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Medicine

Uma abordagem de implante retrógrado para a colocação de cateter de diálise peritoneal em camundongos

Published: July 20, 2022 doi: 10.3791/63689
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 1, 1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine, 2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine, 3Veterans Affairs Boston Healthcare System, 4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

ERRATUM NOTICE

Summary

Este artigo descreve modificações de um procedimento para implantação de cateter de diálise peritoneal em modelo murino para evitar grandes problemas técnicos observados com as técnicas convencionais.

Abstract

Modelos murinos são empregados para investigar vários aspectos da diálise peritoneal (DP), como inflamação peritoneal e fibrose. Esses eventos impulsionam a falha da membrana peritoneal em humanos, que continua sendo uma área de intensa investigação devido às suas profundas implicações clínicas no manejo de pacientes com doença renal em estágio terminal (DRCT). Apesar da importância clínica da DP e suas complicações relacionadas, os modelos murinos experimentais atuais sofrem de desafios técnicos importantes que comprometem o desempenho dos modelos. Estes incluem migração e torção do cateter de DP e geralmente justificam a remoção mais precoce do cateter. Essas limitações também impulsionam a necessidade de um maior número de animais para completar um estudo. Abordando essas desvantagens, este estudo introduz melhorias técnicas e nuances cirúrgicas para prevenir complicações comumente observadas do cateter de DP em um modelo murino. Além disso, este modelo modificado é validado pela indução de inflamação peritoneal e fibrose usando injeções de lipopolissacarídeos. Em essência, este artigo descreve um método melhorado para criar um modelo experimental de DP.

Introduction

Carga de doença renal em estágio terminal
A doença renal crônica (DRC) é um problema de saúde mundial1. Estimativas atuais sugerem que mais de 850 milhões de pessoas em todo o mundo têm doença renal. A prevalência de doença renal quase dobra o número de pessoas com diabetes (422 milhões) e é mais de 20 vezes a prevalência de pacientes com câncer (42 milhões) ou HIV/AIDS (36,7 milhões) em todo o mundo2. Aproximadamente um em cada sete americanos tem DRC, e dois em cada 1.000 americanos têm ESKD que requer um transplante renal ou suporte de diálise3. Considerando a crescente carga da ESKD em todo o mundo, otimizar a tecnologia de diálise é crucial3.

Diálise peritoneal
A DP é uma modalidade significativamente subutilizada para o tratamento da DRCT nos Estados Unidos. De acordo com o United States Renal Data System (USRDS), o percentual de pacientes com DP prevalentes foi de apenas 11% em 2020 4,5. A DP confere várias vantagens em relação à hemodiálise (HD) no centro, incluindo uma melhor qualidade de vida, menos visitas clínicas e uma diminuição nos gastos com o Medicare 6,7. Além disso, a DP é uma terapia caseira e está associada a um risco muito menor de infecções graves, como bacteremia e endocardite, que geralmente estão relacionadas a cateteres de hemodiálise. Além disso, a DP pode ser iniciada rapidamente com um protocolo de início urgente, diminuindo a necessidade de início da diálise com cateteres vasculares de demora8. A DP é considerada o método preferencial de diálise na população pediátrica com DRCT9.

Comprometimento peritoneal induzido pela diálise peritoneal
A DP implica a introdução de fluido de DP (dialisato) no peritônio, o que resulta em inflamação e remodelamento da membrana peritoneal ao longo do tempo. A inflamação peritoneal desencadeia fibrose, culminando na perda potencial das capacidades de ultrafiltração da membrana ao longo do tempo. A preservação da membrana peritoneal é um desafio significativo na DP, e mais pesquisas são criticamente importantes para garantir que as melhores práticas clínicas estejam disponíveis para os profissionais. Existem modelos murinos bem estabelecidos para ajudar a aprofundar a compreensão dos mecanismos fisiopatológicos de infecção e inflamação peritoneal, soluto, cinética de transporte de água e falha de membrana; ainda, problemas técnicos com o cateter muitas vezes limitam esses modelos10.

Analisando as alterações da membrana peritoneal
Em pacientes com DRCT, o dialisato é tradicionalmente introduzido na cavidade peritoneal através de um cateter de Tenkhoff com manguito profundo e superficial. Os pacientes podem potencialmente apresentar complicações relacionadas ao cateter, incluindo migração do cateter, dor na infusão e má drenagem do dialisato11,12,13. Dois tipos principais de cateteres peritoneais têm sido introduzidos para humanos, enrolados ou retos, para minimizar essas complicações12. Várias modificações, incluindo um manguito extra aos cateteres convencionais de dois manguitos, foram adicionadas aos cateteres originais para prolongar a sobrevida do cateter de DP11. A técnica de inserção varia de acordo com diversos fatores, impedindo que a migração do cateter seja adicionada após a sobrevida, incluindo a disponibilidade dos recursos e o nível de especialização14.

Em contraste, os modelos murinos de diálise peritoneal têm diferenças fundamentais nas técnicas e na finalidade em comparação com os cateteres peritoneais humanos. Por exemplo, cateteres peritoneais em modelos murinos são usados principalmente para estudar alterações de membrana e são menos destinados a funções de drenagem bidirecional. A técnica atual sofre de potencial deslocamento da porta e migração do cateter devido ao manuseio dos animais. Nos modelos murinos convencionais, as portas de acesso não foram fixadas à pele. Esse aspecto criou uma porta de acesso instável, que em animais acordados pode ser desalojada, resultando em migração do cateter. Dada a importância dos modelos murinos na pesquisa da membrana peritoneal, é imperativo criar técnicas cirúrgicas eficazes para gerar modelos confiáveis. Portanto, propusemo-nos a otimizar o modelo convencional de colocação de cateteres de DP. É importante ressaltar que o próprio cateter causa alterações histopatológicas na membrana peritoneal e, portanto, quaisquer conclusões sobre o efeito das soluções de DP em estudos com animais devem ser interpretadas no contexto do cateter de DP como um corpo estranho15,16,17.

Histopatologia da membrana peritoneal
A insuficiência da DP está relacionada principalmente à fibrose e ao excesso de angiogênese, resultando na perda de um gradiente de concentração osmolar. Além disso, a capacidade de filtração por membrana peritoneal pode ser afetada pela peritonite. Além disso, a peritonite infecciosa é uma causa bem estabelecida para a mudança na modalidade de diálise da diálise peritoneal para a hemodiálise. 18.

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Protocol

Para este estudo, foram utilizadas oito fêmeas de camundongos C57BL/6J, com 8-12 semanas de idade e peso médio de 20 g. Os ratos foram alojados em condições padrão e foram alimentados com ração e água ad libitum. Este estudo foi realizado com a aprovação do Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), Boston University Medical Center (AN-1549). Os procedimentos aqui descritos foram realizados em condições estéreis.

1. Anestesiar o rato numa câmara de isoflurano e injetar o analgésico por via subcutânea

  1. Segure o animal da base da cauda. Mantenha o animal na superfície dorsal da mão não dominante.
  2. Transfira o animal para a câmara de indução anestésica contínua preenchida com isoflurano a 3%-4%. Confirmar anestesia geral adequada pela ausência de reflexo de pinça do dedo do pé nos membros posteriores direito e esquerdo. Mantenha a manutenção da anestesia geral com isoflurano 1%-3%.
  3. Aplique pomada oftálmica em ambos os olhos.
  4. Administrar uma injeção subcutânea de Buprenorfina.
    1. Dissolver o estoque de buprenorfina a uma concentração de 0,3 mg/mL em cloreto de sódio (NaCl) a 0,9% para atingir a concentração final de 0,03 mg/mL.
    2. Injetar uma dose de 0,05-0,1 mg/kg de 0,03 mg/ml de Buprenorfina, juntamente com 500 μL de NaCl estéril 0,9%, 20 min antes da cirurgia num rato a 20 g (2 μg ou 66 μL de 0,03 mg/ml de Buprenorfina por rato).

2. Preparação da pele

  1. Coloque o rato totalmente anestesiado numa posição lateral esquerda, expondo o seu flanco direito à manta de aquecimento. Raspe o lado direito do abdômen, logo perto da linha média da área paraespinhal e até a cauda do animal.
  2. Desinfete a área raspada três vezes usando um cotonete com a aplicação alternativa da solução antisséptica ou esfoliante e álcool a 70% ou solução salina estéril em um movimento circular, começando no local da incisão cirúrgica e movendo-se para fora. Descarte o cotonete após cada uso. Tenha cuidado para não molhar excessivamente áreas não cirúrgicas do animal com álcool ou antisséptico, pois isso pode piorar a hipotermia.
    NOTA: É importante diluir adequadamente as soluções antissépticas e não deixar esfoliantes cirúrgicos na pele durante a cirurgia, pois podem ser irritantes e precisam ser enxaguados. Verifique frequentemente a temperatura da manta de aquecimento durante o procedimento para garantir que a temperatura não caia.

3. Meça o comprimento do cateter e marque o ponto de inserção dentro do abdômen e do trato do tubo sobre a pele preparada

  1. Atribua o bolso da porta de acesso 1 cm acima da cauda do animal. Segure o segmento de instalação com o indicador não dominante e o polegar sobre a área atribuída perto da cauda.
  2. Coloque o cateter acima da pele e estime o local para a inserção do tubo do cateter dentro da cavidade abdominal. Marque o local designado para a inserção do tubo, respeitando a flexão mínima do tubo próximo à linha média anterior.
    NOTA: Todos os procedimentos devem ser realizados com luvas estéreis, e o cateter deve ser mantido estéril durante a medição. As ferramentas cirúrgicas devem ser autoclavadas a 121 °C antes da utilização. Consulte a Figura Suplementar S1 para os instrumentos necessários para o procedimento.

4. Personalize a seção do reservatório do cateter peritoneal

  1. Faça um furo lateral sobre a estrutura da seção do reservatório com o pichador auricular do mouse (Figura 1 e Figura 2). Deve-se notar que o soco auricular é uma ferramenta cirúrgica e precisa ser estéril.

5. Coloque a porta de instilação

  1. Faça uma incisão horizontal de pele de 1 cm de largura 1 cm acima da cauda. Disseque sem rodeios o plano subcutâneo da camada muscular subjacente para fazer uma bolsa para a colocação do cateter para garantir que a porta de instilação resida livremente na bolsa da porta ideal.
  2. Mantenha a ponta da tesoura da íris em direção à linha média para fazer um túnel oblíquo para a colocação do tubo (Figura 3A).
  3. Passe a sutura 3.0 do orifício lateral personalizado. Fixe a porta de acesso ao leito muscular apertando a sutura passada, mantendo o curso da tubulação cefálico.

6. Faça a incisão no local de inserção da ponta do cateter

  1. Faça uma incisão de 1 cm sobre a área anteriormente marcada perto da linha média. Confirme o trato bem desenvolvido passando uma tesoura pelo trato.
  2. Escolha a ponta do cateter suavemente com fórceps para colocar o cateter em um curso retrógrado.
    NOTA: Evite beliscar os orifícios laterais do tubo.
  3. Passar o tubo do cateter pelo trato preparado (Figura 3B). Faça uma incisão de 1 cm sobre a camada muscular próxima à linha média direita.

7. Confirme o funcionamento do cateter

  1. Antes de fechar todas as incisões, certifique-se de que o cateter colocado esteja funcional. Verifique a função com uma seringa de 1 ml ligada à agulha Huber específica para a porta.
  2. Injete 200 μL de solução salina normal na porta de instilação. Procure um fluxo suave com tolerância zero à resistência.
  3. Lave a porta e o cateter com heparina a 10% para manter a permeabilidade.

8. Feche as incisões na pele

  1. Feche as incisões cutâneas ao redor do reservatório do porto (Figura 3C) com suturas absorvíveis 3-0.

9. Fixe a ponta do cateter dentro da cavidade abdominal

  1. Coloque uma sutura solta com 4-0 sutura redonda absorvível ao redor do músculo da parede abdominal incisada. Passe a feltro proximal do cateter dentro da incisão.
  2. Aperte a sutura preparada com a bolsa ao redor do tubo, mantendo o segundo sentido fora do fio da bolsa, sobre a camada muscular (Figura 3D), e feche a pele com suturas absorvíveis 3-0 (Figura 2).

10. Monitorar os animais no pós-operatório e diariamente, administrar analgesia e fluidos pós-operatórios e manter registros pós-operatórios diários por um período mínimo de 7 dias e até a recuperação completa

  1. Mantenha o cateter funcional com uma injeção diária de 200 μL de solução salina normal através do cateter.

11. Injeções de fluidos

  1. Confirme o processo pós-procedimento sem intercorrências, inspecionando cuidadosamente a incisão da pele.
  2. Preparar LPS 2 mg/kg de peso corporal para injeções intraperitoneais (i.p.) diluindo 40 μg do LPS com solução salina estéril tamponada com fosfato (PBS) até a concentração de trabalho de 0,2 μg/μL (em essência, 10 μL para 2 μg/g de peso corporal e 200 μL de LPS para camundongos 20 g).
  3. Inicie as injeções na segunda semana após o implante do cateter.
    1. Segure o animal suavemente com a mão não dominante e restrinja a porta de instilação enquanto move os dedos indicador e polegar na direção cefálica.
    2. Desinfete a pele que recobre o reservatório com álcool isopropílico a 70%. Utilize a seringa ligada à agulha Huber para injetar o LPS.
      1. Depois de entrar na porta com a agulha Huber, injete 100 μL de solução salina normal na porta para confirmar o curso da patente.
      2. Injete os 200 μL preparados de LPS, seguidos pelos 100 μL de solução salina normal para irrigação do tubo, e certifique-se de que não há resistência.

12. Anestesiar os camundongos antes de colher o peritônio e coletar o líquido peritoneal

  1. Após 7 dias de injeções de LPS e 2 semanas de implantação do cateter, planeje a biópsia peritoneal.
  2. Planeje a anestesia geral.
    1. Anestesiar o rato numa câmara de isoflurano e injetar o analgésico por via subcutânea.
    2. Segure o animal a partir da base da cauda e mantenha o animal na superfície dorsal da mão.
    3. Transfira o animal para a câmara de indução anestésica contínua preenchida com isoflurano a 3%-4%. Confirmar anestesia geral adequada pela ausência de reflexo de pinça do dedo do pé nos membros posteriores direito e esquerdo. Mantenha a manutenção da anestesia geral com isoflurano 1%-3%.

13. Biópsia peritoneal

  1. Coloque o animal sobre o cobertor aquecido na posição supina. Faça uma incisão na pele da linha média do sub-xifóide para a bexiga.
  2. Perfundir o plano subfascial com PBS frio (Figura 3E).
  3. Certifique-se de que o plano está completamente dissecado sem perturbar a integridade do peritônio. Iniciar dissecar o peritônio a partir da reflexão peritoneal lateral no quadrante inferior esquerdo, a partir do hilo para o flanco esquerdo, e bexiga no aspecto inferior para manter as amostras consistentes entre os animais (Figura 3F).
  4. Após a colheita peritoneal, eutanasiar o animal por luxação cervical.

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Representative Results

Todos os cateteres implantados estavam funcionais até o final do estudo, e o deslocamento ou torção do cateter não complicou nenhum dos cateteres implantados. A técnica atual, modificada, foi validada com um modelo induzido por peritonite usando LPS. Os camundongos controle receberam 200 μL de injeções diárias normais de solução salina, enquanto os camundongos experimentais foram injetados com 200 μL de LPS, conforme discutido na etapa 11 do protocolo, por um total de 7 dias após o implante do cateter.

A membrana peritoneal foi avaliada quanto às características histopatológicas por coloração de hematoxilina e eosina (H&E) e tricrômico de Masson. A análise dos cortes corados por H&E mostrou um aumento substancial da matriz extracelular (MEC) no espaço subperitoneal (Figura 4A, marcada com um asterisco), que foi medida por meio do ImageJ. A média + DP de ECM no espaço subperitoneal dos camundongos controle foi de 87,10 + 24,66 μm e dobrou nos camundongos expostos ao LPS (148,9 + 60,85 μm, P = 0,008) (Figura 4B).

A coloração tricrômica detecta fibrose (coloração azul na Figura 5 e Figura 6), que foi estimada como densidade de intensidade normalizada para a área superficial (μm). A densidade de intensidade integra o número de pixels e sua intensidade em uma região de interesse e é um método validado para características histológicas quantitativas de interesse19,20.

Em seguida, postulamos que a inflamação induzida pelo LPS pode resultar em vascularidade alterada e alargamento do espaço subperitoneal. O CD31 foi utilizado como marcador para células endoteliais (Figura 7) e quantificado como densidade integrada em imagens de campo de alta potência (HPF) selecionadas aleatoriamente em cada camundongo em ambos os grupos (Figura 8B,C). Os camundongos induzidos por LPS apresentaram um aumento de três vezes na fibrose subperitoneal (Figura 8A, P = 0,015). Todas essas alterações na membrana peritoneal são consistentes com as observadas em pacientes expostos a dialisados de longa duração21. Os resultados mostraram um aumento de ~8-9 vezes na vascularidade (P = 0,0168) (Figura 7 e Figura 8B) e um aumento de ~2 vezes no espaço subperitoneal marcado como SP (P = 0,008) (Figura 7 e Figura 8C). Esses resultados são consistentes com a neovascularização observada em pacientes em DP após exposição prolongada à membrana peritoneal ao dialisato 18,22,23.

Figure 1
Figura 1: Cateter de DP e orifício lateral personalizado. Abreviação: DP = diálise peritoneal. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Métodos convencionais versus modificados. O método anterógrado convencional de colocação do cateter de DP (à direita) começa com a fixação do anel interno no peritônio parietal, enquanto neste método retrógrado modificado (à esquerda), o procedimento começa com a sutura da porta de acesso personalizada sobre o leito muscular no dorso dos camundongos. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: Inserção do cateter peritoneal. (A) Passar a sutura 3.0 do orifício lateral personalizado e suturar o leito muscular para o orifício lateral, mantendo o curso da tubulação cefálico. (B) Faça o túnel do tubo de DP com dissecção meticulosa da camada muscular da pele sobrejacente e passe o tubo de forma retrógrada. (C) Feche as incisões na pele ao redor do reservatório do porto. (D) Aperte a sutura preparada da corda da bolsa ao redor do tubo, mantendo o segundo sentido fora do cordão da bolsa, sobre a camada muscular. (E) Irrigar a cavidade peritoneal com 2 mL de PBS frio, mantendo o bisel da agulha. (F) Comece a dissecar o peritônio a partir da reflexão peritoneal lateral no quadrante inferior esquerdo (seta azul). Abreviaturas: DP = diálise peritoneal; PBS = solução salina tamponada com fosfato. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Coloração H&E. Imagens representativas (100x) de membranas peritoneais de dois camundongos C57BL6 individuais expostos ao LPS no grupo experimental, conforme indicado (N = 4/grupo). A ponta de seta preta aponta para o peritônio, e um asterisco representa o espaço subperitoneal. Barras de escala = 100 μm. Abreviaturas: H&E = hematoxilina e eosina; M = músculo; LPS = lipopolissacarídeo. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: Coloração H&E e Masson Trichrome. Imagens representativas (100x) de membranas peritoneais de dois camundongos C57BL6, um no grupo controle (A) e outro exposto ao LPS no grupo experimental (B). Barras de escala = 100 μm. Abreviaturas: SP = espaço subperitoneal; P = espaço peritoneal; M = Músculo; H&E = hematoxilina e eosina; LPS = lipopolissacarídeo. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6: Coloração tricrômica de Masson. Imagens representativas (100x) de membranas peritoneais de dois camundongos C57BL6, um exposto ao LPS e o outro um controle injetado com solução salina. A ponta de seta preta aponta para o peritônio, e o asterisco laranja representa o espaço subperitoneal, N = 4/grupo. Barras de escala = 100 μm. Abreviaturas: M = Músculo; LPS = lipopolissacarídeo. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 7
Figura 7: Vascularidade alterada no espaço subperitoneal no contexto da inflamação. Cortes embebidos em parafina foram corados com CD31 e DAPI. Imagens aleatórias obtidas com ampliação de 400x são mostradas. Barras de escala = 100 μm. Abreviaturas: SP= espaço subperitoneal; P = espaço peritoneal; asterisco branco = vaso subperitoneal; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenilindol. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 8
Figura 8: A exposição ao LPS aumentou a neovascularização, a fibrose no peritônio e a expansão do espaço subperitoneal . (A) Densidade integrada da fibrose. (B) Densidade integrada de CD31. (C) O espaço subperitoneal foi medido. O teste t de Student foi realizado para todas as medidas. Os asteriscos pretos retratam o nível de significância. Barras de erro = SEM. Abreviação: LPS = lipopolissacarídeo. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura Suplementar S1: Instrumentos cirúrgicos necessários para a realização do procedimento. 1. Pichador de orelha, 2. Porta de mouse minuto, 3. Agulha de ponto de Huber, 4. Sutura retardada-absorvível, 5. Braçadeira de ângulo reto, 6. Pinça de ponta reta, 7. Pinça de ponta curva, 8. Tesoura de Íris. Clique aqui para baixar este arquivo.

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Discussion

Três modelos murinos de DP são descritos. Isso inclui uma punção cega da superfície peritoneal, um sistema aberto-permanente e um sistema fechado10. A punção cega da superfície peritoneal envolve acesso peritoneal direto semelhante às injeções intraperitoneais, mas não permite a drenagem do dialisato. Sendo um procedimento cego, este método pode ferir os órgãos viscerais abdominais. O modelo de sistema aberto-permanente mantém o cateter de diálise e a porta de instilação fora do corpo. No entanto, essa técnica em camundongos está associada a complicações, como bolsas desconectadas devido ao movimento de animais, infecção e incapacidade de realizar experimentos de longo prazo. Os cateteres peritoneais de sistema fechado foram introduzidos em 2009. Neste sistema, tanto a porta de acesso quanto o tubo são implantados nos corpos dos animais. A instilação direta de líquido percutâneo torna-se viável. Nos seres humanos, os sacos de dialisato peritoneal são colocados fora do corpo, mas isso não é possível em ratos devido à sua mobilidade. Além disso, muitas vezes há obstrução mecânica do cateter relacionada ao entupimento dos orifícios laterais e à flexão do tubo20. O reservatório em um sistema fechado é móvel e pode virar, e este evento pode dobrar a junção reservatório-tubo.

Várias abordagens têm sido aplicadas para superar as limitações acima dos sistemas fechados de DP, incluindo omentectomia e infusão de heparina para evitar o entupimento do cateter de DP. Embora essas soluções possam ser úteis em estudos de curto prazo, os desafios para resgatar o cateter para experimentos mais longos em modelos murinos persistem. Além disso, o omento em camundongos é pequeno, ao contrário do que ocorre em humanos, explicando a falta de sucesso com a omentectomia para resgatar o desempenho do cateter peritoneal em camundongos24,25.

Neste estudo, duas etapas críticas foram aplicadas ao sistema de cateter de DP fechado para melhorar as limitações das técnicas atuais. Estes incluíram (a) perfurar um orifício lateral no cateter e (b) um tubo retrógrado passando por um túnel pré-fabricado. (Figura 3B) Perfurar um orifício lateral na porta de instilação ajudou a fixar o cateter com segurança ao leito muscular e proporcionou mobilidade durante as injeções. Ao abordar as limitações acima, essa modificação reduziu o puxão do tubo e o esforço da pele dos camundongos.

Tradicionalmente, a ponta do cateter de DP entra na cavidade peritoneal primeiro no momento do implante (implante anterógrado). Introduzimos uma abordagem de implante retrógrado, onde a porta de instilação foi fixada na pele primeiro e, em seguida, o cateter foi colocado na cavidade peritoneal. Como o implante do cateter seguiu a colocação do reservatório, é considerado implante de cateter retrógrado. Este método de implantação resultou em um curso reto do tubo e enrolamento do tubo revogado.

Uma limitação potencial da técnica pode ser o esforço da pele dos ratos a partir da sutura. A importância da técnica modificada é ressaltada pelo fato de que essas modificações propostas impedem a migração do cateter e o puxão do tubo. Permite a instilação precisa do fluido PD enquanto o rato está acordado. A redução dos problemas acima permite experimentos de longo prazo e evita falhas, impedindo assim o uso de um grande número de camundongos. Além da aplicação na pesquisa de DP, essas modificações podem ser aproveitadas em outros contextos, como modelos de câncer de ovário, carcinomatose peritoneal ou peritonite crônica para fornecer agentes experimentais com precisão.

A injeção de LPS foi selecionada para validação deste método de implantação modificado. Os achados foram consistentes com os observados em resposta à icodextrina e ao líquido de diálise peritoneal à base de glicose26. Além disso, o uso de LPS é clinicamente relevante, pois a peritonite da DP em humanos pode ser de bactérias gram-negativas e é frequentemente observada no contexto de diverticulite ou perfuração de vísceras. Bactérias Gram-negativas secretam LPS contribuindo para a peritonite e é um modelo experimental aceito de peritonite26,27. As características patológicas da falência da DP em humanos incluem fibrose peritoneal e aumento da microvasculatura subperitoneal, o que resulta na perda do gradiente de solutos peritoneais em pacientes com DP27,28,29. Essas características foram recapituladas no modelo de peritonite induzida por LPS. Estudos futuros examinarão ainda mais essa técnica em modelos em que o fluido de diálise peritoneal será aplicado por pelo menos 1 mês em camundongos para induzir fibrose peritoneal. Este estudo de longo prazo também permitirá o acompanhamento de complicações, incluindo o enrolamento dos cateteres de DP.

Em conclusão, o implante convencional de cateter peritoneal de sistema fechado em modelo murino foi modificado no presente estudo. As modificações atuais podem abrir caminho para a geração de modelos murinos robustos e confiáveis para investigar as consequências a longo prazo da falha da membrana peritoneal em pacientes humanos com DRCT.

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Disclosures

Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.

Acknowledgments

Este trabalho foi apoiado pelo NIH 1R01HL132325 e R21 DK119740-01 (VCC) e AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC e SL).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10% heparin  Canada Inc., Boucherville, QC, Canada) Pharmaceutical product
     Buprenorphine 0.3 mg/mL      PAR Pharmaceutical            NDC 42023-179-05
C57BL/6J mice The Jackson Lab IMSR_JAX:000664
CD31 Abcam Ab9498
            Clamp      Fine Science Tools                13002-10
            Forceps      Fine Science Tools                11002-12
Dumont #5SF Forceps Fine Science Tools 11252-00
Dumont Vessel Cannulation Forceps Fine Science Tools 11282-11
Fine Scissors - Large Loops Fine Science Tools 14040-10
Fisherbrand Animal Ear-Punch Fisher Scientific 13-812-201
Hill Hemostat Fine Science Tools 13111-12
Huber point needle  Access  technologies  PG25-500 Needle for injections
            Isoflurane, USP             Covetrus             NDC 11695-6777-2
       Lipopolysaccharide from E.coli             SIGMA               L4391
Microscope Nikon Eclipse Inverted Microscope TE2000
Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes     Access  technologies         MMP-4S-061108A
 Posi-Grip Huber point needles 25 G x 1/2´´    Access  technologies                PG25-500
            Scissors      Fine Science Tools                14079-10
Vicryl Suture AD-Surgical #L-G330R24

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Medicina Edição 185 Cateter peritoneal bolsa murina diálise peritoneal lipopolissacarídeo peritônio

Erratum

Formal Correction: Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice
Posted by JoVE Editors on 03/22/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. The Authors section was updated from:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

to:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

Uma abordagem de implante retrógrado para a colocação de cateter de diálise peritoneal em camundongos
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Lotfollahzadeh, S., Zhang, M.,… More

Lotfollahzadeh, S., Zhang, M., Napoleon, M. A., Yin, W., Orrick, J., Elzind, N., Morrissey, A., Sellinger, I. E., Stern, L. D., Belghasem, M., Francis, J. M., Chitalia, V. C. A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. J. Vis. Exp. (185), e63689, doi:10.3791/63689 (2022).

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