Summary
لا يزال النزف تحت العنكبوتية يحمل عبئا كبيرا من الوفيات والمراضة لدى الإنسان. لتسهيل إجراء مزيد من البحث في الحالة والفيزيولوجيا المرضية ، يتم تقديم نموذج حقن واحد قبل chiasmatic.
Abstract
على الرغم من التقدم في العلاج على مدى العقود الماضية ، لا يزال النزف تحت العنكبوتية (SAH) يحمل عبئا كبيرا من المراضة والوفيات ، مما يصيب إلى حد كبير السكان الشباب إلى حد ما. تم تطوير العديد من النماذج الحيوانية ل SAH للتحقيق في الآليات الفيزيولوجية المرضية وراء SAH واختبار التدخلات الدوائية. نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الفئران المعروضة في هذه المقالة هو نموذج تجريبي ل SAH مع حجم دم محدد مسبقا. باختصار ، يتم تخدير الحيوان وتنبيبه وحفظه تحت التهوية الميكانيكية. يتم تنظيم درجة الحرارة مع وسادة التدفئة. يتم وضع قسطرة في شريان الذيل ، مما يتيح قياس ضغط الدم المستمر وكذلك أخذ عينات الدم. يتم شق الغشاء الأطلسي القذالي ويتم وضع قسطرة لتسجيل الضغط في الصهريج الكبير لتمكين قياس الضغط داخل المخ. يمكن أيضا استخدام هذه القسطرة للتدخلات العلاجية داخل القراب. يتم وضع الجرذ في إطار تجسيمي ، ويتم حفر ثقب لدغ من الأمام إلى bregma ، ويتم إدخال قسطرة من خلال ثقب لدغ ووضعها أمام chiasm البصرية. يتم سحب الدم الذاتي (0.3 مل) من قسطرة الذيل وحقنه يدويا. هذا يؤدي إلى ارتفاع الضغط داخل المخ وانخفاض تدفق الدم الدماغي. يتم الاحتفاظ بالحيوان مخدرا لمدة 30 دقيقة ويعطى محلول ملحي ومسكنات تحت الجلد. يتم نزع الأنبوب من الحيوان وإعادته إلى قفصه. يحتوي نموذج ما قبل chiasmatic على معدل استنساخ مرتفع وتباين محدود بين الحيوانات بسبب حجم الدم المحدد مسبقا. إنه يحاكي SAH في البشر مما يجعله نموذجا مناسبا لأبحاث WAH.
Introduction
النزف تحت العنكبوتية غير الرضحي (SAH) هو شكل من أشكال السكتة الدماغية ، يمثل حوالي 5 ٪ من جميع الحالات. السبب الأكثر شيوعا ل SAH غير الرضحي هو التمزق المفاجئ لتمدد الأوعية الدموية (aSAH) ، والذي يمثل 85٪ من SAHs. تشمل الأسباب الأخرى تمزق التشوه الشرياني الوريدي ، واعتلال التخثر ، وتمزق الأوردة في نزيف محيط الدماغ1. معدل الإصابة هو 9 لكل 100,000 شخص في السنة مع معدل وفيات حوالي واحد من كل ثلاثة وثلث آخر يتطلب دعم الحياة اليومية بعدSAH 2,3.
بعد التثبيت الأولي وتأكيد التشخيص ، يعتمد العلاج على شدة النزيف. سيتم إدخال استنزاف خارج البطين للمرضى الأكثر إصابة في البطينين لتقليل الضغط داخل المخ (ICP) وسيتم إدخالهم إلى وحدة العناية المركزة العصبية ، حيث تتم مراقبتهم عن كثب. سيخضع المرضى لتصوير الأوعية لتحديد تمدد الأوعية الدموية (المحتمل) وبعد ذلك يتم لف تمدد الأوعية الدموية أو قصه لمنع إعادة النزيف4. على الرغم من التجارب العديدة للعلاجات الدوائية ، إلا أن النيموديبين فقط ، وهو مضاد لقناة الكالسيوم ، أظهر أنه يحسن النتائج5. تجري حاليا تجارب سريرية متعددة. يرجى الاطلاع على المراجعة التي أجراها ضو وزملاؤه للحصول على قائمة شاملة6.
تم وصف تمزق تمدد الأوعية الدموية بأنه البداية المفاجئة لأسوأ صداع شهدته على الإطلاق أو صداع الرعد. يؤدي التمزق إلى ارتفاع حاد في برنامج المقارنات الدولية يليه انخفاض في تدفق الدم الدماغي (CBF). يؤدي هذا الانخفاض إلى نقص تروية الدماغ الشامل ، مما قد يؤدي إلى فقدان الوعي. هذا المسار الأكثر ميكانيكية ، جنبا إلى جنب مع الانهيار الذي بدأ لعناصر الدم المتسربة ، يؤدي إلى إطلاق السيتوكين وتنشيط الجهاز المناعي الفطري مما يؤدي إلى التهاب عصبي عقيم. علاوة على ذلك ، غالبا ما يلاحظ انهيار الحاجز الدموي الدماغي ، مما يؤدي إلى وذمة دماغية واضطراب في التوازن الأيوني. كل هذه التغييرات وأكثر ، صاغ إصابة الدماغ المبكرة (EBI) ، تحدث خلال اليومين الأولين وتؤدي إلى فقدان الخلايا العصبية وموت الخلايا المبرمج7.
ما يقرب من 1/3 من المرضى المصابين ب aSAH سيصابون بنقص التروية الدماغية المتأخر (DCI) بين اليوم 4-148. يتم تعريف DCI إما لاول مرة من ضعف بؤري أو عصبي أو انخفاض نقطتين على الأقل على مقياس غلاسكو غيبوبة يستمر لمدة لا تقل عن 1 ساعة ، عندما يتم استبعاد الأسباب الأخرى ، بما في ذلك النوبات وإعادة النزيف. يرتبط DCI بزيادة خطر الوفاة وانخفاض النتائج الوظيفية بعد aSAH9. من المعروف أن التشنج الوعائي الدماغي (CVS) ، وهو تضيق الشرايين الدماغية ، مرتبط ب DCI منذ عقود وكان يعتقد سابقا أنه السبب الوحيد ل DCI. وقد تبين منذ ذلك الحين أن CVS يمكن أن يحدث دون تطور DCI والمزيد من العوامل ، بما في ذلك تجلط الأوعية الدموية الدقيقة والانقباض ، والاكتئاب انتشار القشرة ، والاستجابة الالتهابية ل EBI منذ ذلك الحين تم تحديد10،11،12.
نظرا للتأثير الكبير ل EBI و DCI على مسار المرض ونتائج المرضى المصابين ، تحتاج النماذج الحيوانية إلى تقليدها إلى أقصى درجة ممكنة ، بينما لا تزال قابلة للتكرار. استخدم الباحثون مجموعة واسعة من النماذج المختلفة في مجموعة متنوعة من الحيوانات من الفئران إلى الرئيسيات غير البشرية لمحاولة محاكاة aSAH. تعد فئران Sprague-Dawley و Wistar البرية حاليا أكثر المختبر استخداما ، والنماذج الأكثر شيوعا هي نموذج الانثقاب داخل الأوعية الدموية ، ونموذج الحقن المزدوج cisterna-magna ، وأخيرا نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic ، والذي سيتم وصفه في هذه المقالة13.
تم تطوير نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الأصل من قبل Prunell وزملائه لمواجهة بعض أوجه القصور في النماذج التجريبية الأخرى14. الجراحة ، عندما تتقن ، قابلة للتكرار بدرجة كبيرة وتقلل من التباين بين الحيوانات. يحاكي النموذج SAH في البشر في نقاط متعددة ، بما في ذلك الارتفاع المفاجئ في برنامج المقارنات الدولية بعد حقن الدم ، مما يؤدي إلى نقص التروية العالمي العابر بسبب انخفاض CBF15,16. يؤثر على الدورة الدموية الأمامية ، حيث تحدث معظم aSAH في البشر17. يتراوح معدل الوفيات من 10٪ إلى 33٪ اعتمادا على الدراسة وكمية الدم المحقونة14,18. يمكن الكشف عن تأخر موت الخلايا والالتهاب العصبي في اليوم 2 و 7 وبالتالي توفير متغيرات لدراسة عواقب EBI و DCI19,20.
تقدم الدراسة وصفا محدثا لنموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الفئران جنبا إلى جنب مع وصف لكيفية استخدام مسبار ICP كمنفذ لإدارة الأدوية داخل القراب.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
يتم هذا الإجراء وفقا لتوجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63 / EU بشأن حماية الحيوانات المستخدمة للأغراض العلمية والمعتمد من قبل مفتشية التجارب الحيوانية الدنماركية (ترخيص رقم 2016-15-0201-00940). يتم إجراء الجراحة باستخدام تقنية التعقيم إلى أقصى حد ممكن ، بما في ذلك الأدوات المعقمة والقفازات والقسطرة والغرز. استخدمت الدراسة ذكور وإناث فأران Sprague-Dawley التي تزن 230-350 جم ، وهي مجموعة موجودة في دورة ضوء / مظلمة مدتها 12 ساعة ، مع درجة حرارة ثابتة تبلغ 22 درجة مئوية (± 2 درجة مئوية) ، ورطوبة 55٪ (± 10٪). يتم تزويد الحيوانات مع تشاو القياسية والمياه ad libitum. يتم إيواء الحيوانات في أقفاص فردية بعد الجراحة ولكن يمكن إعادتها إلى أقفاص جماعية عند إزالة مسبار برنامج المقارنات الدولية. المخدر في هذا البروتوكول هو غاز إيزوفلوران ولكن 1.5 مل / كجم من خليط 3: 2 داخل الصفاق من الكيتامين (100 مجم / مل) والزيلازين (20 مجم / مل) فعال أيضا21.
1. الاستعدادات
- تعديل قسطرة الوريد المحيطي 16 G للتنبيب. للتعديل ، قم بتقصير الإبرة بمقدار 1 سم وثني الإبرة المتبقية 1 سم × 30 درجة باتجاه صمام الحقن. إزالة أجنحة القسطرة (متعددة الاستخدامات).
- لعمل مسبار ICP ، اقطع قطعة 20 مم من أنابيب البوليثين (القطر الداخلي (ID): 0.58 مم ، القطر الخارجي (OD): 0.96 مم) واحرق أحد طرفيه لعمل لوحة دائرية ، مع الحفاظ على تجويف مفتوح. التحايل على أنبوب البوليثين بأنبوب سيليكون 1 مم (المعرف: 1.0 مم ، OD: 3.0 مم) قبل توصيل 10 مم من أنابيب السيليكون (المعرف: 0.76 مم ، OD: 2.4 مم) بنهاية أنبوب البوليثين.
- قم بتشغيل الكمبيوتر المحمول وافتح برنامج الحصول على البيانات. قم بمعايرة محولات ضغط الدم (BP) والضغط الدماغي الداخلي (ICP) ، و Laser-Doppler وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
- تحضير جهاز تحليل غازات الدم.
تنبيه: تأكد من وجود ما يكفي من الأيزوفلوران في المرذاذ. - قم بتشغيل O2 وتدفق الهواء في الغلاف الجوي. اضبط تدفق O2 عند 30٪ والهواء الجوي على 70٪.
- ضع وسادة التدفئة واضبط درجة الحرارة على 37 درجة مئوية.
2. التخدير
- ضع الفئران في غرفة التخدير بتدفق 30٪ من O2 و 70٪ من الهواء الجوي. إدارة 5 ٪ من غاز إيزوفلوران في الغرفة. سيستغرق التخدير الكافي حوالي 4 دقائق. السيطرة على التنفس بعناية.
- عند التخدير ، ضع الجرذ في وضع ضعيف على صفيحة ثقيلة يتم التحايل عليها بواسطة شريط مطاطي. ضع الأسنان الأمامية للفأر أسفل الشريط المطاطي.
- ارسم اللسان بعناية باستخدام ملقط منحني. نظف الحنجرة بطرف من القطن. ضع ضوءا خارجيا في خط الوسط من الحلق لتصور الأحبال الصوتية.
- التنبيب أثناء الإلهام باستخدام قسطرة الوريد المحيطي المعدلة 16 G. عند إدخالها بشكل صحيح ، قم بإزالة الخنجر. قم بتوصيل القسطرة بجهاز التنفس الصناعي.
ملاحظة: يتم تأكيد الموضع الصحيح للأنبوب من خلال حركات الصدر المتزامنة مع معدل التنفس. إذا شوهدت حركات البطن ، فقم بإخراج الفئران وإعادة إدخالها في جرس التخدير. لا تكرر الإجراء أكثر من ثلاث مرات بسبب خطر إتلاف الشعب الهوائية. - عند التنبيب ، حافظ على الحيوان على التنفس الاصطناعي مع 30 ٪ من O2 و 70 ٪ من الهواء الجوي. الحفاظ على التخدير في 1.5 ٪ -3 ٪ من إيزوفلوران. اضبط الأيزوفلوران للحفاظ على ضغط الدم بين 80-100 مم زئبق.
- حافظ على حجم الشهيق لجهاز التنفس عند 3 مل والتردد عند 40-45 إلهاما / دقيقة. ضبط حجم الشهيق وفقا لتحليل غازات الدم.
- جعل غرزة من خلال الأنسجة الرخوة الداخلية للخد مع خياطة 2-0. اربط الخيط حول أنبوب الحقن وصمام الحقن لقسطرة الوريد المحيطي لربط القسطرة.
- انقل الجرذ إلى حقل العمليات وضعه في وضع الاستلقاء مع توجيه الذيل نحو الجراح.
- ضع جل العين عند الحاجة لمواجهة جفاف العين.
- قم بإجراء قرصة إصبع القدم لتأكيد عمق التخدير الكافي. تقييم والحفاظ على عمق التخدير أثناء الجراحة.
3. قسطرة الذيل
- تطهير القريب 3-4 سم من الذيل مع 0.5 ٪ من الإيثانول الكلورهيكسيدين.
ملاحظة: من الآن فصاعدا ، استخدم المجهر الجراحي وفقا لتقدير الجراح. - قم بعمل شق جلدي 15-20 مم في الطرف القريب من الذيل على الجانب البطني. احرص على عدم شق الشريان.
- قم بفك الجلد من النسيج الضام الأساسي باستخدام ملقط منحني.
- اخترق بعناية اللفافة التي تعرض الشريان.
- حرر شريان الذيل بعناية من الأنسجة الكامنة باستخدام ملقط منحني.
- انزلق ثلاثة خيوط الحرير الأسود تحت الوعاء. ضع خيطا واحدا بعيدا قدر الإمكان واربط عقدة جراحية بإحكام حول الشريان. امسك الأطراف السائبة للخيط باستخدام مرقئ.
- اربط الخيطين المتبقيين بشكل فضفاض حول الشريان.
- ادفع الخيط القريب بالقرب قدر الإمكان. ضع مرقئا لتثبيت نهايات الخيط القريب. اسحب مرقئ الدم برفق ، ولكن يكفي لتقييد ومنع تدفق الدم. ضع مرقئ على البطن.
- قطع طرف القسطرة بزاوية 45 درجة. قطع النقطة الحادة لمنع اختراق جدار الشرايين.
- باستخدام مقص Vannas ، قم بعمل شق شرياني 1/3 من قطر الشريان بزاوية 30 درجة ، 3-5 مم من العقدة البعيدة.
- أدخل القسطرة في الشريان باستخدام ملقطين مستقيمين. استخدم ملقطا واحدا لتثبيت القسطرة والآخر لسحب الشريان بعناية فوق القسطرة.
- أدخل القسطرة في أعلى الوعاء إلى العقدة القريبة وقم بفك العقدة من المرقئ. تصور تدفق الدم في القسطرة. اربط الخيط الأوسط بشكل فضفاض بالقسطرة.
- استمر في الإدخال إلى النقطة التي يتم فيها تغطية الشريان مرة أخرى بواسطة اللفافة، وإذا أمكن بعدها.
- التحكم في وضع القسطرة والتسرب المحتمل عن طريق التنظيف بالمحلول الملحي.
- اربط الخيطين القريبين باستخدام عقدة جراحية.
ملاحظة: يجب أن يكون قياس ضغط الدم نابضا. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فلن يتم وضع القسطرة بشكل صحيح. - اربط القسطرة في نهاية الشق عن طريق ربط عقدة جراحية باستخدام الخيط البعيد.
- قم بخياطة شق الجلد بشكل فضفاض مع خيطين أحاديين غير قابلين للامتصاص 4-0. احرص على عدم اختراق القسطرة.
ملاحظة: طوال الجراحة كن على دراية بسعة النبض. إذا كان هذا منخفضا ، اغسل القسطرة بالمحلول الملحي. - قم بفك القسطرة الشريانية من ترجام الضغط للسماح بتدفق الدم لأخذ عينات من غازات الدم. ضع أنبوبا شعريا دقيقا في نهاية القسطرة. دع الدم يتدفق إلى الأنبوب. أعد توصيل القسطرة بالترجام بعد جمع الدم واغسل القسطرة.
- أدخل الأنبوب الشعري في محلل غازات الدم. قم بقياس الأس الهيدروجيني و pCO2 و pO2 وقم بتدوينها
ملاحظة: اعتمادا على قيم غازات الدم وضغط الدم ، قم بتغيير معدل التهوية. إذا كان متوسط الضغط الشرياني (MAP) منخفضا جدا ، فحاول خفض معدل تدفق الأيزوفلوران. اختبر ردود الفعل لضمان عمق التخدير المناسب.
4. مسبار برنامج المقارنات الدولية
- ضع الجرذ في الإطار المجسم. من المهم وضع الفئران بشكل متماثل.
- ضع وسادة أسطوانية تحت الإطار التجسيمي لإنشاء ثني أمامي للرقبة.
- حلق فروة رأس الجرذ ورقبته والمنطقة خلف الأذنين. إزالة الشعر الزائد.
- تطهير المنطقة مع 0.5 ٪ من الإيثانول الكلورهيكسيدين.
- تخدير موضعيا ب 0.7 مل من 10 ملغ / 5 ميكروغرام / مل يدوكائين مع الأدرينالين ، أدخل الإبرة في الطرف الذيلي من الجمجمة في خط الوسط. حقن في عضلات الرقبة مع 0.3-0.4 مل. حقن الباقي تحت الجلد حول وأمام بريجما.
- قم بعمل شق جلدي من ثقب الإبرة ~ 8 مم ذيليا في خط الوسط.
- تشريح جميع العضلات بصراحة في طبقات لتحديد الغشاء الأطلسي القذالي (مثلث رخامي اللون ذيليا إلى الجمجمة في خط الوسط).
- استخدم مبعثر Alm لكبح جماح عضلات الرقبة. ضع المانع ذو الشوكة ذيليا إذا لزم الأمر.
- تحقق مما إذا كان مسبار ICP المعقم متصلا بمحول طاقة ICP. اغسل مسبار برنامج المقارنات الدولية بالمحلول الملحي. تأكد من عدم وجود فقاعات هواء في مسبار ICP.
- شق الغشاء الأطلسي القذالي باستخدام إبرة 23 جرام. اصنع ثقبا لإقناع مسبار برنامج المقارنات الدولية من خلال الغشاء.
- أقنع المسبار من خلال الغشاء الأطلسي القذالي بلطف. اسحب المسبار برفق وتأكد من أنه يظهر منحنى نابض يتراوح بين 0-5 مم زئبق. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فقم بإزالة المسبار ، وتحقق من الاتصال بمحول الطاقة ، وتأكد من التدفق عبر التجويف.
- ضع قطرتين من غراء الأنسجة. حرك أنبوب السيليكون 1 مم للأمام إلى الغشاء وقم بتطبيق غراء إضافي لتقليل مخاطر إزاحة مسبار ICP.
- قم بإزالة المبعدة (المبعدات).
- اصنع خيطا أفقيا واحدا للمرتبة في الطرف الرأسي للشق وخيطا بسيطا متقطعا للطرف الذيلي باستخدام خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
5. وضع الإبرة ومسبار الليزر دوبلر
- قم بعمل شق في خط الوسط أمام العينين مباشرة ، 15 مم ذيليا.
- إزالة النسيج الضام والعضلات بالملقط. استخدم نهاية قطعة قطن معقمة كروجين مما يجعل من الممكن التعرف على البريجما والخيوط الإكليلية.
- ضع مبعثر Alm.
- ضع إبرة العمود الفقري 25 G في الإطار المجسم. ضع الإبرة بالضبط على bregma ولاحظ الموضع.
ملاحظة: ضع مفصل خط الوسط للإطار التجسيمي عند 30 درجة باتجاه الحيوان في المستوى الرأسي. - قم بإزالة الإبرة من bregma ، وحرك الإطار 65 مم إلى الأمام ثم استبدل الإبرة في خط الوسط لتحديد موقع الحفر.
- حفر حتى يتم التعرف على الأم الجافية تحت العظم. قم بإزالة شظايا العظام برفق باستخدام ملقط مستقيم واملأ التجويف بشمع العظام.
- حفر حفرة أخرى 3-4 مم جانبية على يمين bregma وفقط أمام الخيط الإكليلي لليزر دوبلر. ليس من الضروري الحفر على طول الطريق من خلال العظام. احرص على عدم اختراق الأم الجافية.
- ابحث عن الأوعية حيث يمكن لدوبلر الليزر قياس تدفق الدم. ضع دوبلر الليزر وتحقق من القيم. مطلوب قيمة لا تقل عن 100 FU. قم بإزالة المجهر (الضوء الاصطناعي).
- إذا كانت القيم لا تزال مقبولة ، أضف قطرة واحدة من الغراء لإصلاح المسبار.
- أعد التحقق للتأكد مما إذا كانت القيمة أعلى من 80 FU. إذا كانت القيمة أقل من 80 FU ، فقم بإزالة المسبار وإعادة وضعه للوصول إلى قيمة أعلى من 80 FU.
ملاحظة: القيمة ، FU ، هي وحدة تعسفية تظهر تدفق الدم الدماغي (CBF).
6. تحريض SAH
- أدخل الإبرة برفق من خلال الجمجمة في خط الوسط بين نصفي الكرة الأرضية حتى يتم الشعور بمقاومة قاعدة الجمجمة. اسحب الإبرة بمقدار 1 مم لضمان الموضع الصحيح أمام الشق البصري.
- أدر الإبرة 90 درجة في اتجاه عقارب الساعة بحيث يشير طرف الإبرة إلى اليمين لضمان النتيجة الأكثر تجانسا عند حقن الدم. إزالة الخنجر (الشكل 3).
- التوازن لمدة 15 دقيقة وضبط مستوى التخدير للحصول على متوسط ضغط الدم الشرياني في حدود 80-100 مم زئبق.
- إجراء تحليل غازات الدم. اضبط مستوى التخدير وفقا لذلك.
- سحب 500 ميكرولتر من الدم من قسطرة الذيل باستخدام حقنة 1 مل بإبرة حادة 23 جرام.
- املأ المساحة الميتة لغرفة الإبرة الشوكية بالدم لتجنب حقن الهواء. أزل إبرة 23 جم من المحقنة المملوءة بالدم وتأكد من أن المحقنة تحتوي على 300 ميكرولتر من الدم.
- قم بتوصيل المحقنة بالإبرة الشوكية. أمسك بقوة وحقن الدم يدويا لتجاوز MAP.
- لاحظ ارتفاعا حادا في برنامج المقارنات الدولية وانخفاضا حادا في CBF على الكمبيوتر المحمول.
ملاحظة: يجب أن يكون CBF 50٪ أو أقل مقارنة بالنتيجة الأساسية لمدة 5 دقائق على الأقل حتى تنجح الجراحة ، انظر الشكل 4. لا تخضع فئران الشام للخطوات 6.1-6.7 ، وبالتالي تحذف إدخال الإبرة الشوكية في المخ ، مما يقلل من النزيف التلقائي المحتمل ، وتلف الدماغ علاجي المنشأ.
7. الانتعاش والصحوة
- تطبيق 0.1 مل/ 100 غ من وزن الحيوان 5.0 ملغ/مل من كاربروفين و1 مل/100 غ من وزن الحيوان من محلول ملحي متساوي التوتر تحت الجلد. تأكد من أن السوائل في درجة حرارة الغرفة على الأقل قبل تناولها.
- بعد ذلك ، احتفظ بالجرذ تحت التخدير لمدة 30 دقيقة بعد SAH.
- قم بإزالة الإبرة ، مسبار دوبلر بالليزر ، ثم املأ التجاويف بشمع العظام. أغلق الشق باستخدام خيطين أفقيين للمرتبة مع خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
- لاستخدام مسبار ICP للحقن في الصهريج الكبير ، قم بإزالة أنبوب السيليكون وأدخل محولا دقيقا في أنبوب البوليثين.
- إذا لم يتم التخطيط لأي تدخل ، فقم بقطع الخيط البسيط المتقطع. تقصير مسبار ICP قدر الإمكان باستخدام مقص ثم الصق النهاية لمنع تسرب السائل النخاعي (CSF). أغلق الشق بخيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
- إزالة الفئران من الإطار المجسمة ووضعها في موقف ضعيف. قم بإزالة الغرز السائبة من شق الذيل.
- ضع خياطة واحدة قريبة وعميقة إلى القسطرة الشريانية. قم بإزالة القسطرة وربط الخيط لمنع النزيف. خياطة شق الذيل مع خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0 خياطة.
- قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران.
- تنظيف الفئران والفراء قدر الإمكان.
- عندما يتم استعادة منعكس سحب الدواسة ويكون لدى الجرذ تنفس تلقائي عند فصله عن جهاز التنفس الصناعي ، قم بنزع أنبوبه.
- ضع الجرذ في قفص واحد مع الطعام والماء ad libitum. ضع نصف القفص تحت صفيحة تسخين وضع الفئران في هذه المنطقة من القفص.
- قم بإجراء الإعطاء داخل القراب عن طريق تكييف حاقن الدبوس مع حقنة دقيقة وإدارة العلاج من خلال محول الدبوس. هذا التدخل ممكن في الحيوانات المستيقظة. انظر الشكل 5.
8. إزالة مسبار ICP (إذا لم تتم إزالته أثناء الجراحة)
ملاحظة: استخدم المجهر الجراحي حسب تقدير الجراح.
- ضع الفئران في غرفة التخدير كما هو موضح سابقا.
- عند التخدير ، ضع الجرذ في وضع ضعيف في مجال التشغيل مع وسادة التدفئة.
- ضع الأنف في قناع التخدير. اضبط مستويات O 2 إلى 30٪ ، والهواء الجوي على 70٪ ، والأيزوفلوران على2 ٪.
- ضعي جل العين باستمرار لمواجهة جفاف العين.
- قطع الخيط الذيلي البسيط المتقطع. افتح الشق وقم بإزالة الأنسجة الميتة المحتملة أو جلطات الدم.
- تقصير مسبار ICP قدر الإمكان باستخدام مقص والغراء النهاية لمنع تسرب السائل النخاعي (CSF). أغلق الشق بخيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
- قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران.
- عندما يبدأ الجرذ في التحرك ، ضعه في قفص واحد مع الطعام والماء الإعلاني. ضع نصف القفص فوق صفيحة تسخين وضع الفئران في هذه المنطقة.
- عند العودة إلى الحالة المعتادة ، أعد إدخال الحيوانات لبعضها البعض في قفص مشترك تحت الإشراف لمدة 15 دقيقة الأولى.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
النساء لديهن خطر متزايد من aSAH مقارنة بالرجال. على الرغم من ذلك ، يتم استخدام القوارض الذكور في المقام الأول في التجارب بسبب التحيز المحتمل من عدم تجانس دورة شبق في الإناث. النتائج التمثيلية المعروضة هنا مأخوذة من منشور حديث يقارن بين إناث وذكور الفئران ، مما يؤكد أن النموذج ينتج نتائج مماثلة في إناث الحيوانات مقارنة بذكور21. شملت الدراسة 34 أنثى فأر Sprague-Dawley (18 SAHs و 16 شمس). لم يكن لدى شمس إبرة العمود الفقري التي نزلت إلى التشنج البصري أو حقن الدم. تم تنفيذ جميع الإجراءات الأخرى على شمس مطابقة ل SAHs. كانت جميع المعلمات الفسيولوجية بين المجموعات قابلة للمقارنة. أخيرا ، تم إجراء تحليل تلوي للبيانات من التجارب السابقة على الفئران الذكور ومقارنتها بنتائج الدراسة الحالية21.
اختبار القطب الدوار هو اختبار للوظيفة الحسية الإجمالية. يتم وضع الحيوان على أحد طرفي عمود 150 سم × 45 مم ، والذي يمكن أن يدور حتى 10 دورة في الدقيقة. الهدف هو الوصول إلى الطرف البعيد من القطب حيث يتم وضع القفص. كان أداء فئران SAH أسوأ بكثير في اليوم 1 و 2 ، مقارنة بالحيوانات الوهمية على القطب الدوار (الشكل 1).
بعد SAH ، يتم تنظيم كل من عائلة مستقبلات ET-1 و 5-HT في الشرايين الدماغية مما يؤدي إلى زيادة الانكماش عند تحفيزه وبالتالي المساهمة في CVS22,23. تمت إزالة الشريان القاعدي (BA) والشرايين الدماغية الوسطى (MCA) بعد قطع الرأس واستخدامها في تجارب تصوير العضل. أنتج كل من الإندوثيلين 1 (ET-1) ، وهو ناهض لعائلة مستقبلات ET-1 و 5-carboxamidotryptamine (5-CT) ، وهو ناهض لعائلة مستقبلات 5-HT زيادة كبيرة في تقلص الأوعية الدموية في SAH مقارنة بالوهمية (الشكل 2). يمكن ملاحظة الحساسية من خلال التركيزات المنخفضة اللازمة لاستنباط الانكماش بعد SAH في كلا الجنسين.
زيادة محتوى الماء (الوذمة) بعد SAH هو مقياس لانخفاض النتائج الوظيفية في البشر24. تم العثور على زيادة كبيرة في الوذمة الدماغية في SAH مقارنة بالوهمية في اليوم 2. كان هناك أيضا ميل نحو زيادة الوذمة في الحصين ، لكن هذا لم يكن ذا دلالة إحصائية (p = 0.0508) 21.
عند مقارنة البيانات المذكورة أعلاه ببيانات الذكور التاريخية ، تكون النتائج قابلة للمقارنة. تظهر البيانات الوصفية زيادة الانقباض في الذكور SAHs بعد إضافة ET-1 أو 5-CT (الشكل 2). علاوة على ذلك ، كان أداء فئران SAH أسوأ بكثير مقارنة ب shams عند إجراء اختبار القطب الدوار. أشارت النتيجة إلى انخفاض الوظيفة الحسية الحركية (الشكل 1).
يوضح الشكل 5 أ توزيع الدم الذاتي المحقون بعد التروية الملحية بعد 30 دقيقة من تحريض SAH. يوضح الشكل أن الدم قد تم توزيعه في الفضاء تحت العنكبوتية بعد الحقن قبل chiasmatic.
يوضح الشكل 5B والشكل 5C توزيع الأصباغ المحقونة داخل القراب ، تليها نضح المحلول الملحي للجسم بالكامل لمدة 30 دقيقة بعد الحقن. يوضح الشكل 5B توزيع 25 ميكرولتر من 20 mM Evans Blue (قابل للذوبان في الماء) ويبين الشكل 5C توزيع 25 ميكرولتر من 10 mM Oil Red O (غير قابل للذوبان في الماء). تم العثور على كلا الصبغتين ليتم توزيعها في الفضاء تحت العنكبوتية بعد الحقن في cisterna magna ، مما يؤكد أن هذا نموذج ممكن للحقن داخل القراب لكل من المركبات القابلة للذوبان في الماء وغير القابلة للذوبان. تجدر الإشارة إلى تكوين رواسب حول الشرايين للمركب غير القابل للذوبان في الماء.
الشكل 1: تحليل الإدراك الحسي الحركي في أول يومين بعد SAH في ذكور وإناث الفئران. تم إجراء اختبار القطب الدوار في اليوم 1 واليوم 2 بعد SAH. كان لدى الفئران من كلا الجنسين عجز كبير مقارنة بالفئران التي تديرها وهمية من نفس الجنس. تم اختبار الاختلافات الإحصائية في السلوك بين المجموعات بواسطة 2-way ANOVA في اليوم 0 واليوم 1 واليوم 2. أنثى بدون دوران و 3 دورات في الدقيقة: p < 0.05. أنثى 10 دورة في الدقيقة وجميع بيانات الذكور: p < 0.01. القيم هي وسائل ± SEM. أعيد نشرها بإذن من Spray، S. et al.21. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: تحليل زيادة الحساسية للانقباضات التي يسببها ET-1 و 5-CT في الشريان القاعدي (BA) والشريان الدماغي الأوسط (MCA) بعد يومين من SAH في ذكور وإناث الفئران. (أ ، ب) تم استخدام 60 مللي متر K + - الاستجابات الانقباضية المستحثة (K + max) كقيم مرجعية لتطبيع الاستجابات التي يسببها الناهض. زادت الحساسية ل ET-1 بشكل ملحوظ بعد يومين من SAH مقارنة بالفئران التي تعمل بشكل وهمي من نفس الجنس في كل من BA و MCA. (ج، د) زادت الحساسية ل 5-CT بشكل ملحوظ بعد 2 أيام من SAH مقارنة بالفئران التي تعمل بشكل وهمي من نفس الجنس في كل من BA و MCA. تمت مقارنة منحنيات التركيز والاستجابة إحصائيا مع ANOVA ثنائي الاتجاه. جميع البيانات: ص < 0.001. القيم هي وسائل ± SEM. أعيد نشرها بإذن من Spray، S. et al.21. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: نظرة عامة على الإعداد قبل تحريض SAH. من أعلى الصورة ، لاحظ أن 1) إبرة الحقن ، 2) مسبار دوبلر بالليزر ، و 3) مسبار ICP كلها في مكانها. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: تتبع العينة بعد الحقن داخل القراب. يوضح التمثيل البياني الأحمر ضغط الدم بالملليمتر زئبق. يظهر الرسم البياني الأزرق برنامج المقارنات الدولية بالملليمتر زئبق ويظهر الرسم البياني الأخضر CBF في الوحدة التعسفية FU. الارتفاع في برنامج المقارنات الدولية هو نتيجة حقن الدم. لاحظ أن هذا يؤدي إلى انخفاض في CBF > 50٪ من خط الأساس لأكثر من 5 دقائق. علاوة على ذلك ، يؤدي ارتفاع برنامج المقارنات الدولية إلى ارتفاع طفيف في ضغط الدم الذي يصبح طبيعيا في غضون ثوان. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: توزيع الدم المحقون داخل القراب والأصباغ الملونة. أ: توزيع الدم الذاتي بعد 30 دقيقة من تحريض SAH. (ب) توزيع 25 ميكرولتر من 20 ملليمتر إيفانز بلو بعد الحقن داخل القراب من خلال قسطرة ICP. (ج) توزيع 25 ميكرولتر من 10 ملليمتر زيت أحمر O بعد الحقن داخل القراب من خلال قسطرة ICP. تم تخدير جميع الحيوانات بخليط الكيتامين / الزيلازين داخل الصفاق متبوعا بالتروية المالحة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
يحاكي نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic ل SAH العديد من العناصر المهمة ل SAH البشري ، بما في ذلك الارتفاع في برنامج المقارنات الدولية ، والحد من CBF ، ونقص التروية العالمي العابر ، وتنظيم علامات الالتهاب العصبي ، و CVS14،15،16،18،19،20. كما تم استخدام مسبار ICP كمنفذ للإدارة داخل القراب (الشكل 5). علاوة على ذلك ، تظهر الدراسة أن النموذج يعمل بشكل مماثل في الحيوانات الذكور والإناث21. لا يشمل النموذج تطور تمدد الأوعية الدموية وتمزق لاحق. حاولت مجموعة من النماذج إنتاج SAH من تمدد الأوعية الدموية الممزق عن طريق تحريض ارتفاع ضغط الدم الجهازي إما جراحيا أو دوائيا وعن طريق إضعاف جدار الشرايين باستخدام الإيلاستاز25،26،27. أنتجت جميع المحاولات تمدد الأوعية الدموية SAH في مجموعة فرعية من الحيوانات ، ولكن هذه النماذج لها تباين متأصل بما في ذلك عدم القدرة على التنبؤ بموعد تمزق تمدد الأوعية الدموية. النماذج ليست مناسبة جدا للبحث قبل السريري على SAH18,28.
من بين نماذج مورين الأخرى ، SAH ، يتضمن نموذج ثقب الأوعية الدموية تمزق الوعاء ، الذي يحاكي إلى حد ما تمزق تمدد الأوعية الدموية ، ولكنه عرضة للتقلبات العالية والوفيات. النموذج الموصوف هنا يمكن تتبعه بشكل أفضل وأكثر قابلية للتكرار حيث يتم تحديد حجم الدم مسبقا ويمكن التحكم في ضغط الحقن. نموذج الحقن المزدوج لديه احتمال أكبر لإنتاج CVS متأخر ، ولكنه يؤثر بشكل أساسي على الدورة الدموية الخلفية ويتضمن حقنة دم ثانية غير فسيولوجية. وبالمقارنة ، يشبه هذا النموذج SAH في البشر لأنه حقنة واحدة من الدورة الدموية الأمامية وينتج ارتفاعا قابلا للتكرار في برنامج المقارنات الدولية18.
تأثير أنظمة التخدير المختلفة على SAH التجريبي غير واضح والبيانات التجريبية متناقضة. أبلغت إحدى الدراسات عن تثبيط محتمل للسيتوكينات والتهاب الأعصاب العام في نموذج ثقب الأوعية الدموية في الفئران عند استخدام استنشاق الأيزوفلوران29. أدى نموذج آخر للقوارض إلى انخفاض المعلمات التنفسية وزيادة وذمة الدماغ جنبا إلى جنب مع انخفاض CBF الإقليمي عند استخدام isofluranes30. ومع ذلك ، أظهر التحليل التلوي الذي يقارن الوفيات في نماذج الفئران عدم وجود فرق في معدل الوفيات بين الأيزوفلوران وأنواع التخدير الأخرى31. بالاتفاق ، استخدم البروتوكول أعلاه بنجاح إما استنشاق الأيزوفلوران أو خليط الكيتامين / الزيلازين داخل الصفاق مع نتائج مماثلة في كلتا المجموعتين21.
لضمان قابلية عالية للتكرار والحصول على البيانات بشكل صحيح ، ينصب التركيز العام على الخطوات المتعلقة بوضع معدات المراقبة. يسهل الوضع الصحيح لقسطرة الذيل المراقبة المستمرة لضغط الدم والقدرة على إجراء تحليلات غازات الدم. يضمن الوضع الصحيح لقسطرة برنامج المقارنات الدولية المراقبة الصحيحة لبرنامج المقارنات الدولية والإمكانية اللاحقة للتدخل داخل القراب. يضمن الموضع المناسب لمسبار الليزر دوبلر إمكانية مراقبة تقليل CBF ، حيث يضمن انخفاض بنسبة 50٪ أو أقل من درجة خط الأساس لمدة 5 دقائق على الأقل بعد تحريض SAH نقص تروية قوي32. من خلال التأكد من أن جميع خطوات المراقبة سليمة ، يمكن للباحث تأمين جمع البيانات الصحيحة بعد تحريض SHAH.
يصف البروتوكول نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic للنزيف تحت العنكبوتية مع التحديثات والتعديلات. كان النموذج ذا قيمة لأبحاث SAH ومن المحتمل أن يستمر في المساهمة في فهم أفضل للنزيف تحت العنكبوتية ، بما في ذلك إصابة الدماغ المبكرة ونقص التروية الدماغية المتأخر.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين مصالح متضاربة يعلنونها.
Acknowledgments
تم دعم العمل من قبل مؤسسة Lundbeck ومنحة Lundbeck للتميز (رقم R59-A5404). لم يكن للممولين أي دور في أي جزء من المخطوطة.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 16 G peripheral vein catheter | BD Venflon | 393229 | Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed |
| Anesthesia bell/ chamber | Unknown | ||
| Blood gas analyzer | Radiometer | ABL80 | |
| Blood pressure (BP) monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
| Curved forceps, 12 cm x 3 | F.S.T | 11001-12 | For anesthesia |
| Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm | Homemade | Made from surgical towels | |
| Data acquisition hardware | Adinstruments | ML870 Powerlab | |
| Data acquistion software | Adinstruments | LabChart 6.0 | |
| Drill | KMD | 1189 | |
| Drill controller | Silfradent | 300 IN | |
| Flexible light | Schott | KL200 | |
| Heating pad | Minco | 1135 | |
| Hypodermic needle, 20 G | KD Medical | 301300 | Connects to stereotaxic frame |
| ICP monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
| Isoflurane vaporizer | Ohmeda | TEC3 | |
| Laptop | Lenovo | T410 | |
| Laser doppler monitor | Adinstruments | ML191 | |
| Laser doppler probe | Oxford Optronics | MSF100XP | Connects to laser doppler monitor |
| Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | For anesthesia |
| Precision syringe, 0.025 mL | Hamilton | 547407 | |
| Stereotaxic frame | Kopf Instruments | M900 | |
| Surgical microscope | Carl Zeiss | F170 | |
| Suture needle | Allgaier | 1245 | For anesthesia |
| Temperaure controller | CWE,INC. | TC-1000 | |
| Transducer x 2 | Adinstruments | MLT0699 | Connects to BP and ICP monitor |
| Ventilator | Ugo Basile | 7025 | |
| Veterinary clipper | Aesculap | GT421 | |
| 3-pronged Blair retractor, 13.5 cm | Agnthos | 17022--13 | |
| Blunt Alm retractor | F.S.T | 17008-07 | |
| Curved forceps, 12 cm x 2 | F.S.T | 11001-12 | |
| Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | |
| Straight Dumont forceps, 11 cm | F.S.T | 11252-00 | |
| Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2 | F.S.T | 13008-12 | |
| Straight Iris scissor, 9 cm | F.S.T | 14090-09 | |
| Straight Vannas scissor, 10.5 cm | F.S.T | 15018-10 | |
| Absorpable swabs | Kettenbach | 31603 | |
| Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm | Vömel | 14757 | |
| Bone wax | Aesculap | 1029754 | |
| Carbomer eye gel 2 mg/g | Paranova | ||
| Cotton swab | Heinz Herenz | WA-1 | |
| Cotton tipped applicator x 4 | Selefa | 120788 | |
| Hypodermic needle, 23 G x2 | KD Medical | 900284 | Connects to stopcock. Remove distal end |
| Hypodermic needle, 23 G x3 | KD Medical | 900284 | Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe |
| ICP probe: | Homemade | Made of the following: | |
| Polythene tubing, 20 mm | Smiths medical | 800/100/200 | Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm. |
| Silicone tubing, 10 mm | Fisher | 15202710 | ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm. |
| Silicone tubing, 2 mm | Fisher | 11716513 | ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm. |
| Micro hematocrit tubes | Brand | 7493 11 | |
| OP-towel, 45 cm x75 cm | Mölnlycke | 800430 | |
| PinPort adapter, 22 G | Instech | PNP3F22 | |
| PinPort injector | Instech | PNP3M | |
| Polythene tubing, 2 x 20 cm | Smiths medical | 800/100/200 | Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm. |
| Rubberband | Unknown | ||
| Scalpel, 10 blade | Kiato | 23110 | |
| Spinalneedle, 25 G x 3.5'' | Braun | 5405905-01 | |
| Stopcock system, Discofix x 2 | Braun | 16494C | Connects to transducer |
| Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3 | Ethicon | EH7145H | |
| Syringe, 1 mL | BD Plastipak | 1710023 | |
| Syringe, luer-lock, 10 mL x 4 | BD Plastipak | 305959 | Connects to transducer |
| Tissue adhesive glue | 3M | 1469SB | |
| 0.5% Chlorhexidine spirit | Faaborg Pharma | 210918 | |
| Carprofen 50 mg/mL | ScanVet | 43715 | Diluted 1:10 |
| Isoflurane | Baxter | ||
| Isotonic saline | Amgros | 16404 | |
| Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL | Amgros | 16318 |
References
- van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), London, England. 306-318 (2007).
- de Rooij, N. K., Linn, F. H. H., vander Plas, J. A., Algra, A., Rinkel, G. J. E. Incidence of subarachnoid haemorrhage: a systematic review with emphasis on region, age, gender and time trends. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 78 (12), 1365-1372 (2007).
- Feigin, V. L., Lawes, C. M., Bennett, D. A., Barker-Collo, S. L., Parag, V. Worldwide stroke incidence and early case fatality reported in 56 population-based studies: a systematic review. The Lancet, Neurology. 8 (4), 355-369 (2009).
- Maher, M., Schweizer, T. A., Macdonald, R. L. Treatment of spontaneous subarachnoid hemorrhage: guidelines and gaps. Stroke. 51 (4), 1326-1332 (2020).
- Pickard, J. D., et al. Effect of oral nimodipine on cerebral infarction and outcome after subarachnoid haemorrhage: British aneurysm nimodipine trial. British Medical Journal (Clinical Research ed.). 298 (6674), 636-642 (1989).
- Daou, B. J., Koduri, S., Thompson, B. G., Chaudhary, N., Pandey, A. S. Clinical and experimental aspects of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. CNS Neuroscience and Therapeutics. 25 (10), 1096-1112 (2019).
- Fujii, M., et al. Early brain injury, an evolving frontier in subarachnoid hemorrhage research. Translational Stroke Research. 4 (4), 432-446 (2013).
- Roos, Y. B., et al. Complications and outcome in patients with aneurysmal subarachnoid haemorrhage: A prospective hospital based cohort study in the Netherlands. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 68 (3), 337-341 (2000).
- Vergouwen, M. D. I., et al. Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: proposal of a multidisciplinary research group. Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).
- Brown, R. J., Kumar, A., Dhar, R., Sampson, T. R., Diringer, M. N. The relationship between delayed infarcts and angiographic vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 72 (5), 702-707 (2013).
- Dhar, R., et al. Relationship between angiographic vasospasm and regional hypoperfusion in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 43 (7), 1788-1794 (2012).
- Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature Reviews. Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).
- Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: species, standard parameters, and outcomes. Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).
- Prunell, G. F., Mathiesen, T., Svendgaard, N. -A. A new experimental model in rats for study of the pathophysiology of subarachnoid hemorrhage. Neuroreport. 13 (18), 2553-2556 (2002).
- Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
- Prunell, G. F., et al. Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Cerebral blood flow and brain metabolism during the acute phase in three different models in the rat. Neurosurgery. 54 (2), 426-437 (2004).
- Velthuis, B. K., et al. Subarachnoid hemorrhage: Aneurysm detection and preoperative evaluation with CT angiography. Radiology. 208 (2), 423-430 (1998).
- Leclerc, J. L., et al. A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
- Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. Inflammation in the brain after experimental subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 56 (5), 1082-1091 (2005).
- Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. Delayed cell death related to acute cerebral blood flow changes following subarachnoid hemorrhage in the rat brain. Journal of Neurosurgery. 102 (6), 1046-1054 (2005).
- Spray, S., Haanes, K. A., Edvinsson, L., Johansson, S. E. Subacute phase of subarachnoid haemorrhage in female rats: increased intracranial pressure, vascular changes and impaired sensorimotor function. Microvascular Research. 135, 104127 (2020).
- Ansar, S., Vikman, P., Nielsen, M., Edvinsson, L. Cerebrovascular ETB, 5-HT1B, and AT1 receptor upregulation correlates with reduction in regional CBF after subarachnoid hemorrhage. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 293 (6), 3750-3758 (2007).
- Hansen-Schwartz, J., et al. Subarachnoid hemorrhage enhances endothelin receptor expression and function in rat cerebral arteries. Neurosurgery. 52 (5), 1188-1194 (2003).
- Hayman, E. G., Wessell, A., Gerzanich, V., Sheth, K. N., Simard, J. M. Mechanisms of global cerebral edema formation in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurocritical Care. 26 (2), 301-310 (2017).
- Miyata, H., et al. Vasa vasorum formation is associated with rupture of intracranial aneurysms. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2019).
- Tada, Y., et al. Roles of hypertension in the rupture of intracranial aneurysms. Stroke. 45 (2), 579-586 (2014).
- Nuki, Y., et al. Elastase-induced intracranial aneurysms in hypertensive mice. Hypertension. 54 (6), Dallas, Tex. 1337-1344 (1979).
- Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Grüter, B. E., Fandino, J. Saccular aneurysm models featuring growth and rupture: A systematic review. Brain Sciences. 10 (2), 101 (2020).
- Altay, O., et al. Isoflurane on brain inflammation. Neurobiology of Disease. 62, 365-371 (2014).
- Hockel, K., Trabold, R., Schöller, K., Török, E., Plesnila, N. Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental and Translational Stroke Medicine. 4 (1), 5 (2012).
- Kamp, M. A., et al. A Systematic and meta-analysis of mortality in experimental mouse models analyzing delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. Translational Stroke Research. 8 (3), 206-219 (2017).
- Povlsen, G. K., Johansson, S. E., Larsen, C. C., Samraj, A. K., Edvinsson, L. Early events triggering delayed vasoconstrictor receptor upregulation and cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. BMC Neuroscience. 14, 34 (2013).
