Summary
דימום תת-קרקעי ממשיך לשאת נטל גבוה של תמותה ותחלואה באדם. כדי לאפשר מחקר נוסף על המצב והפתופיזיולוגיה שלו, מוצג מודל פרה-כיאזמטי, הזרקה יחידה.
Abstract
למרות התקדמות הטיפול בעשורים האחרונים, דימום תת-עכבישי (SAH) ממשיך לשאת נטל גבוה של תחלואה ותמותה, ופוגע בעיקר באוכלוסייה צעירה למדי. מספר מודלים של SAH בבעלי חיים פותחו כדי לחקור את המנגנונים הפתופיזיולוגיים שמאחורי SAH ולבחון התערבויות פרמקולוגיות. מודל ההזרקה הקדם-כיאזמטית, היחידה, בחולדה המוצג במאמר זה, הוא מודל ניסיוני של SAH עם נפח דם קבוע מראש. בקצרה, בעל החיים מורדם, אינטובציה, ונשמר תחת אוורור מכני. הטמפרטורה מווסתת באמצעות כרית חימום. צנתר ממוקם בעורק הזנב ומאפשר מדידה רציפה של לחץ הדם וכן דגימת דם. הקרום האטלנטו-אוקסיפיטלי נחתך וצנתר לרישום לחץ ממוקם במגנה cisterna כדי לאפשר מדידת לחץ תוך מוחי. קטטר זה יכול לשמש גם להתערבויות טיפוליות תוך-תקליות. החולדה ממוקמת במסגרת סטריאוטקסית, חור בור נקדח קדמית לברגמה, וקטטר מוכנס דרך חור הבור ומונח בדיוק קדמי לכיאזם האופטי. דם אוטולוגי (0.3 מ"ל) נסוג מקטטר הזנב ומוזרק ידנית. התוצאה היא עלייה בלחץ התוך-מוחי וירידה בזרימת הדם במוח. החיה נשמרת מורדמת במשך 30 דקות ומקבלת מלוחים תת עוריים ומשככי כאבים. החיה עוברת צינורית ומוחזרת לכלוב שלה. למודל הפרה-כיאזמטי יש שיעור רבייה גבוה ושונות מוגבלת בין בעלי חיים בשל נפח הדם שנקבע מראש. הוא מחקה SAH בבני אדם, מה שהופך אותו למודל רלוונטי למחקר SAH.
Introduction
דימום תת-עכבישי לא טראומטי (SAH) הוא סוג של שבץ, המייצג כ -5% מכלל המקרים. הגורם השכיח ביותר ל-SAH שאינו טראומטי הוא קרע פתאומי של מפרצת (aSAH), המהווה 85% ממקרי ה-SAH. סיבות אחרות כוללות קרע של מום ורידי עורקי, coagulopathies, וקרע של ורידים דימום perimesencephalic1. שיעור ההיארעות הוא 9 לכל 100,000 שנות אדם, כאשר התמותה היא סביב אחד מכל שלושה ושליש נוסף הדורש תמיכה בחיי היומיום לאחר SAH 2,3.
לאחר ייצוב ראשוני ואישור האבחון, הטיפול תלוי בחומרת הדימום. החולים הסובלים בצורה הקשה ביותר יעברו ניקוז חוץ-חדרי שיוחדר לחדרים כדי להפחית את הלחץ התוך-מוחי (ICP) ויתקבלו ליחידה לטיפול נמרץ עצבי, שם הם נמצאים במעקב צמוד. המטופלים יעברו אנגיוגרפיה כדי לזהות את המפרצת (הסבירה) ולאחר מכן לפתות או לחתוך את המפרצת כדי למנוע דימום חוזר4. למרות ניסויים רבים של טיפולים תרופתיים, רק נימודיפין, אנטגוניסט לתעלות סידן, הראה שיפור בתוצאות5. ניסויים קליניים מרובים נמצאים כעת בעיצומם. אנא עיין בסקירה של דאו ועמיתיו לרשימה מקיפה6.
קרע של מפרצת תואר כהתפרצות פתאומית של כאב הראש הגרוע ביותר שאי פעם חווינו או כאב ראש רעם. הקרע גורם לעלייה תלולה ב- ICP ואחריו ירידה בזרימת הדם המוחית (CBF). הפחתה זו גורמת לאיסכמיה גלובלית של המוח, אשר עלולה לגרום לאובדן הכרה. מסלול מכניסטי יותר זה, יחד עם פירוק יזום של יסודות הדם האקסטרווסים, מוליד שחרור ציטוקינים והפעלה של מערכת החיסון המולדת וכתוצאה מכך דלקת עצבית סטרילית. יתר על כן, לעתים קרובות נצפתה התמוטטות של מחסום הדם-מוח, וכתוצאה מכך בצקת מוחית והפרעה בהומאוסטזיס היונים. כל השינויים הללו ועוד, המכונים פגיעה מוחית מוקדמת (EBI), מתרחשים כבר בימים הראשונים וגורמים לאובדן עצבי ולאפופטוזיס7.
כ -1/3 מהחולים הסובלים מ- aSAH יפתחו איסכמיה מוחית מאוחרת (DCI) בין היום 4-148. DCI מוגדר כהופעת בכורה של ליקוי מוקדי, נוירולוגי או ירידה של מינימום שתי נקודות בסולם התרדמת של גלזגו הנמשכת לפחות שעה אחת, כאשר סיבות אחרות, כולל התקפים ודימום חוזר אינן נכללות. DCI נקשר לסיכון מוגבר למוות ולירידה בתוצאות תפקודיות לאחר aSAH9. וזוספאזם מוחי (CVS), היצרות עורקי המוח, ידוע כקשור ל- DCI במשך עשרות שנים ונחשב בעבר כסיבה היחידה ל- DCI. מאז הוכח כי CVS יכול להתרחש ללא התפתחות של DCI וגורמים נוספים, כולל פקקת כלי דם והתכווצות, דיכאון מתפשט קליפת המוח, ותגובה דלקתית של EBI זוהו מאז10,11,12.
בשל ההשפעה הגדולה של EBI ו-DCI על מהלך המחלה ועל תוצאות החולים הלוקים, מודלים של בעלי חיים צריכים לחקות אותם במידה רבה ככל האפשר, ועדיין להיות ניתנים לשחזור. חוקרים השתמשו במגוון רחב של מודלים שונים במגוון בעלי חיים, מעכברים ועד פרימטים לא אנושיים, כדי לנסות ולדמות aSAH. חולדות הבר Sprague-Dawley ו-Wistar הן כיום חיות המעבדה הנפוצות ביותר, והמודלים הנפוצים ביותר הם מודל הניקוב האנדוסקולרי, מודל ההזרקה הכפולה cisterna-magna, ולבסוף מודל ההזרקה הבודדת הקדם-כיאזמטית, שיתואר במאמרזה 13.
המודל הפרה-כיאזמטי, הזרקה יחידה, פותח במקור על ידי פרונל ועמיתיו כדי להתמודד עם כמה מהחסרונות של מודלים ניסיוניים אחרים14. הניתוח, כאשר הוא נשלט, הוא מאוד לשחזור וממזער את השונות בין בעלי חיים. המודל מחקה SAH בבני אדם במספר נקודות, כולל העלייה הפתאומית ב- ICP בעקבות הזרקת הדם, וכתוצאה מכך איסכמיה עולמית חולפת עקב ירידה ב- CBF15,16. זה משפיע על זרימת הדם הקדמית, וזה המקום שבו רוב aSAH בבני אדם להתרחש17. התמותה נעה בין 10%-33% בהתאם למחקר ולכמות הדם המוזרקת14,18. מוות תאי מושהה ודלקת עצבית יכולים להיות מזוהים ביום 2 ו -7 ובכך לספק משתנים לחקור את ההשלכות של EBI ו- DCI19,20.
המחקר מציג תיאור מעודכן של מודל ההזרקה החד-פעמית הקדם-כיאזמטי בחולדה יחד עם תיאור כיצד להשתמש בבדיקת ICP כנמל לניהול תוך-תאי של רוקחות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
הליך זה נעשה בהתאם לדירקטיבה 2010/63/EU של האיחוד האירופי בנוגע להגנה על בעלי חיים המשמשים למטרות מדעיות ואושרה על ידי הפיקוח הדני על ניסויים בבעלי חיים (רישיון מס' 2016-15-0201-00940). הניתוח מתבצע בטכניקה אספטית ככל הניתן, הכוללת מכשירים סטריליים, כפפות, קטטרים ותפרים. המחקר השתמש בחולדות Sprague-Dawley זכרים ונקבות במשקל 230-350 גרם, קבוצה ששוכנה במחזור אור/חושך של 12 שעות, עם טמפרטורה קבועה של 22 ° C (± 2 ° C), ולחות של 55% (± 10%). בעלי החיים מסופקים עם צ'או סטנדרטי ומים ad libitum. בעלי החיים שוכנים בכלובים בודדים לאחר ניתוח, אך ניתן להחזירם לכלוב קבוצתי לאחר הסרת בדיקת ICP. חומר ההרדמה בפרוטוקול זה הוא גז איזופלורן, אך תערובת תוך צפקית של 1.5 מ"ל/ק"ג של קטמין (100 מ"ג/מ"ל) וקסילזין (20 מ"ג/מ"ל) משפיעה גם היא21.
1. הכנות
- שנה צנתר ורידים היקפי 16 G לאינטובציה. כדי לשנות, קצרו את המחט ב-1 ס"מ וכופפו את שאר המחט 1 ס"מ על 30° לכיוון שסתום ההזרקה. הסירו את כנפי הצנתר (רב שימושי).
- כדי לבצע בדיקה ICP, לחתוך חתיכת 20 מ"מ של צינורות פוליתן (קוטר פנימי (ID): 0.58 מ"מ, קוטר חיצוני (OD): 0.96 מ"מ) ולשרוף קצה אחד כדי ליצור צלחת עגולה, שמירה על לומן פתוח. עקוף את צינורות הפוליתן עם 1 מ"מ של צינורות סיליקון (ID: 1.0 מ"מ, OD: 3.0 מ"מ) לפני חיבור 10 מ"מ של צינורות סיליקון (ID: 0.76 מ"מ, OD: 2.4 מ"מ) לקצה צינורות הפוליתן.
- הפעל את המחשב הנייד ופתח את תוכנת רכישת הנתונים. כיול מתמרי לחץ הדם (BP) והלחץ התוך-מוחי (ICP), ואת דופלר הלייזר בהתאם להוראות היצרן.
- הכן את מנגנון מנתח גז הדם.
זהירות: יש לוודא שיש מספיק איזופלורן במכשיר האידוי. - הפעל את O2 ואת זרימת האוויר האטמוספרי. הגדר את זרימת O2 על 30% ואת האוויר האטמוספרי על 70%.
- מניחים את כרית החימום ומכוונים את הטמפרטורה ל -37 מעלות צלזיוס.
2. הרדמה
- הניחו את החולדה בחדר ההרדמה עם זרימה של 30% מ-O2 ו-70% מהאוויר האטמוספרי. יש להכניס 5% מגז איזופלורן לתא. הרדמה מספקת תארך כ-4 דקות. שלוט בנשימה בזהירות.
- בעת הרדמה, הניחו את החולדה במצב שכיבה על צלחת כבדה המוקפת בגומייה. הניחו את השיניים הקדמיות של החולדה מתחת לגומייה.
- משוך את הלשון החוצה בזהירות עם מלקחיים מעוקלים. נקו את הגרון עם קצה כותנה. מקם אור חיצוני בקו האמצע של הגרון כדי לדמיין את מיתרי הקול.
- אינטובציה במהלך השראה באמצעות צנתר ורידים היקפי 16 G שונה. כאשר הוא מוכנס כראוי, הסר את הסטילטו. חבר את הצנתר למכונת ההנשמה.
הערה: מיקום נכון של הצינור מאושר על ידי תנועות החזה בסנכרון עם קצב הנשימה. אם רואים תנועות של הבטן, extubate ולהחזיר את החולדה לתוך פעמון ההרדמה. אין לחזור על ההליך יותר משלוש פעמים בשל הסיכון לפגיעה בדרכי הנשימה. - בעת אינטובציה, לשמור על בעל החיים על הנשמה מלאכותית עם 30% של O2 ו 70% של האוויר האטמוספרי. לשמור על הרדמה ב 1.5%-3% של isoflurane. התאם את isoflurane כדי לשמור על לחץ הדם בין 80-100 מ"מ כספית.
- שמור על נפח ההשראה של מכונת ההנשמה על 3 מ"ל והתדר על 40-45 השראות לדקה. התאם את נפח ההשראה בהתאם לניתוח גז הדם.
- בצע תפר דרך הרקמה הרכה הפנימית של הלחי עם תפר 2-0. קשרו את התפר סביב צינור ההזרקה ואת שסתום ההזרקה של צנתר הווריד ההיקפי כדי להדק את הצנתר.
- העבירו את החולדה לשדה הניתוח והניחו אותה במצב שכיבה כשהזנב פונה לכיוון המנתח.
- יש למרוח את ג'ל העיניים בעת הצורך כדי למנוע יובש בעיניים.
- בצע צביטת בוהן כדי לאשר עומק הרדמה מספיק. להעריך ולשמור על עומק ההרדמה במהלך הניתוח.
3. קטטר זנב
- לחטא את פרוקסימלי 3-4 ס"מ של הזנב עם 0.5% של אתנול chlorhexidine.
הערה: מעתה ואילך, השתמש במיקרוסקופ הניתוחי על פי שיקול דעתו של המנתח. - בצע חתך עור של 15-20 מ"מ בקצה הפרוקסימלי של הזנב בצד הגחוני. היזהר לא לחתוך את העורק.
- שחררו את העור מרקמת החיבור שמתחתיה באמצעות מלקחיים מעוקלים.
- חודרים בזהירות לפשיה החושפת את העורק.
- שחררו בזהירות את עורק הזנב מהרקמה הבסיסית באמצעות מלקחיים מעוקלים.
- החליקו שלושה חוטי משי שחורים מתחת לכלי. הניחו חוט אחד בצורה מרוחקת ככל האפשר וקשרו קשר כירורגי בחוזקה סביב העורק. החזק את הקצוות הרופפים של החוט עם המוסטט.
- קשרו את שני החוטים הנותרים באופן רופף סביב העורק.
- לדחוף את החוט הפרוקסימלי קרוב ככל האפשר. החל hemostat להחזיק את הקצוות של חוט פרוקסימלי. משוך את hemostat קלות, אבל מספיק כדי להגביל ולחסום את זרימת הדם. מניחים את hemostat על הבטן.
- חותכים את קצה הצנתר בזווית של 45°. חתכו את הנקודה החדה כדי למנוע חדירה לדופן העורק.
- בעזרת מספריים של Vannas מבצעים חתך בעורק 1/3 מקוטר העורק בזווית של 30°, 3-5 מ"מ מהקשר הדיסטלי.
- הכנס את הצנתר לעורק באמצעות שני מלקחיים ישרים. השתמש במלקחיים אחת כדי להחזיק את הצנתר והשנייה כדי למשוך בזהירות את העורק מעל הצנתר.
- הכנס את הקטטר במעלה כלי הדם לקשר הפרוקסימלי ושחרר את הקשר מההמוסטט. דמיינו את זרימת הדם בצנתר. הדקו את החוט האמצעי באופן רופף לצנתר.
- המשך החדרה, ואם אפשר, ממש מעבר, לנקודה שבה העורק מכוסה שוב על ידי פאשיה.
- שלוט במיקום הצנתר ובדליפה אפשרית על ידי שטיפה במי מלח.
- הדקו את שני החוטים הפרוקסימליים באמצעות קשרים כירורגיים.
הערה: מדידת לחץ הדם צריכה להיות פעימה; אם לא, הצנתר אינו ממוקם כראוי. - הדקו את הצנתר בקצה החתך על ידי קשירת קשר כירורגי באמצעות החוט הדיסטלי.
- תפרו את חתך העור באופן רופף יחד עם שני תפרי מונופילמנט 4-0 שאינם ניתנים לספיגה חוזרת. יש להיזהר שלא לחדור את הצנתר.
הערה: במהלך הניתוח יש להיות מודעים למשרעת הפעימה. אם זה נמוך, לשטוף את הקטטר עם מלוחים. - שחררו את הצנתר העורקי ממתמר הלחץ כדי לאפשר זרימת דם לדגימת גזי דם. מניחים צינור מיקרו נימי בקצה הצנתר. תן לדם לזרום לתוך הצינור. חברו מחדש את הצנתר למתמר לאחר איסוף הדם ושטפו את הצנתר.
- הכנס את צינור הנימים למנתח גז הדם. מדוד את ה- pH, pCO2 ו- pO2 ורשום אותם
הערה: בהתאם לערכי גז הדם ולחץ הדם, שנה את קצב האוורור. אם הלחץ העורקי הממוצע (MAP) נמוך מדי, נסה להנמיך את קצב הזרימה של איזופלורן. בדוק את הרפלקסים כדי להבטיח עומק הרדמה תקין.
4. בדיקת ICP
- הניחו את החולדה במסגרת הסטריאוטקסית. חשוב למקם את החולדה באופן סימטרי.
- הניחו כרית גלילית מתחת למסגרת הסטריאוטקסית ליצירת כיפוף קדמי של הצוואר.
- גלחו את הקרקפת, הצוואר והאזור שמאחורי האוזניים של החולדה. הסירו את השיער המיותר.
- לחטא את האזור עם 0.5% של אתנול chlorhexidine.
- מרדימים מקומית עם 0.7 מ"ל של 10 מ"ג / 5 מיקרוגרם / מ"ל לידוקאין עם אדרנלין, להחדיר את המחט בקצה הקאודלי של הגולגולת בקו האמצע. להזריק לתוך השרירים של הצוואר עם 0.3-0.4 מ"ל. להזריק את השאר תת עורית סביב וקדמי לברגמה.
- בצע חתך עור מנקב המחט ~ 8 מ"מ בצורה קאודלית בקו האמצע.
- נתחו את כל השרירים בצורה בוטה בשכבות כדי לזהות את הקרום האטלנטו-אוקסיפיטלי (משולש בצבע שיש עד הגולגולת בקו האמצע).
- השתמש במשענת אלם כדי לרסן את שרירי הצוואר. הניחו את המשחזר הקדמי בצורה קאודלית במידת הצורך.
- בדוק אם בדיקת ICP הסטרילית מחוברת למתמר ICP. שטפו את בדיקת ICP במי מלח. ודא שאין בועות אוויר בבדיקת ICP.
- חותכים את הקרום האטלנטו-אוקסיפיטלי באמצעות מחט 23 גרם. צור חור כדי לשדל את בדיקת ICP דרך הממברנה.
- לשדל את הבדיקה דרך הממברנה האטלנטו-אוקסיפיטלית בעדינות. משוך את הגשושית קלות וודא שהיא מראה עקומה פועמת הנעה בין 0-5 מ"מ כספית. אם לא, הסר את הבדיקה, בדוק את החיבור למתמר ואשר את הזרימה דרך הלומן.
- החל שתי טיפות של דבק רקמות. הזיזו את צינור הסיליקון בקוטר 1 מ"מ קדימה אל הממברנה ומרחו דבק נוסף כדי למזער את הסיכון לתזוזה של בדיקת ICP.
- הסר את המשיב(ים).
- בצע תפר מזרן אופקי אחד לקצה הצפלי של החתך ותפר אחד פשוט קטוע לקצה הקאודלי באמצעות תפר מונופילמנט 4-0 שאינו ניתן לספיגה חוזרת.
5. מיקום המחט ובדיקת לייזר-דופלר
- לעשות חתך בקו האמצע רק הקדמי לעיניים, 15 מ"מ caudally.
- הסר את רקמת החיבור ואת השרירים עם מלקחיים. השתמש בקצה של צמר גפן סטרילי כמו rougine המאפשר לזהות את bregma ואת התפרים העטרה.
- מניחים את משחזר אלם.
- מניחים מחט עמוד שדרה 25 G במסגרת הסטריאוטקסית. מניחים את המחט בדיוק על הברגמה ומציינים את המיקום.
הערה: מקם את מפרק קו האמצע של המסגרת הסטריאוטקסית ב-30° לכיוון בעל החיים במישור האנכי. - הסר את המחט מהברגמה, הזז את המסגרת 65 מ"מ קדימה ולאחר מכן החלף את המחט בקו האמצע כדי לסמן את אתר הקידוח.
- מקדחים עד לזיהוי הדורה מאטר מתחת לעצם. מוציאים בעדינות את שברי העצם בעזרת מלקחיים ישרים וממלאים את החלל בשעוות עצם.
- קדח חור נוסף 3-4 מ"מ לרוחב מימין לברגמה ורק קדמי לתפר העטרה עבור הלייזר-דופלר. אין צורך לקדוח עד העצם. היזהר לא לחדור את dura mater.
- חפש את כלי הדם שבהם דופלר הלייזר יכול למדוד את זרימת הדם. מניחים את דופלר הלייזר ובודקים את הערכים. נדרש ערך מינימלי של 100 FU. הסר את המיקרוסקופ (אור מלאכותי).
- אם הערכים עדיין קבילים, הוסף טיפת דבק אחת כדי לתקן את הבדיקה.
- בדוק שוב אם הערך הוא מעל 80 FU. אם הערך נמוך מ- 80 FU, הסר ומקם מחדש את הבדיקה כדי להגיע לערך מעל 80 FU.
הערה: הערך, FU, הוא יחידה שרירותית המציגה זרימת דם מוחית (CBF).
6. אינדוקציה של SAH
- הכנס את המחט בעדינות דרך הגולגולת בקו האמצע בין חצאי הכדור עד שתורגש התנגדות של בסיס הגולגולת. משוך את המחט ב -1 מ"מ כדי להבטיח מיקום נכון רק קדמית לכיאזמה האופטית.
- סובב את המחט 90° בכיוון השעון כך שקצה המחט יצביע ימינה כדי להבטיח את התוצאה ההומוגנית ביותר בעת הזרקת הדם. הסירו את הסטילטו (איור 3).
- יש לאזן למשך 15 דקות ולהתאים את רמת ההרדמה לקבלת לחץ דם עורקי ממוצע בטווח 80-100 מ"מ כספית.
- בצע ניתוח גז בדם. התאימו את רמת ההרדמה בהתאם.
- למשוך 500 μL של דם מן קטטר הזנב באמצעות מזרק 1 מ"ל עם מחט 23 G קהה.
- מלא את החלל המת של חדר מחט עמוד השדרה בדם כדי למנוע הזרקת אוויר. הסר את המחט 23 G מן המזרק מלא הדם ולאשר כי המזרק מכיל 300 μL של דם.
- חבר את המזרק למחט עמוד השדרה. אחוז בחוזקה והזריק את הדם באופן ידני כדי לעבור את MAP.
- שימו לב לעלייה תלולה ב-ICP ולירידה תלולה ב-CBF במחשב הנייד.
הערה: CBF צריך להיות 50% או נמוך יותר בהשוואה לציון הבסיס במשך 5 דקות לפחות כדי שהניתוח יצליח, ראה איור 4. חולדות דמה אינן עוברות את השלבים 6.1-6.7, ובכך משמטות את החדרת מחט עמוד השדרה למוח, ממזערות דימום ספונטני אפשרי ונזק מוחי יאטרוגני.
7. התאוששות והתעוררות
- יש לתת 0.1 מ"ל/100 גרם משקל בעלי חיים של 5.0 מ"ג/מ"ל קרפרופן ו-1 מ"ל/100 גרם משקל בעלי חיים של מי מלח איזוטוניים תת-עוריים. יש לוודא שהנוזלים נמצאים לפחות בטמפרטורת החדר לפני מתן הנוזלים.
- לאחר מכן החזיקו את החולדה תחת הרדמה למשך 30 דקות לאחר ה-SAH.
- הסר את המחט, בדיקת דופלר לייזר, ולאחר מכן מלא את החללים עם שעווה עצם. סגור את החתך באמצעות שני תפרי מזרן אופקיים עם תפר מונופילמנט 4-0 שאינו ניתן לספיגה חוזרת.
- כדי להשתמש בבדיקת ICP להזרקות לתוך מגנה cisterna, להסיר את צינור סיליקון ולהכניס מתאם נקודתי לצינורות פוליאתן.
- אם לא מתוכננת התערבות, חתכו את התפר הפשוט והקטוע. קצרו את בדיקת ICP ככל האפשר באמצעות מספריים ולאחר מכן הדביקו את הקצה כדי למנוע דליפה של נוזל מוחי שדרתי (CSF). סגור את החתך בתפר מונופילמנט 4-0 שאינו נספג.
- הוציאו את החולדה מהמסגרת הסטריאוטקסית והניחו אותה במצב שכיבה. הסר את התפרים הרופפים מחתך הזנב.
- מניחים תפר יחיד פרוקסימלי ועמוק לצנתר העורקי. הסר את הקטטר וקשר את התפר למניעת דימום. תפרו את חתך הזנב בתפר מונופילמנט 4-0 שאינו נספג.
- כבה את האיזופלורן.
- נקו את החולדה ואת פרוותה ככל האפשר.
- כאשר רפלקס הגמילה מדוושה חוזר ולחולדה יש נשימה ספונטנית כאשר היא מנותקת ממכונת ההנשמה, הוציאו אותה.
- הניחו את החולדה בכלוב אחד עם מזון ומים עד ליביטום. הניחו מחצית אחת של הכלוב מתחת לפלטת חימום והניחו את החולדה באזור זה של הכלוב.
- ביצוע מתן תוך-תאי על ידי התאמת מזרק הפינפורט למזרק מדויק וביצוע הטיפול באמצעות מתאם פינפורט. התערבות זו אפשרית בבעלי חיים ערים. ראו איור 5.
8. הסרת בדיקת ICP (אם לא הוסרה במהלך הניתוח)
הערה: השתמש במיקרוסקופ כירורגי על פי שיקול דעתו של המנתח.
- הניחו את החולדה בתא ההרדמה כפי שתואר קודם לכן.
- בעת הרדמה, הניחו את החולדה במצב שכיבה בשדה הניתוח עם כרית חימום.
- הכניסו את האף למסכת ההרדמה. הגדר את רמות O 2 עד 30%, אוויר אטמוספרי ל -70%, ו isoflurane ל -2 %.
- יש למרוח ברציפות את ג'ל העיניים נגד עיניים יבשות.
- חותכים את התפר הקטוע הפשוט הקאודלי. פתח את החתך והסר את הרקמה הנמקית או קרישי הדם האפשריים.
- קצרו את בדיקת ICP ככל האפשר באמצעות מספריים והדביקו את הקצה כדי למנוע דליפה של נוזל מוחי שדרתי (CSF). סגור את החתך בתפר מונופילמנט 4-0 שאינו נספג.
- כבה את האיזופלורן.
- כאשר החולדה מתחילה לנוע, הניחו אותה בכלוב יחיד עם מזון ומים עד ליביטום. מניחים חצי מהכלוב מעל פלטת חימום ומניחים את החולדה באזור זה.
- כאשר חוזרים למצב רגיל, הציגו מחדש את החיות זו לזו בכלוב משותף תחת השגחה במשך 15 הדקות הראשונות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
לנשים יש סיכון מוגבר ל-aSAH בהשוואה לגברים. למרות זאת, מכרסמים זכרים משמשים בעיקר בניסויים בשל הטיה אפשרית מההטרוגניות של מחזור הייחום אצל נקבות. התוצאות המייצגות המוצגות כאן הן מפרסום שפורסם לאחרונה והשווה בין חולדות נקבות וזכרים, המאשר כי המודל מפיק תוצאות דומות בחיות נקבות בהשוואה לזכרים21. המחקר כלל 34 נקבות חולדות ספראג-דולי (18 SAHs ו-16 שמות). לשמס לא הייתה מחט עמוד השדרה יורדת לכיאזם אופטי או דם מוזרק. כל שאר ההליכים בוצעו בשמס זהים ל-SAHs. כל הפרמטרים הפיזיולוגיים בין הקבוצות היו דומים. לבסוף, מטא-אנליזה של נתונים מניסויים קודמים על חולדות זכרים נעשתה והושוותה לתוצאות המחקר הנוכחי21.
מבחן הקוטב המסתובב הוא מבחן של תפקוד סנסומוטורי גס. החיה ממוקמת בקצה אחד של מוט 150 ס"מ על 45 מ"מ, אשר יכול להסתובב עד 10 סל"ד. המטרה היא להגיע לקצה המרוחק של הקוטב שבו מוצב כלוב. מצבן של חולדות SAH היה גרוע יותר באופן משמעותי ביום 1 וב-2, בהשוואה לחיות דמה על הקוטב המסתובב (איור 1).
לאחר SAH, הן משפחת קולטני ET-1 והן 5-HT מווסתים בעורקי המוח וכתוצאה מכך התכווצות מוגברת כאשר הם מגורים, ובכך תורמים ל- CVS22,23. העורק הבזילרי (BA) ועורקי המוח האמצעיים (MCA) הוסרו בעקבות עריפת ראשים ושימשו לניסויי מיוגרף. גם אנדותלין 1 (ET-1), אגוניסט ממשפחת קולטני ET-1 וגם 5-קרבוקסאמידוטריפטמין (5-CT), אגוניסט ממשפחת קולטני 5-HT, גרמו להתכווצות כלי דם מוגברת משמעותית ב-SAH בהשוואה לדמה (איור 2). ניתן לראות רגישות על ידי ריכוזים נמוכים יותר הדרושים כדי לעורר התכווצות בעקבות SAH בשני המינים.
תכולת מים מוגברת (בצקת) בעקבות SAH היא מדד לתוצאה תפקודית מופחתת בבני אדם24. בצקת מוחית מוגברת באופן משמעותי נמצאה ב- SAH בהשוואה לבושה ביום השני. הייתה גם נטייה לבצקת מוגברת בהיפוקמפוס, אך זה לא היה מובהק סטטיסטית (p = 0.0508)21.
כאשר משווים את הנתונים הנ"ל לנתונים גבריים היסטוריים, התוצאות דומות. המטא-נתונים מראים התכווצות מוגברת אצל SAHs זכרים לאחר הוספת ET-1 או 5-CT (איור 2). יתר על כן, חולדות SAH הפגינו ביצועים גרועים משמעותית בהשוואה לשמס בעת ביצוע בדיקת המוט המסתובב. התוצאה הצביעה על ירידה בתפקוד התחושתי-מוטורי (איור 1).
איור 5A מראה את התפלגות הדם האוטולוגי המוזרק לאחר זילוח מי מלח 30 דקות לאחר השראת ה-SAH. האיור מראה כי הדם הופץ בחלל התת עכבישי לאחר הזרקה טרום כיאזמטית.
איור 5B ואיור 5C מראים את התפלגות הצבעים המוזרקים תוך תתי, ולאחר מכן זילוח מי מלח בכל הגוף במשך 30 דקות לאחר ההזרקה. איור 5B מראה התפלגות של 25 μL של 20 mM Evans Blue (מסיס במים) ואיור 5C מראה התפלגות של 25 μL של 10 mM Oil Red O (בלתי מסיס במים). שני הצבעים נמצאו מפוזרים בחלל התת-עכבישי לאחר ההזרקה למגננה הציסטרנה, מה שמאשר כי זהו מודל אפשרי של הזרקה תוך-תאית של תרכובות מסיסות במים ובלתי מסיסות. שווה לשים לב הוא היווצרות של פיקדונות סביב העורקים עבור תרכובת מסיסים במים.
איור 1: ניתוח של קוגניציה סנסורית-מוטורית ביומיים הראשונים לאחר SAH בחולדות זכרים ונקבות. בדיקת מוט מסתובב בוצעה ביום 1 וביום 2 לאחר SAH. לחולדות משני המינים היו ליקויים משמעותיים בהשוואה לחולדות המופעלות על ידי דמה מאותו מין. הבדלים סטטיסטיים בהתנהגות בין קבוצות נבדקו על ידי ANOVA דו-כיווני ביום 0, יום 1 ויום 2. נקבה ללא סיבוב ו-3 סל"ד: p < 0.05. נקבה 10 סל"ד וכל הנתונים הגבריים: p < 0.01. ערכים הם אמצעים ± SEM. פורסם מחדש באישור Spray, S. et al.21. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: ניתוח של רגישות מוגברת להתכווצויות המושרות על-ידי ET-1 ו-5-CT בעורק הבזילרי (BA) ובעורק המוח האמצעי (MCA) יומיים לאחר SAH בחולדות זכרים ונקבות . (A,B) 60 mM תגובות כיווץ מעוררות K+ (K+max) שימשו כערכי ייחוס לנורמליזציה של תגובות המושרות על ידי אגוניסטים. הרגישות ל-ET-1 עלתה באופן משמעותי יומיים לאחר SAH בהשוואה לחולדות המופעלות על ידי דמה מאותו המין הן ב-BA והן ב-MCA. (ג,ד) הרגישות ל-5-CT עלתה משמעותית יומיים לאחר SAH בהשוואה לחולדות מאותו מין הן ב-BA והן ב-MCA. עקומות הריכוז-תגובה הושוו סטטיסטית ל-ANOVA דו-כיוונית. כל הנתונים: p < 0.001. ערכים הם אמצעים ± SEM. פורסם מחדש באישור Spray, S. et al.21. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: סקירה כללית של ההגדרה לפני אינדוקציה של SAH. מראש התמונה, שים לב כי 1) מחט הזרקה, 2) בדיקת לייזר-דופלר, ו -3) בדיקת ICP נמצאים כולם במקום. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 4: עקבות דגימה לאחר הזרקה תוך-תקלית. הגרף האדום מראה את לחץ הדם ב- mmHg. הגרף הכחול מציג את ICP ב- mmHg והגרף הירוק מציג את ה- CBF ביחידה השרירותית FU. הזינוק ב-ICP הוא תוצאה של הזרקת דם. שימו לב שהתוצאה היא ירידה ב-CBF >-50% מקו הבסיס למשך יותר מ-5 דקות. עליית ICP גורמת גם לעלייה קטנה בלחץ הדם אשר מנרמל בתוך שניות. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 5: התפלגות של דם מוזרק תוך תתי וצבעים צבעוניים . (A) פיזור הדם האוטולוגי 30 דקות לאחר השראת SAH. (B) פיזור של 25 μL של 20 mM Evans Blue לאחר הזרקה תוך-תאית באמצעות צנתר ICP. (C) פיזור של 25 μL של 10 mM שמן אדום O לאחר הזרקה intrathecal באמצעות קטטר ICP. כל בעלי החיים הורדמו בתערובת קטמין/קסילזין תוך צפקית ואחריה זילוח מי מלח. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
מודל ההזרקה היחידה הקדם-כיאזמטית של SAH מחקה מספר אלמנטים חשובים של SAH אנושי, כולל הזינוק ב- ICP, הפחתת CBF, איסכמיה גלובלית חולפת, upregulation של סמנים נוירו-דלקתיים, ו- CVS 14,15,16,18,19,20. הגשושית ICP שימשה גם כנמל לניהול תוך-תאי (איור 5). יתר על כן, המחקר מראה כי המודל מתפקד באופן דומה בבעלי חיים זכרים ונקבות21. המודל אינו כולל התפתחות וקרע של מפרצת לאחר מכן. מגוון מודלים ניסו לייצר SAH מקרע מפרצת על ידי השראת יתר לחץ דם מערכתי כירורגית או פרמקולוגית ועל ידי החלשת דופן העורק, באמצעות אלסטאז25,26,27. כל הניסיונות יצרו SAH מפרצת בתת-קבוצה של בעלי חיים, אך למודלים אלה יש שונות מובנית הכוללת את חוסר היכולת לחזות מתי המפרצת תיקרע. המודלים אינם מתאימים במיוחד למחקר פרה-קליני על SAH18,28.
בין שאר המודלים של SAH, מודל הניקוב האנדו-וסקולרי כולל קרע של כלי שיט, המחקה במידת מה קרע של מפרצת, אך נוטה לשונות גבוהה ולתמותה. המודל המתואר כאן ניתן למעקב טוב יותר וניתן לשחזור רב יותר מכיוון שנפח הדם נקבע מראש וניתן לשלוט בלחץ ההזרקה. מודל ההזרקה הכפולה הוא בעל הסתברות גבוהה יותר לייצר CVS מאוחר, אך משפיע בעיקר על מחזור הדם האחורי וכולל הזרקת דם שנייה לא פיזיולוגית. לשם השוואה, מודל זה דומה ל- SAH בבני אדם מכיוון שהוא זריקה יחידה של מחזור הדם הקדמי והוא מייצר עליית ICP הניתנת לשחזור18.
ההשפעה של משטרי הרדמה שונים על SAH ניסיוני אינה ברורה ונתוני הניסוי סותרים. מחקר אחד דיווח על עיכוב אפשרי של ציטוקינים ודלקת עצבית כללית במודל ניקוב אנדוסקולרי בעכברים בעת שימוש בשאיפות איזופלורן29. מודל מכרסם אחר הביא לירידה בפרמטרים נשימתיים ולבצקת מוחית מוגברת יחד עם CBF אזורי מופחת בעת שימוש באיזופלורנים30. עם זאת, מטא-אנליזה המשווה תמותה במודלים של עכברים לא הראתה הבדל בתמותה בין איזופלורן לבין סוגים אחרים של הרדמה31. בהסכמה, הפרוטוקול הנ"ל השתמש בהצלחה בשאיפת איזופלורן או בתערובת קטמין/קסילזין תוך צפקית עם תוצאות דומות בשתי הקבוצות21.
כדי להבטיח יכולת שחזור גבוהה וקליטת נתונים נכונה, הדגש הכולל הוא על השלבים הנוגעים למיקום ציוד הניטור. מיקום נכון של צנתר הזנב מאפשר ניטור רציף של לחץ הדם ויכולת לבצע ניתוחי גזים בדם. מיקום נכון של צנתר ICP מבטיח ניטור ICP נכון ואת האפשרות הבאה של התערבות intrathecal. מיקום מתאים של בדיקת לייזר-דופלר מבטיח שניתן יהיה לעקוב אחר הפחתת CBF, כאשר הפחתה של 50% או פחות מציון הבסיס למשך 5 דקות לפחות לאחר השראת SAH מבטיחה איסכמיהחזקה 32. על ידי וידוא שכל שלבי הניטור תקינים, החוקר יכול להבטיח איסוף נתונים נכון לאחר השראת SAH.
הפרוטוקול מתאר את מודל הזרקה יחידה טרום כיאזמטי של דימום תת-עכבישי עם עדכונים ושינויים. המודל היה בעל ערך למחקר SAH וככל הנראה ימשיך לתרום להבנה טובה יותר של דימום תת-עכבישי, כולל פגיעה מוחית מוקדמת ואיסכמיה מוחית מאוחרת.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין אינטרסים מנוגדים להצהיר.
Acknowledgments
העבודה נתמכה על ידי קרן לונדבק ומענק המצוינות של לונדבק (מס' R59-A5404). לתורמים לא היה כל תפקיד בשום חלק של כתב היד.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 16 G peripheral vein catheter | BD Venflon | 393229 | Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed |
| Anesthesia bell/ chamber | Unknown | ||
| Blood gas analyzer | Radiometer | ABL80 | |
| Blood pressure (BP) monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
| Curved forceps, 12 cm x 3 | F.S.T | 11001-12 | For anesthesia |
| Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm | Homemade | Made from surgical towels | |
| Data acquisition hardware | Adinstruments | ML870 Powerlab | |
| Data acquistion software | Adinstruments | LabChart 6.0 | |
| Drill | KMD | 1189 | |
| Drill controller | Silfradent | 300 IN | |
| Flexible light | Schott | KL200 | |
| Heating pad | Minco | 1135 | |
| Hypodermic needle, 20 G | KD Medical | 301300 | Connects to stereotaxic frame |
| ICP monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
| Isoflurane vaporizer | Ohmeda | TEC3 | |
| Laptop | Lenovo | T410 | |
| Laser doppler monitor | Adinstruments | ML191 | |
| Laser doppler probe | Oxford Optronics | MSF100XP | Connects to laser doppler monitor |
| Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | For anesthesia |
| Precision syringe, 0.025 mL | Hamilton | 547407 | |
| Stereotaxic frame | Kopf Instruments | M900 | |
| Surgical microscope | Carl Zeiss | F170 | |
| Suture needle | Allgaier | 1245 | For anesthesia |
| Temperaure controller | CWE,INC. | TC-1000 | |
| Transducer x 2 | Adinstruments | MLT0699 | Connects to BP and ICP monitor |
| Ventilator | Ugo Basile | 7025 | |
| Veterinary clipper | Aesculap | GT421 | |
| 3-pronged Blair retractor, 13.5 cm | Agnthos | 17022--13 | |
| Blunt Alm retractor | F.S.T | 17008-07 | |
| Curved forceps, 12 cm x 2 | F.S.T | 11001-12 | |
| Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | |
| Straight Dumont forceps, 11 cm | F.S.T | 11252-00 | |
| Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2 | F.S.T | 13008-12 | |
| Straight Iris scissor, 9 cm | F.S.T | 14090-09 | |
| Straight Vannas scissor, 10.5 cm | F.S.T | 15018-10 | |
| Absorpable swabs | Kettenbach | 31603 | |
| Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm | Vömel | 14757 | |
| Bone wax | Aesculap | 1029754 | |
| Carbomer eye gel 2 mg/g | Paranova | ||
| Cotton swab | Heinz Herenz | WA-1 | |
| Cotton tipped applicator x 4 | Selefa | 120788 | |
| Hypodermic needle, 23 G x2 | KD Medical | 900284 | Connects to stopcock. Remove distal end |
| Hypodermic needle, 23 G x3 | KD Medical | 900284 | Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe |
| ICP probe: | Homemade | Made of the following: | |
| Polythene tubing, 20 mm | Smiths medical | 800/100/200 | Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm. |
| Silicone tubing, 10 mm | Fisher | 15202710 | ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm. |
| Silicone tubing, 2 mm | Fisher | 11716513 | ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm. |
| Micro hematocrit tubes | Brand | 7493 11 | |
| OP-towel, 45 cm x75 cm | Mölnlycke | 800430 | |
| PinPort adapter, 22 G | Instech | PNP3F22 | |
| PinPort injector | Instech | PNP3M | |
| Polythene tubing, 2 x 20 cm | Smiths medical | 800/100/200 | Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm. |
| Rubberband | Unknown | ||
| Scalpel, 10 blade | Kiato | 23110 | |
| Spinalneedle, 25 G x 3.5'' | Braun | 5405905-01 | |
| Stopcock system, Discofix x 2 | Braun | 16494C | Connects to transducer |
| Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3 | Ethicon | EH7145H | |
| Syringe, 1 mL | BD Plastipak | 1710023 | |
| Syringe, luer-lock, 10 mL x 4 | BD Plastipak | 305959 | Connects to transducer |
| Tissue adhesive glue | 3M | 1469SB | |
| 0.5% Chlorhexidine spirit | Faaborg Pharma | 210918 | |
| Carprofen 50 mg/mL | ScanVet | 43715 | Diluted 1:10 |
| Isoflurane | Baxter | ||
| Isotonic saline | Amgros | 16404 | |
| Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL | Amgros | 16318 |
References
- van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), London, England. 306-318 (2007).
- de Rooij, N. K., Linn, F. H. H., vander Plas, J. A., Algra, A., Rinkel, G. J. E. Incidence of subarachnoid haemorrhage: a systematic review with emphasis on region, age, gender and time trends. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 78 (12), 1365-1372 (2007).
- Feigin, V. L., Lawes, C. M., Bennett, D. A., Barker-Collo, S. L., Parag, V. Worldwide stroke incidence and early case fatality reported in 56 population-based studies: a systematic review. The Lancet, Neurology. 8 (4), 355-369 (2009).
- Maher, M., Schweizer, T. A., Macdonald, R. L. Treatment of spontaneous subarachnoid hemorrhage: guidelines and gaps. Stroke. 51 (4), 1326-1332 (2020).
- Pickard, J. D., et al. Effect of oral nimodipine on cerebral infarction and outcome after subarachnoid haemorrhage: British aneurysm nimodipine trial. British Medical Journal (Clinical Research ed.). 298 (6674), 636-642 (1989).
- Daou, B. J., Koduri, S., Thompson, B. G., Chaudhary, N., Pandey, A. S. Clinical and experimental aspects of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. CNS Neuroscience and Therapeutics. 25 (10), 1096-1112 (2019).
- Fujii, M., et al. Early brain injury, an evolving frontier in subarachnoid hemorrhage research. Translational Stroke Research. 4 (4), 432-446 (2013).
- Roos, Y. B., et al. Complications and outcome in patients with aneurysmal subarachnoid haemorrhage: A prospective hospital based cohort study in the Netherlands. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 68 (3), 337-341 (2000).
- Vergouwen, M. D. I., et al. Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: proposal of a multidisciplinary research group. Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).
- Brown, R. J., Kumar, A., Dhar, R., Sampson, T. R., Diringer, M. N. The relationship between delayed infarcts and angiographic vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 72 (5), 702-707 (2013).
- Dhar, R., et al. Relationship between angiographic vasospasm and regional hypoperfusion in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 43 (7), 1788-1794 (2012).
- Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature Reviews. Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).
- Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: species, standard parameters, and outcomes. Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).
- Prunell, G. F., Mathiesen, T., Svendgaard, N. -A. A new experimental model in rats for study of the pathophysiology of subarachnoid hemorrhage. Neuroreport. 13 (18), 2553-2556 (2002).
- Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
- Prunell, G. F., et al. Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Cerebral blood flow and brain metabolism during the acute phase in three different models in the rat. Neurosurgery. 54 (2), 426-437 (2004).
- Velthuis, B. K., et al. Subarachnoid hemorrhage: Aneurysm detection and preoperative evaluation with CT angiography. Radiology. 208 (2), 423-430 (1998).
- Leclerc, J. L., et al. A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
- Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. Inflammation in the brain after experimental subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 56 (5), 1082-1091 (2005).
- Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. Delayed cell death related to acute cerebral blood flow changes following subarachnoid hemorrhage in the rat brain. Journal of Neurosurgery. 102 (6), 1046-1054 (2005).
- Spray, S., Haanes, K. A., Edvinsson, L., Johansson, S. E. Subacute phase of subarachnoid haemorrhage in female rats: increased intracranial pressure, vascular changes and impaired sensorimotor function. Microvascular Research. 135, 104127 (2020).
- Ansar, S., Vikman, P., Nielsen, M., Edvinsson, L. Cerebrovascular ETB, 5-HT1B, and AT1 receptor upregulation correlates with reduction in regional CBF after subarachnoid hemorrhage. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 293 (6), 3750-3758 (2007).
- Hansen-Schwartz, J., et al. Subarachnoid hemorrhage enhances endothelin receptor expression and function in rat cerebral arteries. Neurosurgery. 52 (5), 1188-1194 (2003).
- Hayman, E. G., Wessell, A., Gerzanich, V., Sheth, K. N., Simard, J. M. Mechanisms of global cerebral edema formation in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurocritical Care. 26 (2), 301-310 (2017).
- Miyata, H., et al. Vasa vasorum formation is associated with rupture of intracranial aneurysms. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2019).
- Tada, Y., et al. Roles of hypertension in the rupture of intracranial aneurysms. Stroke. 45 (2), 579-586 (2014).
- Nuki, Y., et al. Elastase-induced intracranial aneurysms in hypertensive mice. Hypertension. 54 (6), Dallas, Tex. 1337-1344 (1979).
- Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Grüter, B. E., Fandino, J. Saccular aneurysm models featuring growth and rupture: A systematic review. Brain Sciences. 10 (2), 101 (2020).
- Altay, O., et al. Isoflurane on brain inflammation. Neurobiology of Disease. 62, 365-371 (2014).
- Hockel, K., Trabold, R., Schöller, K., Török, E., Plesnila, N. Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental and Translational Stroke Medicine. 4 (1), 5 (2012).
- Kamp, M. A., et al. A Systematic and meta-analysis of mortality in experimental mouse models analyzing delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. Translational Stroke Research. 8 (3), 206-219 (2017).
- Povlsen, G. K., Johansson, S. E., Larsen, C. C., Samraj, A. K., Edvinsson, L. Early events triggering delayed vasoconstrictor receptor upregulation and cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. BMC Neuroscience. 14, 34 (2013).
