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Biology

Collecte et entretien à long terme des fourmis coupeuses de feuilles (Atta) dans des conditions de laboratoire

Published: August 30, 2022 doi: 10.3791/64154
Automatic Translation
1, 1, 2, 1
1Institute of Biosciences, Department of General and Applied Biology, Laboratory of Leaf-cutting Ants, São Paulo State University, 2Institute of Psychology, Laboratory Walter Hugo Cunha, São Paulo University

Summary

Ici, un protocole est décrit pour collecter et maintenir avec succès des colonies de fourmis Atta (Hymenoptera: Formicidae) en bonne santé dans des conditions de laboratoire. De plus, différents types et configurations de nids sont détaillés ainsi que des procédures expérimentales possibles.

Abstract

Les fourmis sont l’un des groupes d’animaux les plus riches en biodiversité de la planète et habitent différents environnements. Le maintien des colonies de fourmis dans des environnements contrôlés permet une compréhension enrichie de leur biologie qui peut contribuer à la recherche appliquée. Cette pratique est généralement utilisée dans les études de contrôle des populations d’espèces qui causent des pertes économiques, telles que les fourmis atta . Pour cultiver leur champignon mutualiste, ces fourmis coupeuses de feuilles collectent des feuilles et sont considérées comme des ravageurs agricoles largement répandus sur tout le continent américain. Ils sont très organisés socialement et habitent des nids souterrains élaborés composés d’une variété de chambres. Leur maintien dans un environnement contrôlé dépend d’une routine quotidienne de plusieurs procédures et de soins fréquents qui sont décrits ici. Cela commence par la collecte des reines pendant la saison de reproduction (c’est-à-dire le vol nuptial), qui sont ensuite transférées individuellement dans des récipients en plastique. En raison du taux de mortalité élevé des reines, une deuxième collecte peut être effectuée environ 6 mois après le vol nuptial, lorsque des nids naissants avec une liasse de champignons développée sont excavés, cueillis à la main et placés dans des récipients en plastique. En laboratoire, les feuilles sont fournies quotidiennement aux colonies établies, et les déchets produits par les fourmis sont enlevés chaque semaine avec le matériel végétal sec restant. Au fur et à mesure que le jardin de champignons continue de croître, les colonies sont transférées dans différents types de conteneurs en fonction du but expérimental. Les colonies de fourmis coupeuses de feuilles sont placées dans des conteneurs interconnectés, représentant le système organisationnel avec des chambres fonctionnelles construites par ces insectes dans la nature. Cette configuration est idéale pour surveiller des facteurs tels que la quantité de déchets, la santé des champignons et le comportement des travailleurs et de la reine. La collecte de données facilitée et des observations plus détaillées sont considérées comme le plus grand avantage de maintenir les colonies de fourmis dans des conditions contrôlées.

Introduction

Les fourmis composent un groupe diversifié d’individus qui exercent une influence sur la plupart des environnements terrestres1. Ils agissent comme des disperseurs efficaces 2,3,4, prédateurs5 et ingénieurs écosystémiques 6,7,8,9,10, soulignant leur importance et leur succès écologique sur les écosystèmes naturels. Toutes les espèces de fourmis sont classées comme insectes eusociaux; Cependant, leur organisation sociale varie considérablement entre les différents groupes d’espèces, c’est-à-dire les systèmes de division du travail, les groupes fonctionnels, la communication entre les individus, l’organisation du fourrage, la fondation des colonies et le processusde reproduction 11. En tant que groupe très diversifié, ils ont recours à plusieurs ressources alimentaires et à des comportements alimentaires spécialisés. En fait, l’agriculture n’était pas seulement un grand pas pour la civilisation humaine, mais aussi pour les espèces de fourmis. Il y a environ 55 à 65 Ma12, les fourmis attinées ont commencé à cultiver des champignons et à les incorporer dans un régime alimentaire presque exclusif. Ils sont devenus si spécialisés qu’ils ont développé des interactions strictes, dépendantes et obligatoires classées comme symbiose, où un individu ne survit pas sans l’autre.

Les fourmis productrices de champignons inférieurs collectent et traitent les matières organiques mortes, telles que les fragments de feuilles en décomposition, pour faire pousser leur champignon mutualiste; tandis que les fourmis productrices de champignons supérieurs récoltent du matériel végétal frais, composant l’un des systèmes naturels symbiotiques les plus réussis13. Cette technique agricole hautement spécialisée leur a permis de s’emparer d’un nouveau créneau. Les fourmis attinées supérieures comprennent les fourmis coupeuses de feuilles, un groupe monophylétique qui suscite entre 19 Ma (15-24 Ma) et 18 Ma (14-22 Ma)14,15,16 composé de quatre genres valides: Atta Fabricius, Acromyrmex Mayr, Amoimyrmex Cristiano et Pseudoatta Gallardo. Le système agricole coupeur de feuilles réalisé par les fourmis coupeuses de feuilles a évolué à partir de systèmes agricoles dérivés17. La plupart de ces espèces exploitent exclusivement l’espèce de champignon mutualiste Leucoagaricus gongylophorus Singer 18 (également appelé Leucocoprinus gongylophorus Heim19), marquant une transition évolutive significative 11. Les cultivars fongiques sont transmis verticalement, des nids originaux aux descendants, ce qui suggère qu’ils sont multipliés clonalement20.

Remarquablement, les sociétés Atta ont développé une structure organisationnelle complexe d’une importance énorme dans leur environnement et d’un grand intérêt pour les myrmécologues. Leur population peut être composée de millions d’individus, la plupart d’entre eux des ouvrières stériles qui présentent un polymorphisme accentué, c’est-à-dire une taille et une morphologie anatomique distinctes. La population se distingue par castes selon l’âge, l’état physiologique, le type morphologique, les comportements et les activités spécialisées dans la colonie21. Les travailleurs peuvent être discriminés en jardiniers et infirmières, généralistes à l’intérieur du nid, butineurs et excavateurs, défenseurs ou soldats21. Cette organisation permet l’exécution de tâches en coopération et un système auto-organisé qui peut produire des comportements collectifs très structurés, leur permettant de répondre efficacement aux perturbations environnementales22.

Le rôle de renouvellement de la population est joué par une seule reine (c’est-à-dire monogyne), aussi longtemps qu’elle vit, constituant la caste reproductrice permanente22. Les reines Atta sont connues pour vivre plus de 20 ans, pondant des œufs tout au long de leur vie23. Comme la reine est irremplaçable, son endurance est cruciale pour la survie de la colonie 13,20,23,24. Pourtant, des milliers de femelles et de mâles reproducteurs ailés peuvent être trouvés dans le nid pendant les saisons de reproduction, mais aucun ne reste dans le nid d’origine, formant une caste temporaire22. Dans les colonies d’Atta sexdens, près de 3 000 femelles reproductrices et 14 000 mâles reproducteurs sont produits, 25. Il se produit lorsqu’une colonie atteint la maturité sexuelle, environ 38 mois après sa mise en œuvre, et est répété chaque année depuis jusqu’à ce qu’il soit éteint23,25. De nouvelles colonies d’Atta sont établies par l’haplométrose, où une reine commence un nouveau nid.

Lorsque les conditions environnementales sont favorables, les reproducteurs quittent le nid souterrain pour commencer le vol nuptial. La période de son apparition diffère selon les régions, allant tout au long de l’année sur tout le territoire brésilien en fonction de l’espèce. Cependant, l’événement semble être précédé par les précipitations et l’élévation de l’humidité26, ce qui peut être lié à la facilitation de l’excavation due à l’humidité du sol22. Fréquemment, 1 à 5 semaines avant le vol nuptial, les entrées et les canaux du nid sont élargis pour faciliter le départ des individus reproducteurs. Avant de quitter leurs colonies mères, les femelles ailées recueillent et stockent, dans une cavité infrabuccale, une partie du champignon mutualiste20,27. De multiples copulations sont effectuées en plein vol, et on calcule qu’une reine peut être inséminée par trois à huit mâles (c.-à-d. polyandrie) chez certaines espèces28, assurant la variabilité génétique29. Ensuite, les reines se dirigent vers le sol, privilégiant les endroits où il n’y a pas ou peu de végétation25, où elles enlèvent leurs ailes et creusent leur première chambre de nidification. C’est la seule période où les reines peuvent être vues à l’extérieur du nid. Bien que des individus de la caste temporaire aient été observés dans des nids artificiels, on ne sait pas si une copulation réussie (c.-à-d. vol nuptial) a été effectuée dans des conditions de laboratoire24.

La construction initiale du nid correspond à la période la plus cruciale de la colonie, qui peut durer de 6 h à 8 h23,25. À ce moment, la reine cloître elle-même dans la chambre initiale et, en quelques jours, la ponte commence. Les premiers œufs sont donnés au mycélien que la reine régurgite, marquant le début du jardin de champignons de la colonie. Les premières larves apparaissent dans environ 25 jours22, et presque à la fin du premier mois, la colonie se compose d’un tapis de champignons proliférants, où les immatures (œufs, larves et nymphes) sont nichés, et la reine, qui élève sa progéniture initiale dans l’isolement23. Les œufs sont également la ressource alimentaire des premières larves et sont très consommés par la reine13. De plus, la reine se nourrit de réserves graisseuses et de muscles de l’aile catabolisant qui ne sont plus utiles13. La culture initiale du champignon n’est pas consommée car la survie de la colonie dépend de son développement, et pendant cette période, la reine la fertilise avec du liquide fécal13. Quelques jours après l’émergence, les premiers ouvrières ouvrent l’entrée du nid et commencent une activité de recherche de nourriture dans les environs immédiats du nid13. Ils incorporent le matériel recueilli comme substrat du jardin de champignons, qui sert maintenant de nourriture aux travailleurs13,22. Avant d’être ajouté à la culture de champignons, le matériel végétal transporté par les travailleurs est coupé en petits morceaux et humidifié avec du liquide fécal13. Les fourmis manipulent l’inoculum du champignon pour augmenter et contrôler sa croissance, qui servira à cloisonner les grandes chambres creusées en terre, spécialisées dans le conditionnement du jardin 13,22,25.

Environ 6 mois après le vol nuptial, les nids d’A. sexdens contiennent une chambre fongique et quelques canaux. La grande spécialisation dans la construction de nids de fourmis coupant les feuilles fonctionne comme un mécanisme de défense contre les ennemis naturels et les facteurs environnementaux défavorables22. Les fourmis coupeuses de feuilles sont connues pour fragmenter le jardin de champignons et le transposer dans des chambres très humides lorsque les chambres commencent à sécher13. Ainsi, bien que l’excavation du nid ait un coût énergétique considérable, l’énergie investie est inversée en bénéfices pour la colonieelle-même22. À quelques exceptions près, les espèces d’Atta fabriquent également des chambres spécialisées pour les déchets de la colonie, constituées principalement de substrat de champignons appauvri et de corps de fourmis mortes, les isolant du reste du nid et établissant une importante stratégie d’immunité sociale30. De plus, un groupe distinct de travailleurs manipule directement les ordures pour éviter la contamination d’autres personnes. Les ouvrières cherchent constamment à nourrir le champignon, qui est la principale ressource nutritionnelle de la colonie. Cependant, ils peuvent également se nourrir de la sève des plantes tout en coupant des fragments. Le matériel végétal est soigneusement sélectionné pour l’entretien du jardin de champignons et influencé par de nombreux facteurs tels que les caractéristiques des feuilles et les propriétés de l’écosystème13.

La stratégie de recherche de nourriture des fourmis coupeuses de feuilles pour obtenir du matériel frais est très complexe et, combinée à la forte demande de récolte des colonies établies, entraîne des pertes économiques considérables pour les producteurs agricoles et met en péril les zones de restauration forestière22,31. Par conséquent, ces fourmis peuvent être classées comme nuisibles dans la plupart des régions où elles peuvent être rencontrées, allant du sud des États-Unis au nord-est de l’Argentine 11,13,22,32. L’extinction des colonies problématiques est difficile en raison de la série d’adaptations inhérentes à la biologie de ces insectes (c.-à-d. organisation sociale, recherche de nourriture, culture de champignons, hygiène et structures de nidification complexes)33. Par conséquent, les stratégies de contrôle de la population sont distinctes de celles généralement appliquées à d’autres insectes nuisibles et ont principalement recours à des appâts contaminés attrayants33,34. Cependant, comme ces fourmis peuvent rejeter des substances nocives pour le champignon et les individus de la colonie, et compromettre les champs cultivés 33, de nouveaux composés naturels et des alternatives de contrôle sont constamment testés33,35,36. Comme les résultats des expériences peuvent difficilement être surveillés sur des colonies testées sur le terrain, les essais préliminaires sont menés dans un environnement contrôlé.

Ainsi, les protocoles expérimentaux doivent être adaptés aux groupes d’intérêt en tenant compte du mode de vie hétérogène des fourmis, en soutenant les études au niveau de l’espèce et en tenant compte des colonies en tant qu’unités opérationnelles, où une fourmi est un élément d’un superorganisme complexe11. Les rapports recueillis jusqu’à présent concernant le genre Atta ont permis de collecter et de maintenir avec succès des colonies dans des conditions de laboratoire et de reconnaître leurs besoins fondamentaux et leur fonctionnement général. Sur la base de leurs processus naturels tels que la reproduction, la fondation de colonies et les comportements alimentaires, une routine de pratiques a été développée qui permet l’établissement à long terme de colonies dans différents types de nids. Ici, un protocole procédural pour maintenir les fourmis coupeuses de feuilles dans le laboratoire est décrit et met en évidence les recherches générales possibles avec des objectifs d’expérimentation et de vulgarisation scientifique distincts.

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Protocol

1. Collection de reines

  1. Recherche dans la littérature pour la période de la saison de reproduction d’Atta dans la région d’intérêt. L’occurrence de la saison de reproduction, la fréquence et la durée diurne des vols nuptiaux varient selon les conditions climatiques régionales (tableau 1). Bien qu’elle ait généralement lieu au printemps, cette information doit être recueillie pour l’endroit où la collecte est prévue 37,38,39,40,41,42,43,44,45,46.
  2. Identifier et marquer les emplacements avec des nids Atta considérés comme des zones possibles pour la collecte de reines et de jeunes colonies. Pendant les vols nuptiaux, les reines sont dispersées autour des emplacements de nidification; Par conséquent, les zones comptant un plus grand nombre de colonies ont plus de chances d’avoir des aires d’atterrissage où elles entreprennent de nouvelles excavations de nids.
  3. Vérifiez les zones sélectionnées précédemment pour les signes de vol nuptial pendant la saison de reproduction des fourmis Atta . Gardez une trace des conditions environnementales des jours de vol nuptial, telles que le temps chaud et pluvieux.
  4. Identifiez les nids de fourmis coupeuses de feuilles dans les zones sélectionnées précédemment et recherchez les caractéristiques externes qui indiquent le départ prochain des fourmis ailées reproductrices. Les caractéristiques du nid comprennent l’élargissement des entrées des tunnels (figure 1), l’augmentation du flux de travailleurs montrant un comportement plus agressif envers les prédateurs possibles et les fourmis reproductrices ailées apparaissant aux entrées des tunnels (figure 1). Méfiez-vous des jours de forte humidité qui succèdent aux précipitations, car ils précèdent généralement les vols nuptiaux.
  5. Préparez des contenants à couvercle en plastique avec une couche inférieure de plâtre pour retenir les reines individuellement. Assurez-vous que le volume du contenant est d’environ 200 ml et que la couche de plâtre au fond mesure environ 1 cm de hauteur et est très absorbante pour le contrôle de l’humidité.
    REMARQUE: Pour préparer la base en plâtre, suivez les instructions du fabricant.
  6. Préparez un environnement avec une température constante de 23 ± 1 °C et environ 70 % ± 10 % d’humidité relative. Choisissez un endroit sans activités intenses et sans flux élevé de personnes pour éviter les vibrations et les perturbations. Utilisez des produits de nettoyage de parfum neutre pour éviter toute interférence dans le comportement des fourmis.
    REMARQUE: Les fluctuations des conditions environnementales spécifiées peuvent entraîner une condensation de l’eau ou une perte d’humidité et compromettre le jardin de champignons.
  7. Après le vol nuptial, collectez individuellement les reines sans ailes qui ont commencé l’excavation du nid et placez-les soigneusement dans les récipients en plastique préparés avec une couche de plâtre. Évitez de toucher les reines à mains nues et utilisez des gants en latex ou une pince entomologiques.
    NOTE: Le comportement d’enlèvement des ailes et d’excavation du sol indique que les femelles reproductrices ont déjà copulé et qui, par conséquent, sont capables de commencer une nouvelle colonie. La collection Queens est également considérée comme la première collection de cette œuvre.
  8. Déplacez les conteneurs transportant les reines à l’emplacement où un environnement contrôlé a été préalablement sélectionné. Effectuez le transport des reines avec la plus grande prudence, en évitant trop de perturbations et en maintenant une constance de température minimale.
  9. Ne manipulez pas ou ne déplacez pas les reines pendant environ 3 jours après la collecte pour éviter le stress.

Figure 1
Graphique 1. L’entrée du nid s’est élargie avec des reproducteurs de fourmis ailées et des ouvrières. Les entrées de tunnel élargies sont l’une des caractéristiques des nids qui indiquent l’occurrence des vols nuptiaux d’Atta .  Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Entretien des reines

  1. Initialement, ajoutez 2,5 mL d’eau à la couche de plâtre du receveur tous les 2 jours à l’aide d’une seringue à aiguille.
    1. Au lieu d’ouvrir le récipient, percez soigneusement les couvercles du récipient avec l’aiguille pour éviter toute perturbation due à la manipulation. Le même trou peut être utilisé pendant cette période. Assurez-vous que l’eau ajoutée ne trempe pas la couche de plâtre. Évitez d’arroser directement la reine, l’éponge fongique initiale et les immatures. Tant que le jardin de champignons présente un aspect sec avec absence d’eau, irriguez la couche de plâtre.
  2. Deux semaines après la collecte, vérifiez si le champignon a été régurgité par les reines. S’il n’y a pas de champignon, transférer environ 2 g de champignon obtenu d’une colonie établie. Effectuez également cette étape si le champignon ne se développe pas.
    REMARQUE: Pour le transfert de champignons, il est nécessaire de collecter des champignons sains d’une colonie établie et d’enlever toutes les fourmis qui pourraient s’y trouver. Utilisez une cuillère à soupe, une pince à épiler entomologique et des gants en latex pour manipuler le champignon.
  3. Après l’apparition des premiers ouvriers, commencez à offrir régulièrement des fragments de feuilles jeunes et minces, en fonction de l’activité coupée de la colonie. Assurez-vous que les feuilles offertes sont saines et que les plantes n’ont pas été traitées avec des insecticides ou d’autres substances chimiques. Aux premiers stades, assurez-vous que les fragments de feuilles ne dépassent pas 4 cm.
    REMARQUE : Lorsque les premiers travailleurs commencent à chercher des feuilles, du matériel végétal doit être offert après leur apparition. La fréquence d’offre dépend de l’agilité avec laquelle les travailleurs incorporent le matériel végétal sur le champignon, mais peut aller jusqu’à 2-3 jours par semaine. Des flocons d’avoine et des flocons de maïs peuvent également être offerts, mais doivent être alternés avec des feuilles pour éviter la sécheresse des champignons.
  4. Lorsque vous offrez de nouvelles feuilles, enlevez les déchets de colonie et les fragments de feuilles sèches. Évitez l’utilisation de parfums, d’hydratants, de crèmes ou de toute substance à forte odeur lors de la manipulation des reines. De plus, utilisez des gants en latex pendant tous les processus.
  5. Suivez le développement de la colonie et, lorsque le jardin de champignons atteint au moins la moitié du volume du conteneur, transférez la colonie dans un nid artificiel durable.
    REMARQUE : Comme le taux de développement est inhérent à chaque colonie, il n’y a pas de temps estimé pour le transfert de la colonie. Habituellement, les colonies de la première collection sont transférées dans des nids avec une chambre de jardin de champignons de 1L de volume maximum, en raison du petit jardin de champignons.

3. Collecte de jeunes colonies

  1. Acquérir des contenants en plastique d’un volume d’environ 500 mL.
  2. Environ 6 mois après le vol nuptial, identifier les monticules indicatifs en forme de tour avec des particules de sol granulées (Figure 1) de nids d’Atta naissants (Figure 2) sur les endroits où la présence de fourmis coupeuses de feuilles a été précédemment marquée.
    NOTE: Six mois après le vol nuptial, les nids des jeunes colonies sont estimés à 1 m de profondeur dans le sol. Une nouvelle collection est indiquée à cette période pour obtenir des chances plus élevées de colonies réussies et durables en grande quantité.
  3. Avec une houe de jardin, creusez l’entrée du nid jusqu’à ce que vous atteigniez la chambre contenant la jeune colonie. Ramassez la reine, le jardin de champignons, les immatures et les jeunes travailleurs, et placez-les dans le récipient en plastique. Effectuez le processus de collecte aussi doucement que possible.
    REMARQUE: Naturellement, une grande quantité de terre sera également collectée et devrait être éliminée progressivement dans les futures procédures d’entretien en laboratoire.
  4. Déplacer les contenants en plastique contenant les colonies vers l’environnement contrôlé désigné. Effectuer le transport des jeunes colonies avec la plus grande prudence, en évitant trop de perturbations et en maintenant une constance de température minimale. Abstenez-vous de manipuler ou de déplacer les colonies pendant environ 3 jours pour éviter le stress. Si la pièce a une routine active, un tissu sombre peut être mis sur les colonies.

Figure 2
Graphique 2. Monticule de sol en forme de tour. Le monticule caractéristique en forme de tour indique la présence de colonies naissantes d’Atta sexdens et d’Atta laevigata. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. Maintien des jeunes colonies

  1. Fournir de jeunes feuilles minces 3 fois par semaine.
    1. Assurez-vous que les feuilles offertes sont saines et que les plantes n’ont pas été traitées avec des insecticides ou d’autres substances chimiques. À ce stade, assurez-vous que les fragments de feuilles mesurent au moins 7 cm de longueur.
      REMARQUE: Des flocons d’avoine et des flocons de maïs peuvent également être offerts, mais doivent être alternés avec des feuilles pour éviter la sécheresse des champignons.
    2. La fréquence d’offre dépend de l’agilité avec laquelle les travailleurs incorporent le matériel végétal sur le champignon. L’activité de coupe étant intense, augmentez l’offre deux fois par jour trois fois par semaine ou 5 jours par semaine.
  2. Lorsque vous offrez de nouvelles feuilles, enlevez les déchets de colonie, y compris les restes de terre, à l’aide d’une cuillère. Utilisez des gants en latex pendant tous les processus. Lors de la manipulation des jeunes colonies, évitez l’utilisation de parfums, d’hydratants, de crèmes ou de toute substance à forte odeur.
    NOTE: Les travailleurs eux-mêmes sépareront le sol et les déchets du champignon.
  3. Suivez le développement de la colonie et, lorsque le jardin de champignons atteint au moins la moitié du volume du conteneur, transférez la colonie dans un nid artificiel durable.
    REMARQUE : Comme le taux de développement est inhérent à chaque colonie, il n’y a pas de temps estimé pour le transfert de la colonie.

Figure 3
Figure 3 : Types de nids artificiels pour contenir les colonies d’Atta sexdens et d’Atta laevigata. Illustration de nids artificiels durables de fourmis coupeuses de feuilles : configuration de nid vertical cloîtré, configuration de nid horizontal cloîtré et configuration de nid d’arène ouvert. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

5. Nids artificiels durables

  1. Préparez une configuration de nid vertical cloîtré comme décrit ci-dessous (Figure 3 et Figure 4).
    REMARQUE: Les configurations de nids cloîtrés doivent toujours avoir différents destinataires pour se présenter séparément comme (1) chambre de jardin de champignons, (2) chambre d’élimination des déchets et (3) chambre d’alimentation. Initialement, il devrait commencer avec trois conteneurs, mais d’autres récipients peuvent être ajoutés pour augmenter le jardin de champignons. Les nids peuvent varier en taille et en matériau en fonction de leur objectif expérimental, bien qu’il soit décrit et recommandé ici l’utilisation de matériaux transparents. Les conteneurs doivent être sans ouvertures, sinon les fourmis s’échapperont. Le type de nid décrit ci-dessous peut être utilisé pour la recherche générale, mais il n’est pas bien recommandé pour la collecte de fourmis assertives en raison de la perturbation causée lors du retrait du couvercle, ce qui entraîne une grande agitation parmi les individus. Néanmoins, en raison de la transparence des matériaux, il est possible de localiser la reine et les différentes castes de fourmis même lorsque le jardin de champignons a rempli tout le conteneur. Comme il s’agit d’une tendance, on suppose toujours que les immatures sont au centre du jardin de champignons alors qu’il a occupé la majeure partie de l’espace disponible dans des conteneurs verticaux.
    1. Choisissez un contenant transparent à couvercle d’environ 1 L et ajoutez une couche de 1 cm de base en plâtre hautement absorbante. Ce sera la chambre de jardin des champignons. Choisissez deux contenants transparents à couvercle d’environ 500 mL chacun pour servir de chambres d’élimination des déchets et de recherche de nourriture. Les fourmis choisiront quelle chambre sera chacune, et après cela, s’assureront qu’elles ne sont pas interchangées.
      REMARQUE: Pour préparer la base en plâtre, suivez les instructions du fabricant.
    2. Perforez et connectez les trois récipients avec un tube transparent ou un tuyau. Si nécessaire, appliquez du ruban de masquage sur la bordure des tubes pour garantir une connexion de cuisse avec les récipients et éviter que les fourmis ne s’échappent. Placez le récipient de base en plâtre au milieu et les autres récipients sur les côtés opposés.
    3. Transférez soigneusement l’éponge fongique des colonies sélectionnées (voir les étapes 2.5 et 4.3) avec la reine, les ouvrières et les immatures dans le récipient à base de plâtre. Avant le transfert, assurez-vous que la base de plâtre est arrosée. Utilisez des gants en latex.
  2. Préparez une configuration de nidification horizontale cloîtrée comme décrit ci-dessous (Figure 3 et Figure 4).
    REMARQUE: Les nids à configuration horizontale permettent une observation attentive du jardin de champignons et des activités des travailleurs vers celui-ci. Comme les parties plus jeunes du jardin de champignons sont au sommet, il est possible d’observer des substrats récemment proposés incorporés par les travailleurs. Les nouvelles parties du champignon peuvent être repérées par sa couleur, qui sera similaire à la couleur de la dernière ressource offerte, alors que les parties plus anciennes portent généralement une couleur beige. Les descendants et la reine peuvent également être facilement localisés, car dans des conteneurs horizontaux, ils sont généralement au sommet du jardin de champignons, même lorsqu’il a occupé la majeure partie de l’espace. Cette configuration peut être utilisée à des fins de recherche axée sur le comportement, d’échantillonnage focal et de sensibilisation scientifique, car elle donne une perception de l’organisation à l’intérieur du nid.
    1. Acquérir un contenant transparent à couvercle d’environ 31 cm x 21 cm x 4,5 cm de dimensions et ajouter une couche de 1 cm de base de plâtre hautement absorbante. Ce sera la chambre de jardin des champignons. Choisissez deux contenants transparents à couvercle d’environ 500 mL chacun pour servir de chambres d’élimination des déchets et de recherche de nourriture. Les fourmis choisiront quelle chambre sera chacune, et après cela, s’assureront qu’elles ne sont pas interchangées.
      REMARQUE: Pour préparer la base en plâtre, suivez les instructions du fabricant. Si nécessaire, fermez le peu d’espace entre le couvercle et le récipient avec du ruban de masquage pour empêcher les fourmis de s’échapper.
    2. Perforer et connecter les récipients avec un tube transparent ou un tuyau. Si nécessaire, appliquez du ruban de masquage sur la bordure des tubes pour garantir une connexion de cuisse avec les récipients et éviter que les fourmis ne s’échappent. Placez le récipient de base en plâtre au milieu et les autres récipients sur les côtés opposés.
    3. Transférez soigneusement l’éponge fongique des colonies sélectionnées (voir les étapes 2.5 et 4.3) avec la reine, les ouvrières et les immatures dans le récipient à base de plâtre. Avant le transfert, assurez-vous que la base de plâtre est arrosée. Utilisez des gants en latex.
  3. Préparez une configuration de nid d’arène ouverte comme décrit ci-dessous (Figure 3 et Figure 5).
    REMARQUE: Les nids d’aréna ouverts permettent la collecte de fourmis sans grande perturbation et l’analyse du comportement de recherche de nourriture. Ils peuvent également fournir une représentation fiable d’une colonie trouvée dans la nature à des fins de vulgarisation scientifique.
    1. Choisissez un contenant transparent à couvercle d’environ 1 L et ajoutez une couche de 1 cm de base de couche de plâtre hautement absorbante. Ce sera la chambre de jardin des champignons.
      REMARQUE: Il est recommandé de commencer avec des récipients de 1 L et de passer progressivement aux récipients avec des volumes plus élevés pour un plus grand jardin de champignons. Cependant, les récipients ne doivent pas dépasser un volume de 5 L. Ajouter autant de contenants que nécessaire.
    2. Sélectionnez une arène ouverte. La taille de l’aréna peut varier selon les fins de l’étude. Si une grande arène est choisie, placez les contenants contenant le jardin de champignons à l’intérieur (figure 5). Dans le cas d’une petite arène, reliez-la au contenant du jardin de champignons à l’aide d’un tuyau ou d’un tube transparent (figure 3). L’arène servira de chambre d’alimentation et d’élimination des déchets, alors assurez-vous qu’elle n’est pas trop petite.
    3. Appliquez une couche de liquide de polytétrafluoroéthylène en un seul mouvement sur la bordure de l’arène pour contenir les fourmis. Utilisez un coton imbibé du liquide et un gant en nitrile.
      ATTENTION : Éviter l’inhalation et le contact cutané lors de l’utilisation du polytétrafluoroéthylène liquide.
    4. Transférez soigneusement l’éponge fongique des colonies sélectionnées (voir les étapes 2.5 et 4.3) avec la reine, les ouvrières et les immatures dans le récipient à base de plâtre. Avant le transfert, assurez-vous que la base de plâtre est arrosée. Utilisez des gants en latex.

Figure 4
Figure 4 : Nids artificiels cloîtrés des fourmis coupeuses de feuilles Atta sexdens et Atta laevigata. Disposition verticale du nid cloîtrée en haut (A) et vue latérale (B); configuration du nid horizontal cloîtré en haut (C) et vue latérale (D). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Nid artificiel ouvert des fourmis coupeuses de feuilles Atta sexdens et Atta laevigata. Configuration du nid d’arène ouvert d’Atta sexdens top (A) et vue latérale (B). 1) Chambres de jardin de champignons; 2) Déchets; 3) Tranches d’orange; 4) Verre avec couche de polytétrafluoréthylène (PTFE). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

6. Maintien des colonies développées

  1. Offrez quotidiennement au moins une grande feuille dans la chambre d’alimentation par colonie avec 1 L de jardin de champignons. Si l’activité de coupe des fourmis est intense, augmentez le nombre de feuilles. Si le champignon est sec, pré-humidifiez les feuilles pour fournir une humidité supplémentaire. Dans les nids cloîtrés, effectuez l’offrande rapidement pour éviter que les fourmis ne s’échappent de la chambre de recherche de nourriture.
    NOTE: Ici, les feuilles sont collectées à partir d’espèces végétales telles que le mûrier (Morus nigra), la mangue (Mangifera indica), l’eucalyptus (Eucalyptus sp.), le jambolan (Syzygium cumini), l’hibiscus (Hibiscus sp.), l’acalypha (Acalypha wilkesiana) et le ligustrum (Ligustrum lucidum).
    1. Offrez des fruits comme l’orange et la pomme, et des flocons d’avoine et de maïs pour diversifier et compléter l’alimentation. Aux grandes colonies ayant une activité de recherche de nourriture intense, offrez des flocons d’avoine et des flocons de maïs tous les jours et des fruits une fois par semaine. Si ce n’est pas le cas, offrez des flocons en alternance avec des feuilles, mais pas plus de trois fois par semaine, et des fruits une ou deux fois par mois. Ajustez la quantité et la fréquence de chaque aliment en fonction de l’activité de recherche de nourriture des fourmis.
    2. Si les options décrites ci-dessus ne sont pas disponibles, identifiez la préférence des fourmis en matière de recherche de nourriture parmi les feuilles, les fleurs et les fruits des arbres et arbustes régionaux, ou même les légumes, céréales et autres flocons commercialisés. Évitez d’offrir des ressources avec des composés chimiques défensifs et des pesticides.
  2. Enlevez tout le contenu de la chambre à déchets toutes les 2 semaines de toutes les colonies. Retirer les travailleurs également à des fins de contrôle de la population. Si les ouvrières transfèrent un champignon sain dans la chambre à déchets, assurez-vous que la reine n’y est pas et retirez-le. Si la quantité de déchets éliminés est élevée ou trop humide, retirez-les une fois par semaine.
  3. Retirez le matériel non pris par les fourmis de la chambre de recherche de nourriture chaque fois que vous en offrez de nouveaux et assurez-vous qu’il est toujours propre.
    1. Si les travailleurs transfèrent des champignons sains dans la chambre d’alimentation, dérangez-les, laissez le couvercle du récipient ouvert et appliquez de la poudre de talc neutre sur la surface du bord de la chambre. Effectuez cette procédure uniquement s’il y a encore de l’espace sur la chambre à champignons, de cette façon, les travailleurs transféreront le champignon dans le conteneur sans le perdre ni aucun immature.
  4. Si vous voulez plus de jardin de champignons, ajoutez un autre récipient plâtré et déplacez-y une partie de l’éponge de champignon. Jusqu’à ce que le champignon atteigne la moitié du récipient, ajoutez les feuilles dans la chambre à champignons. La croissance du jardin de champignons devrait se faire progressivement pour ne pas compromettre l’équilibre de la colonie. Si un conteneur plus grand est souhaité, assurez-vous de laisser le champignon occuper tout l’espace des plus petits récipients avant de le transférer. Les déchets de colonie et les feuilles sèches ne doivent pas s’accumuler dans la chambre du jardin de champignons.
  5. Vérifiez la base de plâtre des conteneurs, car avec le temps, elle peut acquérir une couleur brun foncé et devenir inefficace en raison de l’excrétion des fourmis, du transport des déchets et de la forte concentration d’humidité. En outre, certaines colonies peuvent couper la couche et s’en débarrasser. Dans ces cas, transférez le jardin de champignons dans un nouveau récipient plâtré.

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Representative Results

Un organigramme illustrant le processus de collecte des fourmis est illustré à la figure 6. Ici, certains résultats obtenus en utilisant le protocole de collecte, d’entretien et de configuration des nids décrit ci-dessus sont présentés.

Figure 6
Figure 6 : Organigramme pour la collecte des colonies de fourmis coupeuses de feuilles. Conformément au protocole, la première collecte a lieu juste après le vol nuptial. Les reines qui ont enlevé leurs ailes sont collectées et placées dans un petit récipient avec une base en plâtre. Après 6 mois de fuite nuptiale, la deuxième collecte a lieu. Les reines qui ont creusé le sol et commencé avec succès la fondation de la colonie sont collectées. Une fois les colonies développées, elles sont transférées dans des conteneurs plus grands et, éventuellement, dans différentes configurations de nidification. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Influence de l’état reproducteur dans la réponse immunitaire des reines fourmis coupeuses de feuilles
Les reines de différentes espèces de fourmis ont une longue durée de vie et, par conséquent, sont plus susceptibles d’être exposées au même agent pathogène plus d’une fois47. En initiant une nouvelle colonie, les reines Atta sont isolées et un compromis entre la reproduction et l’immunité pourrait réduire l’investissement dans les défenses immunitaires de ces fourmis fondatrices. Par conséquent, leur résistance aux agents pathogènes peut être liée à leur statut reproducteur47,48. En collectant des reines à différents moments de leur cycle de vie précoce et en introduisant un fil de nylon dans le gaster des individus (Figure 7), il a été possible d’évaluer la réponse d’encapsulation individuelle aux agents pathogènes et de comparer la résistance immunitaire entre les reines vierges, les reines récemment accouplées et les reines accouplées il y a 6 mois dans le gaster des individus.

Figure 7
Figure 7 : Essai de réponse à l’encapsulation. Mise en place d’une expérience visant à évaluer la réponse immunitaire individuelle de la variation d’encapsulation en fonction du statut de reproduction des reines Atta sexdens et Atta laevigata. Les reines vierges, les reines nouvellement accouplées et les reines qui se sont accouplées il y a 6 mois ont reçu des insertions de filament de nylon entre le 4ème et le 5ème tergite du gaster pour agir comme un antigène. Les filaments de nylon ont été retirés après 24h et photographiés pour quantifier la couverture couleur. Les reines ont été collectées avant le vol nuptial, juste après le vol nuptial et 6 mois après le vol nuptial, en suivant les étapes des sujets 1, 2 et 3 du protocole décrit. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Une fois que les femelles non accouplées n’apparaissent que dans les événements de vol nuptial, l’étude de ces individus à cet état de reproduction repose sur les connaissances spécifiques pour prédire l’occurrence du phénomène particulier et pour connaître les protocoles de collecte et de maintien des fourmis. Pour garantir que les reproducteurs n’avaient pas encore copulé, les individus ont été prélevés directement dans les trous de nidification dont les entrées étaient élargies pour le départ de ces fourmis (Figure 1). Comme l’identification des reproducteurs au niveau de l’espèce est problématique, les travailleurs de la même colonie ont été collectés pour validation. Dans le cas des individus accouplés, les femelles dont les ailes ont été enlevées et qui ont commencé à creuser le sol juste après le vol nuptial ont été recueillies, en supposant qu’elles avaient déjà copulé. Pour les deux stades de reproduction, un nombre élevé de femelles ont été recueillies pour assurer la quantité d’individus testés, car le taux de mortalité à ce moment est significatif. Une fois que les fourmis accouplées se sont dispersées de la colonie d’origine, les espèces ont été identifiées par comparaison du profil des hydrocarbures cuticulaires49. Les reines accouplées pendant 6 mois depuis le vol nuptial ont déjà initié leurs colonies, qui à ce stade se composent d’un petit jardin de champignons, de plusieurs ouvrières et immatures. Ces premières colonies de vie ont été repérées par le monticule de sol distinct en forme de tour (figure 2). La collecte s’est déroulée en suivant les étapes décrites précédemment dans la section 3 « Collecte des jeunes colonies ». Pour étudier les reproductrices femelles à ce stade, il était nécessaire de maintenir la jeune colonie, car seule la reine périrait bientôt. L’identification a été faite à l’aide des travailleurs des colonies. Environ 200 reines ont été collectées au total en utilisant les protocoles décrits précédemment.

Après chaque collecte, les reines ont été pesées, mesurées et ont rapidement reçu les insertions de filaments de nylon, qui ont été retirées 24 heures plus tard pour l’analyse de la couverture de couleur. Pour les espèces d’Atta laevigata , les reines qui se sont accouplées il y a 6 mois présentaient le filament de nylon le plus foncé, donc le taux d’encapsulation plus élevé et une défense immunitaire plus efficace (Figure 8). Cependant, les reines nouvellement accouplées recueillies juste après le vol nuptial et les reines vierges recueillies avant le vol nuptial partageaient approximativement le même taux d’encapsulation (figure 8). Ainsi, il a été vérifié que la défense cellulaire d’encapsulation chez les fourmis Atta laevigata peut varier avec l’état de reproduction et le temps écoulé après l’accouplement, mais elle ne change pas avec le poids et la longueur de la tête. Initialement, la recherche visait à collecter et à comparer les reines Atta sexdens , mais il n’a pas été possible de collecter des reines vierges, car les nids identifiés n’avaient aucune activité de reproduction aux trous observés. Malgré la difficulté, des études générales sur les mécanismes de défense cellulaire des fourmis coupeuses de feuilles reproductrices pourraient contribuer à la clarification des réponses immunitaires des insectes et à l’amélioration des méthodes de lutte actuelles.

Préférence des fourmis coupeuses de feuilles aux sous-produits utilisés dans les appâts
Actuellement, la méthode de contrôle de la population la plus appliquée aux colonies de fourmis coupeuses de feuilles consiste à offrir des appâts toxiques. Généralement, ils sont associés à un composé d’origine végétale attrayant, la pulpe citrique étant la plus utilisée. Cependant, on sait que, d’une manière ou d’une autre, les travailleurs peuvent associer la toxicité de l’appât au composé attrayant après un contact préalable et le rejeter, ce qui rend la méthode inefficace. Par conséquent, l’utilisation de composés attrayants alternatifs tels que le soja (100%), le soja plus pulpe d’agrumes (50% / 50%) et la noix de cajou plus pulpe d’agrumes (50% / 50%) est proposée pour une éventuelle rotation entre les appâts. Ces composés ont été sélectionnés après des expériences de préférence avec des colonies d’Atta sexdens et d’Atta laevigata . Des nids ont été fixés avec des arènes en verre et des appâts sans insecticide de différentes compositions ont été offerts (figure 9).

Figure 8
Figure 8 : Taux d’encapsulation des reines Atta sexdens et Atta laevigata à différents stades de reproduction. Les niveaux d’encapsulation ont été évalués à l’aide de la valeur moyenne de gris à partir d’images des filaments de nylon insérés dans le gaster des individus. Les fils les plus sombres ont été considérés comme représentant une défense cellulaire efficace car on a supposé que plus d’hémocytes se chevauchaient tapissaient la cible, comme le montre l’axe X sur la figure. Les reines accouplées à Atta laevigata ont montré le niveau d’encapsulation le plus élevé (ANOVA, Tukey-Kramer, écart-type; p < 0,01; N=29), d’où une défense immunitaire individuelle efficace. Il a été observé que les reines nouvellement accouplées et les reines vierges de la même espèce présentaient de même des taux d’encapsulation plus faibles et, par conséquent, une défense immunitaire individuelle moins efficace. Les résultats obtenus suggèrent que les événements d’accouplement et d’établissement du nid affectent les réponses immunitaires cellulaires des reines Atta laevigata. Les reines d’Atta sexdens ont montré des résultats contraires, et MQ avait le niveau d’encapsulation le plus bas (ANOVA, Tukey-Kramer, écart-type, P < 0,01; N = 46). Cependant, comme les reines vierges de l’espèce n’ont pas pu être collectées, la comparaison entre tous les groupes n’a pas été possible. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 9
Figure 9 : Essai sur la préférence des fourmis coupeuses de feuilles pour les sous-produits appâts. Mise en place d’une expérience visant à évaluer la préférence des travailleurs d’Atta sexdens et d’Atta laevigata pour les appâts avec différents sous-produits attrayants. Une arène de verre était attachée à la chambre à champignons pour contenir les différents appâts, qui étaient séparés par un séparateur en verre. 5 g de chaque appât ont été offerts dans des positions aléatoires, trois à la fois. Les appâts ont été pesés après la fin de l’expérience, qui a eu lieu soit après 1 h d’observation, soit dès qu’un appât a été complètement pris par les ouvriers. La préférence a été évaluée en fonction de l’activité de chargement, qui a été estimée par la charge d’appâts retirée de la chambre d’alimentation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Au total, 32 colonies ont été utilisées avec environ 1 L de jardin de champignons. Les colonies étaient auparavant collectées et maintenues à l’aide des protocoles décrits. Les traitements les plus sollicités d’A. laevigata étaient la pulpe citrique, le soja plus pulpe d’agrumes (50%/50%) et la noix de cajou plus pulpe citrique (50%/50%; Graphique 10). De même, les traitements les plus sollicités des fourmis A . sexdens étaient la pulpe citrique, le soja (100 %) et le soja plus la pulpe citrique (50 %/50 %; Graphique 10). Les résultats obtenus pour les deux espèces ont montré que les sous-produits à base de soja et de noix de cajou étaient les plus attrayants après la pulpe citrique, ce qui suggère que d’autres compositions d’appâts pourraient être utilisées pour le contrôle chimique de la population de fourmis coupeuses de feuilles.

Figure 10
Figure 10: Pourcentage moyen de chargement des appâts attrayants par les travailleurs d’Atta laevigata et d’Atta sexdens . De même, les traitements à la pulpe citrique (100 %), au soja (100 %) et au soja plus pulpe citrique (50 %/50 %) étaient les plus sollicités pour les deux espèces. Cependant, le traitement le moins chargé pour les Atta sexdens (noix de cajou plus pulpe d’agrumes) était chargé à 60% par les travailleurs d’Atta laevigata . Tout au long de l’expérience, cinq répétitions ont été effectuées avec cinq colonies de chaque espèce. Les appâts étaient disposés différemment dans les répétitions; Cependant, la pulpe citrique était toujours présente comme témoin positif. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Rayonnement scientifique et de la recherche
Environ 350 reines et 100 colonies sont collectées chaque année pour être maintenues en laboratoire depuis l’année 1990. Au moins trois stagiaires sont désignés pour s’occuper quotidiennement des fourmis, et pendant cette période, près de 250 colonies ont été gardées simultanément à des fins expérimentales et éducatives chaque année. Au cours des années 2016 à 2019, environ 2 020 élèves d’environ 34 écoles ont pu visiter le Laboratoire des fourmis coupeuses de feuilles (LAFC) et observer les colonies de fourmis collectées et entretenues selon les protocoles décrits précédemment. Les excursions avaient des objectifs différents, de la biologie générale à l’apprentissage du comportement social. Outre l’importance connue des insectes tels que les fourmis, les structures physiques complexes qu’elles ont construites dans la nature, également observées dans les nids artificiels, sont un exemple d’effort collectif et d’organisation du travail qui ont un intérêt éducatif. Pour chaque niveau d’enseignement (figure 11), une présentation détaillée différente a été donnée, suivant parfois l’approche suggérée par les enseignants responsables des élèves. Deux colonies avec la configuration du nid d’aréna ouvert sont maintenues à ces fins, chacune avec environ 66 chambres avec 177 L de jardin de champignons (figure 5). Malheureusement, les excursions ont été annulées pendant la pandémie, mais il est possible de constater un intérêt croissant chez les éducateurs, car le nombre d’élèves visiteurs a augmenté au cours des 4 dernières années (figure 12). Néanmoins, pour maintenir la portée scientifique pendant la pandémie, des visites virtuelles ont été effectuées par le biais de plateformes de partage de vidéos. La vidéo50 montrant comment se trouve un nid de fourmis coupeuses de feuilles, réalisée en partenariat avec la chaîne Manual do Mundo, a été vue plus de 2,4 millions de fois et plus de 3 000 commentaires en moins d’un an. Là, la biologie et la création de fourmis coupeuses de feuilles en laboratoire ont été abordées.

Figure 11
Figure 11 : Niveau d’éducation des élèves lors des excursions au cours des années 2016-2019. Nombre d’étudiants présents lors d’excursions au Laboratoire des fourmis coupeuses de feuilles au cours de la période 2016-2019, selon le niveau d’éducation. Les excursions visaient différentes approches impliquant des colonies de fourmis coupeuses de feuilles qui sont maintenues dans le laboratoire des fourmis coupeuses de feuilles. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 12
Figure 12 : Nombre d’étudiants en excursion au cours des années 2016-2019. Nombre d’étudiants présents lors d’excursions au Laboratoire des fourmis coupeuses de feuilles au cours de la période 2016-2019. Il est possible de voir une augmentation de l’intérêt des organisations éducatives pour la réalisation d’expositions d’insectes vivants, tels que les fourmis, qui permettent une observation attentive par les étudiants. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Espèce Mois et jour Année Ville État Pays Continent Latitude Longitude Références
Atta bisphaerica 4 novembre 1996 - - Brésil Amérique du Sud - - 37
Atta capiguara 6 octobre 2006 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 50' 60 » S 48° 26' 10 » Ouest 38
Atta capiguara 27 octobre 2007 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 50' 60 » S 48° 26' 10 » Ouest 38
Atta capiguara Novembre 2008 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 50' 60 » S 48° 26' 10 » Ouest 39
Atta capiguara Novembre 2009 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 50' 60 » S 48° 26' 10 » Ouest 39
Atta cephalotes Mars à juin - Ilhéus Bahia Brésil Amérique du Sud - - 40
Atta cephalotes Septembre - Ilhéus Bahia Brésil Amérique du Sud - - 40
Atta colombica 4 juin 1993 - Gamboa Panamá Amérique centrale - - 41
Atta colombica 7 juin 1993 - Gamboa Panamá Amérique centrale - - 41
Atta colombica - 1998 - Gamboa Panamá Amérique centrale - - 42
Atta laevigata 6 octobre 2006 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 50' 60 » S 48° 26' 10 » Ouest 39
Atta laevigata 27 octobre 2007 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 50' 60 » S 48° 26' 10 » Ouest 39
Atta laevigata Novembre 2008 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 50' 60 » S 48° 26' 10 » Ouest 39
Atta laevigata Novembre 2009 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 50' 60 » S 48° 26' 10 » Ouest 39
Atta laevigata 15 octobre 2016 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 26 octobre 2016 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 31 octobre 2017 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 6 novembre 2017 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 22 septembre 2018 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 10 octobre 2018 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 10 octobre 2019 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata * 21 octobre 2020 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 15 novembre 2020 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 20 novembre 2020 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 17 octobre 2021 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta laevigata 25 octobre 2021 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta opaciceps 8 mars 2022 Macaíba Rio Grande do Norte Brésil Amérique du Sud - - **
Atta sexdens - 1986 à 1991 Viçosa Minas Gerais Brésil Amérique du Sud 20,45° S 42,51° O 43
Atta sexdens 21 octobre 2009 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 49' 53,25 » S 48° 25' 24,22 » Ouest 44
Atta sexdens 18 septembre 2010 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 23' 70,50 » S 47° 32' 54,40 » O 45
Atta sexdens 31 octobre 2010 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 49' 53,25 » S 48° 25' 24,22 » Ouest 44
Atta sexdens 10 octobre 2011 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 23' 70,50 » S 47° 32' 54,40 » O 45
Atta sexdens 10 octobre 2011 Botucatu São Paulo Brésil Amérique du Sud 22° 23' 70,50 » S 47° 32' 54,40 » O 45
Atta sexdens 15 octobre 2016 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 26 octobre 2016 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 31 octobre 2017 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 6 novembre 2017 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 22 septembre 2018 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 10 octobre 2018 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 10 octobre 2019 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens* 21 octobre 2020 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 15 novembre 2020 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 20 novembre 2020 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 17 octobre 2021 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens 25 octobre 2021 Rio Claro São Paulo Brésil Amérique du Sud - - Ce travail
Atta sexdens Novembre à mars - Ilhéus Bahia Brésil Amérique du Sud - - 40
Atta texana Mai 1992 Nacogdoche Texas ÉTATS-UNIS Amérique du Nord 32° N 95° O 43
Atta vollenweideri - 2004 à 2010 - Formosa Argentine Amérique du Sud 26° 18' S 58° 49' O 46
Atta vollenweideri 6 octobre 2006 - Formosa Argentine Amérique du Sud 26° 18' S 58° 49' O 46
Atta vollenweideri Octobre 2009 - Formosa Argentine Amérique du Sud 25° 07' S 58° 10' O 46
Atta vollenweideri Novembre 2009 - Formosa Argentine Amérique du Sud 25° 07' S 58° 10' O 46
Atta vollenweideri 8 décembre 2010 - Formosa Argentine Amérique du Sud 26° 18' S 58° 49' O 46
Atta vollenweideri 24 octobre - - Formosa Argentine Amérique du Sud 26° 18' S 58° 49' O 46
* Seuls les mâles observés ** Mendonça, G. A., communication personnelle (données non publiées)

Tableau 1 : Enregistrements des périodes de vol nuptial des espèces Atta. Les vols d’accouplement se produisent à différentes périodes et fréquences selon les régions, mais ils se produisent généralement au printemps, comme l’indiquent les rapports recueillis sur le territoire d’occurrence des attaants 37,38,39,40,41,42,43,44,45,46. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

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Discussion

Le protocole décrit ici pour maintenir les colonies de fourmis coupeuses de feuilles a été développé et appliqué pendant plus de trois décennies de manière affirmée et reproductible. Il a permis le développement de recherches qui seraient limitées par les conditions sur le terrain. Ainsi, des fourmis et des colonies saines sont devenues disponibles pour la recherche dans plusieurs domaines tels que la morphologie comparative, la toxicologie 51,52, l’histologie53 et la microbiologie54,55,56 au niveau individuel et colonial. Leur entretien dans le laboratoire comprend plusieurs procédures décrites ici, qui comprennent la préparation du site dans des conditions abiotiques favorables, la collecte de reines et de jeunes colonies et des soins continus.

Plusieurs étapes sont cruciales pour le succès du maintien des fourmis coupeuses de feuilles dans des conditions contrôlées. Les reines et les colonies aux premiers stades ont besoin de soins distingués et suivre les procédures initiales détaillées peut garantir leur survie. Par exemple, il est nécessaire d’identifier l’endroit où se trouvent les espèces et la période où les reproducteurs ailés initient le vol nuptial. En Amérique du Sud, la majorité des vols d’accouplement ont lieu au printemps (tableau 1). Actuellement, la possibilité de reproduction en captivité est extrêmement faible, car il s’agit d’enregistrer un vol nuptial en laboratoire24. De plus, les colonies de fourmis coupeuses de feuilles dans la phase fertile sont grandes et difficiles à fouiller, et compte tenu de l’architecture du nid, il est difficile de localiser et de collecter la reine6. Par exemple, les nids d’Atta laevigata peuvent atteindre 67 m 2 de surface de nidification et occuper plus de 563 m2 de surface interne divisée en 7 864 chambres à 7 m de profondeur57.

L’avantage de collecter les reines rapidement après le vol nuptial est de garantir un plus grand nombre de formes reproductrices dans un court laps de temps et près de la surface. A partir de cette première collection, il est possible de développer des expériences avec des formes reproductrices (Figure 7), incluant des mâles. Une restriction technique est la nécessité de collecter des individus reproducteurs à une date incertaine. Si la survie des reines est faible, une deuxième collection de jeunes colonies devient nécessaire. La collecte de jeunes colonies quelques mois après le vol nuptial garantit que la chambre de la reine n’est pas profondément enfoncée dans la surface. Dans cette phase, seules les reines avec plus de forme physique restent, car elles ont enduré la phase de pénurie alimentaire et ont pu prendre soin du champignon et des premières ouvrières pendant la phase claustrale 58,59,60,61. Dans des conditions de laboratoire, le taux de survie des reines peut atteindre 14,5% dans les premiers mois, même avec des champignons sains transférés à 90% des reines (données non publiées). Des données de survie similaires sur les sexdens d’Atta ont été enregistrées par Mota-Filho62. Cela peut être dû à l’absence de développement de champignons ou à une contamination naturelle par des champignons entomopathogènes63.

L’un des principaux inconvénients de la collecte de reines, ou de colonies à un stade précoce (Figure 6 et Figure 7) est la difficulté d’identification taxonomique, car elle peut plus facilement se faire par l’intermédiaire d’ouvrières majeures12 qui n’émergent qu’après quelques mois, lorsqu’il y a plus de ressources pour l’alimentation larvaire. Certaines étapes critiques de cette technique sont associées à la promotion de la croissance du jardin de champignons, au maintien des nids propres et à la prévention des évasions possibles. Certaines actions incluent l’ajout fréquent de matières végétales fraîches, qui sont constamment incorporées dans le champignon par les travailleurs. Le champignon est utilisé comme source de glucose et d’amidon pour les ouvrières, et comme protéine pour les larves64. L’enlèvement des matériaux anciens et éliminés et le maintien des nids propres préviennent l’apparition de micro-organismes nuisibles possibles. Pour éviter les évasions, les raccords des tubes doivent toujours être vérifiés et, dans le cas d’arènes ouvertes, entretenir la couche de polytétrafluoroéthylène. L’avantage de maintenir des colonies dans les configurations de nids décrites pour simuler la structure réelle trouvée dans la nature, avec des chambres spécifiques pour la recherche de nourriture et les déchets, et une colonie avec l’organisation sociale complète (c’est-à-dire la reine, les ouvrières et les progénitures). Les recherches menées auprès des colonies sans reine63,65 indiquent que les ouvrières présentent des comportements distincts en raison de l’absence de la reine. Des études comportementales ont conclu que la reine est importante pour la cohésion de la colonie en plus de la fonction de reproduction66.

La mise en œuvre des protocoles abordés ici peut être appliquée à d’autres espèces d’intérêt scientifique, telles que d’autres fourmis productrices de champignons du genre Acromyrmex. Ces fourmis coupeuses de feuilles sont également considérées comme des ravageurs agricoles dans certaines régions d’Amérique et ont récemment suscité plus d’intérêt pour le développement précoce des colonies67 et la recherche ciblée sur l’interaction des appâts toxiques68. Bien que ce travail s’adresse spécifiquement aux fourmis coupeuses de feuilles, le protocole d’entretien et les différents types de nids décrits pourraient également s’appliquer à d’autres groupes de fourmis. Chaque section de la procédure décrit les nécessités fondamentales qui doivent être prises en considération lors de leur conservation dans des conditions contrôlées, telles que: identifier le régime alimentaire le plus approprié; offrir de la nourriture à intervalles réguliers dans une chambre de recherche de nourriture ou une zone spécifique; fournir une chambre à haut niveau d’humidité avec une base en plâtre pour garder la reine et les immatures; éviter que les fourmis ne s’échappent par des substances d’urgence ajoutées aux structures des nids artificiels; enlever les matériaux éliminés par les fourmis des nids; et transférer les colonies dans un autre nid artificiel si nécessaire.

Au cours de la dernière décennie, les universités et les chercheurs se sont engagés à être plus inclusifs, invitant la société à faire partie des laboratoires et de leurs recherches69. Embrassant avec une grande détermination le but éducatif, les laboratoires de fourmis sont devenus des outils pour attirer la curiosité des gens et connecter le monde académique avec des connaissances communes. Les types de nids présentés dans ce travail peuvent être utilisés dans différentes activités en fonction de l’objectif, telles que l’éducation et les expositions. Par exemple, les nids ouverts (figure 5) doivent être exposés aux visiteurs de l’université, tandis que les nids cloîtrés (figure 4) sont utiles pour les expo-sciences et les expositions itinérantes, en raison de la facilité de transport. Dans tous les cas, le grand public peut observer les colonies de fourmis, en apprendre davantage sur la biologie de base et les faits amusants, et être incité à l’interrogatoire. Sur un plan plus expressif, grâce à des projets de vulgarisation tels que « Primeiros Passos na Ciência » (Premiers pas dans la science)69, les étudiants peuvent effectivement faire partie des équipes de recherche. Par conséquent, les études sur les fourmis à des fins éducatives favorisent le développement des étudiants car elles améliorent la recherche et les expériences tout en encourageant un plus grand intérêt pour la recherche scientifique.

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Disclosures

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Acknowledgments

Dédié à Mario Autuori (in memoriam) et Walter Hugo de Andrade Cunha qui ont grandement contribué aux études sur la coupe de feuilles. Nous reconnaissons le soutien de l’Université d’État de São Paulo et de l’Institut des biosciences. Cette étude a été financée en partie par le Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior-Brasil (CAPES) - Code financier 001, Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) et Fundação para o Desenvolvimento da UNESP (Fundunesp).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Entomologic forceps N/A N/A N/A
Glass tank N/A N/A Tempered glass, custom made
Hose N/A N/A Transparent, PVC 1/2 Inch x 2,0 mm
Latex gloves Descarpack 550301 N/A
Nitrile gloves Descarpack 433301 N/A
Open arena N/A N/A Polypropylene crate
Plaster pouder N/A N/A Plaster pouder used in construction, must be absorbant
Plastic Containers for collection Prafesta Natural Cód.: 8231/Natural Cód.: 8262 Lidded, transparent , polypropylene
Plastic containers for nests Prafesta Discontinued Polystyrene, hermetic
Teflon Dupont N/A Polytetrafluoroethylene liquid (PTFE Dispertion 30)

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Biologie numéro 186
Collecte et entretien à long terme des fourmis coupeuses de feuilles (<em>Atta</em>) dans des conditions de laboratoire
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Nogueira, B. R., de Oliveira, A. A., … More

Nogueira, B. R., de Oliveira, A. A., da Silva, J. P., Bueno, O. C. Collection and Long-Term Maintenance of Leaf-Cutting Ants (Atta) in Laboratory Conditions. J. Vis. Exp. (186), e64154, doi:10.3791/64154 (2022).

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