Construction de microélectrodes de potentiel de champ local pour des enregistrements in vivo à partir de plusieurs structures cérébrales simultanément
Summary
Le présent protocole décrit la construction de réseaux de microélectrodes sur mesure pour enregistrer les potentiels de champ local in vivo à partir de plusieurs structures cérébrales simultanément.
Abstract
Les chercheurs ont souvent besoin d’enregistrer simultanément les potentiels de champ local (LFP) de plusieurs structures cérébrales. L’enregistrement à partir de plusieurs régions cérébrales souhaitées nécessite différentes conceptions de microélectrodes, mais les réseaux de microélectrodes disponibles dans le commerce n’offrent souvent pas une telle flexibilité. Ici, le présent protocole décrit la conception simple de réseaux de microélectrodes sur mesure pour enregistrer des LFP de plusieurs structures cérébrales simultanément à différentes profondeurs. Ce travail décrit la construction des microélectrodes bilatérales corticales, striatales, thalamiques ventrolatérales et nigrales à titre d’exemple. Le principe de conception décrit offre de la flexibilité, et les microélectrodes peuvent être modifiées et personnalisées pour enregistrer les LFP de n’importe quelle structure en calculant les coordonnées stéréotaxiques et en modifiant rapidement la construction en conséquence pour cibler différentes régions du cerveau chez des souris en mouvement libre ou anesthésiées. L’assemblage de microélectrodes nécessite des outils et des fournitures standard. Ces réseaux de microélectrodes personnalisés permettent aux chercheurs de concevoir facilement des réseaux de microélectrodes dans n’importe quelle configuration pour suivre l’activité neuronale, fournissant des enregistrements LFP avec une résolution de l’ordre de la milliseconde.
Introduction
Les potentiels de champ local (LFP) sont les potentiels électriques enregistrés à partir de l’espace extracellulaire dans le cerveau. Ils sont générés par des déséquilibres de concentration d’ions en dehors des neurones et représentent l’activité d’une petite population localisée de neurones, permettant de surveiller avec précision l’activité d’une région spécifique du cerveau par rapport aux enregistrements EEG à l’échelle macro1. À titre d’estimation, les microélectrodes LFP séparées par 1 mm correspondent à deux populations de neurones complètement différentes. Alors que le signal EEG est filtré par le tissu cérébral, le liquide céphalo-rachidien, le crâne, les muscles et la peau, le signal LFP est un marqueur fiable de l’activité neuronale locale1.
Les chercheurs ont souvent besoin d’enregistrer simultanément des LFP à partir de plusieurs structures cérébrales, mais les réseaux de microélectrodes disponibles dans le commerce n’offrent souvent pas une telle flexibilité. Ici, le présent protocole décrit des microélectrodes entièrement personnalisables et faciles à construire pour enregistrer simultanément des LFP de n’importe quelle région cérébrale souhaitée à différentes profondeurs. Bien que les LFP aient été largement utilisés pour enregistrer l’activité neuronale d’une région spécifique du cerveau 2,3,4,5,6,7,8,9, la conception actuelle facilement personnalisable permet d’enregistrer des LFP à partir de plusieurs régions cérébrales superficielles ou profondes 11,12 . Le protocole peut également être modifié pour construire n’importe quel réseau de microélectrodes souhaité en déterminant les coordonnées stéréotaxiques des régions du cerveau et en assemblant le réseau en conséquence. Ces microélectrodes avec un taux d’échantillonnage de 10 kHz et une résistance de 60-70 kΩ (longueur de 2 cm) nous permettent d’enregistrer des LFP avec une précision de l’ordre de la milliseconde. Les données peuvent ensuite être amplifiées par un amplificateur à 16 canaux, filtrées (passe-bas 1 Hz, passe-haut 5 kHz) et numérisées.
Protocol
Representative Results
Discussion
Historiquement, les réseaux de microélectrodes ont été largement utilisés pour enregistrer l’activité neuronale d’une région spécifique du cerveau d’intérêt 2,3,4,5,6,7,8,9,13. Cependant, notre conception f…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu par le National Institute of Health (RO1 NS120945, R37NS119012 à JK) et l’UVA Brain Institute.
Materials
| Amplifier 16-Channel | A-M Systems | Model 3600 | Amplifier |
| Cranioplasty cement | Coltene | Perm Reeline/Repair Resin Type II Class I Shade – Clear | Cement to hold microelectrodes |
| Cryostat Microtome | Precisionary | CF-6100 | To slice brain |
| Diamel-coatednickel-chromium wire | Johnson Matthey Inc. | 50 µm | Microelectrode wire |
| Dremel | Dremel | 300 Series | To drill holes in mouse skull |
| Epoxy | CEC Corp | C-POXY 5 | Fast setting adhesive |
| Hemostat | Any | To hold the headset | |
| Forceps | Any | To hold microelectrodes | |
| Light microscope | Nikon | SMZ-10 | To see alignment |
| Ohmmeter | Any | To measurre resistance | |
| Pins (Headers and matching Sockets) | Mill-Max | Interconnects, 833 series, 2 mm grid gull wing surface mount headers and sockets | To attach microelectrodes to |
| Polymicro Tubing Kit | Neuralynx | ID 100 ± 04 µm, OD 164 ± 06 µm, coating thickness 12 µm | Glass tubes |
| Pulse Stimulator | A-M Systems | Model 2100 | To mark the microelectrode location at the end of the recordings |
| Scissors | Any | To cut microelectrodes | |
| Superglue | Gorilla | Adhesive | |
| Thick wire 0.008 in. – 0.011 in. | A-M Systems | 791900 | Tick wire to hold the microelectrode array |
| Thin wire 0.005 in. – 0.008 in. | A-M Systems | 791400 | Thin wire for reference and ground |
References
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
- Hubel, D. H., Wiesel, T. N. Receptive fields of single neurones in the cat’s striate cortex. The Journal of Physiology. 148 (3), 574-591 (1959).
- O’Keefe, J. Place units in the hippocampus of the freely moving rat. Experimental Neurology. 51 (1), 78-109 (1976).
- Fyhn, M., Molden, S., Witter, M. P., Moser, E. I., Moser, M. B. Spatial representation in the entorhinal cortex. Science. 305 (5688), 1258-1264 (2004).
- Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7, 446-451 (2004).
- Buckmaster, P. S., Edward Dudek, F. In vivo intracellular analysis of granule cell axon reorganization in epileptic rats. Journal of Neurophysiology. 81 (2), 712-721 (1999).
- Driscoll, N., et al. Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale. Communications Biology. 4, 1-14 (2021).
- Roy, D. S., et al. Memory retrieval by activating engram cells in mouse models of early Alzheimer’s disease. Nature. 531, 508-512 (2016).
- Igarashi, K. M., Lu, L., Colgin, L. L., Moser, M. B., Moser, E. I. Coordination of entorhinal-hippocampal ensemble activity during associative learning. Nature. 510, 143-147 (2014).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
- Brodovskaya, A., Shiono, S., Kapur, J. Activation of the basal ganglia and indirect pathway neurons during frontal lobe seizures. Brain. 144 (7), 2074-2091 (2021).
- Ren, X., Brodovskaya, A., Hudson, J. L., Kapur, J. Connectivity and neuronal synchrony during seizures. The Journal of Neuroscience. 41 (36), 7623-7635 (2021).
- Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice. Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).
