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Medicine

Un enfoque de implantación retrógrada para la colocación de catéter de diálisis peritoneal en ratones

Published: July 20, 2022 doi: 10.3791/63689
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 1, 1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine, 2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine, 3Veterans Affairs Boston Healthcare System, 4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

ERRATUM NOTICE

Summary

Este artículo describe las modificaciones de un procedimiento para implantar un catéter de diálisis peritoneal en un modelo murino para evitar problemas técnicos importantes observados con las técnicas convencionales.

Abstract

Los modelos murinos se emplean para sondear diversos aspectos de la diálisis peritoneal (EP), como la inflamación peritoneal y la fibrosis. Estos eventos impulsan la falla de la membrana peritoneal en humanos, que sigue siendo un área de intensa investigación debido a sus profundas implicaciones clínicas en el manejo de pacientes con enfermedad renal en etapa terminal (IRT). A pesar de la importancia clínica de la EP y sus complicaciones relacionadas, los modelos murinos experimentales actuales sufren desafíos técnicos clave que comprometen el rendimiento de los modelos. Estos incluyen la migración y torceduras del catéter PD y generalmente justifican la extracción temprana del catéter. Estas limitaciones también impulsan la necesidad de un mayor número de animales para completar un estudio. Al abordar estos inconvenientes, este estudio introduce mejoras técnicas y matices quirúrgicos para prevenir las complicaciones del catéter de DP comúnmente observadas en un modelo murino. Además, este modelo modificado se valida mediante la inducción de inflamación peritoneal y fibrosis mediante inyecciones de lipopolisacáridos. En esencia, este documento describe un método mejorado para crear un modelo experimental de EP.

Introduction

Carga de enfermedad renal terminal
La enfermedad renal crónica (ERC) es un problema de salud mundial1. Las estimaciones actuales sugieren que más de 850 millones de personas en todo el mundo tienen enfermedad renal. La prevalencia de la enfermedad renal casi duplica el número de personas con diabetes (422 millones) y es más de 20 veces la prevalencia de pacientes con cáncer (42 millones) o VIH / SIDA (36,7 millones) en todo el mundo2. Aproximadamente uno de cada siete estadounidenses tiene ERC, y dos de cada 1,000 estadounidenses tienen IRT que requiere un trasplante de riñón o apoyo de diálisis3. Teniendo en cuenta la creciente carga de IRT en todo el mundo, la optimización de la tecnología de diálisis es crucial3.

Diálisis peritoneal
La EP es una modalidad significativamente infrautilizada para el tratamiento de la IRT en los Estados Unidos. Según el Sistema de Datos Renales de los Estados Unidos (USRDS), el porcentaje de pacientes prevalentes con EP fue solo del 11% en 2020 4,5. La DP confiere varias ventajas sobre la hemodiálisis en el centro (HD), incluyendo una mejor calidad de vida, menos visitas a la clínica y una disminución en los gastos de Medicare 6,7. Además, la EP es una terapia domiciliaria y se asocia con un riesgo mucho menor de infecciones graves como bacteriemia y endocarditis que a menudo están relacionadas con los catéteres de hemodiálisis. Además, la DP puede iniciarse rápidamente con un protocolo de inicio urgente, disminuyendo la necesidad de inicio de diálisis con catéteres vasculares permanentes8. La DP se considera el método preferido de diálisis en la población pediátrica con IRT9.

Insuficiencia peritoneal inducida por diálisis peritoneal
La EP implica la introducción de líquido de DP (dializado) en el peritoneo, lo que resulta en inflamación y remodelación de la membrana peritoneal con el tiempo. La inflamación peritoneal desencadena la fibrosis, que culmina en la pérdida potencial de las capacidades de ultrafiltración de la membrana con el tiempo. La preservación de la membrana peritoneal es un desafío importante en la EP, y la investigación adicional es de importancia crítica para garantizar que las mejores prácticas clínicas estén disponibles para los profesionales. Existen modelos murinos bien establecidos para ayudar a comprender mejor los mecanismos fisiopatológicos de la infección peritoneal y la inflamación, el soluto, la cinética de transporte de agua y la falla de la membrana; Aún así, los problemas técnicos con el catéter a menudo limitan estos modelos10.

Análisis de los cambios en la membrana peritoneal
En pacientes con IRT, el dializado se introduce tradicionalmente en la cavidad peritoneal a través de un catéter de Tenkhoff con un manguito profundo y superficial. Los pacientes pueden experimentar potencialmente complicaciones relacionadas con el catéter, incluyendo migración del catéter, dolor de infusión y drenaje deficiente del dializado11,12,13. Dos tipos principales de catéteres peritoneales han sido introducidos para humanos, enrollados o rectos, para minimizar esas complicaciones12. Varias modificaciones, incluyendo un manguito adicional a los catéteres convencionales de dos manguitos, han sido añadidas a los catéteres originales para prolongar la supervivencia del catéter DP11. La técnica de inserción varía de acuerdo con varios factores, evitando la migración del catéter que se agregará después de la supervivencia, incluida la disponibilidad de los recursos y el nivel de experiencia14.

En contraste, los modelos murinos de diálisis peritoneal tienen diferencias fundamentales en las técnicas y el propósito en comparación con los catéteres peritoneales humanos. Por ejemplo, los catéteres peritoneales en modelos murinos se utilizan principalmente para estudiar alteraciones de la membrana y están menos destinados a funciones de drenaje bidireccional. La técnica actual sufre de posible desplazamiento del puerto y migración del catéter debido al manejo de los animales. En los modelos murinos convencionales, los puertos de acceso no estaban fijados a la piel. Este aspecto creó un puerto de acceso inestable, que en animales despiertos podría desprenderse, lo que resultaría en la migración del catéter. Dada la importancia de los modelos murinos en la investigación de la membrana peritoneal, es imperativo crear técnicas quirúrgicas efectivas para generar modelos confiables. Por lo tanto, nos propusimos optimizar el modelo convencional de colocación del catéter DP. Es importante señalar que el propio catéter causa alteraciones histopatológicas en la membrana peritoneal y, por lo tanto, cualquier conclusión sobre el efecto de las soluciones de DP en estudios con animales debe interpretarse en el contexto del catéter de DP como un cuerpo extraño15,16,17.

Histopatología de la membrana peritoneal
El fracaso de la EP se relaciona principalmente con la fibrosis y el exceso de angiogénesis que resulta en la pérdida de un gradiente de concentración osmolar. Además, la capacidad de filtración de la membrana peritoneal podría verse afectada por la peritonitis. Además, la peritonitis infecciosa es una causa bien establecida para el cambio en la modalidad de diálisis de diálisis peritoneal a hemodiálisis. 18.

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Protocol

Para este estudio, se utilizaron ocho ratones hembra C57BL / 6J, de 8 a 12 semanas de edad y un peso promedio de 20 g. Los ratones fueron alojados en condiciones estándar y fueron alimentados con comida y agua ad libitum. Este estudio se realizó con la aprobación del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC), Boston University Medical Center (AN-1549). Los procedimientos descritos aquí se realizaron en condiciones estériles.

1. Anestesiar al ratón en una cámara de isoflurano e inyectar el analgésico por vía subcutánea

  1. Sostenga al animal desde la base de la cola. Mantenga al animal en la superficie dorsal de la mano no dominante.
  2. Transfiera al animal a la cámara de inducción anestésica continua llena de isoflurano al 3% -4%. Confirmar la anestesia general adecuada por la ausencia del reflejo de pellizco del dedo del pie en las extremidades posteriores derecha e izquierda. Mantener el mantenimiento de la anestesia general con Isoflurano 1%-3%.
  3. Aplique ungüento oftálmico en ambos ojos.
  4. Administrar una inyección subcutánea de buprenorfina.
    1. Disuelva el stock de buprenorfina a una concentración de 0,3 mg/ml en cloruro de sodio (NaCl) al 0,9% para alcanzar la concentración final de 0,03 mg/ml.
    2. Inyectar una dosis de 0,05-0,1 mg/kg de 0,03 mg/ml de buprenorfina, junto con 500 μL de NaCl estéril al 0,9%, 20 min antes de la cirugía en un ratón de 20 g (2 μg o 66 μL de 0,03 mg/ml de buprenorfina por ratón).

2. Preparación de la piel

  1. Coloque el ratón completamente anestesiado en una posición lateral izquierda, exponiendo su flanco derecho a la manta calefactora. Afeite el lado derecho del abdomen, justo cerca de la línea media del área paraespinal, y hasta la cola del animal.
  2. Desinfecte el área afeitada tres veces con un hisopo de algodón con la aplicación alternativa de la solución antiséptica o exfoliante y ya sea 70% de alcohol o solución salina estéril en un movimiento circular, comenzando en el sitio de la incisión quirúrgica y moviéndose hacia afuera. Deseche el hisopo de algodón después de cada uso. Tenga cuidado de no mojar excesivamente las áreas no quirúrgicas del animal con alcohol o antiséptico, ya que esto puede empeorar la hipotermia.
    NOTA: Es importante diluir adecuadamente las soluciones antisépticas y no dejar exfoliantes quirúrgicos en la piel durante la cirugía, ya que pueden ser irritantes y deben enjuagarse. Verifique con frecuencia la temperatura de la manta calefactora durante el procedimiento para asegurarse de que la temperatura no baje.

3. Mida la longitud del catéter y marque el punto de inserción dentro del abdomen y el tracto tubular sobre la piel preparada

  1. Asigne el bolsillo del puerto de acceso 1 cm por encima de la cola del animal. Sostenga el segmento de instalación con el índice no dominante y el pulgar sobre el área asignada cerca de la cola.
  2. Coloque el catéter por encima de la piel y calcule el lugar para la inserción del tubo del catéter dentro de la cavidad abdominal. Marque el lugar asignado para la inserción del tubo, respetando la flexión mínima del tubo cerca de la línea media anterior.
    NOTA: Todos los procedimientos deben realizarse con guantes estériles, y el catéter debe mantenerse estéril durante la medición. Las herramientas quirúrgicas deben esterilizarse en autoclave a 121 °C antes de su uso. Consulte la Figura Suplementaria S1 para conocer los instrumentos necesarios para el procedimiento.

4. Personalice la sección del reservorio del catéter peritoneal

  1. Perfore un orificio lateral sobre el marco de la sección del depósito con el etiquetador de orejas del ratón (Figura 1 y Figura 2). Cabe señalar que el punzón de oído es una herramienta quirúrgica y debe ser estéril.

5. Coloque el puerto de instilación

  1. Haga una incisión horizontal de 1 cm de ancho en la piel 1 cm por encima de la cola. Disecciona sin rodeos el plano subcutáneo de la capa muscular subyacente para hacer una bolsa para la colocación del catéter y garantizar que el puerto de instilación resida libremente en el bolsillo ideal del puerto.
  2. Mantenga la punta de las tijeras del iris hacia la línea media para hacer un túnel oblicuo para la colocación del tubo (Figura 3A).
  3. Pase la sutura 3.0 desde el orificio lateral personalizado. Fije el puerto de acceso al lecho muscular apretando la sutura pasada, manteniendo el curso de tubo cefalal.

6. Haga la incisión en el sitio de inserción de la punta del catéter

  1. Haga una incisión de 1 cm sobre el área anteriormente marcada cerca de la línea media. Confirme el tracto bien desarrollado pasando tijeras a través del tracto.
  2. Escoja suavemente la punta del catéter con fórceps para colocar el catéter en un curso retrógrado.
    NOTA: Evite pellizcar los orificios laterales del tubo.
  3. Pase el tubo del catéter a través del tracto preparado (Figura 3B). Haga una incisión de 1 cm sobre la capa muscular cerca de la línea media derecha.

7. Confirmar el funcionamiento del catéter

  1. Antes de cerrar todas las incisiones, asegúrese de que el catéter colocado sea funcional. Compruebe la función con una jeringa de 1 ml conectada a la aguja Huber específica para el puerto.
  2. Inyecte 200 μL de solución salina normal en el puerto de instilación. Busque un flujo suave con una tolerancia cero para la resistencia.
  3. Enjuague el puerto y el catéter con heparina al 10% para mantener la permeabilidad.

8. Cierre las incisiones en la piel

  1. Cierre las incisiones cutáneas alrededor del depósito del puerto (Figura 3C) con suturas absorbibles 3-0.

9. Fije la punta del catéter dentro de la cavidad abdominal

  1. Coloque una sutura suelta con una sutura absorbible redonda 4-0 alrededor del músculo inciso de la pared abdominal. Pase el fieltro proximal del catéter dentro de la incisión.
  2. Apriete la sutura preparada de la cuerda del bolso alrededor del tubo mientras mantiene el segundo fieltro fuera de la cuerda del bolso, sobre la capa muscular (Figura 3D), y cierre la piel con suturas absorbibles 3-0 (Figura 2).

10. Monitorear a los animales postoperatoriamente y diariamente, administrar analgesia postoperatoria y líquidos, y mantener registros postoperatorios diarios durante un mínimo de 7 días y hasta la recuperación completa

  1. Mantenga el catéter funcional con una inyección diaria de 200 μL de solución salina normal a través del catéter.

11. Inyecciones de líquidos

  1. Confirme el proceso postprocedimiento sin incidentes inspeccionando cuidadosamente la incisión en la piel.
  2. Preparar LPS 2 mg/kg de peso corporal para inyecciones intraperitoneales (i.p.) diluyendo 40 μg del LPS con solución salina estéril tamponada con fosfato (PBS) hasta la concentración de trabajo de 0,2 μg/μL (en esencia, 10 μL para 2 μg/g de peso corporal y 200 μL de LPS para ratones de 20 g).
  3. Comience las inyecciones en la segunda semana después de la implantación del catéter.
    1. Sostenga al animal suavemente con la mano no dominante y sujete el puerto de instilación mientras mueve los dedos índice y pulgar en la dirección de la cefalada.
    2. Desinfecte la piel que recubre el depósito con alcohol isopropílico al 70%. Use la jeringa conectada a la aguja Huber para inyectar el LPS.
      1. Después de ingresar al puerto con la aguja Huber, inyecte 100 μL de solución salina normal en el puerto para confirmar el curso de la patente.
      2. Inyecte los 200 μL preparados de LPS, seguidos de los 100 μL de solución salina normal para el riego por tubo, y asegúrese de que no haya resistencia.

12. Anestesiar a los ratones antes de cosechar el peritoneo y recoger el líquido peritoneal

  1. Después de 7 días de inyecciones de LPS y 2 semanas de implantación del catéter, planifique la biopsia peritoneal.
  2. Planifique la anestesia general.
    1. Anestesiar al ratón en una cámara de isoflurano e inyectar el analgésico por vía subcutánea.
    2. Sostenga al animal desde la base de la cola y mantenga al animal en la superficie dorsal de la mano.
    3. Transfiera al animal a la cámara de inducción anestésica continua llena de isoflurano al 3% -4%. Confirmar la anestesia general adecuada por la ausencia del reflejo de pellizco del dedo del pie en las extremidades posteriores derecha e izquierda. Mantener el mantenimiento de la anestesia general con isoflurano 1%-3%.

13. Biopsia peritoneal

  1. Coloque al animal sobre la manta caliente en posición supina. Haga una incisión en la línea media de la piel desde la subxifoidea hasta la vejiga.
  2. Perfundir el plano subfascial con PBS frío (Figura 3E).
  3. Asegúrese de que el avión esté completamente diseccionado sin alterar la integridad del peritoneo. Comience a diseccionar el peritoneo desde la reflexión peritoneal lateral en el cuadrante inferior izquierdo, comenzando desde el hilio hasta el flanco izquierdo, y la vejiga en la cara inferior para mantener las muestras consistentes entre los animales (Figura 3F).
  4. Después de la cosecha peritoneal, sacrificar al animal por luxación cervical.

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Representative Results

Todos los catéteres implantados fueron funcionales hasta el final del estudio, y el desprendimiento o torcedura del catéter no complicó ninguno de los catéteres implantados. La técnica modificada actual se validó aún más con un modelo inducido por peritonitis utilizando LPS. Los ratones de control recibieron 200 μL de inyecciones diarias normales de solución salina, mientras que a los ratones experimentales se les inyectaron 200 μL de LPS, como se discutió en el paso 11 del protocolo, durante un total de 7 días después de la implantación del catéter.

Las características histopatológicas de la membrana peritoneal se evaluaron mediante hematoxilina y eosina (H&E) y tinción tricrómica de Masson. El análisis de las secciones teñidas con H&E mostró un aumento sustancial de la matriz extracelular (MEC) en el espacio subperitoneal (Figura 4A, marcada con un asterisco), que se midió utilizando ImageJ. El promedio + SD de ECM en el espacio subperitoneal de los ratones control fue de 87.10 + 24.66 μm y se duplicó en ratones expuestos a LPS (148.9 + 60.85 μm, P = 0.008) (Figura 4B).

La tinción tricrómica detecta fibrosis (tinción azul en la Figura 5 y Figura 6), que se estimó como densidad de intensidad normalizada al área superficial (μm). La densidad de intensidad integra el número de píxeles y su intensidad en una región de interés y es un método validado para las características histológicas cuantitativas de interés19,20.

A continuación, postulamos que la inflamación inducida por LPS puede resultar en una vascularización alterada y ensanchamiento del espacio subperitoneal. CD31 se utilizó como marcador para las células endoteliales (Figura 7) y se cuantificó como densidad integrada en imágenes de campo de alta potencia (HPF) seleccionadas aleatoriamente en cada ratón en ambos grupos (Figura 8B, C). Los ratones inducidos por LPS mostraron un aumento de tres veces en la fibrosis subperitoneal (Figura 8A, P = 0,015). Todas estas alteraciones en la membrana peritoneal son consistentes con las observadas en pacientes expuestos a dializados de larga duración21. Los resultados mostraron un aumento de ~8-9 veces en la vascularidad (P = 0,0168) (Figura 7 y Figura 8B) y un aumento de ~2 veces en el espacio subperitoneal marcado como SP (P = 0,008) (Figura 7 y Figura 8C). Estos resultados son consistentes con la neovascularización observada en pacientes en DP después de la exposición prolongada a la membrana peritoneal al dializado 18,22,23.

Figure 1
Figura 1: Catéter PD y el orificio lateral personalizado. Abreviatura: DP = diálisis peritoneal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Métodos convencionales versus métodos modificados. El método anterógrado convencional de colocación del catéter PD (derecha) comienza con la fijación del anillo interno en el peritoneo parietal, mientras que en este método retrógrado modificado (izquierda), el procedimiento comienza con la sutura del puerto de acceso personalizado sobre el lecho muscular en el dorso de los ratones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Inserción del catéter peritoneal. (A) Pasar la sutura 3.0 desde el orificio lateral personalizado y suturar el lecho muscular al orificio lateral, manteniendo el curso de tubo cefalal. (B) Hacer el túnel del tubo PD con disección meticulosa de la capa muscular de la piel suprayacente y pasar el tubo de manera retrógrada. (C) Cierre las incisiones cutáneas alrededor del depósito del puerto. (D) Apriete la sutura preparada de la cuerda del bolso alrededor del tubo mientras mantiene el segundo fieltro fuera de la cuerda del bolso, sobre la capa muscular. (E) Irrigar la cavidad peritoneal con 2 ml de PBS frío mientras mantiene el bisel de la aguja hacia arriba. (F) Comience a diseccionar el peritoneo de la reflexión peritoneal lateral en el cuadrante inferior izquierdo (flecha azul). Abreviaturas: DP = diálisis peritoneal; PBS = solución salina tamponada con fosfato. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Tinción H&E. Imágenes representativas (100x) de membranas peritoneales de dos ratones individuales C57BL6 expuestos a LPS en el grupo experimental como se indica (N = 4/grupo). La punta de flecha negra apunta al peritoneo, y un asterisco representa el espacio subperitoneal. Barras de escala = 100 μm. Abreviaturas: H&E = hematoxilina y eosina; M = músculo; LPS = lipopolisacárido. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 5
Figura 5: Tinción tricrómica de H&E y Masson. Imágenes representativas (100x) de membranas peritoneales de dos ratones C57BL6, uno en el grupo control (A) y otro expuesto a LPS en el grupo experimental (B). Barras de escala = 100 μm. Abreviaturas: SP = espacio subperitoneal; P = espacio peritoneal; M = músculo; H&E = hematoxilina y eosina; LPS = lipopolisacárido. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 6
Figura 6: Tinción tricrómica de Masson. Imágenes representativas (100x) de membranas peritoneales de dos ratones C57BL6, uno expuesto a LPS y el otro a un control inyectado con solución salina. La punta de flecha negra apunta al peritoneo, y el asterisco naranja representa el espacio subperitoneal, N = 4/grupo. Barras de escala = 100 μm. Abreviaturas: M = Músculo; LPS = lipopolisacárido. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 7
Figura 7: Vascularidad alterada en el espacio subperitoneal en el contexto de inflamación. Las secciones incrustadas en parafina se tiñeron con CD31 y DAPI. Se muestran imágenes aleatorias obtenidas con un aumento de 400x. Barras de escala = 100 μm. Abreviaturas: SP= espacio subperitoneal; P = espacio peritoneal; asterisco blanco = vaso subperitoneal; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenilindol. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 8
Figura 8: La exposición al LPS mejoró la neovascularización, la fibrosis en el peritoneo y la expansión del espacio subperitoneal . (A) Densidad integrada de fibrosis. (B) Densidad integrada de CD31. (C) Se midió el espacio subperitoneal. Se realizó la prueba t de Student para todas las medidas. Los asteriscos negros representan el nivel de importancia. Barras de error = SEM. Abreviatura: LPS = lipopolisacárido. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura suplementaria S1: Instrumentos quirúrgicos necesarios para realizar el procedimiento. 1. Etiquetador de orejas, 2. Puerto de ratón de minutos, 3. Aguja de punta Huber, 4. Sutura retardada-absorbible, 5. Pinza de ángulo recto, 6. Pinzas de punta recta, 7. Pinzas de punta curva, 8. Tijera de iris. Haga clic aquí para descargar este archivo.

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Discussion

Se describen tres modelos murinos de EP. Esto incluye una punción ciega de la superficie peritoneal, un sistema abierto-permanente y un sistema cerrado10. La punción ciega de la superficie peritoneal implica un acceso peritoneal directo similar a las inyecciones intraperitoneales, pero no permite el drenaje del dializado. Al ser un procedimiento ciego, este método puede lesionar los órganos viscerales abdominales. El modelo de sistema abierto-permanente mantiene el catéter de diálisis y el puerto de instilación fuera del cuerpo. Sin embargo, esta técnica en ratones se asocia con complicaciones, como bolsas desconectadas debido al movimiento de animales, infección e incapacidad para realizar experimentos a largo plazo. Los catéteres peritoneales de sistema cerrado se introdujeron en 2009. En este sistema, tanto el puerto de acceso como el tubo se implantan en los cuerpos de los animales. La instilación directa de líquido percutáneo se vuelve factible. En los humanos, las bolsas de dializado peritoneal se colocan externas al cuerpo, pero esto no es posible en ratones debido a su movilidad. Además, a menudo hay obstrucción mecánica del catéter relacionada con la obstrucción de los orificios laterales y la flexión del tubo20. El depósito en un sistema cerrado es móvil y puede voltearse, y este evento puede doblar la unión depósito-tubo.

Se han aplicado varios enfoques para superar las limitaciones anteriores de los sistemas cerrados de DP, incluida la omentectomía y la infusión de heparina para prevenir la obstrucción del catéter de DP. Aunque estas soluciones podrían ser útiles en los estudios a corto plazo, persisten los desafíos para rescatar el catéter para experimentos más largos en modelos murinos. Además, el epiplón en ratones es pequeño, a diferencia de los humanos, lo que explica la falta de éxito con la omentectomía para rescatar el rendimiento del catéter peritoneal en ratones24,25.

En este estudio, se aplicaron dos pasos críticos al sistema de catéter DP cerrado para mejorar las limitaciones de las técnicas actuales. Estos incluyeron (a) perforar un orificio lateral en el catéter y (b) un tubo retrógrado que pasa a través de un túnel prefabricado. (Figura 3B) Perforar un orificio lateral en el puerto de instilación ayudó a fijar el catéter de forma segura al lecho muscular y proporcionó movilidad durante las inyecciones. Al abordar las limitaciones anteriores, esta modificación redujo el tirón del tubo y el esfuerzo de la piel de los ratones.

Tradicionalmente, la punta del catéter DP entra primero en la cavidad peritoneal en el momento de la implantación (implantación anterógrada). Introdujimos un enfoque de implantación retrógrada donde el puerto de instilación se fijó primero en la piel y luego se colocó el catéter en la cavidad peritoneal. Dado que la implantación del catéter siguió a la colocación del reservorio, se considera implantación retrógrada del catéter. Este método de implantación dio como resultado un curso recto del tubo y el enrollamiento del tubo abrogado.

Una limitación potencial de la técnica puede ser el esfuerzo de la piel de los ratones de la sutura. La importancia de la técnica modificada se subraya por el hecho de que estas modificaciones propuestas impiden la migración del catéter y el tirón del tubo. Permite la instilación precisa del líquido PD mientras el ratón está despierto. La reducción de los problemas anteriores permite experimentos a largo plazo y evita fallos, lo que impide el uso de un gran número de ratones. Además de la aplicación en la investigación de la EP, estas modificaciones se pueden aprovechar en otros contextos, como modelos de cáncer de ovario, carcinomatosis peritoneal o peritonitis crónica para administrar agentes experimentales con precisión.

La inyección de LPS fue seleccionada para la validación de este método de implantación modificado. Los hallazgos fueron consistentes con los observados en respuesta a icodextrina y líquido de diálisis peritoneal a base de glucosa26. Además, el uso de LPS es clínicamente relevante ya que la peritonitis de la EP en humanos puede deberse a bacterias gramnegativas y se observa con frecuencia en el contexto de diverticulitis o perforación de vísceras. Las bacterias gramnegativas secretan LPS contribuyendo a la peritonitis y es un modelo experimental aceptado de peritonitis26,27. Las características patológicas del fracaso de la EP en humanos incluyen fibrosis peritoneal y un aumento de la microvasculatura subperitoneal, lo que resulta en la pérdida del gradiente de soluto peritoneal en pacientes con EP27,28,29. Estas características fueron recapituladas en el modelo de peritonitis inducida por LPS. Los estudios futuros examinarán más a fondo esta técnica en modelos en los que el líquido de diálisis peritoneal se aplicará durante al menos 1 mes en ratones para inducir la fibrosis peritoneal. Este estudio a largo plazo también permitirá el seguimiento de las complicaciones, incluido el enrollamiento de los catéteres de DP.

En conclusión, el implante convencional de catéter peritoneal de sistema cerrado en un modelo murino fue modificado en el presente estudio. Las modificaciones actuales podrían allanar el camino para la generación de modelos murinos robustos y confiables para investigar las consecuencias a largo plazo de la falla de la membrana peritoneal en pacientes humanos con IRT.

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Disclosures

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Acknowledgments

Este trabajo fue apoyado por NIH 1R01HL132325 y R21 DK119740-01 (VCC) y AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC y SL).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10% heparin  Canada Inc., Boucherville, QC, Canada) Pharmaceutical product
     Buprenorphine 0.3 mg/mL      PAR Pharmaceutical            NDC 42023-179-05
C57BL/6J mice The Jackson Lab IMSR_JAX:000664
CD31 Abcam Ab9498
            Clamp      Fine Science Tools                13002-10
            Forceps      Fine Science Tools                11002-12
Dumont #5SF Forceps Fine Science Tools 11252-00
Dumont Vessel Cannulation Forceps Fine Science Tools 11282-11
Fine Scissors - Large Loops Fine Science Tools 14040-10
Fisherbrand Animal Ear-Punch Fisher Scientific 13-812-201
Hill Hemostat Fine Science Tools 13111-12
Huber point needle  Access  technologies  PG25-500 Needle for injections
            Isoflurane, USP             Covetrus             NDC 11695-6777-2
       Lipopolysaccharide from E.coli             SIGMA               L4391
Microscope Nikon Eclipse Inverted Microscope TE2000
Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes     Access  technologies         MMP-4S-061108A
 Posi-Grip Huber point needles 25 G x 1/2´´    Access  technologies                PG25-500
            Scissors      Fine Science Tools                14079-10
Vicryl Suture AD-Surgical #L-G330R24

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Saran, R., et al. US Renal Data System 2019 Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 Suppl 1 6-7 (2020).
  2. ESRD, U.S.R.D.S.M. 2017 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States, Bethesda, MD, National Institutes of Health, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases. USRD. , (2017).
  3. Center of Disease Control, U.S.D.o.H.a.H.S. Chronic Kidney Disease in the United States, 2019. CDC Publications and Resources. , (2019).
  4. Cho, Y., et al. Peritoneal dialysis use and practice patterns: An international survey study. American Journal of Kidney Diseases. 77 (3), 315-325 (2021).
  5. Xieyi, G., Xiaohong, T., Xiaofang, W., Zi, L. Urgent-start peritoneal dialysis in chronic kidney disease patients: A systematic review and meta-analysis compared with planned peritoneal dialysis and with urgent-start hemodialysis. Peritoneal Dialysis International. 41 (2), 179-193 (2021).
  6. Gokal, R., Figueras, M., Olle, A., Rovira, J., Badia, X. Outcomes in peritoneal dialysis and haemodialysis--a comparative assessment of survival and quality of life. Nephrology Dialysis Transplantation. 14, Suppl 6 24-30 (1999).
  7. Gardezi, A. I., Sequeira, A., Narayan, R. Going home: Access for home modalities. Advances in Chronic Kidney Disease. 27 (3), 253-262 (2020).
  8. van de Luijtgaarden, M. W., et al. Trends in dialysis modality choice and related patient survival in the ERA-EDTA Registry over a 20-year period. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (1), 120-128 (2016).
  9. Schaefer, F., Warady, B. A. Peritoneal dialysis in children with end-stage renal disease. Nature Reviews. Nephrology. 7 (11), 659-668 (2011).
  10. Gonzalez-Mateo, G. T., Pascual-Anton, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., Lopez-Cabrera, M. Surgical techniques for catheter placement and 5/6 nephrectomy in murine Models of Peritoneal Dialysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e56746 (2018).
  11. Chow, K. M., et al. Straight versus coiled peritoneal dialysis catheters: A randomized controlled trial. American Journal of Kidney Diseases. 75 (1), 39-44 (2020).
  12. LaPlant, M. B., et al. Peritoneal dialysis catheter placement, outcomes and complications. Pediatric Surgery International. 34 (11), 1239-1244 (2018).
  13. Al-Hwiesh, A. K. A modified peritoneal dialysis catheter with a new technique: Farewell to catheter migration. Saudi Journal of Kidney Diseases and Transplantation. 27 (2), 281-289 (2016).
  14. Crabtree, J. H., Chow, K. M. Peritoneal dialysis catheter insertion. Seminars Nephrology. 37 (1), 17-29 (2017).
  15. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).
  16. Kowalewska, P. M., Margetts, P. J., Fox-Robichaud, A. E. Peritoneal dialysis catheter increases leukocyte recruitment in the mouse parietal peritoneum microcirculation and causes Fibrosis. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 36 (1), 7-15 (2016).
  17. Kowalewska, P. M., Patrick, A. L., Fox-Robichaud, A. E. Syndecan-1 in the mouse parietal peritoneum microcirculation in inflammation. PLoS One. 9 (9), 104537 (2014).
  18. Yanez-Mo, M., et al. Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells. The New England Journal of Medicine. 348 (5), 403-413 (2003).
  19. Arinze, N. V., et al. Tryptophan metabolites suppress Wnt pathway and promote adverse limb events in CKD patients. The Journal of Clinical Investigation. 132 (1), (2021).
  20. Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
  21. Krediet, R. T. The peritoneal membrane in chronic peritoneal dialysis. Kidney International. 55 (1), 341-356 (1999).
  22. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 29 (2), 227-230 (2009).
  23. Sukul, N., et al. Patient-reported advantages and disadvantages of peritoneal dialysis: results from the PDOPPS. BMC Nephrology. 20 (1), 116 (2019).
  24. Lu, Y., et al. A method for islet transplantation to the omentum in mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e57160 (2019).
  25. Gotloib, L., Wajsbrot, V., Shostak, A. A short review of experimental peritoneal sclerosis: from mice to men. The International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 97-104 (2005).
  26. Tateda, K., Matsumoto, T., Miyazaki, S., Yamaguchi, K. Lipopolysaccharide-induced lethality and cytokine production in aged mice. Infection and Immunity. 64 (3), 769-774 (1996).
  27. Vila Cuenca, M., et al. Differences in peritoneal response after exposure to low-GDP bicarbonate/lactate-buffered dialysis solution compared to conventional dialysis solution in a uremic mouse model. International Urology and Nephrology. 50 (6), 1151-1161 (2018).
  28. Penar, J., et al. Selected indices of peritoneal fibrosis in patients undergoing peritoneal dialysis. Postepy Higieny Medycyny Doswiadczalnej (Online). 63, 200-204 (2009).
  29. Yung, S., Chan, T. M. Pathophysiological changes to the peritoneal membrane during PD-related peritonitis: the role of mesothelial cells. Mediators of Inflammation. 2012, 484167 (2012).

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Medicina Número 185 Catéter peritoneal bolsa murina diálisis peritoneal lipopolisacárido peritoneo

Erratum

Formal Correction: Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice
Posted by JoVE Editors on 03/22/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. The Authors section was updated from:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

to:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

Un enfoque de implantación retrógrada para la colocación de catéter de diálisis peritoneal en ratones
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Lotfollahzadeh, S., Zhang, M.,… More

Lotfollahzadeh, S., Zhang, M., Napoleon, M. A., Yin, W., Orrick, J., Elzind, N., Morrissey, A., Sellinger, I. E., Stern, L. D., Belghasem, M., Francis, J. M., Chitalia, V. C. A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. J. Vis. Exp. (185), e63689, doi:10.3791/63689 (2022).

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