Constructie van lokale veldpotentiaal micro-elektroden voor in vivo opnames van meerdere hersenstructuren tegelijkertijd
Summary
Het huidige protocol beschrijft de constructie van op maat gemaakte micro-elektrode arrays om lokale veldpotentialen in vivo van meerdere hersenstructuren tegelijkertijd vast te leggen.
Abstract
Onderzoekers moeten vaak lokale veldpotentialen (LFP’s) tegelijkertijd van verschillende hersenstructuren registreren. Het opnemen van meerdere gewenste hersengebieden vereist verschillende micro-elektrodeontwerpen, maar commercieel verkrijgbare micro-elektrode-arrays bieden vaak niet zo’n flexibiliteit. Hier schetst het huidige protocol het eenvoudige ontwerp van op maat gemaakte micro-elektrode-arrays om LFP’s van meerdere hersenstructuren tegelijkertijd op verschillende diepten op te nemen. Dit werk beschrijft de constructie van de bilaterale corticale, striatale, ventrolaterale thalamische en nizige micro-elektroden als voorbeeld. Het geschetste ontwerpprincipe biedt flexibiliteit en de micro-elektroden kunnen worden aangepast en aangepast om LFP’s van elke structuur op te nemen door stereotaxische coördinaten te berekenen en de constructie snel dienovereenkomstig te veranderen om verschillende hersengebieden in vrij bewegende of verdoofde muizen te targeten. De micro-elektrodeassemblage vereist standaard gereedschappen en benodigdheden. Met deze aangepaste micro-elektrode-arrays kunnen onderzoekers eenvoudig micro-elektrode-arrays in elke configuratie ontwerpen om neuronale activiteit te volgen, waardoor LFP-opnames met een milliseconderesolutie worden geleverd.
Introduction
Local field potentials (LFP’s) zijn de elektrische potentialen die worden geregistreerd vanuit de extracellulaire ruimte in de hersenen. Ze worden gegenereerd door ionenconcentratie-onevenwichtigheden buiten neuronen en vertegenwoordigen de activiteit van een kleine, gelokaliseerde populatie neuronen, waardoor de activiteit van een specifiek hersengebied nauwkeurig kan worden gevolgd in vergelijking met de EEG-opnames op macroschaal1. Als schatting komen de LFP-micro-elektroden gescheiden door 1 mm overeen met twee totaal verschillende populaties van neuronen. Terwijl eeg-signaal wordt gefilterd door hersenweefsel, hersenvocht, schedel, spier en huid, is het LFP-signaal een betrouwbare marker van lokale neuronale activiteit1.
Onderzoekers moeten vaak tegelijkertijd LFP’s van verschillende hersenstructuren registreren, maar commercieel beschikbare micro-elektrode-arrays bieden vaak niet zo’n flexibiliteit. Hier beschrijft het huidige protocol volledig aanpasbare, gemakkelijk te construeren micro-elektroden om tegelijkertijd LFP’s op te nemen vanuit elk gewenst hersengebied op verschillende diepten. Hoewel LFP’s uitgebreid zijn gebruikt om de neuronale activiteit van een specifiek hersengebied vast te leggen 2,3,4,5,6,7,8,9, maakt het huidige eenvoudig aanpasbare ontwerp het mogelijk om LFP’s op te nemen vanuit meerdere oppervlakkige of diepe hersengebieden 11,12 . Het protocol kan ook worden aangepast om elke gewenste micro-elektrode-array te construeren door stereotaxische coördinaten van de hersengebieden te bepalen en de array dienovereenkomstig samen te stellen. Deze micro-elektroden met een bemonsteringsfrequentie van 10 kHz en een weerstand van 60-70 kΩ (2 cm lengte) stellen ons in staat om LFP’s met milliseconde precisie op te nemen. De gegevens kunnen vervolgens worden versterkt door een 16-kanaals versterker, gefilterd (low pass 1 Hz, high pass 5 kHz) en gedigitaliseerd.
Protocol
Representative Results
Discussion
Historisch gezien zijn micro-elektrode-arrays uitgebreid gebruikt om neuronale activiteit te registreren van een specifiek hersengebied van belang 2,3,4,5,6,7,8,9,13. Ons eenvoudige micro-elektrodeontwerp maakt het echter …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd ondersteund door het National Institute of Health (RO1 NS120945, R37NS119012 tot JK) en het UVA Brain Institute.
Materials
| Amplifier 16-Channel | A-M Systems | Model 3600 | Amplifier |
| Cranioplasty cement | Coltene | Perm Reeline/Repair Resin Type II Class I Shade – Clear | Cement to hold microelectrodes |
| Cryostat Microtome | Precisionary | CF-6100 | To slice brain |
| Diamel-coatednickel-chromium wire | Johnson Matthey Inc. | 50 µm | Microelectrode wire |
| Dremel | Dremel | 300 Series | To drill holes in mouse skull |
| Epoxy | CEC Corp | C-POXY 5 | Fast setting adhesive |
| Hemostat | Any | To hold the headset | |
| Forceps | Any | To hold microelectrodes | |
| Light microscope | Nikon | SMZ-10 | To see alignment |
| Ohmmeter | Any | To measurre resistance | |
| Pins (Headers and matching Sockets) | Mill-Max | Interconnects, 833 series, 2 mm grid gull wing surface mount headers and sockets | To attach microelectrodes to |
| Polymicro Tubing Kit | Neuralynx | ID 100 ± 04 µm, OD 164 ± 06 µm, coating thickness 12 µm | Glass tubes |
| Pulse Stimulator | A-M Systems | Model 2100 | To mark the microelectrode location at the end of the recordings |
| Scissors | Any | To cut microelectrodes | |
| Superglue | Gorilla | Adhesive | |
| Thick wire 0.008 in. – 0.011 in. | A-M Systems | 791900 | Tick wire to hold the microelectrode array |
| Thin wire 0.005 in. – 0.008 in. | A-M Systems | 791400 | Thin wire for reference and ground |
References
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
- Hubel, D. H., Wiesel, T. N. Receptive fields of single neurones in the cat’s striate cortex. The Journal of Physiology. 148 (3), 574-591 (1959).
- O’Keefe, J. Place units in the hippocampus of the freely moving rat. Experimental Neurology. 51 (1), 78-109 (1976).
- Fyhn, M., Molden, S., Witter, M. P., Moser, E. I., Moser, M. B. Spatial representation in the entorhinal cortex. Science. 305 (5688), 1258-1264 (2004).
- Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7, 446-451 (2004).
- Buckmaster, P. S., Edward Dudek, F. In vivo intracellular analysis of granule cell axon reorganization in epileptic rats. Journal of Neurophysiology. 81 (2), 712-721 (1999).
- Driscoll, N., et al. Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale. Communications Biology. 4, 1-14 (2021).
- Roy, D. S., et al. Memory retrieval by activating engram cells in mouse models of early Alzheimer’s disease. Nature. 531, 508-512 (2016).
- Igarashi, K. M., Lu, L., Colgin, L. L., Moser, M. B., Moser, E. I. Coordination of entorhinal-hippocampal ensemble activity during associative learning. Nature. 510, 143-147 (2014).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
- Brodovskaya, A., Shiono, S., Kapur, J. Activation of the basal ganglia and indirect pathway neurons during frontal lobe seizures. Brain. 144 (7), 2074-2091 (2021).
- Ren, X., Brodovskaya, A., Hudson, J. L., Kapur, J. Connectivity and neuronal synchrony during seizures. The Journal of Neuroscience. 41 (36), 7623-7635 (2021).
- Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice. Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).
