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JoVE Journal Bioengineering
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Bioengineering

Génération d’un modèle tridimensionnel simplifié de peau sur puce dans une plate-forme microfluidique micro-usinée

Published: May 17, 2021 doi: 10.3791/62353
Automatic Translation
1, 1, 2, 3, 1,4
1Department of Bioengineering and Aerospace Engineering, Universidad Carlos III de Madrid (UC3M), 2Group of Optics, Photonics and Biophotonics (GOFB). Center for Biomedical Technology, Universidad Politécnica de Madrid, 3Division of Epithelial Biomedicine, CIEMAT, 4Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón

Summary

Ici, nous présentons un protocole pour générer un modèle de peau tridimensionnel simplifié et indifférencié à l’aide d’une plate-forme microfluidique micro-usinée. Une approche à flux parallèle permet le dépôt in situ d’un compartiment dermique pour l’ensemencement de cellules épithéliales sur le dessus, le tout contrôlé par des pompes à seringues.

Abstract

Ce travail présente une nouvelle plate-forme microfluidique rentable et fiable avec le potentiel de générer des tissus multicouches complexes. Comme preuve de concept, une peau humaine simplifiée et indifférenciée contenant un compartiment dermique (stromale) et un compartiment épidermique (épithélial) a été modélisée. Pour ce faire, un dispositif polyvalent et robuste à base de vinyle divisé en deux chambres a été développé, surmontant certains des inconvénients présents dans les dispositifs microfluidiques à base de polydiméthylsiloxane (PDMS) pour des applications biomédicales, tels que l’utilisation d’équipements coûteux et spécialisés ou l’absorption de petites molécules et protéines hydrophobes. De plus, une nouvelle méthode basée sur l’écoulement parallèle a été développée, permettant le dépôt in situ des compartiments dermique et épidermique. La construction de la peau se compose d’une matrice de fibrine contenant des fibroblastes primaires humains et d’une monocouche de kératinocytes immortalisés ensemencés sur le dessus, qui est ensuite maintenue dans des conditions de culture dynamique. Cette nouvelle plateforme microfluidique ouvre la possibilité de modéliser les maladies de la peau humaine et d’extrapoler la méthode pour générer d’autres tissus complexes.

Introduction

Récemment, des progrès ont été réalisés dans le développement et la production de modèles de peau humaine in vitro pour l’analyse de la toxicité des produits cosmétiques et pharmaceutiques1. Les chercheurs des industries pharmaceutiques et des soins de la peau ont utilisé des animaux, les souris étant les plus courantes, pour tester leurs produits2,3,4,5. Cependant, tester des produits sur des animaux n’est pas toujours prédictif de la réponse chez l’homme, ce qui conduit fréquemment à une défaillance du médicament ou à des effets indésirables chez l’homme et, parconséquent,à des pertes économiques5,6. Le Royaume-Uni a été le premier pays à interdire l’utilisation d’animaux pour les tests cosmétiques en 1998. Plus tard, en 2013, l’UE a interdit les tests et l’approbation des cosmétiques chez les animaux (Règlement cosmétique de l’UE n° 1223/2009)7.

Cette interdiction est également envisagée par d’autres pays, comme dans le « Humane Cosmetics Act » aux États-Unis8. En plus des préoccupations éthiques, les différences anatomiques entre la peau animale et humaine rendent les tests sur les animaux longs, coûteux et souvent inefficaces. En outre, la taille du marché mondial des tests toxicologiques in vitro devrait atteindre 26,98 milliards USD d’ici 20259. Pour ces raisons, il est nécessaire de développer de nouvelles méthodes et alternatives pour ces études in vitro, telles que les modèles de peau humaine issus de la bioingénierie, qui permettent de tester la sécurité et les effets toxiques des cosmétiques et des médicaments sans l’utilisation d’animaux.

Il existe deux types différents de modèles de peau humaine disponibles dans le commerce, in vitro. Le premier type consiste en des équivalents épidermiques stratifiés contenant plusieurs couches de kératinocytes différenciants qui sont ensemencés sur différents matériaux. Certains d’entre eux ont été approuvés par l’Organisation de coopération et de développement économiques (OCDE) et validés par le Centre européen pour la validation des méthodes alternatives (ECVAM) pour les essais de corrosion et d’irritation de la peau, tels que EpiDerm ou SkinEthic10,11,12. Le deuxième type sont des équivalents à peau entière avec une couche de kératinocytes humains différenciants ensemencés sur un échafaudage tridimensionnel (3D) contenant des fibroblastes, tels que T-Skin et EpiDerm-FT. Cependant, ces modèles sont cultivés dans des conditions statiques, ce qui les rend incapables de représenter avec précision les conditions physiologiques humaines.

L’intérêt récent s’est concentré sur la génération de modèles de peau 3D in vitro dans des formats d’insertion de culture cellulaire (CCI) avec perfusion dynamique13,14,15,16,17,18,19. Cependant, ces systèmes ne peuvent pas être considérés comme stricto sensu comme des skin-on-chips microfluidiques selon leur définition classique dans le domaine. La définition d’Ingber pour les organes sur puce stipule que l’organe doit être placé à l’intérieur des canaux microfluidiques, ce qui est une condition que seuls quelques dispositifs remplissent20,21. Jusqu’à présent, les peaux sur puce ont modélisé principalement des épithéliums simples sous forme de couches unicellulaires et/ou de couches cellulaires dermiques séparées par une membrane poreuse22,23. Bien qu’il y ait eu quelques avancées dans la modélisation de la peau dans les systèmes microfluidiques16,24, il n’existe actuellement aucune littérature montrant un système d’organe sur puce qui correspond à la définition d’Ingber, capable de produire une peau multicouche in situ et comprenant à la fois des composants épithéliaux et stromaux.

Dans ce travail, une nouvelle plate-forme microfluidique à base de vinyle, rentable et robuste pour les applications de peau sur puce est présentée. Cette plate-forme a été produite par micro-usinage, ce qui offre plus de simplicité dans le processus de fabrication, ainsi qu’une flexibilité et une polyvalence accrues dans la disposition de l’appareil, surmontant certaines des limitations de PDMS25. Un moyen d’introduire une construction de peau simplifiée grâce à un débit parallèle contrôlé par des pompes à seringues a également été conçu. L’écoulement parallèle permet à deux fluides de viscosités très différentes (un tampon et un pré-gel de fibrine dans ce cas) d’être perfusés à travers un canal sans se mélanger l’un à l’autre. Comme preuve de concept, une construction dermo-épidermique contenant des fibroblastes incorporés dans une matrice de fibrine imitant le derme a été introduite dans le dispositif, au-dessus de laquelle une monocouche de kératinocytes a été chargée pour émuler l’épiderme indifférencié. La hauteur du compartiment dermique peut être modulée en modifiant les débits. La principale nouveauté de ce travail, par rapport aux modèles précédemment décrits22,26,27,28,29, est le développement d’une construction 3D à l’intérieur d’une microchambre au moyen de la microfluidique. Bien que cet article présente une peau simplifiée indifférenciée, l’objectif à long terme est de générer et de caractériser une construction cutanée entièrement différenciée pour démontrer sa viabilité et sa fonctionnalité à des fins de tests médicamenteux et cosmétiques.

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Protocol

1. Paramètres de conception de la puce et de micro-usinage

  1. Concevoir les couches de puces microfluidiques avec le logiciel de conception open source FreeCAD; reportez-vous au tableau 1 pour connaître les dimensions des canaux. Inclure quatre trous de 2,54 mm de diamètre dans la conception pour utiliser un aligneur sur mesure pour une superposition de couche correcte.
Longueur (μm) Largeur (μm)
Chambre basse 28,400 800
Chambre haute 31,000 800

Tableau 1: Dimensions des canaux supérieur et inférieur de l’appareil.

  1. Découpez des feuilles de vinyle transparentes adhésives de 95 μm d’épaisseur en carrés de 30 cm x 30 cm pour les adapter correctement au traceur.
  2. Utilisez le logiciel Brother CanvasWorkspace pour créer un espace de travail de 30 cm x 30 cm et remplissez-le avec les motifs conçus pour les différentes couches de la puce (Figure 1A). Stockez-le dans un fichier .svg.
  3. Découpez les feuilles de vinyle de 30 cm x 30 cm avec le traceur de bord (Figure 1B-D).
    1. Collez la feuille de vinyle sur un tapis adhésif à faible adhérence et éliminez toutes les bulles d’air si nécessaire.
    2. Téléchargez le fichier .svg dans le traceur et définissez les paramètres de coupe : lame de coupe : niveau 3 ; pression de coupe: niveau 0; vitesse de coupe: niveau 1. Placez le tapis adhésif avec le vinyle dans le traceur et commencez le processus de coupe.
  4. Coupez le motif du canal supérieur sur du vinyle double face de 12 μm d’épaisseur en suivant les étapes précédentes.

Figure 1
Figure 1: Conception de la puce et processus de micro-usinage. (A) Disposition du logiciel montrant l’espace de travail rempli avec les motifs supérieur et inférieur conçus pour la puce. (B) Traceur de bord pendant le processus de coupe; la lame de coupe, la feuille de vinyle entière et le tapis adhésif sont montrés. (C) Vinyle à motifs détaché de la feuille découpée. (D) Échantillon d’une couche de vinyle adhésif à motifs de la conception du canal supérieur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Fabrication de couches PDMS

  1. Mélanger le PDMS et l’agent de durcissement dans un rapport de 10:1 (v / v) et placer le mélange sous vide pendant 15 minutes pour éliminer les bulles d’air. Verser 55 mL du mélange dans un plat de culture carré de 55 cm2 pour obtenir une couche de 2 mm d’épaisseur. Enlevez les bulles avec une aiguille.
  2. Durcir le mélange (étape 2.1) au four pendant 1 h à 80 °C. Démoulez le PDMS et coupez-le en rectangles avec les dimensions de la puce. Faites des trous pour le tube avec une aiguille de seringue de 18 G.

3. Assemblage de puces

REMARQUE : Pour une meilleure compréhension, reportez-vousà la figure 2 .

  1. Assemblez l’ensemble de l’appareil à l’aide d’un aligneur pour régler correctement les canaux, les entrées et les sorties. Empilez quatre couches de vinyle (avec le micromodèle inférieur correspondant) pour assembler le canal inférieur, en conservant le ruban de couverture de la couche inférieure pour éviter de coller à l’aligneur.
  2. Coupez et placez la membrane poreuse en polycarbonate (PC) sur le dessus du canal inférieur pour la séparer du canal supérieur. Veillez à ne pas couvrir les entrées du canal inférieur.
  3. Ajoutez dix couches de vinyle avec la conception de la chambre supérieure. Collez une couche de vinyle de ruban adhésif double face avec le motif de canal supérieur sur le dessus. Retirez la puce de l’aligneur et collez-la sur la glissière en verre.
  4. Placez une feuille PDMS de 2 mm d’épaisseur sur la couche de vinyle de ruban adhésif double face pour fournir un ancrage approprié pour le tube et éviter les fuites. Laissez un poids sur le dessus de la puce pendant la nuit pour vous assurer que la puce est complètement étanche. Stériliser la puce en rinçant à 70 % v/v d’éthanol pendant 5 min, puis laver avec du H2O distillé.

Figure 2
Figure 2: Assemblage de puces microfluidiques. (A) Schéma général de l’assemblage du dispositif. Les chambres inférieure et supérieure sont composées respectivement de quatre et onze feuilles de vinyle superposées. (B) Vues supérieures et latérales de la puce microfluidique. Les canaux supérieur et inférieur sont représentés en rose et en bleu, respectivement. (C) Image de l’assemblage de la puce à l’aide d’un aligneur sur mesure. (D) Image de la puce après assemblage complet. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. Raccords de pompe

REMARQUE : La représentation graphique des raccords des pompes est illustrée à la figure 3.

  1. Connectez la pompe 1 à l’entrée de chambre supérieure 1 (UCi1).
  2. Connectez la pompe 2 à l’entrée 2 de la chambre supérieure (UCi2).
  3. Connectez la pompe 3 à l’entrée de la chambre inférieure (LCi).
  4. Connectez la sortie de la chambre supérieure (UCo) et la sortie de la chambre inférieure (LCo) à un tube de déchets.
  5. Connectez les seringues à chaque entrée à l’aide de tubes en polytétrafluoroéthylène (PTFE) et de connecteurs en acier inoxydable 18 G.

Figure 3
Figure 3: Raccordement des pompes et emplacement des entrées/sorties. (A) Schéma montrant le raccordement des trois pompes différentes à leurs entrées respectives. Les prises se connectent à un conteneur à déchets. (B) Image de puce avec entrées et sorties étiquetées. Abréviations : LCi = entrée de chambre inférieure ; LCo = sortie de la chambre inférieure; UCi1 = entrée de la chambre supérieure 1; UCi2 = entrée de la chambre supérieure 2; UCo = sortie de la chambre supérieure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

5. Culture cellulaire

REMARQUE: La lignée cellulaire HaCaT a une origine commerciale. Les fibroblastes primaires humains proviennent de donneurs sains et ont été obtenus à partir de la collecte d’échantillons biologiques d’origine humaine enregistrés dans le « Registro Nacional de Biobancos para Investigación Biomédica del Instituto de Salud Carlos III ».

  1. Travailler dans une hotte de culture cellulaire, préalablement stérilisée sous la lumière ultraviolette et essuyée à l’éthanol.
  2. Décongeler les cellules H2B-GFP-HaCaT (kératinocytes cutanés immortalisés par l’homme, hMC) et les fibroblastes primaires GFP-humains (hFB) à 37 °C, ajouter 2 mL de milieu de culture et centrifuger pendant 7 min à 20 °C à 250 × g.
    REMARQUE: Les cellules H2B-GFP-HaCaT sont des kératinocytes immortalisés humains modifiés pour exprimer une protéine fluorescente hybride histone H2B-vert (GFP), fournissant à leurs noyaux une fluorescence verte. Les GFP-hFB sont des fibroblastes primaires humains transformés avec le vecteur pLZRS-IRES-EGFP pour exprimer la fluorescence verte cytoplasmique. Ces cellules ont été modifiées selon les protocoles précédemment publiés30,31
  3. Culturez les hBC et les hFB dans 1x DMEM complété par 10% de sérum bovin fœtal et 1% de solution antibiotique / antimycotique. Préchauffer le milieu de culture à 37 °C avant utilisation.
  4. Détachez les cellules en les lavant avec 1x solution saline tamponnée au phosphate (PBS), en ajoutant 2 mL de trypsine/éthylènediamine acide tétraacétique (EDTA) et en les incubant pendant 10 min à 37 °C.
  5. Inactiver la trypsine en ajoutant 4 mL de milieu de culture. Resuspendez les cellules et transférez-les dans un tube de 15 mL. Retirer 10 μL pour compter les cellules sur une chambre de Neubauer et déterminer la concentration appropriée.
  6. Centrifuger le tube de 15 mL pendant 7 min à 20 °C à 250 × g. Retirer le surnageant et ressuspener les pastilles à la concentration souhaitée : hFB à 50 000 cellules/mL et hKCs à 5·× 106 cellules/mL.

6. Préparation de pré-gel de fibrinogène

  1. Activer la thrombine en ajoutant 1 mL de CaCl2 (1 % p/v dans le NaCl) au flacon.
  2. Ajouter les composants suivants pour obtenir 1 mL d’hydrogel de fibrine à une concentration finale de fibrine de 3,5 mg/mL : 59 μL de thrombine activée (10 unités NIH/mL), 59 μL d’acide tranexamique(Table desmatières, 100 mg/mL), 764 μL de milieu de culture contenant 50 000 hFBs/mL, 118 μL de fibrinogène (20 mg/mL dans le NaCl (0,9 % p/v)).
    REMARQUE: Le fibrinogène doit être ajouté au dernier moment.

7. Protocole de flux parallèle

  1. Pompe 1x PBS avec pompe 3 à travers le LCi à 50 μL / min pendant tout le processus.
  2. Pompe fluide sacrificiel (1x PBS) avec pompe 2 à travers l’UCi2 à 100 μL/min.
  3. Chargez la seringue avec le pré-gel, placez-la rapidement dans la pompe 1 et faites-la fonctionner à 200 μL/min(Figure 4A).
  4. Arrêtez les pompes 1 et 2 une fois que le pré-gel sort de l’UCo.
  5. Laissez la puce sans retirer le tube à 37 °C pendant au moins 10 min pour permettre la gélification.
  6. Milieu de culture de pompe à 50 μL / h avec pompe 3 à UCi2 pendant la nuit.
  7. Bloquez UCi1 avec un capuchon.

8. Ensemencement monocouche hKCs

  1. Vérifiez au microscope que les hFB sont répartis 24 h après la génération du compartiment dermique.
  2. Introduire les hKC avec pompe 2 à UCi2 à 5 ×·106 cellules/mL à 40 μL/min pendant 1 min(Figure 4B).
  3. Laissez la puce toute la nuit à 37 °C dans un incubateur saturé d’humidité pour la fixation des cellules.
  4. Pomper le milieu de culture frais avec la pompe 3 uniquement à travers LCi à 50 μL/min(Figure 4C).

Figure 4
Figure 4: Protocole microfluidique pour la génération de la construction dermo-épidermique. (A) Section transversale montrant le processus d’écoulement parallèle pour générer le compartiment dermique. (B) Ensemencement monocouche de kératinocytes 24 h après la génération du compartiment dermique. ( C )Maintiende la culture cellulaire à l’intérieur du dispositif microfluidique. (D) Récréation transversale de la peau à l’intérieur de la puce. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

9. Test de viabilité cellulaire

REMARQUE: Le kit vivant / mort colore les cellules avec une fluorescence verte ou rouge en fonction de leur état vivant ou mort. Pour une différenciation de viabilité appropriée, des hKC et des hFB non fluorescents doivent être utilisés à cette étape. Toutes les étapes de la procédure sont effectuées via UCi2 avec pompe 2.

  1. Lavez le canal supérieur avec 1x PBS pendant 5 min à 50 μL/min pour éliminer le milieu de culture.
  2. Pompez de l’air pour retirer le PBS 1x à 50 μL/min.
  3. Préparez la solution Calcein AM/Ethidium homodimer-1 Kit (Live/Dead) en suivant les instructions du fabricant.
  4. Pomper la solution live/dead à 50 μL/min pendant 2 min.
  5. Incuber 30 min à 37 °C dans l’obscurité.
  6. Lavez le canal supérieur en pompant 1x PBS à 50 μL/min pendant 2 min pour éliminer tout réactif restant.
  7. Observez l’échantillon au microscope confocal. Utilisez une longueur d’onde d’excitation de 495/590 nm et une longueur d’onde d’émission de 519/617 nm pour les cellules vivantes et mortes, respectivement.

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Representative Results

La puce conçue est composée de deux chambres fluidiques séparées par une membrane PC de 5 μm de taille de pore qui permet la croissance de la cellule en permettant le passage de molécules favorisant la croissance de la chambre inférieure. La chambre supérieure contient la construction tissulaire, dans ce cas, une monocouche de hBC sur un hydrogel de fibrine contenant des hFB.

La hauteur des canaux est déterminée par le nombre de feuilles adhésives ajoutées à chaque canal. La chambre inférieure est composée de 4 couches (380 μm) et la chambre supérieure de 10 couches de ruban adhésif unilatéral et d’une double face (962 μm). Les dimensions de la puce sont de 4 cm x 2 cm, ce qui améliore sa manipulation. Les feuilles de vinyle adhésives offrent une étanchéité et une transparence pour l’inspection visuelle de l’appareil. La couche PDMS a été utile pour l’ancrage correct du tube afin d’éviter toute fuite des trous où les tubes étaient fixés.

Selon la littérature publiée, l’injectabilité des hydrogels contenant des cellules dans des chambres microfluidiques à l’aide de pompes à seringues n’a pas été rapportée à ce jour. Pour cette raison, l’injectabilité du pré-gel de fibrine a dû être évaluée. Nous avons observé que sous un débit de 50 μL/min, la seringue était bloquée. Cependant, des débits supérieurs à 200 μL/min pourraient endommager les cellules. Des études rhéologiques ont été réalisées pour tester le comportement d’amincissement au cisaillement du pré-gel de fibrine, obtenant des viscosités de 10 à 50 cP dans la plage de débit sélectionnée (50-200 μL / min). Ces résultats ont permis d’établir les conditions de travail de ce système.

Dans ce travail, une méthode d’écoulement parallèle a été développée basée sur la génération de deux écoulements laminaires superposés, le plus bas étant le pré-gel, tandis que le supérieur était le fluide sacrificiel (PBS). En résolvant numériquement les équations de Navier-Stokes et en imposant les conditions aux limites appropriées, nous avons constaté qu’il y avait plusieurs solutions possibles pour obtenir la hauteur souhaitée. Compte tenu des limites de vitesse de cisaillement établies précédemment, pour obtenir un hydrogel d’environ 500 μm de hauteur, les débits étaient de 104 et 222 μL / min pour le PBS sacrificiel et le pré-gel, respectivement. En pratique, des débits micro-débits de 100 et 200 μL/min ont été utilisés pour plus de simplicité. Lorsqu’elles ont été réintrodues dans le modèle, ces valeurs se sont avérées entraîner une hauteur de gel de 576 μm, très similaire aux valeurs attendues(figure 5B). Pour vérifier expérimentalement le fonctionnement de la méthode proposée, la hauteur de l’hydrogel le long de la chambre supérieure a été mesurée. Une hauteur moyenne de 550 μm a été observée(Figure 5A), assezsimilaire à la prédiction de notre modèle mathématique.

Figure 5
Figure 5: Solutions mathématiques à écoulement parallèle pour choisir les écoulements de fluide pré-gel et sacrificiel appropriés pour obtenir la hauteur dermique souhaitée. (A) Vue de face de l’image confocale des hBC ensemencés sur le gel de fibrine pour évaluer sa hauteur. (B) Solution mathématique pour différentes hauteurs en fonction des débits de pré-gel et de PBS. Abréviations : hKCs = kératinocytes cutanés immortalisés par l’homme; PBS = solution saline tamponnée au phosphate. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Lors de l’établissement du protocole au début, le PBS n’a pas été rincé par le canal inférieur, ce qui a entraîné des écarts entre la hauteur théorique du gel et celle mesurée. Cette différence de taille était d’environ 40 % par rapport à l’estimation(Figure 6). Une fois le protocole optimisé et le PBS pompé à travers la chambre inférieure, cette perte de hauteur a été résolue(Figure 5).

Figure 6
Figure 6: Vue confocale des hKCs ensemencés sur le dessus de l’hydrogel pour mesurer sa hauteur lorsque le PBS n’était pas pompé à travers la chambre inférieure. Abréviations : hKCs = kératinocytes cutanés immortalisés par l’homme; PBS = solution saline tamponnée au phosphate. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

La figure 7A montre une image fluorescente de la chambre supérieure contenant un hydrogel de fibrine avec des GFP-hFB intégrés, démontrant que 24 heures après le chargement, les cellules sont uniformément réparties le long de la chambre et bien réparties. La figure 7B montre des GFP-hKC confluents ensemencés sur l’hydrogel.

Figure 7
Figure 7: Images de fluorescence du canal supérieur montrant différentes cellules ensemencées dans l’appareil. (A) Vue de dessus de la chambre supérieure 24 h après protocole d’écoulement parallèle montrant les hFB incorporés dans le gel de fibrine. (B) GFP-hKC confluents ensemencés sur l’hydrogel 24 h après la génération de l’hydrogel. La ligne rouge pointillée indique les parois du canal. Barres d’échelle: 400 μm. Abréviations : hFBs = fibroblastes primaires humains; GFP-hKCs = kératinocytes cutanés humains immortalisés exprimant des protéines fluorescentes vertes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Il est important de garder le système fermé pendant la nuit jusqu’à ce que les hKCs sédimentent et se fixent à la surface de l’hydrogel. Lorsque le tube est retiré avant la fixation des cellules, des bulles d’air pénètrent dans le canal et déplacent les cellules, conduisant à une monocouche confluente non unitaire, comme le montre la figure 8.

Figure 8
Figure 8: Vue de dessus de la surface de l’hydrogel lors du retrait des tubes immédiatement après l’ensemencement des hKCs. La ligne rouge pointillée indique les parois du canal. Barre d’échelle: 400 μm. Abréviations : hKCs = kératinocytes cutanés immortalisés par l’homme. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Le test de viabilité des cellules effectué sur les hFB incorporés dans l’hydrogel a été effectué 24 heures après le chargement en utilisant la méthode du flux parallèle, montrant une viabilité cellulaire d’environ 95%. Le même test effectué sur les cellules hKCs 24 h après les avoir ensemencées sur l’hydrogel de fibrine a montré des résultats similaires. L’étape suivante consistait à générer une construction dermo-épidermique et à étudier sa structure à l’aide de la microscopie confocale après 24 h(Figure 9).

Figure 9
Figure 9: Image confocale 3D reconstruite du modèle de peau indifférencié dans la puce microfluidique. La ligne pointillée jaune indique la surface de l’hydrogel séparant les hKC (en haut) des hFB incorporés dans le gel (en bas). Abréviations : hFBs = fibroblastes primaires humains; hKCs = kératinocytes cutanés immortalisés par l’homme. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Il est crucial de trouver un équilibre entre le comportement d’amincissement par cisaillement du gel de fibrinogène et son temps de gélification : s’il faut trop de temps pour établir l’écoulement parallèle, il coagule et bloque le système ; si le processus de gélification est trop lent, les hFB dans l’hydrogel sédimenteront comme le montre la figure 10. Le comportement de cet état transitoire peut être régulé en faisant varier la concentration de thrombine.

Figure 10
Figure 10: Image confocale d’un hydrogel de fibrine montrant des hFB sédimentés (en rouge) en raison d’un temps de gélification de la fibrine lent. Une monocouche hKCs (en bleu) est montrée sur le dessus du gel. Abréviations : hFBs = fibroblastes primaires humains; hKCs = kératinocytes cutanés immortalisés par l’homme. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Au cours de la planification du dispositif et des pratiques expérimentales postérieures, certaines complications sont apparues qui ont dû être résolues pour obtenir un dispositif fonctionnant de manière optimale et un tissu bien structuré. Ces problèmes sont présentés dans le tableau 2, ainsi que les solutions de dépannage.

Problèmes Solutions
Introduction d’un hydrogel 3D dans la chambre supérieure, laissant de l’espace libre au-dessus pour ensemencer des kératinocytes sur le dessus après la génération dermique Appliquez un flux parallèle de deux fluides (PBS et pré-gel) avec des viscosités différentes pour créer un compartiment dermique avec une hauteur contrôlée.
Désalignement des canaux lors de l’empilage des feuilles de vinyle Utilisation d’un aligneur sur mesure pour empiler toutes les feuilles au bon endroit
Obtenir une monocouche de kératinocyte confluente sur le gel de fibrine pour simuler l’épiderme Permettre la fixation des cellules au gel avant de retirer les tubes de la puce, empêchant ainsi les bulles d’air de pénétrer dans le canal et de déplacer les cellules.
Perte de hauteur d’hydrogel le long du canal due à une fuite de pré-gel vers le canal inférieur pendant le protocole d’écoulement parallèle à travers la membrane poreuse. Pompe PBS à travers le canal inférieur lors de l’établissement du débit parallèle.
Sédimentation des fibroblastes à l’intérieur du gel La concentration de thrombine a été légèrement augmentée pour accélérer la gélification de la fibrine

Tableau 2: Problèmes constatés au cours de l’élaboration des travaux en cours et des solutions appliquées.

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Discussion

La motivation pour développer cette méthode était le désir de modéliser les maladies de la peau et d’étudier les effets de thérapies nouvelles et innovantes dans une plate-forme à haut débit. À ce jour, ce laboratoire produit ces équivalents dermo-épidermiques en coulant - manuellement ou à l’aide de la technologie de bio-impression 3D - le gel de fibrine avec des fibroblastes dans une plaque d’insertion de culture cellulaire et en ensemençant les kératinocytes dessus. Une fois que les kératinocytes atteignent la confluence, la culture 3D est exposée à l’interface air-liquide, ce qui induit une différenciation kératinocytes, générant un épiderme stratifié et, par conséquent, une peau humaine interfolliculaire pleinement développée32,33,34. Cependant, ces cultures 3D, bien que très pertinentes cliniquement, sont coûteuses, prennent beaucoup de temps et n’imitent pas les conditions physiologiques.

La technologie du tissu sur puce fournit une plate-forme pour émuler les conditions physiologiques en culture cellulaire, permettant ainsi une meilleure compréhension de la toxicité, de l’efficacité et de l’administration des candidats médicaments13,14,15,16,17,18,19,35. La plupart des tissus modélisés sur des puces microfluidiques « classiques » sont composés de couches uniques de cellules, principalement des cellules épithéliales22,26,42 , 27,28,36,37,38,39,40,41 . La modélisation de tissus multicouches plus complexes a été entravée par la difficulté de générer des couches tissulaires homogènes et superposées.

La principale nouveauté de ce travail, par rapport aux dispositifs précédents22,43, est le développement d’une méthode pour générer une construction cutanée indifférenciée et simplifiée au moyen de la microfluidique. De plus, une autre innovation importante par rapport à d’autres technologiespubliées 44 est la conception d’un système de puces jetables relativement simple, rentable et facile à utiliser, fait de feuilles de vinyle biocompatibles permettant une fabrication ad hoc. Ce système évite l’utilisation de plaquettes de silicium et les procédures compliquées de liaison plasma nécessaires avec PDMS25. Les puces basées sur ce matériau nécessitent la génération de plaquettes spécifiques à chaque conception de puce, ce qui augmente le prix du processus de prototypage. Tout cela rend la technologie « classique » actuelle coûteuse, complexe et peu flexible.

Pour surmonter ces limitations, en utilisant la peau comme modèle de tissu, nous présentons une plate-forme microfluidique très flexible, bon marché et robuste basée sur des couches de vinyle, produites par micro-usinage. Nous présentons également une nouvelle méthodologie basée sur l’écoulement parallèle des fluides laminaires qui permet la génération in situ d’une construction cutanée bicouche avec un compartiment dermique inférieur contenant des hFB et un compartiment épidermique supérieur composé d’une monocouche de hKC. La puce se compose de deux chambres séparées par une membrane PC poreuse. Le canal supérieur contient la construction de la peau et laisse de l’espace libre pour permettre la différenciation et la stratification hKC et / ou la perfusion du milieu de culture, de l’air ou même des médicaments à l’avenir. La chambre inférieure est continuellement perfusée avec un milieu de culture pour favoriser la croissance cellulaire. L’utilisation d’une membrane poreuse peut entraîner la perte d’une partie du pré-gel de la chambre supérieure à la chambre inférieure lorsqu’elle est soumise à une pression élevée due à la force de pompage. L’introduction d’un flux PBS dans la chambre inférieure compense cette différence de pression et évite cette fuite.

La distribution des hKC sur la surface de l’hydrogel est un aspect important lors de la génération d’un modèle de peau. Lorsqu’ils ne sont pas répartis de manière homogène, la génération d’une monocouche uniforme et, par conséquent, la différenciation épidermique pourraient être entravées. De la même manière, les hFB doivent être répartis également dans l’hydrogel pour ressembler à leur emplacement naturel dans lequel ils se trouvent dans la peau réelle. Pour éviter la sédimentation cellulaire ou le blocage des tubes, la composition de l’hydrogel (en particulier la concentration de thrombine) doit être soigneusement étudiée pour contrôler les temps de gélification et le comportement d’amincissement par cisaillement.

Malgré ces résultats encourageants, des travaux futurs sont nécessaires pour démontrer le fonctionnement à long terme du système nécessaire pour favoriser la prolifération et la différenciation correctes de la monocouche hKC pour former une peau humaine bien différenciée, y compris une couche cornée. Outre la peau, ce système permettrait la génération d’autres constructions tissulaires complexes et multicouches.

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Disclosures

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Acknowledgments

Nous remercions sincèrement le Dr Javier Rodríguez, le Dr María Luisa López, Carlos Matellán et Juan Francisco Rodríguez pour leurs suggestions, discussions et/ou données préliminaires très utiles. Nous remercions également les contributions de Sergio Férnandez, Pedro Herreros et Lara Stolzenburg à ce projet. Nous remercions tout particulièrement la Dre Marta García pour les hFB et les hKC étiquetés GFP. Enfin, nous reconnaissons l’excellente assistance technique de Guillermo Vizcaíno et Angélica Corral. Ce travail a été soutenu par le « Programa de Actividades de I+D entre Grupos de Investigación de la Comunidad de Madrid », Projet S2018/BAA-4480, Biopieltec-CM. Ce travail a également été soutenu par le « Programa de excelencia », Projet EPUC3M03, CAM. CONSEJERÍA DE EDUCACIÓN E INVESTIGACIÓN.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Amchafibrin Rottafarm Tranexamic acid
Antibiotic/antimycotic Thermo Scientific HyClone
Calcium chloride Sigma Aldrich
Culture plates Fisher
DMEM Invitrogen Life Technologies
Double-sided tape vynil ATP Adhesive Systems GM 107CC, 12 µm thick
Edge plotter Brother Scanncut CM900
FBS Thermo Scientific HyClone
Fibrinogen Sigma Aldrich Extracted from human plasma
Glass slide Thermo Scientific
GFP-Human dermal fibroblasts - Primary. Gift from Dr. Marta García
H2B-GFP-HaCaT cell line ATCC Immortalized keratinocytes. Gift from Dr. Marta García
Live/dead kit Invitrogen
PBS Sigma Aldrich
Polycarbonate membrane Merk TM 5 µm pore size
Polydimethylsiloxane Dow Corning Sylgard 184
Sodium chloride Sigma Aldrich
Syringes Terumo 5 mL
Thrombin Sigma Aldrich 10 NIH/vial
Transparent adhesive vinyl Mactac JT 8500 CG-RT, 95 µm thick
Trypsin/EDTA Sigma Aldrich
Tubing IDEX Teflon, 1/16” OD, 0.020” ID

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Bioingénierie numéro 171
Génération d’un modèle tridimensionnel simplifié de peau sur puce dans une plate-forme microfluidique micro-usinée
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Risueño, I., Valencia, L.,… More

Risueño, I., Valencia, L., Holgado, M., Jorcano, J. L., Velasco, D. Generation of a Simplified Three-Dimensional Skin-on-a-chip Model in a Micromachined Microfluidic Platform. J. Vis. Exp. (171), e62353, doi:10.3791/62353 (2021).

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