Summary
くも膜下出血は、ヒトにおける死亡率および罹患率の高い負担を負い続けている。状態とその病態生理学のさらなる研究を容易にするために、交叉前の単回注射モデルが提示されます。
Abstract
過去数十年にわたる治療の進歩にもかかわらず、くも膜下出血(SAH)は、罹患率と死亡率の高い負担を負い続けており、主にかなり若い人口を苦しめています。SAHの背後にある病態生理学的メカニズムを調査し、薬理学的介入をテストするために、SAHのいくつかの動物モデルが開発されています。この記事で提示されたラットの交叉前の単回注射モデルは、所定の血液量を有するSAHの実験モデルである。簡単に説明すると、動物は麻酔をかけられ、挿管され、そして機械的換気下に保たれる。温度は加熱パッドで調整されます。尾動脈にはカテーテルを装着し、継続的な血圧測定や採血が可能です。大西洋後頭膜を切開し、大槽に圧力記録用のカテーテルを配置して脳内圧測定を可能にします。このカテーテルは、髄腔内治療介入にも使用できます。ラットを脳定位固定装置フレームに入れ、ブレグマの前方にバリ穴を開け、カテーテルをバリ穴に挿入して視交叉のすぐ前に配置します。自己血(0.3mL)を尾部カテーテルから抜き取り、手動で注入する。これにより、脳内圧が上昇し、脳血流が減少します。動物を30分間鎮静させ続け、皮下生理食塩水および鎮痛薬を与える。動物は抜管され、ケージに戻されます。交叉前モデルは、再現性が高く、事前に決定された血液量のために動物間の変動が限られています。人間のSAHを模倣しており、SAH研究に関連するモデルとなっています。
Introduction
非外傷性くも膜下出血(SAH)は脳卒中の一種であり、全症例の約5%を占めています。非外傷性SAHの最も一般的な原因は、SAHの85%を占める動脈瘤(aSAH)の突然の破裂です。その他の原因としては、動脈静脈奇形の破裂、凝固障害、脳周囲出血における静脈の破裂などがあります1。発生率は10万人年あたり9人で、死亡率は約3人に1人、SAH 2,3後の日常生活の支援が必要です。
最初の安定化と診断の確認後、治療は出血の重症度に依存します。最も重症の患者は、脳内圧(ICP)を下げるために心室に脳室外ドレーンを挿入し、神経集中治療室に入院し、そこで綿密に監視されます。患者は血管造影を受けて(可能性のある)動脈瘤を特定し、その後、再出血を防ぐために動脈瘤をコイル状またはクリップします4。薬理学的療法の多数の試験にもかかわらず、カルシウムチャネル拮抗薬であるニモジピンだけが転帰を改善することを示しています5。現在、複数の臨床試験が進行中です。広範なリストについては、Daouらによるレビューを参照してください6。
動脈瘤の破裂は、これまでに経験した中で最悪の頭痛または雷鳴頭痛の突然の発症として説明されています。破裂により、ICPが急激に上昇し、続いて脳血流(CBF)が減少します。この減少は脳の全体的な虚血をもたらし、意識の喪失をもたらす可能性があります。このより機序的な経路は、血液の血管外漏出要素の開始された分解とともに、サイトカイン放出および自然免疫系の活性化を引き起こし、無菌の神経炎症をもたらす。さらに、血液脳関門の破壊は、脳浮腫およびイオン恒常性の乱れをもたらし、しばしば観察される。早期脳損傷(EBI)と呼ばれるこれらすべての変化は、最初の数日以内に発生し、ニューロンの喪失とアポトーシスをもたらします7。
aSAHに苦しむ患者の約1/3は、4日目から14日目の間に遅発性脳虚血(DCI)を発症します8。DCIは、発作や再出血などの他の原因が除外されている場合、焦点性、神経学的障害のデビュー、またはグラスゴー昏睡スケールで最低1時間続く最低2ポイントの低下のいずれかとして定義されます。DCIは、aSAH9後の死亡リスクの増加と機能的転帰の低下に関連しています。脳動脈の狭窄である脳血管れん縮(CVS)は、何十年にもわたってDCIに関連していることが知られており、以前はDCIの唯一の理由であると考えられていました。それ以来、CVSはDCIの発症なしに発生する可能性があることが示されており、微小血管血栓症および狭窄、皮質拡散抑制、およびEBIの炎症反応を含むより多くの要因がそれ以来同定されている10,11,12。
EBIとDCIは病気の経過と苦しんでいる患者の転帰に大きな影響を与えるため、動物モデルは再現性を持ちながら、これらを可能な限り模倣する必要があります。研究者は、マウスから非ヒト霊長類まで、さまざまな動物でさまざまなモデルを使用して、aSAHをシミュレートしようとしました。Sprague-DawleyおよびWistar野生型ラットは現在最も一般的に使用されている実験動物であり、最も一般的なモデルは血管内穿孔モデル、システルナ-マグナ二重注入モデル、そして最後に本稿13で説明する交叉前単回注入モデルである。
交叉前の単回注入モデルは、もともと他の実験モデルの欠点のいくつかに対抗するためにPrunellらによって開発されました14。手術は、習得すると再現性が高く、動物間のばらつきを最小限に抑えます。このモデルは、血液注入後のICPの突然の上昇を含む複数の点でヒトのSAHを模倣し、CBFの低下による一時的な全体的な虚血をもたらします15,16。それは、ヒトのほとんどのaSAHが発生する前循環に影響を及ぼします17。死亡率は、研究と注入された血液の量に応じて10%〜33%の範囲です14,18。遅延細胞死および神経炎症は2日目および7日目に検出することができ、それによってEBIおよびDCIの結果を研究するための変数を提供する19,20。
この研究では、ラットにおける交叉前単回注射モデルの更新された説明と、ICPプローブを髄腔内投与のポートとして利用する方法の説明を示します。
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Protocol
この手順は、科学的目的で使用される動物の保護に関する欧州連合の指令2010/63 / EUに従って行われ、デンマーク動物実験検査官によって承認されました(ライセンス番号2016-15-0201-00940)。手術は、滅菌器具、手袋、カテーテル、縫合糸など、可能な限り無菌技術を使用して行われます。この研究では、体重230〜350 gのオスとメスのSprague-Dawleyラットを使用し、12時間の明暗サイクルで飼育され、温度22°C(±2°C)、湿度55%(±10%)でした。動物には標準的な飼料と水を自由に与えられます。動物は手術後に単一のケージに収容されますが、ICPプローブが取り外されるとグループケージに戻すことができます。このプロトコルの麻酔薬はイソフルランガスですが、ケタミン(100 mg / mL)とキシラジン(20 mg / mL)の3:2腹腔内混合物の1.5 mL / kgも効果的です21。
1. 事前準備
- 挿管用に16Gの末梢静脈カテーテルを変更します。変更するには、針を1 cm短くし、残りの遠位を注入バルブに向かって1 cm30°曲げます。カテーテルウィングを取り外します(複数回使用)。
- ICPプローブを作るには、20 mmのポリエチレンチューブ(内径(ID):0.58 mm、外径(OD):0.96 mm)を切断し、一端を燃やして円形のプレートを作り、内腔を開いたままにします。10 mmのシリコンチューブ(ID:0.76 mm、外径:2.4 mm)をポリエチレンチューブの端に接続する前に、1 mmのシリコンチューブ(ID:1.0 mm、外径:3.0 mm)でポリエチレンチューブを回避します。
- ラップトップの電源を入れ、データ集録ソフトウェアを開きます。血圧(BP)および脳内圧(ICP)トランスデューサー、およびレーザードップラーを製造元の指示に従って校正します。
- 血液ガス分析装置を準備します。
注意: 気化器に十分なイソフルランがあることを確認してください。 - O2 と大気の流れをオンにします。O2 の流量を30%、大気の流量を70%に設定します。
- 加熱パッドを置き、温度を37°Cに設定します。
2.麻酔
- ラットを30%のO2 と70%の大気の流れで麻酔室に入れる。5%のイソフルランガスをチャンバーに投与する。適切な麻酔は約4分かかります。呼吸を注意深く制御してください。
- 麻酔をかけたら、輪ゴムで迂回した重いプレートの上にラットを仰臥位に置きます。.ラットの前歯を輪ゴムの下に置きます。
- 湾曲した鉗子で慎重に舌を引き出します。綿の先端で喉頭をきれいにします。喉の正中線に外光を配置して、声帯を視覚化します。
- 改良された16G末梢静脈カテーテルを使用した吸気中の挿管。正しく挿入されたら、スティレットを取り外します。カテーテルを人工呼吸器に接続します。
注意: チューブの正しい配置は、呼吸数と同期した胸の動きによって確認されます。腹部の動きが見られる場合は、ラットを抜管して麻酔ベルに再導入します。気道を損傷する危険性があるため、この手順を3回以上繰り返さないでください。 - 挿管するときは、動物を30%のO2 と70%の大気で人工呼吸をしてください。麻酔をイソフルランの1.5%〜3%に維持する。イソフルランを調整して、血圧を80〜100 mmHgに保ちます。
- 呼吸器の吸気量を3mLに、頻度を40〜45インスピレーション/分に保ちます。血液ガス分析に応じて吸気量を調整します。
- 2-0縫合糸で頬の内側の軟部組織を縫います。注射管と末梢静脈カテーテルの注入弁の周りに縫合糸を結び、カテーテルを固定します。
- ラットを手術野に移動し、尾を外科医に向けて仰臥位に置きます。
- ドライアイに対抗するために、必要に応じてアイジェルを塗布します。
- つま先をつまんで、適切な麻酔深度を確認します。手術中の麻酔の深さを評価して維持します。
3.テールカテーテル
- 尾の近位3〜4 cmを0.5%のクロルヘキシジンエタノールで消毒します。
注:今後は、外科医の裁量で手術用顕微鏡を使用してください。 - 腹側の尾の近位端に15〜20 mmの皮膚切開を行います。動脈を切開しないように注意してください。
- 湾曲した鉗子を使用して、下にある結合組織から皮膚を緩めます。
- 動脈を露出している筋膜を慎重に貫通します。
- 湾曲した鉗子を使用して、下にある組織から尾動脈を慎重に解放します。
- 容器の下に3本の黒い絹糸を滑り込ませます。1本の糸をできるだけ遠位に置き、動脈の周りに外科用の結び目をしっかりと結びます。糸の緩い端を止血剤で持ちます。
- 残りの2本の糸を動脈の周りにゆるく結びます。
- 近位スレッドをできるだけ近位に押します。近位糸の端を保持するために止血剤を適用します。止血剤を軽く引っ張りますが、血流を制限して遮断するのに十分です。止血剤を腹部に置きます。
- カテーテルの先端を45°の角度で切ります。動脈壁の貫通を防ぐために鋭い点を切ります。
- バンナはさみを使用して、遠位結び目から3〜5 mm、30°の角度で動脈の直径の1/3の動脈切開を行います。
- 2つのまっすぐな鉗子を使用してカテーテルを動脈に挿入します。一方の鉗子を使用してカテーテルを保持し、もう一方の鉗子を使用して動脈をカテーテルの上に慎重に引っ張ります。
- カテーテルを血管の近位結び目に挿入し、止血材から結び目を緩めます。カテーテル内の血流を視覚化します。中央の糸をカテーテルに緩く固定します。
- 動脈が再び筋膜で覆われているポイントまで、可能であればそのすぐ先まで挿入を続けます。
- 生理食塩水で洗い流すことによって、カテーテルの配置と漏れの可能性を制御します。
- 外科用結び目を使用して2つの近位糸を固定します。
注意: 血圧測定は拍動性である必要があります。そうでない場合、カテーテルは正しく配置されていません。 - 遠位糸を使用して外科的結び目を結ぶことにより、切開の終わりにカテーテルを固定します。
- 皮膚切開部を2本の非吸収性モノフィラメント4-0縫合糸で緩く縫合します。カテーテルを貫通しないように注意してください。
注:手術中は、脈動の振幅に注意してください。これが少ない場合は、カテーテルを生理食塩水で洗い流します。 - 圧力トランスデューサーから動脈カテーテルを緩めて、血液ガスサンプリングのための血流を可能にします。カテーテルの端にマイクロキャピラリーチューブを配置します。血液をチューブに流します。採血後、カテーテルをトランスデューサーに再度取り付け、カテーテルを洗い流します。
- 毛細管を血液ガス分析装置に挿入します。pH、pCO2、およびpO2を測定し、それらを書き留めます
注意: 血液ガスと血圧の値に応じて、換気率を変更します。平均動脈圧(MAP)が低すぎる場合は、イソフルランの流量を下げてみてください。反射神経をテストして、適切な麻酔深度を確認します。
4. ICPプローブ
- ラットを定位固定装置フレームに入れます。ラットを対称的に配置することが重要です。
- 歯位固定装置フレームの下に円筒形の枕を置き、首の前方屈曲を作成します。
- ラットの頭皮、首、耳の後ろの領域を剃ります。余分な髪を取り除きます。
- 0.5%のクロルヘキシジンエタノールでその領域を消毒します。
- アドレナリンを含む0.7 mLの10 mg / 5 μg / mLリドカインで局所麻酔し、正中線の頭蓋骨の尾端に針を挿入します。.首の筋肉組織に0.3〜0.4mLで注射する。残りをブレグマの周りと前方に皮下注射します。
- 正中線の針穿刺~8mm尾から皮膚を切開します。
- すべての筋肉を鈍く層状に解剖して、大西洋後頭膜(正中線の頭蓋骨の尾側に大理石色の三角形)を特定します。
- Almリトラクターを使用して、首の筋肉組織を抑制します。必要に応じて、突起のあるリトラクターを尾側に置きます。
- 滅菌ICPプローブがICPトランスデューサに接続されているかどうかを確認します。ICPプローブを生理食塩水で洗い流します。ICPプローブに気泡がないことを確認してください。
- 23 Gの針を使用して大西洋後頭膜を切開します。ICPプローブをメンブレンに通すための穴を開けます。
- プローブを大西洋後頭膜にそっと通します。プローブを軽く引いて、0〜5mmHgの範囲の脈動曲線を示していることを確認します。そうでない場合は、プローブを取り外し、トランスデューサーへの接続を確認し、ルーメンを流れる流れを確認します。
- ティッシュ接着剤を2滴塗ります。1 mmのシリコンチューブをメンブレンの前方に移動し、追加の接着剤を塗布して、ICPプローブの変位のリスクを最小限に抑えます。
- リトラクターを取り外します。
- 非吸収性モノフィラメント4-0縫合糸を使用して、切開部の頭側端に1本の水平マットレス縫合糸を作成し、尾端に1本の単純な中断縫合糸を作成します。
5.針とレーザードップラープローブの配置
- 目のすぐ前の正中線を尾側に15 mm切開します。
- 結合組織と筋肉を鉗子で取り除きます。滅菌綿棒の端をルージンとして使用して、ブレグマと冠状縫合糸を識別できるようにします。
- Almリトラクターを配置します。
- 25Gの脊髄針を脳定位固定装置フレームに入れます。針をブレグマに正確に置き、位置をメモします。
注意: 脳定位固定装置フレームの正中線ジョイントを垂直面の動物に向かって30°に配置します。 - ブレグマから針を取り外し、フレームを65 mm前方に動かしてから、正中線の針を交換して穴あけ部位をマークします。
- 硬膜が骨の下に特定されるまでドリルします。まっすぐな鉗子を使用して骨片をそっと取り除き、空洞を骨ワックスで満たします。
- ブレグマの右側に3〜4 mmの横方向に、レーザードップラー用の冠状縫合糸のすぐ前に別の穴を開けます。骨を完全に開ける必要はありません。硬膜を貫通しないように注意してください。
- レーザードップラーが血流を測定できる血管を探します。レーザードップラーを配置し、値を確認します。最小値は 100 FU です。顕微鏡(人工光)を取り外します。
- それでも許容できる値の場合は、接着剤を1滴加えてプローブを固定します。
- 値が80FUを超えているかどうかを再確認してください。値が80FU未満の場合は、プローブを取り外して再配置し、80FUを超える値になるようにします。
注:値FUは、脳血流(CBF)を示す任意の単位です。
6. SAHの導入
- 頭蓋骨の基部の抵抗が感じられるまで、半球間の正中線の頭蓋骨に針をそっと挿入します。針を1mm引っ込めて、視交叉のすぐ前に正しく配置されるようにします。
- 針を時計回りに90°回して、針の先端が右を向くようにして、血液を注入するときに最も均質な結果が得られるようにします。スティレットを取り外します(図3)。
- 15分間平衡化し、麻酔レベルを調整して、80〜100mmHgの範囲の平均動脈血圧を得る。
- 血液ガス分析を実行します。それに応じて麻酔のレベルを調整します。
- 鈍い23G針を備えた1mLシリンジを使用して、尾部カテーテルから500μLの血液を採取します。
- 空気の注入を避けるために、脊髄針室のデッドスペースを血液で満たします。血液で満たされたシリンジから23Gの針を取り外し、シリンジに300μLの血液が含まれていることを確認します。
- 注射器を脊髄針に接続します。しっかりと握り、MAPを超えるために手動で血液を注入します。
- ラップトップのICPの急激な上昇とCBFの急激な低下を観察します。
注:手術を成功させるには、CBFをベースラインスコアと比較して少なくとも50%以下にする必要があります( 図4を参照)。偽ラットはステップ6.1〜6.7を経ず、それによって大脳への脊髄針の導入を省略し、起こりうる自然出血および医原性脳損傷を最小限に抑える。
7.回復と目覚め
- 動物体重0.1 mL / 100 gのカルプロフェン5.0 mg / mLと動物体重1 mL / 100 gの等張生理食塩水を皮下投与します。.投与する前に、液体が少なくとも室温であることを確認してください。.
- その後、SAH後30分間ラットを麻酔下に置いておきます。
- 針、レーザードップラープローブを取り外し、空洞を骨ワックスで満たします。非吸収性モノフィラメント4-0縫合糸を備えた2つの水平マットレス縫合糸を使用して切開を閉じます。
- ICPプローブを槽マグナへの注入に使用するには、シリコンチューブを取り外し、ピンポイントアダプターをポリエチレンチューブに挿入します。
- 介入が計画されていない場合は、単純で中断された縫合糸を切断します。ICPプローブをハサミでできるだけ短くしてから、脳脊髄液(CSF)の漏出を防ぐために端を接着します。非吸収性モノフィラメント4-0縫合糸で切開部を閉じます。
- ラットを定位固定装置フレームから取り外し、仰臥位に置きます。尾の切開部から緩い縫合糸を取り除きます。
- 単一の縫合糸を動脈カテーテルの近位および深部に配置します。出血を防ぐためにカテーテルを取り外し、縫合糸を結びます。非吸収性のモノフィラメント4-0縫合糸で尾部切開部を縫合する。
- イソフルランをオフにします。
- ラットとその毛皮をできるだけきれいにします。
- ペダル離脱反射が回復し、人工呼吸器から切り離されたときにラットが自発呼吸を起こしたら、それを抜管します。
- ラットを食物と水を自由に入れた単一のケージに入れます。ケージの半分を加熱プレートの下に置き、ケージのこの領域にラットを置きます。
- ピンポートインジェクターを精密シリンジに適合させて髄腔内投与を行い、ピンポートアダプターを介して治療を行います。この介入は、目覚めている動物で実行可能です。 図5を参照してください。
8. ICPプローブの除去(手術中に除去されない場合)
注:外科医の裁量で手術用顕微鏡を使用してください。
- 前述のようにラットを麻酔室に入れます。
- 麻酔をかけたら、ラットを加熱パッド付きの操作野の仰臥位に置きます。
- 麻酔マスクに鼻を置きます。O 2のレベルを30%、大気を70%、イソフルランのレベルを2 %に設定します。
- ドライアイに対抗するためにアイジェルを継続的に塗布します。
- 尾側の単純な中断縫合糸を切断します。切開部を開き、壊死組織や血栓の可能性を取り除きます。
- はさみを使用してICPプローブをできるだけ短くし、脳脊髄液(CSF)の漏れを防ぐために端を接着します。非吸収性モノフィラメント4-0縫合糸で切開部を閉じます。
- イソフルランをオフにします。
- ラットが動き始めたら、餌と水を自由に入れた単一のケージに入れます。ケージの半分を加熱プレートの上に置き、ラットをこの領域に置きます。
- 習慣状態に戻ったら、最初の15分間、監督下の関節ケージで動物を互いに再導入します。
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Representative Results
女性は男性と比較してaSAHのリスクが高くなります。それにもかかわらず、雄のげっ歯類は、雌の発情周期の不均一性からの偏りの可能性があるため、主に実験に使用されます。ここに提示された代表的な結果は、雌ラットと雄ラットを比較した最近の出版物からのものであり、モデルが雄21と比較して雌動物で同様の結果を生成することを確認しています。この研究には、34匹の雌のSprague-Dawleyラット(18匹のSAHと16匹のシャム)が含まれていました。シャムは脊髄針を視交叉に下降させたり、血液を注入したりしませんでした。他のすべての手順は、SAHと同じシャムで実行されました。群間の全ての生理学的パラメータは同等であった。最後に、雄ラットに関する以前の実験からのデータのメタアナリシスが行われ、本研究の結果と比較されました21。
回転極テストは、肉眼的感覚運動機能のテストです。動物は、10rpmまで回転することができる150cm x 45mmのポールの一端に置かれる。目標は、ケージが置かれているポールの遠端に到達することです。SAHラットは、回転極上の偽動物と比較して、1日目と2日目に有意に悪化しました(図1)。
SAHに続いて、ET-1および5-HT受容体ファミリーの両方が脳動脈でアップレギュレーションされ、刺激されると収縮が増加し、それによってCVS22,23に寄与します。脳底動脈(BA)と中大脳動脈(MCA)を断頭後に摘出し、ミオグラフ実験に使用しました。ET-1受容体ファミリーのアゴニストであるエンドセリン1(ET-1)と5-HT受容体ファミリーのアゴニストである5-カルボキサミドトリプタミン(5-CT)は、偽と比較してSAHの血管収縮を有意に増加させました(図2)。感度は、男女ともにSAH後の収縮を誘発するために必要な低濃度によって観察できます。.
SAH後の水分含有量の増加(浮腫)は、ヒトにおける機能的転帰の低下の尺度である24。SAHでは、2日目の偽と比較して有意に増加した脳浮腫が見られました。海馬でも浮腫が増加する傾向があったが、これは統計的に有意ではなかった(p = 0.0508)21。
上記のデータを過去の男性データと比較すると、結果は同等です。メタデータは、ET-1または5-CTの追加後の男性SAHの収縮性の増加を示しています(図2)。さらに、SAHラットは、回転極試験を行った場合、偽物と比較して有意に悪い性能を示した。その結果、感覚運動機能の低下が示されました(図1)。
図5A は、SAHの誘導後30分後の生理食塩水灌流後の自己注入血液の分布を示す。この図は、血液が交叉前注射後にくも膜下腔に分布していることを示しています。
図5Bおよび図5Cは、くも膜下腔内注入された色素の分布を示し、その後、注入後30分間の生理食塩水灌流を行った。図5Bは25 μLの20 mMエバンスブルー(水溶性)の分布を示し、図5Cは25 μLの10 mMオイルレッドO(水不溶性)の分布を示しています。両色素は、マグナ槽への注入後にくも膜下腔に分布していることがわかり、水溶性化合物と不溶性化合物の両方の髄腔内注入の実行可能なモデルであることが確認されました。注目に値するのは、水不溶性化合物の動脈周囲の沈着物の形成です。
図1:雄および雌ラットにおけるSAH後最初の2日間の感覚運動認知の分析。 回転極試験はSAH後1日目及び2日目に行った。両方の性別のラットは、同じ性別の偽手術ラットと比較して有意な欠損を有していた。群間の行動の統計的差異は、0日目、1日目、および2日目に2元配置分散分析によって検定されました。女性の回転なし、3 rpm:p < 0.05。女性10rpmおよびすべての男性データ:p < 0.01。値はSEM±平均値であり、Spray, S. et al.21の許可を得て再掲載した。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図2:雄および雌ラットにおけるSAHの2日後に脳底動脈(BA)および中大脳動脈(MCA)におけるET-1および5-CT誘発収縮に対する感受性の増加の分析 。 (A,B)60 mM K+誘発(K+max)収縮応答を、アゴニスト誘発応答の正常化の基準値として使用しました。ET-1に対する感受性は、BAおよびMCAの両方で同性の偽手術ラットと比較して、SAHの2日後に有意に増加した。(C,D)5-CTに対する感度は、BAおよびMCAの両方で同性の偽手術ラットと比較して、SAHの2日後に有意に増加しました。濃度反応曲線を二元配置ANOVAと統計的に比較した。すべてのデータ: p < 0.001.値はSEM±平均値であり、Spray, S. et al.21の許可を得て再掲載した。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図3:SAH導入前のセットアップの概要。 写真の上から、1)注射針、2)レーザードップラープローブ、3)ICPプローブがすべて所定の位置にあることに注意してください。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図4:髄腔内注射後のサンプルトレース。 赤いグラフはmmHg単位の血圧を示しています。青色のグラフはmmHg単位のICPを示し、緑色のグラフは任意の単位FU単位のCBFを示す。ICPの急上昇は血液注入の結果です。これにより、CBFがベースラインの50%>5分以上低下することに注意してください。ICPの上昇はさらに血圧のわずかな上昇をもたらし、数秒以内に正常化する。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図5:髄腔内注射された血液と着色染料の分布 。 (A)SAH導入後30分後の自己血の分布。(B)ICPカテーテルを介した髄腔内注射後の20 mMエバンスブルーの25 μLの分布。(C)ICPカテーテルを介した髄腔内注射後の25μLの10mMオイルレッドOの分布。すべての動物を腹腔内ケタミン/キシラジン混合物で麻酔し、続いて生理食塩水を灌流した。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
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Discussion
SAHの交叉前単回注入モデルは、ICPのスパイク、CBFの減少、一過性のグローバル虚血、神経炎症マーカーのアップレギュレーション、CVS14、15、16、18、19、20など、ヒトSAHのいくつかの重要な要素を模倣しています。ICPプローブは、髄腔内投与用のポートとしても使用されました(図5)。さらに、この研究は、モデルが雄と雌の動物で同様に機能することを示しています21。このモデルには、動脈瘤の発生とその後の破裂は含まれていません。さまざまなモデルが、外科的または薬理学的に全身性高血圧を誘発し、エラスターゼ25,26,27を使用して動脈壁を弱めることにより、破裂した動脈瘤からSAHを産生しようとしました。すべての試みは動物のサブセットで動脈瘤性SAHを生成しましたが、これらのモデルには、動脈瘤がいつ破裂するかを予測できないなど、固有の変動性があります。このモデルは、SAH18,28の前臨床研究にはあまり適していません。
他のマウス、SAHモデルの中で、血管内穿孔モデルは血管の破裂を含み、動脈瘤の破裂を幾分模倣するが、高い変動性および死亡率を生じやすい。ここで説明するモデルは、血液量が事前に決定され、注入圧力を制御できるため、追跡可能で再現性が高くなります。二重注射モデルは、遅延CVSを生じる可能性が高いが、主に後循環に影響を及ぼし、非生理学的な第2の血液注入を含む。比較すると、このモデルは、前循環の単回注射であり、再現性のあるICP上昇を生成するため、ヒトのSAHに似ています18。
実験的SAHに対する異なる麻酔レジームの影響は不明であり、実験データは矛盾している。ある研究では、イソフルラン吸入を使用した場合のマウスの血管内穿孔モデルにおけるサイトカインの阻害の可能性が報告されました29。別のげっ歯類モデルは、イソフルランを使用した場合、呼吸パラメータの減少と脳浮腫の増加、および局所CBFの減少をもたらしました30。しかし、マウスモデルにおける死亡率を比較したメタアナリシスでは、イソフルランと他のタイプの麻酔との間の死亡率に差は示されなかった31。同意して、上記のプロトコルは、イソフルラン吸入または腹腔内ケタミン/キシラジン混合物のいずれかを首尾よく使用し、両方のグループで同様の結果をもたらしました21。
高い再現性と適切なデータ収集を確保するために、監視機器の配置に関する手順に全体的に重点が置かれています。テールカテーテルを正しく配置することで、血圧の継続的なモニタリングと血液ガス分析を行うことができます。ICPカテーテルの適切な配置により、正しいICPモニタリングとその後の髄腔内介入の可能性が保証されます。レーザー−ドップラープローブの適切な配置は、CBFの減少をモニターすることができ、SAH誘導後の少なくとも5分間のベースラインスコアの50%以下の減少が強い虚血を確実にすることを確実にする32。すべてのモニタリング手順が整っていることを確認することにより、研究者はSAH誘導後の正しいデータ収集を確保できます。
プロトコルは、更新と変更を伴うくも膜下出血の交叉前単回注入モデルを記述します。このモデルはSAH研究にとって価値があり、早期脳損傷や脳虚血遅延を含むくも膜下出血のより良い理解に貢献し続けるでしょう。
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Disclosures
著者は宣言する相反する利益を持っていません。
Acknowledgments
この作業は、ルンドベック財団とルンドベック優秀助成金(番号R59-A5404)によってサポートされました。資金提供者は原稿のどの部分にも役割を果たさなかった。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 16 G peripheral vein catheter | BD Venflon | 393229 | Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed |
| Anesthesia bell/ chamber | Unknown | ||
| Blood gas analyzer | Radiometer | ABL80 | |
| Blood pressure (BP) monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
| Curved forceps, 12 cm x 3 | F.S.T | 11001-12 | For anesthesia |
| Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm | Homemade | Made from surgical towels | |
| Data acquisition hardware | Adinstruments | ML870 Powerlab | |
| Data acquistion software | Adinstruments | LabChart 6.0 | |
| Drill | KMD | 1189 | |
| Drill controller | Silfradent | 300 IN | |
| Flexible light | Schott | KL200 | |
| Heating pad | Minco | 1135 | |
| Hypodermic needle, 20 G | KD Medical | 301300 | Connects to stereotaxic frame |
| ICP monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
| Isoflurane vaporizer | Ohmeda | TEC3 | |
| Laptop | Lenovo | T410 | |
| Laser doppler monitor | Adinstruments | ML191 | |
| Laser doppler probe | Oxford Optronics | MSF100XP | Connects to laser doppler monitor |
| Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | For anesthesia |
| Precision syringe, 0.025 mL | Hamilton | 547407 | |
| Stereotaxic frame | Kopf Instruments | M900 | |
| Surgical microscope | Carl Zeiss | F170 | |
| Suture needle | Allgaier | 1245 | For anesthesia |
| Temperaure controller | CWE,INC. | TC-1000 | |
| Transducer x 2 | Adinstruments | MLT0699 | Connects to BP and ICP monitor |
| Ventilator | Ugo Basile | 7025 | |
| Veterinary clipper | Aesculap | GT421 | |
| 3-pronged Blair retractor, 13.5 cm | Agnthos | 17022--13 | |
| Blunt Alm retractor | F.S.T | 17008-07 | |
| Curved forceps, 12 cm x 2 | F.S.T | 11001-12 | |
| Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | |
| Straight Dumont forceps, 11 cm | F.S.T | 11252-00 | |
| Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2 | F.S.T | 13008-12 | |
| Straight Iris scissor, 9 cm | F.S.T | 14090-09 | |
| Straight Vannas scissor, 10.5 cm | F.S.T | 15018-10 | |
| Absorpable swabs | Kettenbach | 31603 | |
| Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm | Vömel | 14757 | |
| Bone wax | Aesculap | 1029754 | |
| Carbomer eye gel 2 mg/g | Paranova | ||
| Cotton swab | Heinz Herenz | WA-1 | |
| Cotton tipped applicator x 4 | Selefa | 120788 | |
| Hypodermic needle, 23 G x2 | KD Medical | 900284 | Connects to stopcock. Remove distal end |
| Hypodermic needle, 23 G x3 | KD Medical | 900284 | Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe |
| ICP probe: | Homemade | Made of the following: | |
| Polythene tubing, 20 mm | Smiths medical | 800/100/200 | Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm. |
| Silicone tubing, 10 mm | Fisher | 15202710 | ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm. |
| Silicone tubing, 2 mm | Fisher | 11716513 | ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm. |
| Micro hematocrit tubes | Brand | 7493 11 | |
| OP-towel, 45 cm x75 cm | Mölnlycke | 800430 | |
| PinPort adapter, 22 G | Instech | PNP3F22 | |
| PinPort injector | Instech | PNP3M | |
| Polythene tubing, 2 x 20 cm | Smiths medical | 800/100/200 | Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm. |
| Rubberband | Unknown | ||
| Scalpel, 10 blade | Kiato | 23110 | |
| Spinalneedle, 25 G x 3.5'' | Braun | 5405905-01 | |
| Stopcock system, Discofix x 2 | Braun | 16494C | Connects to transducer |
| Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3 | Ethicon | EH7145H | |
| Syringe, 1 mL | BD Plastipak | 1710023 | |
| Syringe, luer-lock, 10 mL x 4 | BD Plastipak | 305959 | Connects to transducer |
| Tissue adhesive glue | 3M | 1469SB | |
| 0.5% Chlorhexidine spirit | Faaborg Pharma | 210918 | |
| Carprofen 50 mg/mL | ScanVet | 43715 | Diluted 1:10 |
| Isoflurane | Baxter | ||
| Isotonic saline | Amgros | 16404 | |
| Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL | Amgros | 16318 |
References
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