Построение микроэлектродов локального потенциала поля для записи in vivo из нескольких структур мозга одновременно
Summary
Настоящий протокол описывает построение специально изготовленных микроэлектродных массивов для записи локальных потенциалов поля in vivo от нескольких структур мозга одновременно.
Abstract
Исследователям часто необходимо регистрировать локальные полевые потенциалы (LFP) одновременно из нескольких структур мозга. Запись из нескольких желаемых областей мозга требует различных конструкций микроэлектродов, но коммерчески доступные микроэлектродные массивы часто не предлагают такой гибкости. Здесь настоящий протокол описывает простую конструкцию изготовленных на заказ микроэлектродных массивов для записи LFP из нескольких структур мозга одновременно на разных глубинах. В данной работе описывается построение двустороннего кортикального, полосатого, вентролатерального таламического и нигрального микроэлектродов в качестве примера. Изложенный принцип проектирования обеспечивает гибкость, а микроэлектроды могут быть модифицированы и настроены для записи LFP из любой структуры путем вычисления стереотаксических координат и быстрого изменения конструкции соответственно для нацеливания на различные области мозга у свободно движущихся или анестезированных мышей. Для микроэлектродной сборки требуются стандартные инструменты и расходные материалы. Эти пользовательские микроэлектродные массивы позволяют исследователям легко проектировать микроэлектродные массивы в любой конфигурации для отслеживания активности нейронов, обеспечивая записи LFP с миллисекундным разрешением.
Introduction
Локальные полевые потенциалы (LFP) — это электрические потенциалы, записанные из внеклеточного пространства мозга. Они генерируются дисбалансом концентрации ионов вне нейронов и представляют собой активность небольшой, локализованной популяции нейронов, что позволяет точно контролировать активность конкретной области мозга по сравнению с макромасштабными записями ЭЭГ1. По оценкам, микроэлектроды LFP, разделенные 1 мм, соответствуют двум совершенно разным популяциям нейронов. В то время как сигнал ЭЭГ фильтруется тканью мозга, спинномозговой жидкостью, черепом, мышцами и кожей, сигнал LFP является надежным маркером местной нейронной активности1.
Исследователям часто необходимо одновременно записывать LFP из нескольких структур мозга, но коммерчески доступные микроэлектродные массивы часто не предлагают такой гибкости. Здесь настоящий протокол описывает полностью настраиваемые, легко построенные микроэлектроды для одновременной записи LFP из любой желаемой области мозга на разной глубине. Хотя LFP широко используются для записи нейронной активности определенной области мозга 2,3,4,5,6,7,8,9, текущий простой настраиваемый дизайн позволяет записывать LFP из любых множественных поверхностных или глубоких областей мозга 11,12 . Протокол также может быть модифицирован для построения любого желаемого микроэлектродного массива путем определения стереотаксических координат областей мозга и сборки массива соответствующим образом. Эти микроэлектроды с частотой дискретизации 10 кГц и сопротивлением 60-70 кОм (длина 2 см) позволяют записывать LFP с точностью до миллисекунд. Затем данные могут быть усилены 16-канальным усилителем, отфильтрованы (нижние частоты 1 Гц, высокие частоты 5 кГц) и оцифрованы.
Protocol
Representative Results
Discussion
Исторически сложилось так, что микроэлектродные массивы широко использовались для записи активности нейронов из определенной области мозга, представляющей интерес 2,3,4,5,6,7,8,9,13.<s…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа была поддержана Национальным институтом здравоохранения (RO1 NS120945, R37NS119012 to JK) и Институтом мозга UVA.
Materials
| Amplifier 16-Channel | A-M Systems | Model 3600 | Amplifier |
| Cranioplasty cement | Coltene | Perm Reeline/Repair Resin Type II Class I Shade – Clear | Cement to hold microelectrodes |
| Cryostat Microtome | Precisionary | CF-6100 | To slice brain |
| Diamel-coatednickel-chromium wire | Johnson Matthey Inc. | 50 µm | Microelectrode wire |
| Dremel | Dremel | 300 Series | To drill holes in mouse skull |
| Epoxy | CEC Corp | C-POXY 5 | Fast setting adhesive |
| Hemostat | Any | To hold the headset | |
| Forceps | Any | To hold microelectrodes | |
| Light microscope | Nikon | SMZ-10 | To see alignment |
| Ohmmeter | Any | To measurre resistance | |
| Pins (Headers and matching Sockets) | Mill-Max | Interconnects, 833 series, 2 mm grid gull wing surface mount headers and sockets | To attach microelectrodes to |
| Polymicro Tubing Kit | Neuralynx | ID 100 ± 04 µm, OD 164 ± 06 µm, coating thickness 12 µm | Glass tubes |
| Pulse Stimulator | A-M Systems | Model 2100 | To mark the microelectrode location at the end of the recordings |
| Scissors | Any | To cut microelectrodes | |
| Superglue | Gorilla | Adhesive | |
| Thick wire 0.008 in. – 0.011 in. | A-M Systems | 791900 | Tick wire to hold the microelectrode array |
| Thin wire 0.005 in. – 0.008 in. | A-M Systems | 791400 | Thin wire for reference and ground |
References
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
- Hubel, D. H., Wiesel, T. N. Receptive fields of single neurones in the cat’s striate cortex. The Journal of Physiology. 148 (3), 574-591 (1959).
- O’Keefe, J. Place units in the hippocampus of the freely moving rat. Experimental Neurology. 51 (1), 78-109 (1976).
- Fyhn, M., Molden, S., Witter, M. P., Moser, E. I., Moser, M. B. Spatial representation in the entorhinal cortex. Science. 305 (5688), 1258-1264 (2004).
- Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7, 446-451 (2004).
- Buckmaster, P. S., Edward Dudek, F. In vivo intracellular analysis of granule cell axon reorganization in epileptic rats. Journal of Neurophysiology. 81 (2), 712-721 (1999).
- Driscoll, N., et al. Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale. Communications Biology. 4, 1-14 (2021).
- Roy, D. S., et al. Memory retrieval by activating engram cells in mouse models of early Alzheimer’s disease. Nature. 531, 508-512 (2016).
- Igarashi, K. M., Lu, L., Colgin, L. L., Moser, M. B., Moser, E. I. Coordination of entorhinal-hippocampal ensemble activity during associative learning. Nature. 510, 143-147 (2014).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
- Brodovskaya, A., Shiono, S., Kapur, J. Activation of the basal ganglia and indirect pathway neurons during frontal lobe seizures. Brain. 144 (7), 2074-2091 (2021).
- Ren, X., Brodovskaya, A., Hudson, J. L., Kapur, J. Connectivity and neuronal synchrony during seizures. The Journal of Neuroscience. 41 (36), 7623-7635 (2021).
- Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice. Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).
