Summary
Het huidige protocol beschrijft de constructie van op maat gemaakte micro-elektrode arrays om lokale veldpotentialen in vivo van meerdere hersenstructuren tegelijkertijd vast te leggen.
Abstract
Onderzoekers moeten vaak lokale veldpotentialen (LFP's) tegelijkertijd van verschillende hersenstructuren registreren. Het opnemen van meerdere gewenste hersengebieden vereist verschillende micro-elektrodeontwerpen, maar commercieel verkrijgbare micro-elektrode-arrays bieden vaak niet zo'n flexibiliteit. Hier schetst het huidige protocol het eenvoudige ontwerp van op maat gemaakte micro-elektrode-arrays om LFP's van meerdere hersenstructuren tegelijkertijd op verschillende diepten op te nemen. Dit werk beschrijft de constructie van de bilaterale corticale, striatale, ventrolaterale thalamische en nizige micro-elektroden als voorbeeld. Het geschetste ontwerpprincipe biedt flexibiliteit en de micro-elektroden kunnen worden aangepast en aangepast om LFP's van elke structuur op te nemen door stereotaxische coördinaten te berekenen en de constructie snel dienovereenkomstig te veranderen om verschillende hersengebieden in vrij bewegende of verdoofde muizen te targeten. De micro-elektrodeassemblage vereist standaard gereedschappen en benodigdheden. Met deze aangepaste micro-elektrode-arrays kunnen onderzoekers eenvoudig micro-elektrode-arrays in elke configuratie ontwerpen om neuronale activiteit te volgen, waardoor LFP-opnames met een milliseconderesolutie worden geleverd.
Introduction
Local field potentials (LFP's) zijn de elektrische potentialen die worden geregistreerd vanuit de extracellulaire ruimte in de hersenen. Ze worden gegenereerd door ionenconcentratie-onevenwichtigheden buiten neuronen en vertegenwoordigen de activiteit van een kleine, gelokaliseerde populatie neuronen, waardoor de activiteit van een specifiek hersengebied nauwkeurig kan worden gevolgd in vergelijking met de EEG-opnames op macroschaal1. Als schatting komen de LFP-micro-elektroden gescheiden door 1 mm overeen met twee totaal verschillende populaties van neuronen. Terwijl eeg-signaal wordt gefilterd door hersenweefsel, hersenvocht, schedel, spier en huid, is het LFP-signaal een betrouwbare marker van lokale neuronale activiteit1.
Onderzoekers moeten vaak tegelijkertijd LFP's van verschillende hersenstructuren registreren, maar commercieel beschikbare micro-elektrode-arrays bieden vaak niet zo'n flexibiliteit. Hier beschrijft het huidige protocol volledig aanpasbare, gemakkelijk te construeren micro-elektroden om tegelijkertijd LFP's op te nemen vanuit elk gewenst hersengebied op verschillende diepten. Hoewel LFP's uitgebreid zijn gebruikt om de neuronale activiteit van een specifiek hersengebied vast te leggen 2,3,4,5,6,7,8,9, maakt het huidige eenvoudig aanpasbare ontwerp het mogelijk om LFP's op te nemen vanuit meerdere oppervlakkige of diepe hersengebieden 11,12 . Het protocol kan ook worden aangepast om elke gewenste micro-elektrode-array te construeren door stereotaxische coördinaten van de hersengebieden te bepalen en de array dienovereenkomstig samen te stellen. Deze micro-elektroden met een bemonsteringsfrequentie van 10 kHz en een weerstand van 60-70 kΩ (2 cm lengte) stellen ons in staat om LFP's met milliseconde precisie op te nemen. De gegevens kunnen vervolgens worden versterkt door een 16-kanaals versterker, gefilterd (low pass 1 Hz, high pass 5 kHz) en gedigitaliseerd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Het huidige werk is goedgekeurd door de University of Virginia Animal Care and Use Committee. C57Bl/6 muizen van beide geslachten (7-12 weken) werden gebruikt voor de experimenten. De dieren werden gehouden op een 12 uur licht / 12 uur donkere cyclus en hadden ad libitum toegang tot voedsel en water.
1. Micro-elektrode constructie
- Gebruik voor de constructie van de micro-elektroden 50 μm (diameter) diamel-gecoate nikkel-chroomdraad (zie Tabel met materialen). Plak het ene uiteinde van de draad aan de achterkant van het platform vast en wikkel de draad drie keer rond de dichtstbijzijnde knop op het platform (figuur 1A,C).
OPMERKING: Een acrylplatform met twee knoppen (2 x 5 inch) werd hier gebruikt, maar elk platform kan worden gebruikt.- Span de draad rond de verste tweede knop om twee lussen tussen de knoppen te maken. Wikkel de draad nog drie keer rond de eerste knop om de draad op zijn plaats te bevestigen en plak het uiteinde opnieuw aan de achterkant van het platform.
OPMERKING: Nadat de draden zijn gescheiden (stappen 1.2-1.3.1), moeten er aan elke kant twee draden zijn (vier draden in totaal, figuur 1B).
- Span de draad rond de verste tweede knop om twee lussen tussen de knoppen te maken. Wikkel de draad nog drie keer rond de eerste knop om de draad op zijn plaats te bevestigen en plak het uiteinde opnieuw aan de achterkant van het platform.
- Plaats de spanstaven onder de draden met de tape eromheen gewikkeld (kleverige kant naar boven) (figuur 1C).
OPMERKING: Driehoekige acrylstukken werden gebruikt voor de spanningsstaven, met tape eromheen gewikkeld (kleverige kant buiten om de draden te bevestigen). De kleverige kant van de tape buiten de spanstaven houdt de draden op hun plaats om de afstand ertussen aan te passen. De spanstaven moeten ~ 2,5 cm van de knoppen verwijderd zijn en de draden mogen niet los zitten. - Maak met behulp van een microscoop en een fijne tang een opening van 3 mm of 4,5 mm tussen de draden (3 mm opening tussen de draden om corticale (Ctx) - ventrolaterale thalamische kern (VL) micro-elektroden te maken; 4,5 mm opening om striatale (Str) - nigral (SNR) micro-elektroden te maken) (figuur 1B).
- Als vergroting op de microscoop wordt gebruikt, zorg er dan voor dat u het verschil in vergroting en de werkelijke afstand tussen de draden berekent en aanpast.
OPMERKING: Als micro-elektroden worden geconstrueerd voor andere structuren dan die welke hier worden gebruikt, moet de afstand tussen de draden worden aangepast aan de stereotaxische afstand tussen de structuren. Figuur 2B geeft een voorbeeld van hoe de draden zullen worden georganiseerd; dienovereenkomstig moeten de stereotaxische coördinaten voor andere structuren worden aangepast.
- Als vergroting op de microscoop wordt gebruikt, zorg er dan voor dat u het verschil in vergroting en de werkelijke afstand tussen de draden berekent en aanpast.
- Snijd vier kleine stukjes plastic (0,5 mm dik) ~ 6 mm (breedte) x 3 mm (hoogte) (figuur 1C).
OPMERKING: Alle plastic stukken kunnen worden gebruikt zolang ze 0,5 mm dik zijn; hier werd vierkante buizen gebruikt waarin de pinnen werden verkocht (Pins, zie Tabel met Materialen). Als een andere dikte wordt gebruikt, voeg dan meer of minder stukjes plastic toe om de vereiste stereotaxische coördinaten te passen. - Breng lijm (zie Tabel met materialen) aan op het plastic en plaats ze op de draden (figuur 1C). Plaats plastic stukjes ~ 1,0 cm afstand van het midden van de draad, dat is 1,0 cm afstand van de spanbalk. Verwijder het teveel aan secondelijm met een wattenstaafje.
- Nadat de secondelijm is opgedroogd, knipt u de draden met een fijne schaar, in de volgorde die is aangegeven in figuur 1C.
- Knip vier glazen buizen van 7 mm met behulp van een in de handel verkrijgbare kit (zie Tabel met materialen) en steek de elektrodraden in de glazen buizen zoals aangegeven in figuur 2A.
- Plaats VL- en SNR-elektrodeparen in de glazen buizen.
OPMERKING: Alleen de draden voor diepe structuren hoeven in de glazen buizen te worden ingebracht om chirurgische implantatie te ondersteunen. Zorg ervoor dat u geen corticale elektroden in de glazen buis plaatst.
- Plaats VL- en SNR-elektrodeparen in de glazen buizen.
- Plaats de lijm aan de basis van de glazen buizen om ze met het plastic te verbinden. Wacht enige tijd tot de lijm droogt.
- Knip de glazen buizen en draden met een scalpel zoals aangegeven in tabel 1; ervoor zorgen dat de lengtes van de micro-elektroden correct zijn. Als de micro-elektroden zich richten op verschillende structuren, pas dan de snijafstand aan volgens de vereiste stereotaxische coördinaten.
Figuur 1: Schema van de micro-elektrodeconstructie. (A) Opstelling van draden op het platform met spanningsstaven onder de draden. (B) De opening tussen de draden. (C) Vier stukken plastic worden op de draden gelijmd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
| Ctx | Str | VL | SNR | |
| AP (voorste/achterste) | 2.2 | 1.2 | -1.3 | -3.3 |
| ML (mediaal/lateraal) | 1.8 | 1.5 | 1 | 1.5 |
| DV (Dorsaal/Ventraal) | 0.5 | 3.5 | 4 | 4.75 |
| Lengte elektrode | 4 | 4.75 | 5.25 | 6 |
Tabel 1: Stereotaxische implantatiecoördinaten en afmetingen van de micro-elektroden.
2. Micro-elektrode array assemblage
- Gebruik de lijm om kunststoffen in de gewenste volgorde van doelregio's te bevestigen. Een voorbeeld voor corticale, thalamische, striatale en ninigrale elektroden is weergegeven in figuur 2B,C.
- Plaats het Ctx-VL elektrodepaar met de voorkant naar beneden (de kant met elektrodedraden moet naar beneden gericht zijn) en verbind twee lege stukken plastic van 6 mm x 3 mm bovenop met lijm.
- Plaats bovenop de drie stukken plastic het tweede Ctx-VL-elektrodepaar met de elektroden naar boven gericht (gebruik een microscoop en zorg ervoor dat de VL-elektroden zijn uitgelijnd).
OPMERKING: Uitlijning van bilaterale elektroden (hier de uitlijning van linker en rechter VL-elektroden) is essentieel om de gewenste bilaterale structuren op de juiste manier te richten. - Gebruik de lijm om de SNR-elektroden bovenop te bevestigen met de SNR-elektroden op 2,0 mm afstand van de VL-elektroden en ~ 5,0 mm van de corticale elektroden (de SNR-elektrodedraden moeten naar boven gericht zijn).
- Herhaal stap 2.1.3. voor de andere kant (de SNR-elektrodedraden moeten buiten de micro-elektrode-array gericht zijn).
- Breng epoxyhars aan rond het plastic om de elektroden aan elkaar te binden. Vermijd het aanbrengen van epoxyhars op de elektroden.
- Neem een dikke draad en maak een lus aan het ene uiteinde. Dompel de lus in de epoxy-oplossing en plaats deze op het plastic, zodat de dikke draad plat ligt (figuur 2D), zodat deze draad voor de volgende stappen als handvat kan worden gebruikt. Wacht tot de elektroden volledig droog zijn.
- Knip de draden tot 2 cm, zoals weergegeven in figuur 2E.
Figuur 2: Micro-elektrode constructie en afmetingen. (A) Vier paar elektroden gevormd nadat de draden met een schaar waren doorgesneden, zoals aangegeven in figuur 1C (2 paar Ctx-VL-elektroden en 2 paar Str-SNR-elektroden). Plaats diepe structuurelektroden (VL en SNR) in de glazen buizen en lijm hun basis op plastic (rode stippen). (B) Bovenaanzicht: De elektrodeparen van (A) worden in een stapel gelijmd om de micro-elektrodekern te creëren. Rode lijnen geven lijmlijnen aan. (C) Vooraanzicht van (B). (D) De dikke draad was bevestigd aan de micro-elektroden. (E) De draden zijn gegroepeerd zoals aangegeven en de geïsoleerde uiteinden worden afgeschraapt en in 2 cm gesneden. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
3. Micro-elektrode aansluiting op de headset
- Groepeer de draden zoals aangegeven in figuur 2E en schraap 1 mm van de geïsoleerde uiteinden weg met een scalpel.
- Buig de corticale elektroden zoals weergegeven in figuur 3A. Scheid de draden zoals weergegeven in figuur 3B. Maak met een fijne tang een lus aan het einde van elke draad (figuur 3B).
- Houd een 10-pins headset met een hemostat vast (zie Materiaaltabel) en gebruik het houten uiteinde van een wattenstaafje om minimale hoeveelheden flux op de pinnen aan te brengen (figuur 3C). Zorg ervoor dat u geen flux buiten de pinnen plaatst om kortsluiting tussen de pinnen te voorkomen.
- Gebruik het houten uiteinde van een wattenstaafje en breng flux aan op de draadlussen.
- Soldeer de draadlussen aan de 10-pins headset zoals weergegeven in figuur 3C. Droog na het solderen de headset om kortsluiting tussen de pinnen te voorkomen.
- Neem een dunne draad (0,005-0,008 inch) voor de referentie- en aarddraden en strip het plastic van het ene uiteinde af. Maak een lus aan de andere kant van de draad.
- Soldeer de gestripte zijde van de referentie- en massadraden aan hun respectieve pinnen (figuur 3A,C).
- Houd de dikke draad vast (figuur 2D) en breng cranioplastiekcement aan rond de micro-elektroden, vooral waar de draden verbinding maken met de pinnen. Vermijd het aanraken van de eigenlijke elektrode-uiteinden met het cement.
- Nadat het cement is opgedroogd, plaatst u epoxyhars aan de basis van de glazen buizen, striatale micro-elektrodedraden en de hele elektrode. Vermijd het aanraken van de eigenlijke elektrode-uiteinden met epoxyhars. Wacht tot de elektroden volledig droog zijn.
- De elektroden zijn klaar. Boor gaten in de schedel van de muis (volgens de vereiste stereotaxische coördinaten) met behulp van een tandartsboor en implanteer de headset zoals weergegeven in figuur 3D door de headset te laten zakken met micro-elektroden naar de schedel en de juiste gaten. De headset kon aan de stereotaxische arm worden bevestigd voor ondersteuning tijdens de implantatie.
Figuur 3: Micro-elektrode-implantatie. (A) De corticale elektroden zijn gebogen zoals aangegeven. (B) De draden worden gescheiden om lussen aan de uiteinden te maken. (C) De flux (bij de rode stippen) en lusdraden worden aan de 10-pins headset gesoldeerd, zodat elke draad naar de juiste pin gaat. (D) De headset is geïmplanteerd om LFP's op te nemen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
4. Markering van de locatie van de elektrode na opnames
- Bevestig aan het einde van de LFP-opnames de juiste positie van de elektroden in het doelgebied door een stroom toe te passen op de elektrodepunten om een laesie te maken en wacht 30 minuten voordat u de muis doordrenkt.
OPMERKING: Laesie-instellingen om de locatie van de elektrodepunten te bevestigen: Enkele burst, 40 μA, 0,75 ms monofasische blokgolfpuls, 50 Hz, 30 s. - Verdoof de muizen met isofluraan (totdat de muis in slaap viel) en perfuseer10 transcardiaal met 4% paraformaldehyde (PFA) in 0,1 M natriumfosfaatbuffer. Sectie van de hersenen (40 μm dik) op een cryostaat (zie Tabel met materialen) en kleur met DAPI (0,02% in PBS). Bevestig de juiste locatie van de elektroden door de aanwezigheid van de laesies van de elektrodepunt zoals weergegeven in figuur 4B,C.
OPMERKING: Het percentage van het isofluraan moet worden toegepast volgens de richtlijnen van de individuele instelling.
5. Meten van de elektrodeweerstand
- Meet de weerstand van de elektroden en controleer de kortsluiting tussen de elektroden met behulp van een multi-range ohmmeter (zie Tabel met materialen). Stel de weerstandsschaal in op R x 10.000, wat aangeeft dat een eenheidsafbuiging in de aanwijzer overeenkomt met 1 kΩ weerstand. 2 cm lange elektroden moeten een weerstand van 60-70 kΩ hebben.
- Pas de headset aan door tien afzonderlijke pinnen te nemen (zie Tabel met materialen). Soldeer elke pin met een dunne, meerstrengs koperdraad in een kabel.
- Druk de gesoldeerde pinnen met hun bijbehorende kabelstaarten in de 10-pins dubbele rij paringsaansluiting (bijpassende sockets). Druk op de open pinnen van de koppelingsaansluiting in de LFP-headset. Op deze manier heeft elke LFP-elektrode een aangewezen kabeldraad in de assemblage.
- Dompel de punt van elke LFP-elektrode (waarvan de weerstand moet worden gemeten) in 0,9% NaCl-zoutoplossing (NaCl-concentratie in het bloed). Sluit het uiteinde van de kabeldraad dat overeenkomt met de LFP-elektrode aan op de positieve aansluiting van de ohmmeter.
- Gebruik een draad met lage weerstand (̴100 Ω) met de ene kant in het zoute water en de andere kant als het open uiteinde. Sluit het open uiteinde van de draad met lage weerstand aan op de massa van de ohmmeteraanwijzer.
OPMERKING: Deze opstelling voltooit het circuit en vraagt om een afbuiging van de ohmmeteraanwijzer.
- Gebruik een draad met lage weerstand (̴100 Ω) met de ene kant in het zoute water en de andere kant als het open uiteinde. Sluit het open uiteinde van de draad met lage weerstand aan op de massa van de ohmmeteraanwijzer.
- Zorg ervoor dat er geen elektrische verbinding is tussen twee elektroden op de headset. Controleer de elektrische isolatie van paarsgewijze LFP-elektroden (aarde: één kabel komt overeen met één elektrode; positief: een andere kabel komt overeen met een andere elektrode). Gooi de elektroden weg als er in dit geval een afbuiging wordt waargenomen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
In dit werk werden de LFP-micro-elektroden gebruikt om de aanvalsverspreiding door de basale ganglia11 in kaart te brengen. Gelijktijdige LFP-opnames werden uitgevoerd vanuit de rechter premotorische cortex (waar de aanvalsfocus lag) en de linker VL, striatum en SNR (figuur 4). De aanvang van de aanval werd geïdentificeerd als een afbuiging van het spanningsspoor ten minste tweemaal de uitgangswaarde (figuur 4A, rode pijl). De vermogensspectrumplot11 toont frequentieverdelingen voor de opgenomen LFP's (figuur 4A). Laatties bij aanvang van aanvallen (rode balken) konden met milliseconde precisie tussen elke structuur worden vergeleken (figuur 4A). Aan het einde van de opnames werd een stroompuls toegepast om de locatie van de elektrodepunten te markeren en te bevestigen, waardoor een laesie werd gevormd (figuur 4B, C).
Figuur 4: Representatieve LFP-opnames. (A) Een aanval werd geregistreerd vanuit de rechter premotorische cortex en linker VL, striatum en SNR met behulp van LFP-micro-elektroden met de bijbehorende vermogensspectrums. De rode pijl geeft aan dat de aanval begint. De rode horizontale balken geven aan dat de aanval vertraging in elke structuur begint. Het hersenschema toont de positie van de micro-elektroden (rode stippen). (B,C) De structuren werden na de opnames gelaeseerd om de locatie van de micro-elektrodepunten in de VL en SNR te markeren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Historisch gezien zijn micro-elektrode-arrays uitgebreid gebruikt om neuronale activiteit te registreren van een specifiek hersengebied van belang 2,3,4,5,6,7,8,9,13. Ons eenvoudige micro-elektrodeontwerp maakt het echter mogelijk om vanaf meerdere structuren tegelijk11,12 op te nemen. Hier wordt de constructie van de corticale, thalamische, striatale en ninigrale micro-elektroden als voorbeeld beschreven. Onderzoekers kunnen het micro-elektrodeontwerp aanpassen aan elke gewenste structuur door de benodigde stereotaxische afstanden te berekenen en de constructie dienovereenkomstig aan te passen.
We hebben bijvoorbeeld eerder het ontwerp van deze micro-elektrode-arrays aangepast om LFP's in de lamellaire en septotemporale richting in de hippocampus12 te registreren. Een afstandsdraad van 50 μm scheidde aangrenzende elektroden als vier micro-elektroden die langs de hippocampuslamina werden geregistreerd om kruisbesmetting van het signaal te voorkomen. Hoewel dat geen opnamen met één eenheid waren, vertegenwoordigde elke elektrode een kleine groep neuronen zoals aangegeven door de variabiliteit van een piekgolfvorm als functie van de afstand tot het cellichaam.
Tijdens de bouw was het inbrengen van de thalamische en nivellrale micro-elektrodedraden in glazen buizen noodzakelijk om stabiliteit te bieden tijdens implantatiechirurgie om die diepe structuren aan te pakken. Er waren acht bilaterale micro-elektroden, waarvan er vier glazen buizen hadden (2 VL en 2 SNR), die een limiet waren voordat de intracraniale druk werd verhoogd en de mortaliteit toenam. Over het algemeen zijn glazen buizen nodig wanneer de gewenste inbrengdiepte minimaal 2 mm is.
Ook was 0,5 mm dik plastic nodig, waardoor de minimale afstandsscheiding tussen de elektroden werd beperkt tot 0,5 mm, maar andere kunststoffen konden worden gebruikt. In het onderhavige geval werden kunststoffen langs de hoofdas van de headset geplaatst. Kunststoffen kunnen ook over de headsetas worden geplaatst, waarbij verschillende elektroden identieke anterieur-posterieure (AP) hebben, maar verschillende mediaal-laterale (ML) coördinaten. Deze methode biedt een breed scala aan mogelijke configuraties voor specifieke hersengebieden.
Het aantal pinnen op een headset beperkt het aantal micro-elektroden. Een headset met 12 pinnen bedekt de voorste-achterste omvang van een volwassen muizenkop volledig. Elke pin moet tijdens het solderen worden geïsoleerd van de andere pinnen. Een ohmmeter en 0,9% zout water waren nodig om de elektrische isolatie voor elk paar elektrodeklemmen te testen. De 12-pins headset beperkt de opname tot 10 regio's (2 zijn gereserveerd voor de grond en referentie).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door het National Institute of Health (RO1 NS120945, R37NS119012 tot JK) en het UVA Brain Institute.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amplifier 16-Channel | A-M Systems | Model 3600 | Amplifier |
| Cranioplasty cement | Coltene | Perm Reeline/Repair Resin Type II Class I Shade - Clear | Cement to hold microelectrodes |
| Cryostat Microtome | Precisionary | CF-6100 | To slice brain |
| Diamel-coatednickel-chromium wire | Johnson Matthey Inc. | 50 µm | Microelectrode wire |
| Dremel | Dremel | 300 Series | To drill holes in mouse skull |
| Epoxy | CEC Corp | C-POXY 5 | Fast setting adhesive |
| Hemostat | Any | To hold the headset | |
| Forceps | Any | To hold microelectrodes | |
| Light microscope | Nikon | SMZ-10 | To see alignment |
| Ohmmeter | Any | To measurre resistance | |
| Pins (Headers and matching Sockets) | Mill-Max | Interconnects, 833 series, 2 mm grid gull wing surface mount headers and sockets | To attach microelectrodes to |
| Polymicro Tubing Kit | Neuralynx | ID 100 ± 04 µm, OD 164 ± 06 µm, coating thickness 12 µm | Glass tubes |
| Pulse Stimulator | A-M Systems | Model 2100 | To mark the microelectrode location at the end of the recordings |
| Scissors | Any | To cut microelectrodes | |
| Superglue | Gorilla | Adhesive | |
| Thick wire 0.008 in. – 0.011 in. | A-M Systems | 791900 | Tick wire to hold the microelectrode array |
| Thin wire 0.005 in. - 0.008 in. | A-M Systems | 791400 | Thin wire for reference and ground |
References
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
- Hubel, D. H., Wiesel, T. N. Receptive fields of single neurones in the cat's striate cortex. The Journal of Physiology. 148 (3), 574-591 (1959).
- O'Keefe, J. Place units in the hippocampus of the freely moving rat. Experimental Neurology. 51 (1), 78-109 (1976).
- Fyhn, M., Molden, S., Witter, M. P., Moser, E. I., Moser, M. B. Spatial representation in the entorhinal cortex. Science. 305 (5688), 1258-1264 (2004).
- Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7, 446-451 (2004).
- Buckmaster, P. S., Edward Dudek, F. In vivo intracellular analysis of granule cell axon reorganization in epileptic rats. Journal of Neurophysiology. 81 (2), 712-721 (1999).
- Driscoll, N., et al. Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale. Communications Biology. 4, 1-14 (2021).
- Roy, D. S., et al. Memory retrieval by activating engram cells in mouse models of early Alzheimer's disease. Nature. 531, 508-512 (2016).
- Igarashi, K. M., Lu, L., Colgin, L. L., Moser, M. B., Moser, E. I. Coordination of entorhinal-hippocampal ensemble activity during associative learning. Nature. 510, 143-147 (2014).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
- Brodovskaya, A., Shiono, S., Kapur, J. Activation of the basal ganglia and indirect pathway neurons during frontal lobe seizures. Brain. 144 (7), 2074-2091 (2021).
- Ren, X., Brodovskaya, A., Hudson, J. L., Kapur, J. Connectivity and neuronal synchrony during seizures. The Journal of Neuroscience. 41 (36), 7623-7635 (2021).
- Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice. Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).
