivt slututfallstryck, Ppeak: topp inandningstryck.

Discussion

Denna artikel beskriver induktion av experimentella ARDS hos grisar som kombinerar tensid utarmning av upprepade lung lavages och ventilation med hög tidvatten volymer, låg PEEP och fullständig inflation/deflation av lungorna. Denna kombination orsakar en reproducerbar och jämförbar försämring av gasutbytet och den resulterande hemodynamiska kompromissen men begränsar rekrytbarheten hos lungorna. Således efterliknar denna modell kliniska ARDS med låg rekrytbarhet och möjliggör undersökning av nya ventilationssystem.

Det finns några begränsningar i protokollet. Först resulterar upprepade lavar i några av de histopatologiska egenskaperna hos kliniska (mänskliga) ARDS, inklusive bildandet av större atelektas, perivaskulär ödembildning och en ökning av alveolar-kapillärmembrantjockleken. Hög TV/låg PEEP-ventilation tillför vissa egenskaper som diffus alveolär blödning, som inte är sårbara för rekrytering. Ändå kan viktiga egenskaper hos mänskliga ARDS såsom bildandet av hyalinmembran inte induceras inom några timmar och saknas därför i denna modell^2,3. För det andra är lungornas strukturella skador oåterkalleliga i timmar eller möjligen dagar. Men man måste vara försiktig så att man undviker en överdriven baro-, volu- och atelectrauma i lungorna, vilket skulle göra följande experiment omöjligt. Med hjälp av de ventilatorinställningar som beskrivs i artikeln började protokollet med initialt 3 h VILI för att testa automatiserade ventilationslägen, som integrerar nya kliniska bevis för ventilation av ARDS-patienter. Tyvärr försämrades vissa djur under försökets gång och ett fall av svår pneumothorax (tabell 2) observerades. Att minska VILI-perioden till 2 h var lämpligt för den experimentella designen, men denna tidsperiod kan anpassas i andra experimentella miljöer. För det tredje kan lung lavages resultera i abrupt höger hjärtsvikt och död av djuret. Cirka 10-15% av djuren kan dö under induktionsperioden. Detta antal kan minskas efter de rekommendationer som publicerats tidigare⁵. Slutligen presenterade studien endast resultaten från fyra djur och ytterligare två djur, som dog i förtid under genomförandet av modellen. Strikta lokala djurskyddslagar stöder inte försök på ytterligare djur när modellen har genomförts tillräckligt, men två-hit modeller bestående av tensid utarmning och skadlig ventilation har använts av andra forskargrupper⁷.

Av betydelse kan försämring av lungskada genom ventilation med hög TV / låg PEEP-ventilation resultera i okontrollerbar strukturell skada på lungorna eller hemodynamisk dekompensation. Därför måste tidvattenvolymerna ökas i steg under flera minuter och en övre tröskel för toppinandningstryck måste ställas in för att undvika pneumothorax och hemodynamisk instabilitet. Det konstaterades att en övre tröskel på 60 mbar var mest lämplig för att orsaka VILI utan att förlora djur i förtid.

Den cykliska rekryteringen med högvattenvolymer kommer att resultera i tillräcklig syresättning trots låg PEEP. Efter lung lavages, PEEP minskades till 2 mbar på ett stegvis sätt parallellt med ökande tidvatten volym för att undvika oacceptabla hypoxemia.

Vissa utredare använder högre andningshastigheter för att generera VILI⁷ på grund av en snabbare uppkomsten av VILI, men höga andningshastigheter kan resultera i luftfångst om fläktens flödeskurva inte övervakas noggrant. Luft fångst kan minska VILI på grund av ofullständig deflation av lungorna för en sak, medan det också främjar hemodynamic instabilitet orsakas av ihållande höga intrathoracic tryck. Således användes en långsammare luftvägarna hastighet med en säkerställd deflation av lungorna och längre VILI period i den beskrivna modellen.

Notera, markörer för pulmonell inflammation såsom interleukin 8 i brochoalveolar vätska mättes inte eftersom långvarig ventilation i en reproducerbar modell av låg rekrytbarhet är den viktigaste tillämpningen av modellen. För forskning om specifika inflammatoriska mönster (såsom hyperinflammatorisk subfenotyp av ARDS) kan en multipla träffmodell som kombinerar en inflammatorisk första träff som i.v. lipopolysackaridinfusion med skadlig ventilation vara^{gynnsam 12}.

Kombinationen av ytbehandlingstvätt och hög TV/låg PEEP-ventilation resulterar i en tidseffektiv och reproducerbar modell av mänskliga ARDS med avseende på gasutbyte och hemodynamiska förändringar. Lungskadan som induceras i denna modell presenterar låg rekbilitet och tillåter experimentell undersökning av terapeutiska strategier, inklusive mekanisk ventilation.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Eve	Fritz Stephan GmbH		emergency ventilator
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
Leader Cath Set	Vygon	1,15,805	arterial catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	1,57,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
urinary catheter			no specific model requiered
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Vigilance I	Edwards		monitor