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Biology

Sammlung und Langzeitpflege von Blattschneiderameisen (Atta) unter Laborbedingungen

Published: August 30, 2022 doi: 10.3791/64154
Automatic Translation
1, 1, 2, 1
1Institute of Biosciences, Department of General and Applied Biology, Laboratory of Leaf-cutting Ants, São Paulo State University, 2Institute of Psychology, Laboratory Walter Hugo Cunha, São Paulo University

Summary

Hier wird ein Protokoll beschrieben, um gesunde Atta-Ameisenkolonien (Hymenoptera: Formicidae) unter Laborbedingungen erfolgreich zu sammeln und zu erhalten. Darüber hinaus werden verschiedene Nesttypen und -konfigurationen sowie mögliche experimentelle Verfahren beschrieben.

Abstract

Ameisen sind eine der artenreichsten Tiergruppen auf dem Planeten und bewohnen verschiedene Umgebungen. Die Erhaltung von Ameisenkolonien in kontrollierten Umgebungen ermöglicht ein erweitertes Verständnis ihrer Biologie, das zur angewandten Forschung beitragen kann. Diese Praxis wird in der Regel in Populationskontrollstudien von Arten angewendet, die wirtschaftliche Verluste verursachen, wie z. B. Atta-Ameisen. Um ihren mutualistischen Pilz zu kultivieren, sammeln diese Blattschneiderameisen Blätter und gelten daher als landwirtschaftliche Schädlinge, die auf dem gesamten amerikanischen Kontinent weit verbreitet sind. Sie sind sozial hoch organisiert und bewohnen ausgeklügelte unterirdische Nester, die aus einer Vielzahl von Kammern bestehen. Ihre Aufrechterhaltung in einer kontrollierten Umgebung hängt von einer täglichen Routine mit mehreren Verfahren und häufiger Pflege ab, die hier beschrieben werden. Es beginnt mit dem Sammeln von Königinnen während der Fortpflanzungszeit (d.h. Hochzeitsflug), die dann einzeln in Plastikbehälter umgefüllt werden. Aufgrund der hohen Sterblichkeitsrate von Königinnen kann eine zweite Sammlung etwa 6 Monate nach dem Hochzeitsflug durchgeführt werden, wenn beginnende Nester mit entwickeltem Pilz ausgehoben, von Hand gepflückt und in Plastikbehälter gelegt werden. Im Labor werden täglich Blätter an etablierte Kolonien geliefert, und ameisenproduzierte Abfälle werden wöchentlich zusammen mit restlichem trockenem Pflanzenmaterial entfernt. Da der Pilzgarten weiter wächst, werden die Kolonien je nach Versuchszweck in verschiedene Arten von Behältern überführt. Blattschneiderameisenkolonien werden in miteinander verbundenen Behältern platziert, die das Organisationssystem mit funktionalen Kammern darstellen, die von diesen Insekten in der Natur gebaut wurden. Dieses Setup ist ideal, um Faktoren wie Abfallmenge, Pilzgartengesundheit und das Verhalten von Arbeitern und Königinnen zu überwachen. Eine erleichterte Datenerfassung und detailliertere Beobachtungen gelten als der größte Vorteil der Haltung von Ameisenkolonien unter kontrollierten Bedingungen.

Introduction

Ameisen bilden eine vielfältige Gruppe von Individuen, die einen Einfluss auf die meisten terrestrischen Umgebungen ausüben1. Sie fungieren als effiziente Ausbreiter 2,3,4, Räuber5 und Ökosystemingenieure 6,7,8,9,10, was ihre Bedeutung und ihren ökologischen Erfolg für natürliche Ökosysteme unterstreicht. Alle Ameisenarten werden als eusoziale Insekten klassifiziert; Ihre soziale Organisation variiert jedoch stark zwischen verschiedenen Artengruppen, d.h. Arbeitsteilungssysteme, funktionelle Gruppen, Kommunikation zwischen Individuen, Futterorganisation, Koloniegründung und Fortpflanzungsprozess11. Als stark diversifizierte Gruppe greifen sie auf verschiedene Nahrungsressourcen und spezialisiertes Fressverhalten zurück. In der Tat war die Landwirtschaft nicht nur ein großer Schritt für die menschliche Zivilisation, sondern auch für Ameisenarten. Vor etwa 55 bis 65Millionen Jahren begannen Ameisen, Pilze zu kultivieren und in eine fast ausschließliche Ernährung einzubauen. Sie spezialisierten sich so sehr, dass sie strenge, abhängige und obligatorische Interaktionen entwickelten, die als Symbiose klassifiziert wurden, bei denen ein Individuum ohne das andere nicht überlebt.

Ameisen mit niedrigerem Pilzwachstum sammeln und verarbeiten totes organisches Material, wie z. B. Fragmente von verrottenden Blättern, um ihren mutualistischen Pilz zu züchten. während höhere pilzwachsende Ameisen frisches Pflanzenmaterial ernten und damit eines der erfolgreichsten symbiotischen natürlichen Systeme bilden13. Diese hochspezialisierte Landwirtschaftstechnik ermöglichte es ihnen, eine neue Nische zu erobern. Die höheren Attinenameisen umfassen die Blattschneiderameisen, eine monophyletische Gruppe, die zwischen 19 Ma (15-24 Ma) und 18 Ma (14-22 Ma)14,15,16 erwächst und aus vier gültigen Gattungen besteht: Atta Fabricius, Acromyrmex Mayr, Amoimyrmex Cristiano und Pseudoatta Gallardo. Das Blattschneider-Landwirtschaftssystem, das von den Blattschneiderameisen durchgeführt wurde, entwickelte sich aus abgeleiteten landwirtschaftlichen Systemen17. Die meisten dieser Arten nutzen ausschließlich die mutualistische Pilzart Leucoagaricus gongylophorus Singer 18 (auch Leucocoprinus gongylophorus Heim 19 genannt), was einen signifikanten evolutionären Übergang markiert 11. Die Pilzsorten werden vertikal übertragen, von den ursprünglichen Nestern auf die Nachkommen, was darauf hindeutet, dass sie klonal vermehrt werden20.

Bemerkenswert ist, dass die Atta-Gesellschaften eine komplexe Organisationsstruktur entwickelten, die in ihrer Umgebung von enormer Bedeutung war und für Myrmekologen von großem Interesse war. Ihre Population kann sich aus Millionen von Individuen zusammensetzen, von denen die meisten sterile Arbeiterinnen sind, die einen akzentuierten Polymorphismus aufweisen, d.h. eine ausgeprägte Größe und anatomische Morphologie. Die Bevölkerung unterscheidet sich nach Alter, physiologischem Zustand, morphologischem Typ, Verhaltensweisen und spezialisierten Aktivitäten in der Kolonie21. Arbeiter können in Gärtner und Krankenschwestern, Nestgeneralisten, Sammler und Bagger sowie Verteidiger oder Soldaten unterschieden werden21. Diese Organisation ermöglicht die Durchführung von Aufgaben in Kooperation und ein selbstorganisierendes System, das hochgradig strukturierte kollektive Verhaltensweisen erzeugen kann, die es ihnen ermöglichen, effizient auf Umweltstörungen zu reagieren22.

Die Rolle der Bevölkerungserneuerung wird von einer einzigen Königin (d.h. monogyn) gespielt, solange sie lebt, die die permanente reproduktive Kaste22 bildet. Es ist bekannt, dass Atta-Königinnen mehr als 20 Jahre alt werden und während ihrer gesamten Lebensdauer Eier legen23. Da die Königin unersetzlich ist, ist ihre Ausdauer entscheidend für das Überleben der Kolonie 13,20,23,24. Dennoch können Tausende von geflügelten reproduktiven Weibchen und Männchen während der Brutzeit im Nest gefunden werden, aber keines bleibt im ursprünglichen Nest und bildet eine temporäre Kaste22. In Atta sexdens Kolonien werden fast 3.000 reproduktive Weibchen und 14.000 reproduktive Männchen produziert25. Es tritt auf, wenn eine Kolonie die Geschlechtsreife erreicht, etwa 38 Monate nach ihrer Implementierung, und wird seitdem jährlich wiederholt, bis sieausgelöscht ist 23,25. Neue Atta-Kolonien werden durch Haplometrosis gegründet, bei der eine Königin ein neues Nest beginnt.

Wenn die Umweltbedingungen günstig sind, verlassen die Fortpflanzer das unterirdische Nest, um den Hochzeitsflug zu beginnen. Der Zeitraum seines Auftretens unterscheidet sich je nach Region und variiert je nach Art im Laufe des Jahres im gesamten brasilianischen Hoheitsgebiet. Dem Ereignis scheinen jedoch Regenfälle und eine Erhöhung der Luftfeuchtigkeit26 vorausgegangen zu sein, was mit der Erleichterung der Ausgrabung aufgrund der Bodenfeuchtigkeit22 zusammenhängen kann. Häufig werden 1-5 Wochen vor dem Hochzeitsflug die Nesteingänge und -kanäle verbreitert, um den fortpflanzungsfähigen Individuen die Abreise zu erleichtern. Bevor sie ihre Mutterkolonien verlassen, sammeln und lagern die geflügelten Weibchen in einer infrabukkalen Höhle einen Teil des mutualistischen Pilzes20,27. Während des Fluges werden mehrere Kopulation durchgeführt, und es wird berechnet, dass eine Königin bei einigen Arten von drei bis acht Männchen befruchtet werden kann (d. h. Polyandrie)28, wodurch die genetische Variabilität29 sichergestellt wird. Danach begeben sich die Königinnen auf den Boden und bevorzugen Standorte mit keiner oder nur geringer Vegetation25, wo sie ihre Flügel entfernen und ihre erste Nistkammer ausheben. Dies ist die einzige Zeit, in der Königinnen außerhalb des Nestes zu sehen sind. Obwohl Individuen der temporären Kaste in künstlichen Nestern gesehen wurden, ist nicht bekannt, ob eine erfolgreiche Kopulation (d.h. Hochzeitsflug) unter Laborbedingungen durchgeführt wurde24.

Der anfängliche Nestbau entspricht der wichtigsten Periode der Kolonie, die von 6 h bis 8 h23,25 dauern kann. In diesem Moment zieht sich die Königin in die erste Kammer zurück, und in wenigen Tagen beginnt die Eiablage. Die ersten Eier werden an das Myzel verfüttert, das die Königin würgt, was den Beginn des Pilzgartens der Kolonie markiert. Die ersten Larven erscheinen in etwa 25 Tagen22, und fast am Ende des ersten Monats besteht die Kolonie aus einer Matte aus wucherndem Pilz, in der Unreife (Eier, Larven und Puppen) nistet sind, und der Königin, die ihre ersten Nachkommen in Isolation aufzieht23. Eier sind auch die Nahrungsquelle der ersten Larven und werden von der Königin13 stark konsumiert. Zusätzlich versorgt sich die Königin mit Fettreserven und katabolisierenden Flügelmuskeln, die nicht mehr von Nutzen sind13. Die anfängliche Pilzkultur wird nicht konsumiert, da das Überleben der Kolonie von ihrer Entwicklung abhängt, und während dieser Zeit befruchtet die Königin sie mit Fäkalflüssigkeit13. Tage nach dem Schlüpfen öffnen die ersten Arbeiterinnen den Nesteingang und beginnen mit der Nahrungssuche im unmittelbaren Bereich des Nestes13. Sie enthalten das gesammelte Material als Substrat des Pilzgartens, der nun als Nahrung für die Arbeiter dient13,22. Vor der Zugabe in die Pilzkultur wird das von den Arbeiterinnen mitgeführte Pflanzenmaterial in winzige Stücke geschnitten und mit Fäkalflüssigkeitbefeuchtet 13. Die Ameisen manipulieren Pilzinokulum, um sein Wachstum zu erhöhen und zu kontrollieren, was zur Partitionierung großer Bodengrubenkammern dient, die auf die Konditionierung des Gartens spezialisiert sind 13,22,25.

Etwa 6 Monate nach dem Hochzeitsflug enthalten A. sexdens Nester eine Pilzkammer und einige Kanäle. Die große Spezialisierung auf den Bau von Blattschneiderameisennestern wirkt als Abwehrmechanismus gegen natürliche Feinde und ungünstige Umweltfaktoren22. Es ist bekannt, dass Blattschneiderameisen den Pilzgarten fragmentieren und in Kammern mit hoher Luftfeuchtigkeit überführen, wenn die Kammern auszutrocknenbeginnen 13. Obwohl der Aushub des Nestes erhebliche Energiekosten verursacht, kehrt sich die investierte Energie in Vorteile für die Kolonie selbstum 22. Mit wenigen Ausnahmen stellen die Atta-Arten auch spezielle Kammern für die Abfälle der Kolonie her, die hauptsächlich aus abgereichertem Pilzsubstrat und Körpern toter Ameisen bestehen, sie vom Rest des Nestes isolieren und eine wichtige Strategie der sozialen Immunität etablieren30. Darüber hinaus manipuliert eine bestimmte Gruppe von Arbeitern den Müll direkt, um eine Kontamination anderer Personen zu vermeiden. Arbeiter suchen ständig nach Futter, um den Pilz zu nähren, der die Hauptnahrungsquelle der Kolonie ist. Sie können sich jedoch auch von Pflanzensaft ernähren, während sie Fragmente schneiden. Das Pflanzenmaterial wird sorgfältig für die Pflege des Pilzgartens ausgewählt und von vielen Faktoren wie Blattmerkmalen und Eigenschaften des Ökosystems beeinflusst13.

Die Futtersuchstrategie der Blattschneiderameisen zur Gewinnung von frischem Material ist sehr komplex und führt in Verbindung mit dem hohen Erntebedarf der etablierten Völker zu erheblichen wirtschaftlichen Verlusten für die landwirtschaftlichen Erzeuger und gefährdet die Wiederaufforstungsgebiete22,31. Daher können diese Ameisen in den meisten Gebieten, in denen sie anzutreffen sind, als Schädlinge eingestuft werden, von den südlichen Vereinigten Staaten bis zum Nordosten Argentiniens 11,13,22,32. Das Auslöschen problematischer Kolonien ist aufgrund der Reihe von Anpassungen, die der Biologie dieser Insekten innewohnen (d.h. soziale Organisation, Nahrungssuche, Pilzzucht, Hygiene und komplexe Neststrukturen), eine Herausforderung.33. Daher unterscheiden sich die Populationskontrollstrategien von denen, die im Allgemeinen auf andere Schadinsekten angewendet werden, und greifen hauptsächlich auf attraktive kontaminierte Köderangebotezurück 33,34. Da diese Ameisen jedoch sowohl für den Pilz als auch für die Kolonieindividuen schädliche Substanzen abstoßen und bewirtschaftete Felder gefährden können 33, werden ständig neue natürliche Verbindungen und Alternativen der Bekämpfung getestet33,35,36. Da die Versuchsergebnisse an felderprobten Kolonien kaum überwacht werden können, werden vorläufige Aufsätze in einer kontrollierten Umgebung durchgeführt.

Daher müssen experimentelle Protokolle an Interessengruppen angepasst werden, die den heterogenen Lebensstil von Ameisen berücksichtigen, Studien auf Artebene unterstützen und Kolonien als operative Einheiten berücksichtigen, bei denen eine Ameise ein Element eines komplexen Superorganismus ist11. Die bisher gesammelten Berichte über die Atta-Gattung machten es möglich, Kolonien unter Laborbedingungen erfolgreich zu sammeln und zu pflegen und ihre Grundbedürfnisse und ihre allgemeine Funktionsfähigkeit zu berücksichtigen. Basierend auf ihren natürlichen Prozessen wie Fortpflanzung, Koloniegründung und Fressverhalten wurde eine Routine von Praktiken entwickelt, die die langfristige Etablierung von Kolonien in verschiedenen Nesttypen ermöglicht. Hier wird ein Verfahrensprotokoll zur Haltung von Blattschneiderameisen im Labor beschrieben und beleuchtet mögliche allgemeine Forschung mit unterschiedlichen Experimentierzwecken und wissenschaftlicher Reichweite.

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Protocol

1. Sammlung von Königinnen

  1. Suchen Sie in der Literatur nach dem Zeitraum der Atta-Fortpflanzungssaison in der interessierenden Region. Das Auftreten der Fortpflanzungszeit, die Häufigkeit und die Tageszeit der Hochzeitsflüge variieren je nach regionalen Klimabedingungen (Tabelle 1). Obwohl sie in der Regel im Frühjahr stattfindet, müssen diese Informationen für den Ort gesammelt werden, an dem die Sammlung stattfinden soll 37,38,39,40,41,42,43,44,45,46.
  2. Identifizieren und markieren Sie Orte mit Atta-Nestern , die als mögliche Gebiete für das Sammeln von Königinnen und jungen Kolonien in Betracht kommen. Während der Hochzeitsflüge sind die Königinnen um die Nistplätze verstreut; Daher haben Gebiete mit einer größeren Anzahl von Kolonien höhere Chancen, Königinnenlandeplätze zu haben, an denen sie neue Nestausgrabungen initiieren.
  3. Überprüfen Sie die zuvor ausgewählten Bereiche auf Anzeichen eines Hochzeitsfluges während der Fortpflanzungszeit von Atta-Ameisen . Behalten Sie den Überblick über die Umweltbedingungen von Hochzeitsflugtagen, z. B. Hitze- und Regenwetter.
  4. Identifizieren Sie Blattschneiderameisennester in den zuvor ausgewählten Bereichen und suchen Sie nach äußeren Merkmalen, die auf die bevorstehende Abreise von geflügelten Fortpflanzungsameisen hinweisen. Zu den Nistmerkmalen gehören verbreiterte Tunneleingänge (Abbildung 1), ein erhöhter Fluss von Arbeitern, die aggressiveres Verhalten gegenüber möglichen Raubtieren zeigen, und geflügelte Fortpflanzungsameisen, die an Tunneleingängen auftreten (Abbildung 1). Hüten Sie sich vor Tagen mit hoher Luftfeuchtigkeit, die auf Regenfälle folgen, da sie in der Regel Hochzeitsflügen vorausgehen.
  5. Bereiten Sie Behälter mit Kunststoffdeckel mit einer unteren Gipsschicht vor, um die Königinnen einzeln zu halten. Stellen Sie sicher, dass das Behältervolumen ca. 200 ml beträgt und die Putzschicht an der Unterseite etwa 1 cm hoch ist und zur Feuchtigkeitskontrolle sehr saugfähig ist.
    HINWEIS: Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, um die Pflasterbasis vorzubereiten.
  6. Bereiten Sie eine Umgebung mit einer konstanten Temperatur von 23 ± 1 °C und ca. 70 % ± 10 % relativer Luftfeuchtigkeit vor. Wählen Sie einen Ort ohne intensive Aktivitäten und einen hohen Personenfluss, um Vibrationen und Störungen zu vermeiden. Verwenden Sie Reinigungsmittel mit neutralem Duft, um Störungen des Ameisenverhaltens zu vermeiden.
    HINWEIS: Schwankungen bestimmter Umgebungsbedingungen können zu Wasserkondensation oder Feuchtigkeitsverlust führen und den Pilzgarten beeinträchtigen.
  7. Sammeln Sie nach dem Hochzeitsflug flügellose Königinnen, die mit dem Nestaushub begonnen haben, und legen Sie sie einzeln vorsichtig in die mit einer Gipsschicht vorbereiteten Kunststoffbehälter. Vermeiden Sie es, die Königinnen mit bloßen Händen zu berühren und verwenden Sie Latexhandschuhe oder eine entomologischen Pinzette.
    HINWEIS: Flügelentfernung und Bodenaushub deuten auf reproduktive Weibchen hin, die bereits kopuliert haben und daher in der Lage sind, eine neue Kolonie zu gründen. Queens Collection wird auch als die erste Sammlung in diesem Werk behandelt.
  8. Bewegen Sie die Behälter mit den Königinnen an den Ort, an dem zuvor eine kontrollierte Umgebung ausgewählt wurde. Führen Sie den Transport von Königinnen mit äußerster Vorsicht durch, vermeiden Sie zu große Störungen und halten Sie eine minimale Temperaturkonstanz aufrecht.
  9. Manipulieren oder bewegen Sie die Königinnen ca. 3 Tage nach der Entnahme nicht, um Stress zu vermeiden.

Figure 1
Abbildung 1. Der Nesteingang wurde mit geflügelten Ameisen und Arbeitern verbreitert. Verbreiterte Tunneleingänge sind eines der Nestmerkmale, die auf das Auftreten von Atta-Hochzeitsflügen hinweisen.  Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

2. Instandhaltung der Königinnen

  1. Geben Sie zunächst alle 2 Tage mit Hilfe einer Nadelspritze 2,5 ml Wasser in die Pflasterschicht des Empfängers.
    1. Anstatt den Behälterdeckel zu öffnen, stechen Sie die Behälterdeckel vorsichtig mit der Nadel durch, um Störungen durch Manipulation zu vermeiden. Das gleiche Loch kann während dieser Zeit verwendet werden. Achten Sie darauf, dass das zugeführte Wasser die Putzschicht nicht durchnässt. Vermeiden Sie es, die Königin, den anfänglichen Pilzschwamm und unreife Tiere direkt zu gießen. Solange der Pilzgarten ein trockenes Aussehen mit Wassermangel aufweist, bewässern Sie die Putzschicht.
  2. Prüfen Sie zwei Wochen nach der Entnahme, ob der Pilz von den Königinnen ausgewürgt wurde. Wenn kein Pilz vorhanden ist, übertragen Sie etwa 2 g Pilz, der aus einer etablierten Kolonie stammt. Führen Sie diesen Schritt auch durch, wenn sich der Pilz nicht entwickelt.
    HINWEIS: Für die Pilzübertragung ist es notwendig, gesunden Pilz aus einer etablierten Kolonie zu sammeln und alle Ameisen zu entfernen, die sich darauf befinden könnten. Verwenden Sie einen Esslöffel, eine entomologische Pinzette und Latexhandschuhe, um den Pilz zu manipulieren.
  3. Nach dem Auftreten der ersten Arbeiterinnen beginnen Sie, regelmäßig Fragmente von jungen und dünnen Blättern anzubieten, je nach Schnittaktivität der Kolonie. Stellen Sie sicher, dass die angebotenen Blätter gesund sind und die Pflanzen nicht mit Insektiziden oder anderen chemischen Substanzen behandelt wurden. Stellen Sie in frühen Stadien sicher, dass die Blattfragmente nicht größer als 4 cm sind.
    HINWEIS: Wenn die ersten Arbeiterinnen mit der Blattsuche beginnen, muss Pflanzenmaterial nach ihrem Auftreten angeboten werden. Die Opferhäufigkeit hängt von der Beweglichkeit ab, mit der die Arbeiter das Pflanzenmaterial in den Pilz einarbeiten, kann aber bis zu 2-3 Tage pro Woche reichen. Haferflocken und Cornflakes können ebenfalls angeboten werden, sollten aber mit Blättern abgewechselt werden, um Pilztrockenheit zu vermeiden.
  4. Wenn Sie neue Blätter anbieten, entfernen Sie Kolonieabfälle und trockene Blattfragmente. Vermeiden Sie die Verwendung von Parfums, Feuchtigkeitscremes, Cremes oder anderen Substanzen mit starkem Geruch, wenn Sie die Königinnen manipulieren. Verwenden Sie außerdem Latexhandschuhe während aller Prozesse.
  5. Verfolgen Sie die Entwicklung der Kolonie, und wenn der Pilzgarten mindestens die Hälfte des Behältervolumens erreicht, übertragen Sie die Kolonie in ein künstliches, dauerhaftes Nest.
    HINWEIS: Da die Entwicklungsrate für jede Kolonie inhärent ist, gibt es keine geschätzte Zeit für den Kolonietransfer. In der Regel werden Kolonien aus der ersten Sammlung aufgrund des kleinen Pilzgartens in Nester mit Pilzgartenkammer von maximal 1 Liter Volumen überführt.

3. Sammlung junger Kolonien

  1. Erwerben Sie Kunststoffbehälter mit einem Volumen von ca. 500 ml.
  2. Etwa 6 Monate nach dem Hochzeitsflug werden indikative turmförmige Hügel mit granulierten Bodenpartikeln (Abbildung 1) von beginnenden Atta-Nestern (Abbildung 2) an den zuvor markierten Stellen mit Blattschneiderameisen identifiziert.
    HINWEIS: Sechs Monate nach dem Hochzeitsflug werden die Nester junger Völker auf bis zu 1 m Tiefe im Boden geschätzt. Eine neue Sammlung ist in dieser Zeit angezeigt, um höhere Chancen auf erfolgreiche und dauerhafte Kolonien in großen Mengen zu erreichen.
  3. Graben Sie mit einer Gartenhacke den Nesteingang aus, bis Sie die Kammer erreichen, in der sich die junge Kolonie befindet. Sammeln Sie die Königin, den Pilzgarten, die Jungtiere und die jungen Arbeiter und legen Sie sie in den Plastikbehälter. Führen Sie den Abholvorgang so schonend wie möglich durch.
    HINWEIS: Natürlich wird auch eine große Menge an Erde gesammelt und sollte bei zukünftigen Wartungsverfahren im Labor schrittweise entfernt werden.
  4. Bringen Sie die Behälter mit Kunststoffdeckel, in denen sich die Kolonien befinden, in die dafür vorgesehene kontrollierte Umgebung. Führen Sie den Transport junger Kolonien mit äußerster Vorsicht durch, vermeiden Sie zu viel Störung und halten Sie eine minimale Temperaturkonstanz aufrecht. Verzichten Sie darauf, die Kolonien für ca. 3 Tage zu manipulieren oder zu bewegen, um Stress zu vermeiden. Wenn der Raum eine aktive Routine hat, kann ein dunkles Tuch über die Kolonien gelegt werden.

Figure 2
Abbildung 2. Turmförmiger Erdhügel. Der charakteristische turmförmige Hügel weist auf beginnende Kolonien von Atta sexdens und Atta laevigata hin. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

4. Erhaltung junger Kolonien

  1. Stellen Sie dünne junge Blätter 3 mal pro Woche zur Verfügung.
    1. Stellen Sie sicher, dass die angebotenen Blätter gesund sind und die Pflanzen nicht mit Insektiziden oder anderen chemischen Substanzen behandelt wurden. Stellen Sie in diesem Stadium sicher, dass die Blattfragmente mindestens 7 cm lang sind.
      HINWEIS: Haferflocken und Cornflakes können ebenfalls angeboten werden, sollten aber mit Blättern abgewechselt werden, um Pilztrockenheit zu vermeiden.
    2. Die Opferhäufigkeit hängt von der Beweglichkeit ab, mit der die Arbeiterinnen das Pflanzenmaterial auf den Pilz einarbeiten. Wenn die Schnittaktivität intensiv ist, erhöhen Sie das Angebot zweimal täglich, dreimal pro Woche oder 5 Tage pro Woche.
  2. Wenn Sie neue Blätter anbieten, entfernen Sie Kolonieabfälle, einschließlich Bodenreste, mit Hilfe eines Löffels. Verwenden Sie bei allen Prozessen Latexhandschuhe. Vermeiden Sie bei der Manipulation der jungen Kolonien die Verwendung von Parfums, Feuchtigkeitscremes, Cremes oder anderen Substanzen mit starkem Geruch.
    HINWEIS: Die Arbeiter selbst trennen den Boden und den Abfall vom Pilz.
  3. Verfolgen Sie die Entwicklung der Kolonie, und wenn der Pilzgarten mindestens die Hälfte des Behältervolumens erreicht, übertragen Sie die Kolonie in ein künstliches, dauerhaftes Nest.
    HINWEIS: Da die Entwicklungsrate für jede Kolonie inhärent ist, gibt es keine geschätzte Zeit für den Kolonietransfer.

Figure 3
Abbildung 3: Arten von künstlichen Nestern für Atta sexdens und Atta laevigata Kolonien. Illustration von dauerhaften künstlichen Nestern von Blattschneiderameisen: Klausur-Vertikal-Nest-Setup, Klausur-Horizontal-Nest-Setup und Open-Arena-Nest-Setup. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

5. Dauerhafte künstliche Nester

  1. Bereiten Sie eine vertikale Verschachtelung vor, wie unten beschrieben (Abbildung 3 und Abbildung 4).
    HINWEIS: Klausur-Nest-Konfigurationen sollten immer verschiedene Empfänger haben, um sich separat als (1) Pilzgartenkammer, (2) Abfallentsorgungskammer und (3) Nahrungskammer auszugeben. Zunächst sollte es mit drei Behältern beginnen, aber es können weitere Empfänger hinzugefügt werden, um den Pilzgarten zu vergrößern. Die Nester können je nach Versuchszweck in Größe und Material variieren, obwohl hier die Verwendung von durchsichtigen Materialien beschrieben und empfohlen wird. Die Behälter müssen ohne Öffnungen sein, sonst entkommen die Ameisen. Die Art des Nestes, wie unten beschrieben, kann für die allgemeine Forschung verwendet werden, aber es wird nicht gut für die durchsetzungsfähige Ameisensammlung empfohlen, da die Störung beim Entfernen des Deckels verursacht wird, was zu großer Unruhe unter den Individuen führt. Nichtsdestotrotz ist es aufgrund der Materialtransparenz möglich, die Königin und verschiedene Ameisenkasten zu lokalisieren, auch wenn der Pilzgarten den gesamten Behälter gefüllt hat. Da es sich um eine Tendenz handelt, wird immer angenommen, dass sich die Jungtiere in der Mitte des Pilzgartens befinden, wenn sie den größten Teil des verfügbaren Platzes in vertikalen Behältern eingenommen haben.
    1. Wählen Sie einen transparenten Deckelbehälter von ca. 1 l und fügen Sie eine 1 cm dicke Schicht hochsaugfähiger Pflastermasse hinzu. Dies wird die Pilzgartenkammer sein. Wählen Sie zwei durchsichtige Behälter mit Deckel von jeweils ca. 500 ml als Abfallentsorgungs- und Futterkammern aus. Die Ameisen wählen aus, welche Kammer jeweils sein wird, und stellen danach sicher, dass sie nicht vertauscht werden.
      HINWEIS: Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, um die Pflasterbasis vorzubereiten.
    2. Perforieren und verbinden Sie die drei Behälter mit einem transparenten Schlauch oder einem Schlauch. Bringen Sie ggf. Klebeband am Rand der Röhrchen an, um eine Oberschenkelverbindung mit den Behältern zu gewährleisten und ein Entweichen von Ameisen zu verhindern. Stellen Sie den Gipsbodenbehälter in die Mitte und die anderen Behälter auf gegenüberliegende Seiten.
    3. Den Pilzschwamm ausgewählter Völker (siehe Schritt 2.5 und Schritt 4.3) zusammen mit der Königin, den Arbeiterinnen und den Jungtieren vorsichtig in den Gipsbodenbehälter überführen. Stellen Sie vor der Übertragung sicher, dass der Gipsboden bewässert wird. Verwenden Sie Latexhandschuhe.
  2. Bereiten Sie eine horizontale Verschachtelung vor, wie unten beschrieben (Abbildung 3 und Abbildung 4).
    HINWEIS: Nester mit horizontaler Anordnung ermöglichen eine genaue Beobachtung des Pilzgartens und der Aktivitäten der Arbeiter in diesem Bereich. Da sich jüngere Teile des Pilzgartens an der Spitze befinden, ist es möglich, zu beobachten, wie kürzlich angebotene Substrate von den Arbeitern eingearbeitet werden. Neue Teile des Pilzes können an seiner Farbe erkannt werden, die der Farbe der letzten angebotenen Ressource ähnelt, während die älteren Teile normalerweise eine beige Farbe tragen. Nachkommen und die Königin können auch leicht lokalisiert werden, da sie sich in horizontalen Behältern normalerweise an der Spitze des Pilzgartens befinden, auch wenn sie den größten Teil des Raumes eingenommen haben. Diese Konfiguration kann für verhaltensorientierte Forschung, fokale Stichproben und wissenschaftliche Öffentlichkeitsarbeit verwendet werden, da sie die Wahrnehmung der Organisation innerhalb des Nestes ermöglicht.
    1. Erwerben Sie einen transparenten Deckelbehälter mit den Abmessungen ca. 31 cm x 21 cm x 4,5 cm und fügen Sie eine 1 cm dicke Schicht hochsaugfähiger Gipsbasis hinzu. Dies wird die Pilzgartenkammer sein. Wählen Sie zwei durchsichtige Behälter mit Deckel von jeweils ca. 500 ml als Abfallentsorgungs- und Futterkammern aus. Die Ameisen wählen aus, welche Kammer jeweils sein wird, und stellen danach sicher, dass sie nicht vertauscht werden.
      HINWEIS: Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, um die Pflasterbasis vorzubereiten. Schließen Sie bei Bedarf den kleinen Zwischenraum zwischen dem Deckel und dem Behälter mit Klebeband, um ein Entweichen der Ameisen zu verhindern.
    2. Perforieren und verbinden Sie die Behälter mit einem transparenten Schlauch oder einem Schlauch. Bringen Sie ggf. Klebeband am Rand der Röhrchen an, um eine Oberschenkelverbindung mit den Behältern zu gewährleisten und ein Entweichen von Ameisen zu verhindern. Stellen Sie den Gipsbodenbehälter in die Mitte und die anderen Behälter auf gegenüberliegende Seiten.
    3. Den Pilzschwamm ausgewählter Völker (siehe Schritt 2.5 und Schritt 4.3) zusammen mit der Königin, den Arbeiterinnen und den Jungtieren vorsichtig in den Gipsbodenbehälter überführen. Stellen Sie vor der Übertragung sicher, dass der Gipsboden bewässert wird. Verwenden Sie Latexhandschuhe.
  3. Bereiten Sie ein offenes Arena-Nest-Setup wie unten beschrieben vor (Abbildung 3 und Abbildung 5).
    HINWEIS: Offene Arenanester ermöglichen das Sammeln von Ameisen ohne große Störungen und die Analyse des Futtersuchverhaltens. Sie können auch eine zuverlässige Darstellung einer in der Natur gefundenen Kolonie für wissenschaftliche Zwecke liefern.
    1. Wählen Sie einen transparenten Deckelbehälter von ca. 1 l und fügen Sie eine 1 cm dicke Schicht hochabsorbierende Pflasterschicht hinzu. Dies wird die Pilzgartenkammer sein.
      HINWEIS: Es wird empfohlen, mit 1-Liter-Behältern zu beginnen und nach und nach zu Behältern mit höherem Volumen überzugehen, um einen größeren Pilzgarten zu erhalten. Allerdings sollten die Behälter ein 5 L Volumen nicht überschreiten. Fügen Sie so viele Container wie nötig hinzu.
    2. Wählen Sie eine offene Arena aus. Die Größe der Arena kann je nach Studienzweck variieren. Wenn eine große Arena ausgewählt wird, stellen Sie die Behälter mit dem Pilzgarten in dessen Inneres (Abbildung 5). Im Falle einer kleinen Arena verbinden Sie sie mit einem transparenten Schlauch oder Schlauch mit dem Pilzgartenbehälter (Abbildung 3). Die Arena wird als Futter- und Entsorgungskammer dienen, also stellen Sie sicher, dass sie nicht zu klein ist.
    3. Tragen Sie eine Schicht Polytetrafluorethylenflüssigkeit in einer einzigen Bewegung auf den Arenarand auf, um die Ameisen einzudämmen. Verwenden Sie eine mit der Flüssigkeit getränkte Baumwolle und einen Nitrilhandschuh.
      VORSICHT: Vermeiden Sie das Einatmen und Berühren der Haut bei der Verwendung von Polytetrafluorethylen-Flüssigkeit.
    4. Den Pilzschwamm ausgewählter Völker (siehe Schritt 2.5 und Schritt 4.3) zusammen mit der Königin, den Arbeiterinnen und den Jungtieren vorsichtig in den Gipsbodenbehälter überführen. Stellen Sie vor der Übertragung sicher, dass der Gipsboden bewässert wird. Verwenden Sie Latexhandschuhe.

Figure 4
Abbildung 4: Künstliche Klausurnester der Blattschneiderameisen Atta sexdens und Atta laevigata. Vertikale Verschachtelung oben (A) und Seitenansicht (B); Horizontales Nest oben (C) und Seitenansicht (D). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 5
Abbildung 5: Künstliches offenes Arenanest der Blattschneiderameisen Atta sexdens und Atta laevigata. Offenes Arena-Nest-Setup von Atta sexdens Oberseite (A) und Seitenansicht (B). 1) Pilzgartenkammern; 2) Abfall; 3) Orangenscheiben; 4) Glas mit Polytetrafluorethylen (PTFE) Schicht. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

6. Erhaltung entwickelter Kolonien

  1. Täglich mindestens ein großes Blatt in die Futterkammer pro Kolonie mit 1 L Pilzgarten geben. Wenn die Schnittaktivität der Ameisen intensiv ist, erhöhen Sie die Anzahl der Blätter. Wenn der Pilz trocken ist, befeuchten Sie die Blätter vor, um zusätzliche Feuchtigkeit zu spenden. Führen Sie in abgeschiedenen Nestern das Opfer schnell aus, um zu verhindern, dass die Ameisen aus der Nahrungskammer entkommen.
    HINWEIS: Hier werden Blätter von Pflanzenarten wie Maulbeere (Morus nigra), Mango (Mangifera indica), Eukalyptus (Eucalyptus sp.), Jambolan (Syzygium cumini), Hibiskus (Hibiscus sp.), Acalypha (Acalypha wilkesiana) und Ligustrum (Ligustrum lucidum) gesammelt.
    1. Bieten Sie Früchte wie Orange und Apfel sowie Hafer und Cornflakes an, um die Ernährung zu diversifizieren und zu ergänzen. Bieten Sie großen Kolonien mit intensiver Nahrungssuche täglich Haferflocken und Cornflakes und einmal pro Woche Früchte an. Wenn dies nicht der Fall ist, bieten Sie abwechselnd Flocken mit Blättern an, jedoch nicht mehr als dreimal pro Woche und Früchte ein- oder zweimal im Monat. Passen Sie die Menge und Häufigkeit jedes Futters entsprechend der Nahrungssuche der Ameisen an.
    2. Wenn die oben beschriebenen Optionen nicht verfügbar sind, identifizieren Sie die Präferenz der Ameisen für die Nahrungssuche zwischen Blättern, Blüten und Früchten regionaler Bäume und Sträucher oder sogar kommerzialisiertem Gemüse, Getreide und anderen Flocken. Vermeiden Sie es, Ressourcen mit defensiven chemischen Verbindungen und Pestiziden anzubieten.
  2. Entfernen Sie den gesamten Inhalt der Abfallkammer alle 2 Wochen aus allen Kolonien. Entfernen Sie auch Arbeiter zum Zwecke der Bevölkerungskontrolle. Wenn die Arbeiterinnen gesunden Pilz in die Abfallkammer übertragen, stellen Sie sicher, dass sich die Königin nicht darauf befindet, und entfernen Sie sie. Wenn die Menge des entsorgten Abfalls hoch oder zu feucht ist, entfernen Sie ihn einmal pro Woche.
  3. Entfernen Sie das Material, das nicht von den Ameisen aus der Futterkammer genommen wurde, wenn Sie neue anbieten, und stellen Sie sicher, dass es immer sauber ist.
    1. Wenn die Arbeiter gesunden Pilz in die Futterkammer übertragen, stören Sie ihn, lassen Sie den Behälterdeckel offen und tragen Sie neutrales Talkumpuder auf die Oberfläche des Kammerrandes auf. Führen Sie diesen Vorgang nur durch, wenn noch etwas Platz in der Pilzkammer vorhanden ist, so dass die Arbeiter den Pilz zurück in den Behälter bringen, ohne ihn zu verlieren oder unreif zu werden.
  4. Wenn mehr Pilzgarten gewünscht wird, fügen Sie einen weiteren verputzten Behälter hinzu und bewegen Sie einen Teil des Pilzschwamms hinein. Bis der Pilz die Hälfte des Behälters erreicht, fügen Sie Blätter in die Pilzkammer hinzu. Das Wachstum des Pilzgartens sollte allmählich erfolgen, um das Gleichgewicht der Kolonie nicht zu beeinträchtigen. Wenn ein größerer Behälter gewünscht wird, stellen Sie sicher, dass der Pilz den gesamten Raum der kleinsten Behälter einnimmt, bevor Sie ihn transportieren. Kolonieabfälle und trockene Blätter sollten sich nicht in der Pilzgartenkammer ansammeln.
  5. Überprüfen Sie die Gipsbasis von den Behältern, da sie mit der Zeit eine dunkelbraune Farbe annehmen und aufgrund von Ameisenausscheidung, Abfalltransport und hoher Feuchtigkeitskonzentration unwirksam werden kann. Außerdem können einige Kolonien die Schicht schneiden und entsorgen. In diesen Fällen den Pilzgarten in einen neuen verputzten Behälter überführen.

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Representative Results

Ein Flussdiagramm, das den Prozess der Ameisensammlung darstellt, ist in Abbildung 6 dargestellt. Hier werden einige Ergebnisse gezeigt, die unter Verwendung des oben beschriebenen Protokolls der Sammlung, Wartung und Verschachtelung erzielt wurden.

Figure 6
Abbildung 6: Flussdiagramm für die Sammlung der Kolonien der Blattschneiderameisen. Nach dem Protokoll erfolgt die erste Abholung direkt nach dem Hochzeitsflug. Die Königinnen, die ihre Flügel entfernt haben, werden gesammelt und in einen kleinen Behälter mit Gipsboden gelegt. Nach 6 Monaten des Hochzeitsfluges erfolgt die zweite Abholung. Königinnen, die den Boden ausgehoben und erfolgreich mit der Koloniegründung begonnen haben, werden gesammelt. Nachdem sich die Kolonien entwickelt haben, werden sie in größere Behälter und optional in andere Neststrukturen überführt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Einfluss des Fortpflanzungsstatus auf die Immunantwort von Blattschneiderameisenköniginnen
Königinnen verschiedener Ameisenarten haben eine lange Lebensdauer und sind daher eher dem gleichen Erreger mehr als einmal ausgesetzt47. Durch die Initiierung einer neuen Kolonie werden Atta-Königinnen isoliert und ein Kompromiss zwischen Fortpflanzung und Immunität könnte die Investitionen in die Immunabwehr dieser Gründerameisen reduzieren. Daher kann ihre Resistenz gegen Krankheitserreger mit ihrem Fortpflanzungsstatus zusammenhängen47,48. Durch das Sammeln von Königinnen in verschiedenen Momenten ihres frühen Lebenszyklus und das Einführen eines Nylonfadens in den Gaster der Individuen (Abbildung 7) war es möglich, die individuelle Verkapselungsreaktion auf Krankheitserreger zu bewerten und die Immunresistenz zwischen jungfräulichen Königinnen, kürzlich verpaarten Königinnen und Königinnen, die sich vor 6 Monaten gepaart hatten, in den Gaster der Individuen zu vergleichen.

Figure 7
Abbildung 7: Essay über die Kapselungsantwort. Versuchsaufbau, der darauf abzielte, die individuelle Immunantwort der Verkapselungsvariation entsprechend dem Fortpflanzungsstatus von Atta sexdens und Atta laevigata Königinnen zu bewerten. Jungfräuliche Königinnen, frisch verpaarte Königinnen und Königinnen, die sich vor 6 Monaten gepaart haben, erhielten Nylonfilament-Insertionen zwischen dem 4. und 5. Tergit des Gasters, um als Antigen zu wirken. Die Nylonfilamente wurden nach 24 Stunden entfernt und fotografiert, um die Farbabdeckung zu quantifizieren. Die Königinnen wurden vor dem Hochzeitsflug, direkt nach dem Hochzeitsflug und 6 Monate nach dem Hochzeitsflug abgeholt, wobei die Schritte aus den Themen 1, 2 und 3 des beschriebenen Protokolls befolgt wurden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Sobald die unverpaarten Weibchen nur in Hochzeitsflugereignissen erscheinen, stützt sich die Untersuchung dieser Individuen in diesem Fortpflanzungsstatus auf das spezifische Wissen, um das Auftreten des jeweiligen Phänomens vorherzusagen und Ameisensammel- und Wartungsprotokolle zu kennen. Um sicherzustellen, dass die Fortpflanzer noch nicht kopuliert hatten, wurden die Individuen direkt aus den Nisthöhlen gesammelt, deren Eingänge für die Abreise dieser Ameisen verbreitert waren (Abbildung 1). Da die Identifizierung von Fortpflanzungen auf Artebene schwierig ist, wurden Arbeiterinnen aus derselben Kolonie zur Validierung gesammelt. Im Falle von verpaarten Individuen wurden Weibchen, denen die Flügel entfernt wurden und die direkt nach dem Hochzeitsflug begannen, den Boden auszuheben, in der Annahme, dass sie bereits kopuliert hatten. Für beide Fortpflanzungsstadien wurde eine hohe Anzahl von Weibchen gesammelt, um die Anzahl der getesteten Individuen zu gewährleisten, da die Sterblichkeitsrate zu diesem Zeitpunkt signifikant ist. Nachdem sich die verpaarten Ameisen aus der ursprünglichen Kolonie ausgebreitet hatten, wurden die Arten durch den Vergleich des kutikulären Kohlenwasserstoffprofilsidentifiziert 49. Königinnen, die sich seit dem Hochzeitsflug 6 Monate lang gepaart haben, haben bereits ihre Kolonien begonnen, die zu diesem Zeitpunkt aus einem kleinen Pilzgarten, mehreren Arbeiterinnen und Jungtieren bestehen. Diese frühen Kolonien wurden durch den markanten turmförmigen Bodenhügel entdeckt (Abbildung 2). Die Sammlung erfolgte nach den zuvor in Abschnitt 3 "Sammlung junger Kolonien" beschriebenen Schritten. Um die weiblichen Fortpflanzungen in diesem Stadium zu untersuchen, war es notwendig, die junge Kolonie zu erhalten, da die Königin allein bald zugrunde gehen würde. Die Identifizierung erfolgte unter Verwendung der Arbeiter der Kolonien. Insgesamt wurden etwa 200 Königinnen mit den zuvor beschriebenen Protokollen gesammelt.

Nach jeder Entnahme wurden die Königinnen gewogen, vermessen und erhielten bald die Nylon-Filament-Einführungen, die 24 Stunden später für die Farbabdeckungsanalyse entfernt wurden. Bei Atta laevigata-Arten zeigten Königinnen, die sich vor 6 Monaten gepaart hatten, das dunkelste Nylonfilament, also die höhere Verkapselungsrate und eine effizientere Immunabwehr (Abbildung 8). Neu verpaarte Königinnen sammelten sich jedoch kurz nach dem Hochzeitsflug und jungfräuliche Königinnen, die vor dem Hochzeitsflug gesammelt wurden, hatten ungefähr die gleiche Einkapselungsrate (Abbildung 8). So wurde nachgewiesen, dass die Zellabwehr bei Atta laevigata-Ameisen mit dem Fortpflanzungsstatus und der nach der Paarung verstrichenen Zeit variieren kann, sich jedoch nicht mit dem Gewicht und der Kopflänge ändert. Ursprünglich zielte die Forschung darauf ab, auch Atta sexdens Königinnen zu sammeln und zu vergleichen, aber es war nicht möglich, jungfräuliche Königinnen zu sammeln, da die identifizierten Nester keine Fortpflanzungsaktivitäten an den beobachteten Löchern aufwiesen. Trotz der Schwierigkeit könnten allgemeine Untersuchungen zu den zellulären Abwehrmechanismen der Vermehrung von Blattschneiderameisen zur Aufklärung der Immunantworten von Insekten und zur Verbesserung der derzeitigen Bekämpfungsmethoden beitragen.

Präferenz der Blattschneiderameisen für Unterprodukte, die in Ködern verwendet werden
Derzeit ist die am häufigsten angewandte Populationskontrollmethode für Blattschneiderameisenkolonien das Angebot von toxischen Ködern. Im Allgemeinen werden sie mit einer attraktiven pflanzlichen Verbindung in Verbindung gebracht, wobei Zitrusfruchtfleisch am häufigsten verwendet wird. Es ist jedoch bekannt, dass Arbeiter die Ködertoxizität nach vorherigem Kontakt irgendwie mit der attraktiven Verbindung in Verbindung bringen und sie ablehnen können, was die Methode ineffizient macht. Daher wird die Verwendung alternativer attraktiver Verbindungen wie Sojabohnen (100%), Sojabohnen plus Zitrusfruchtfleisch (50%/50%) und Cashew plus Zitrusfruchtfleisch (50%/50%) für eine mögliche Rotation zwischen den Ködern vorgeschlagen. Diese Verbindungen wurden nach Präferenzexperimenten mit Atta sexdens und Atta laevigata Kolonien ausgewählt. Nester wurden mit Glasarenen befestigt und insektizidfreie Köder mit unterschiedlichen Zusammensetzungen angeboten (Abbildung 9).

Figure 8
Abbildung 8: Verkapselungsrate von Atta sexdens und Atta laevigata Königinnen in verschiedenen Fortpflanzungsstadien. Die Verkapselungswerte wurden anhand des mittleren Grauwerts aus Bildern der Nylonfilamente bewertet, die in den Gaster der Individuen eingeführt wurden. Die dunkelsten Fäden wurden als eine effiziente zelluläre Abwehr angesehen, da angenommen wurde, dass mehr überlappende Hämozyten das Ziel auskleiden, wie auf der X-Achse in der Abbildung gezeigt. Atta laevigata verpaarte Königinnen wiesen den höchsten Verkapselungsgrad auf (ANOVA, Tukey-Kramer, Standardabweichung; p < 0,01; N=29), also eine effektive individuelle Immunabwehr. Es wurde beobachtet, dass die frisch verpaarten Königinnen und jungfräulichen Königinnen der gleichen Art ebenfalls niedrigere Verkapselungsraten und folglich eine weniger effektive individuelle Immunabwehr aufwiesen. Die erzielten Ergebnisse deuten darauf hin, dass Paarungs- und Nestetablierungsereignisse die zelluläre Immunantwort von Atta laevigata-Königinnen beeinflussen. Atta sexdens Königinnen zeigten gegensätzliche Ergebnisse, und MQ hatte den niedrigsten Verkapselungsgrad (ANOVA, Tukey-Kramer, Standardabweichung, P < 0,01; N = 46). Da jedoch keine jungfräulichen Königinnen der Art gesammelt werden konnten, war ein Vergleich zwischen allen Gruppen nicht möglich. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 9
Abbildung 9: Präferenz der Blattschneiderameisen für Köder-Unterprodukte. Versuchsaufbau, der darauf abzielte, die Präferenz von Atta sexdens und Atta laevigata-Arbeitern gegenüber Ködern mit verschiedenen attraktiven Unterprodukten zu bewerten. An der Pilzkammer war eine Glasarena angebracht, in der die verschiedenen Köder untergebracht waren, die durch eine Glastrennwand voneinander getrennt waren. 5 g von jedem Köder wurden in zufälligen Positionen angeboten, drei auf einmal. Die Köder wurden nach dem Ende des Experiments gewogen, das entweder nach 1 Stunde Beobachtung oder sobald ein Köder vollständig von den Arbeitern genommen wurde. Die Präferenz wurde anhand der Ladeaktivität bewertet, die durch die aus der Futterkammer entfernte Köderbelastung geschätzt wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Insgesamt wurden 32 Völker mit ca. 1 L Pilzgarten genutzt. Die Kolonien wurden zuvor gesammelt und mit den beschriebenen Protokollen gepflegt. Die am stärksten belasteten Behandlungen von A. laevigata waren Zitrusfruchtfleisch, Sojabohnen plus Zitrusfruchtfleisch (50%/50%) und Cashew plus Zitrusfruchtfleisch (50%/50%; Abbildung 10). In ähnlicher Weise waren die am stärksten belasteten Behandlungen von A. sexdens Ameisen Zitruspulpe, Sojabohnen (100%) und Sojabohnen plus Zitrusfruchtfleisch (50% / 50%; Abbildung 10). Die Ergebnisse für die beiden Arten zeigten, dass die Soja- und Cashew-Unterprodukte nach Zitrusfruchtfleisch am attraktivsten waren, was darauf hindeutet, dass andere Köderzusammensetzungen für die chemische Populationskontrolle bei Blattschneiderameisen verwendet werden könnten.

Figure 10
Abbildung 10: Attraktive Köder mittleren Belastungsprozentsatz von Atta laevigata und Atta sexdens Arbeiterinnen. In ähnlicher Weise waren die Behandlungen mit Zitrusfruchtfleisch (100 %), Sojabohnen (100 %) und Sojabohnen plus Zitrusfruchtfleisch (50 %/50 %) für beide Arten am stärksten belastet. Die am wenigsten belastete Behandlung für Atta sexdens (Cashewnüsse plus Zitrusfruchtfleisch) wurde jedoch zu 60% von Atta laevigata-Arbeitern beladen. Während des gesamten Experiments wurden fünf Wiederholungen mit fünf Kolonien jeder Art durchgeführt. Die Köder waren innerhalb der Wiederholungen unterschiedlich angeordnet; Das Zitronenfleisch war jedoch immer als Positivkontrolle vorhanden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Forschungs- und Wissenschaftsarbeit
Etwa 350 Königinnen und 100 Völker werden seit 1990 jährlich gesammelt, um im Labor gehalten zu werden. Mindestens drei Praktikanten sollen sich täglich um die Ameisen kümmern, und in diesem Zeitraum wurden jedes Jahr fast 250 Kolonien gleichzeitig zu Versuchs- und Bildungszwecken gehalten. In den Jahren 2016 bis 2019 konnten rund 2.020 Schülerinnen und Schüler aus rund 34 Schulen das Labor für Blattschneiderameisen (LAFC) besuchen und die Ameisenkolonien beobachten, die nach den zuvor beschriebenen Protokollen gesammelt und gepflegt wurden. Die Exkursionen hatten unterschiedliche Ziele, von der allgemeinen Biologie bis zum Lernen von Sozialverhalten. Abgesehen von der bekannten Bedeutung von Insekten wie Ameisen sind die komplexen physischen Strukturen, die von ihnen in der Natur gebaut wurden und die auch in künstlichen Nestern beobachtet werden, ein Beispiel für kollektive Anstrengung und Arbeitsorganisation, die von pädagogischem Interesse sind. Für jede Bildungsstufe (Schaubild 11) wurde eine andere detaillierte Darstellung gegeben, die manchmal dem von den für die Schüler verantwortlichen Lehrern vorgeschlagenen Ansatz folgte. Zu diesem Zweck werden zwei Kolonien mit offenem Arenanestaufbau mit jeweils ca. 66 Kammern mit 177 L Pilzgarten unterhalten (Abbildung 5). Leider wurden die Exkursionen während der Pandemie abgesagt, aber es ist möglich, ein wachsendes Interesse unter den Pädagogen zu sehen, da die Anzahl der besuchten Schüler in den letzten 4 Jahren gestiegen ist (Abbildung 12). Um die wissenschaftliche Öffentlichkeitsarbeit während der Pandemie aufrechtzuerhalten, wurden virtuelle Besuche über Video-Sharing-Plattformen durchgeführt. Das Video50, das zeigt, wie sich ein Nest von Blattschneiderameisen im Inneren befindet, das in Zusammenarbeit mit dem Kanal Manual do Mundo erstellt wurde, hatte in weniger als einem Jahr mehr als 2,4 Millionen Aufrufe und mehr als 3.000 Kommentare. Dort wurden die Biologie und die Entstehung von Blattschneiderameisen im Labor angegangen.

Figure 11
Abbildung 11: Bildungsstand der Studierenden auf Exkursionen in den Jahren 2016-2019. Anzahl der Schüler, die im Zeitraum 2016-2019 an Exkursionen zum Labor für Blattschneiderameisen teilgenommen haben, je nach Bildungsniveau. Die Exkursionen zielten auf verschiedene Ansätze mit Blattschneiderameisenkolonien ab, die im Labor für Blattschneiderameisen gepflegt werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 12
Abbildung 12: Anzahl der Exkursionen in den Jahren 2016-2019. Anzahl der Studierenden, die im Zeitraum 2016-2019 an Exkursionen im Labor für Blattschneiderameisen teilgenommen haben. Es ist möglich, ein zunehmendes Interesse von Bildungsorganisationen an der Durchführung von Ausstellungen von lebenden Insekten wie Ameisen zu sehen, die eine genaue Beobachtung durch die Schüler ermöglichen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Spezies Monat und Tag Jahr Stadt Zustand Land Kontinent Breite Länge Referenzen
Atta bisphaerica 4. November 1996 - - Brazilien Südamerika - - 37
Atta capiguara 6. Oktober 2006 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 50' 60" S 48° 26' 10" W 38
Atta capiguara 27. Oktober 2007 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 50' 60" S 48° 26' 10" W 38
Atta capiguara November 2008 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 50' 60" S 48° 26' 10" W 39
Atta capiguara November 2009 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 50' 60" S 48° 26' 10" W 39
Atta-Cephalotes März bis Juni - Ilhéus Bahia Brazilien Südamerika - - 40
Atta-Cephalotes September - Ilhéus Bahia Brazilien Südamerika - - 40
Atta colombica 4. Juni 1993 - Gamboa (Gamboa) Panamá Mittelamerika - - 41
Atta colombica 7. Juni 1993 - Gamboa (Gamboa) Panamá Mittelamerika - - 41
Atta colombica - 1998 - Gamboa (Gamboa) Panamá Mittelamerika - - 42
Atta laevigata 6. Oktober 2006 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 50' 60" S 48° 26' 10" W 39
Atta laevigata 27. Oktober 2007 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 50' 60" S 48° 26' 10" W 39
Atta laevigata November 2008 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 50' 60" S 48° 26' 10" W 39
Atta laevigata November 2009 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 50' 60" S 48° 26' 10" W 39
Atta laevigata 15. Oktober 2016 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 26. Oktober 2016 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 31. Oktober 2017 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 6. November 2017 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 22. September 2018 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 10. Oktober 2018 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 10. Oktober 2019 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata * 21. Oktober 2020 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 15. November 2020 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 20. November 2020 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 17. Oktober 2021 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta laevigata 25. Oktober 2021 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta opaciceps 8. März 2022 Macaíba Rio Grande do Norte Brazilien Südamerika - - **
Atta sexdens - 1986 bis 1991 Viçosa (Viçosa) Minas Gerais Brazilien Südamerika 20,45° S 42,51° W 43
Atta sexdens 21. Oktober 2009 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 49' 53,25" S 48° 25' 24,22" W 44
Atta sexdens 18. September 2010 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika 22° 23' 70,50" S 47° 32' 54,40" W 45
Atta sexdens 31. Oktober 2010 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 49' 53,25" S 48° 25' 24,22" W 44
Atta sexdens 10. Oktober 2011 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika 22° 23' 70,50" S 47° 32' 54,40" W 45
Atta sexdens 10. Oktober 2011 Botucatu (Botucatu) São Paulo Brazilien Südamerika 22° 23' 70,50" S 47° 32' 54,40" W 45
Atta sexdens 15. Oktober 2016 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 26. Oktober 2016 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 31. Oktober 2017 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 6. November 2017 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 22. September 2018 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 10. Oktober 2018 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 10. Oktober 2019 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens* 21. Oktober 2020 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 15. November 2020 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 20. November 2020 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 17. Oktober 2021 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens 25. Oktober 2021 Rio Claro São Paulo Brazilien Südamerika - - Diese Arbeit
Atta sexdens November bis März - Ilhéus Bahia Brazilien Südamerika - - 40
Atta texana Mai 1992 Nacogdoche Texas USA Nordamerika 32° N 95° W 43
Atta vollenweideri - 2004 bis 2010 - Formosa Argentinien Südamerika 26° 18' S 58° 49' W 46
Atta vollenweideri 6. Oktober 2006 - Formosa Argentinien Südamerika 26° 18' S 58° 49' W 46
Atta vollenweideri Oktober 2009 - Formosa Argentinien Südamerika 25° 07' S 58° 10' W 46
Atta vollenweideri November 2009 - Formosa Argentinien Südamerika 25° 07' S 58° 10' W 46
Atta vollenweideri 8. Dezember 2010 - Formosa Argentinien Südamerika 26° 18' S 58° 49' W 46
Atta vollenweideri 24. Oktober - - Formosa Argentinien Südamerika 26° 18' S 58° 49' W 46
* Nur Männchen beobachtet ** Mendonça, G. A., persönliche Mitteilung (Daten unveröffentlicht)

Tabelle 1: Aufzeichnungen der Hochzeitsflugzeiten von Atta-Arten. Paarungsflüge finden je nach Region in unterschiedlichen Perioden und Häufigkeiten statt, finden jedoch im Allgemeinen im Frühjahr statt, wie aus Berichten aus dem Vorkommensgebiet der Attanen37, 38, 39, 40, 41, 42, 43, 44, 45, 46 hervorgeht. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

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Discussion

Das hier beschriebene Protokoll zur Erhaltung von Blattschneiderameisenkolonien wird seit über drei Jahrzehnten entwickelt und auf durchsetzungsfähige und reproduzierbare Weise angewendet. Es ermöglichte die Entwicklung von Forschungen, die durch die Feldbedingungen begrenzt waren. Dadurch wurden gesunde Ameisen und Kolonien für die Forschung in verschiedenen Bereichen wie vergleichende Morphologie, Toxikologie 51,52, Histologie53 und Mikrobiologie54,55,56 auf Einzel- und Kolonieebene verfügbar. Ihre Pflege im Labor umfasst mehrere hier beschriebene Verfahren, die die Standortvorbereitung unter günstigen abiotischen Bedingungen, die Entnahme von Königinnen und jungen Kolonien und die fortgesetzte Pflege umfassen.

Mehrere Schritte sind entscheidend für den Erfolg der Pflege von Blattschneiderameisen unter kontrollierten Bedingungen. Königinnen und Kolonien in den frühen Stadien benötigen eine ausgezeichnete Pflege und nach den ersten detaillierten Verfahren kann ihr Überleben garantiert werden. Zum Beispiel ist es notwendig, den Ort zu identifizieren, an dem die Arten gefunden werden, und den Zeitraum, in dem die geflügelten Fortpflanzungen den Hochzeitsflug beginnen. In Südamerika findet die Mehrzahl der Paarungsflüge im Frühjahr statt (Tabelle 1). Derzeit ist die Möglichkeit der Zucht in Gefangenschaft äußerst gering, da es sich um einen Hochzeitsflug im Labor24 handelt. Darüber hinaus sind Kolonien von Blattschneiderameisen in der fruchtbaren Phase groß und schwer auszugraben, und angesichts der Nestarchitektur ist es eine Herausforderung, die Königin6 zu lokalisieren und zu sammeln. Zum Beispiel können Atta laevigata-Nester bis zu 67 m2 Nestfläche haben und mehr als 563m2 Innenfläche einnehmen, die in 7.864 Kammern in 7 m Tiefe57 unterteilt ist.

Der Vorteil des Sammelns von Königinnen unmittelbar nach dem Hochzeitsflug besteht darin, eine größere Anzahl von Fortpflanzungsformen in kurzer Zeit und nahe der Oberfläche zu gewährleisten. Aus dieser ersten Sammlung ist es möglich, Experimente mit Fortpflanzungsformen zu entwickeln (Abbildung 7), einschließlich Männchen. Eine technische Einschränkung ist die Notwendigkeit, reproduktive Individuen zu einem ungewissen Zeitpunkt zu sammeln. Wenn die Überlebensrate der Königinnen gering ist, wird eine zweite Ansammlung junger Kolonien notwendig. Das Sammeln junger Kolonien einige Monate nach dem Hochzeitsflug stellt sicher, dass die Kammer der Königin nicht tief in der Oberfläche liegt. In dieser Phase verbleiben nur die fitteren Königinnen, da sie die Nahrungsmangelphase überstanden haben und sich in der klaustralen Phase um den Pilz und die ersten Arbeiterinnen kümmern konnten 58,59,60,61. Unter Laborbedingungen kann die Überlebensrate der Königinnen in den ersten Monaten 14,5% erreichen, selbst wenn gesunder Pilz auf 90% der Königinnen übertragen wird (Daten unveröffentlicht). Ähnliche Überlebensdaten von Atta sexdens wurden von Mota-Filho62 aufgezeichnet. Dies kann auf die fehlende Pilzentwicklung oder eine natürliche Kontamination mit entomopathogenen Pilzenzurückzuführen sein 63.

Einer der Hauptnachteile des Sammelns von Königinnen oder Kolonien in frühen Stadien (Abbildung 6 und Abbildung 7) ist die Schwierigkeit bei der taxonomischen Identifizierung, da sie leichter durch große Arbeiterinnen12 durchgeführt werden kann, die erst nach einigen Monaten auftauchen, wenn mehr Ressourcen für die Larvenfütterung zur Verfügung stehen. Einige kritische Schritte in dieser Technik sind mit der Förderung des Wachstums des Pilzgartens, der Sauberhaltung der Nester und der Vermeidung möglicher Entweichungen verbunden. Einige Maßnahmen umfassen die häufige Zugabe von frischem pflanzlichem Material, das von den Arbeitern ständig in den Pilz eingearbeitet wird. Der Pilz wird als Glukose- und Stärkeversorgung für die Arbeiterinnen und als Eiweiß für die Larvenverwendet 64. Das Entfernen von alten und entsorgten Materialien und das Sauberhalten der Nester verhindert das Auftreten möglicher schädlicher Mikroorganismen. Um Fluchten zu vermeiden, sollten die Rohrverbindungen immer überprüft werden, und bei offenen Arenen sollte die Polytetrafluorethylenschicht aufrechterhalten werden. Der Vorteil der Beibehaltung von Kolonien in den beschriebenen Nestkonfigurationen simuliert die reale Struktur in der Natur, mit spezifischen Kammern für Nahrungssuche und Abfall und einer Kolonie mit vollständiger sozialer Organisation (d.h. Königin, Arbeiterinnen und Nachkommen). Untersuchungen, die mit königinnenlosen Kolonien63,65 durchgeführt wurden, deuten darauf hin, dass Arbeiterinnen aufgrund der Abwesenheit der Königin unterschiedliche Verhaltensweisen zeigen. Verhaltensstudien kamen zu dem Schluss, dass die Königin neben der Fortpflanzungsfunktion auch für den Zusammenhalt der Kolonie wichtig ist66.

Die Umsetzung der hier angesprochenen Protokolle kann auf andere Arten von wissenschaftlichem Interesse angewendet werden, wie z.B. andere pilzwachsende Ameisen der Gattung Acromyrmex. Diese Blattschneiderameisen gelten in bestimmten Regionen Amerikas auch als landwirtschaftliche Schädlinge und haben in letzter Zeit mehr Interesse an der Entwicklung von Kolonien im Frühstadium67 und der Interaktion mit toxischen Ködern68 geweckt. Obwohl sich diese Arbeit speziell an Blattschneiderameisen richtet, könnten das Wartungsprotokoll und die verschiedenen beschriebenen Nesttypen auch auf andere Ameisengruppen anwendbar sein. Jeder Abschnitt des Verfahrens umreißt grundlegende Notwendigkeiten, die bei der Konservierung unter kontrollierten Bedingungen berücksichtigt werden müssen, wie zum Beispiel: die am besten geeignete Diät zu bestimmen; Futter in regelmäßigen Abständen in einer Futterkammer oder einem bestimmten Bereich anbieten; Stellen Sie eine Kammer mit hoher Luftfeuchtigkeit und Gipsbasis zur Verfügung, um die Königin und die Jungtiere zu halten. Vermeiden Sie das Entweichen von Ameisen durch Notfallsubstanzen, die den Strukturen der künstlichen Nester zugesetzt werden. Entfernen Sie Materialien, die von den Ameisen aus den Nestern entsorgt wurden; und die Kolonien bei Bedarf in ein anderes künstliches Nest zu bringen.

In den letzten zehn Jahren haben sich Universitäten und Forscher dafür eingesetzt, integrativer zu sein, und die Gesellschaft eingeladen, Teil der Laboratorien und ihrer Forschung zu sein69. Ameisenlaboratorien, die mit großer Entschlossenheit den Bildungszweck umarmten, wurden zu Werkzeugen, um die Neugier der Menschen zu wecken und die akademische Welt mit allgemeinem Wissen zu verbinden. Die in dieser Arbeit vorgestellten Nesttypen können je nach Zielsetzung für verschiedene Aktivitäten wie Bildung und Ausstellungen verwendet werden. Zum Beispiel sollen offene Nester (Abbildung 5) den Besuchern der Universität zur Schau gestellt werden, während Klausurnester (Abbildung 4) aufgrund des einfachen Transports für Wissenschaftsmessen und Wanderausstellungen nützlich sind. In allen Fällen kann die breite Öffentlichkeit Ameisenkolonien beobachten, etwas über grundlegende Biologie und lustige Fakten erfahren und zur Befragung angeregt werden. Auf einer ausdrucksstärkeren Ebene können die Studenten durch Erweiterungsprojekte wie "Primeiros Passos na Ciência" (Erste Schritte in der Wissenschaft)69 tatsächlich Teil der Forschungsteams sein. Folglich kommen Ameisenstudien mit Bildungszwecken der Entwicklung der Schüler zugute, da sie die Untersuchung und Erfahrung verbessern und gleichzeitig ein größeres Interesse an wissenschaftlicher Forschung fördern.

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Disclosures

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Acknowledgments

Gewidmet Mario Autuori (in memoriam) und Walter Hugo de Andrade Cunha, die einen großen Beitrag zu den Studien der Blattschneiderameisen geleistet haben. Wir danken für die Unterstützung der São Paulo State University und des Institute of Biosciences. Diese Studie wurde teilweise von der Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior-Brasil (CAPES) - Finance Code 001, dem Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), der Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) und der Fundação para o Desenvolvimento da UNESP (Fundunesp) finanziert.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Entomologic forceps N/A N/A N/A
Glass tank N/A N/A Tempered glass, custom made
Hose N/A N/A Transparent, PVC 1/2 Inch x 2,0 mm
Latex gloves Descarpack 550301 N/A
Nitrile gloves Descarpack 433301 N/A
Open arena N/A N/A Polypropylene crate
Plaster pouder N/A N/A Plaster pouder used in construction, must be absorbant
Plastic Containers for collection Prafesta Natural Cód.: 8231/Natural Cód.: 8262 Lidded, transparent , polypropylene
Plastic containers for nests Prafesta Discontinued Polystyrene, hermetic
Teflon Dupont N/A Polytetrafluoroethylene liquid (PTFE Dispertion 30)

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References

  1. Wilson, E. O. The Insect Societies. , Harvard University Press. Cambridge, Massachusetts, USA. (1971).
  2. Ortiz, D. P., Elizalde, L., Pirk, G. I. Role of ants as dispersers of native and exotic seeds in an understudied dryland. Ecological Entomology. 46 (3), 626-636 (2021).
  3. Christianini, A. V., Oliveira, P. S. Birds and ants provide complementary seed dispersal in a neotropical savanna. Journal of Ecology. 98 (3), 573-582 (2010).
  4. Camargo, P. H. S. A., Martins, M. M., Feitosa, R. M., Christianini, A. V. Bird and ant synergy increases the seed dispersal effectiveness of an ornithochoric shrub. Oecologia. 181 (2), 507-518 (2016).
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Biologie Ausgabe 186
Sammlung und Langzeitpflege von Blattschneiderameisen (<em>Atta</em>) unter Laborbedingungen
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Nogueira, B. R., de Oliveira, A. A., … More

Nogueira, B. R., de Oliveira, A. A., da Silva, J. P., Bueno, O. C. Collection and Long-Term Maintenance of Leaf-Cutting Ants (Atta) in Laboratory Conditions. J. Vis. Exp. (186), e64154, doi:10.3791/64154 (2022).

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