Summary
Le présent protocole a développé une méthode pour estimer le rendement des composés sur la plaque TLC en utilisant la technique d’éclairage bleu-LED. Les avantages de cette approche sont qu’elle est sûre, efficace, peu coûteuse et permet au chercheur de mesurer plusieurs échantillons simultanément.
Abstract
La chromatographie sur couche mince (CCM) est une technique analytique accessible qui a été largement utilisée dans la recherche en chimie organique pour quantifier le rendement d’échantillons inconnus. La présente étude a mis au point une méthode efficace, peu coûteuse et sûre pour estimer le rendement des échantillons sur une plaque TLC à l’aide de l’illuminateur bleu-LED. La lovastatine extraite d’Aspergillus terreus était l’exemple de composé utilisé dans la présente étude. Des modèles de régression basés sur la norme de lovastatine ont été utilisés pour évaluer le rendement de la lovastatine. Trois méthodes ont été comparées : le bioessai, la détection UV et l’éclairage LED bleu. Le résultat a montré que la méthode d’éclairage à LED bleue est nettement plus efficace que les méthodes de détection UV et d’essais biologiques. De plus, l’éclairage à DEL bleue était une option relativement sûre en raison des risques biologiques liés à la méthode d’essai biologique (p. ex. infection microbienne) et de l’exposition aux ultraviolets dans la méthode de détection UV. Par rapport aux méthodes coûteuses nécessitant des instruments spécialisés et une formation à long terme avant de travailler de manière indépendante, telles que GC, HPLC et HPTLC, l’utilisation de l’illuminateur bleu-LED était une option économique pour estimer le rendement des échantillons d’une plaque TLC.
Introduction
La chromatographie sur couche mince (CCM) est largement utilisée comme technique qualitative et quantitative dans le domaine de la chimie organique 1,2,3. Les principaux avantages de TLC sont qu’il fournit une détection rapide, des exigences d’échantillonnage flexibles et ne nécessite pas d’équipement spécialisé4. À ce jour, même si de nombreuses approches avancées ont été établies, la CCM reste la principale méthode d’identification des échantillons inconnus dans un mélange. Cependant, le défi de cette approche est le manque d’équipement sûr et peu coûteux pour quantifier le rendement des échantillons, en particulier pour les laboratoires en développement avec des budgets limités. La présente étude visait donc à développer une méthode efficace, sûre et peu coûteuse combinant avec TLC pour estimer le rendement des échantillons.
Contrairement à la CCM haute performance (HPTLC), à la chromatographie liquide à haute performance (CLHP) et à la chromatographie en phase gazeuse (GC) avec des exigences strictes en matière d’échantillons, prenant du temps et impliquant plusieurs étapes pour la préparation des échantillons1,5, la CCM présentait plusieurs avantages. Premièrement, pour la préparation des échantillons, la CLHP et la CG ne peuvent pas détecter l’extrait brut parce que l’extrait brut peut boucher la colonne de CLHP et de CG. Deuxièmement, lorsque les échantillons ne sont pas adaptés aux UV (important pour l’analyse HPLC) ou à faible volatilité (important pour l’analyse GC), la CCM peut être appliquée à ces échantillons, et l’utilisation d’un réactif de visualisation rend les échantillons isolés visibles sur les couches minces 6,7,8. Troisièmement, pour les utilisateurs généraux, la CLHP et la GC nécessitent généralement une formation préalable relativement longue avant de travailler de manière indépendante, par rapport à la CCM. En outre, l’analyse quantitative TLC, connue sous le nom de TLC haute performance (HPTLC), peut numériser les informations sur une plaque TLC avec un scanner très sensible. Cependant, le coût du système HPTLC est relativement élevé. En tant que tel, le développement d’une approche rentable et rapide pour quantifier les échantillons sur la plaque TLC est un sujet important.
Des méthodes similaires ont été mises au point pour la quantification du rendement TLC; par exemple, Johnson9 a rapporté une technique qui permet de quantifier les échantillons sur une plaque TLC en utilisant un scanner à plat attaché à un ordinateur. En 2001, El-Gindy et al.10 ont mis au point la méthode densitométrique TLC, qui a été utilisée pour détecter le composé avec une densité optique, et la technique a également été appliquée par Elkady et al.11. En 2007, Hess2 a présenté la méthode TLC AMÉLIORÉE NUMÉRIQUEMENT (DE-TLC) appliquée pour détecter le rendement d’un composé sur une plaque TLC à l’aide d’un appareil photo numérique combiné à la lumière UV. Hess a également comparé les différences de coûts entre la méthode HPTLC et la méthode DE-TLC et a conclu que la méthode DE-TLC pourrait être utilisée dans les laboratoires des écoles secondaires et des collèges en raison de son coût abordable2. Cependant, le coût de la méthode densitométrique TLC était encore élevé, et le fonctionnement de la lumière ultraviolette nécessite une formation préalable adéquate au cas où les utilisateurs pourraient être exposés au rayonnement ultraviolet. Par conséquent, compatible avec la CCM, il est souhaitable de développer une méthode efficace, sûre et peu coûteuse pour quantifier le rendement de l’échantillon.
La présente étude a décrit un protocole de détection de l’échantillon sur une plaque TLC à l’aide de l’illuminateur bleu-LED et a développé un modèle de régression avec une grande fiabilité (valeur R-carré élevée) pour mesurer les dimensions des bandes, puis déterminer le rendement du composé. Enfin, il a été constaté que la méthode d’éclairage à LED bleue est relativement sûre (vs. Méthode de détection UV), bon marché (vs. GC, CLHP et HPTLC) et une approche efficace (par rapport à la méthode d’essai biologique) pour la quantification du rendement.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Le présent protocole est décrit en utilisant la lovastatine comme exemple. La lovastatine a été extraite d’Aspergillus terreus âgé d’une semaine.
1. Extraction de composés
REMARQUE : Pour plus de détails sur l’extraction des composés, veuillez consulter la figure 1.
- Culture d’Aspergillus terreus sur gélose au dextrose de pomme de terre (PDA, voir tableau des matières) milieu à 30 °C.
- Sécher la culture à 40 °C pendant 24 h. Transférer la culture séchée dans un tube de 50 mL à l’aide d’une pince à épiler stérilisée et ajouter 15 mL d’acétate d’éthyle.
- Agiter vigoureusement le mélange en tourbillonnant pendant 1 min et incuber pendant 1 h à 40 °C en agitant à 200 tr/min.
- Soniquer le mélange à l’aide d’un bain à ultrasons de 40 kHz (voir tableau des matériaux) à 40 °C pendant 1 h.
- Centrifuger le mélange à 5 000 x g pendant 1 min à température ambiante et filtrer à travers un papier filtre de 11 μm.
- Extraire le filtrat avec un volume égal d’eau stérile dans un entonnoir de séparation.
- Après la séparation des phases, recueillir la couche organique, puis évaporer dans un évaporateur rotatif (voir Tableau des matériaux). Dissoudre le résidu dans 2 mL d’acétate d’éthyle.
2. Séparation de l’extrait brut par colonne d’adsorption en phase normale (NP)
- Emballez la colonne avec du gel de silice NP comme phase stationnaire et utilisez n-hexane:acétate d’éthyle:acide trifluoroacétique (H:E:T; 80:20:0.1, v/v/v) comme phase mobile.
- Charger 2 mL de l’extrait (étape 1) sur la colonne et ajouter le solvant en phase mobile à un débit de 1 mL/min pour éluer l’extrait.
REMARQUE: Le débit a été contrôlé manuellement à l’aide d’un robinet d’arrêt. - Vérifier l’effluent par CCM pour confirmer la présence de lovastatine, puis évaporer dans un évaporateur rotatif à 45 °C jusqu’à ce que le solvant soit éliminé. Cette étape prend approximativement 20-25 min.
- Dissoudre le résidu dans 1 mL d’acétate d’éthyle, puis mélanger avec un volume égal d’acide trifluoroacétique à 1 %.
- Centrifuger le mélange à 5 000 x g pendant 1 min à température ambiante et recueillir la couche organique dans un nouveau tube de verre.
3. Préparation et chargement des plaques de chromatogramme sur couche mince (CCM)
- Repérez 5 μL d’échantillons et d’étalons de lovastatine (voir le tableau des matériaux) sur la ligne de base de la plaque TLC à l’aide d’une pipette capillaire, en laissant une bordure de 1 cm sur les côtés de la plaque TLC.
- Sécher la plaque TLC dans une hotte pendant 5 min à température ambiante.
- Placer doucement la plaque par pince dans une chambre en verre saturée contenant le solvant de phase mobile. Couvrez la chambre avec un couvercle en verre et laissez la plaque se développer pleinement.
- Retirez la plaque de la chambre lorsque la conduite de solvant atteint 1 cm du haut de la plaque.
4. Analyse par l’illuminateur bleu-LED
- Marquez la ligne de solvant avec un crayon. Sécher la plaque dans la hotte pendant 10 min à température ambiante.
- Après séchage, faire tremper immédiatement la plaque dans un solvant H2SO4 à 10%, puis sécher dans la hotte pendant 10 min à température ambiante.
- Placez la plaque sur le panneau chauffant jusqu’à ce que les taches brunes apparaissent. Assurez-vous que la plaque n’est pas surchauffée, car cela pourrait rendre difficile la visualisation de la lovastatine.
- Transférez la plaque sur l’illuminateur à LED bleue et numérisez à l’aide d’un logiciel gratuit compatible (MiBio Fluo) (voir Tableau des matériaux).
5. Estimation du rendement par le modèle de régression
- Mesurez la dimension des bandes à l’aide du logiciel ImageJ (voir Tableau des matériaux).
- Établir un modèle de régression à l’aide d’un logiciel d’analyse des données et de représentation graphique (voir le tableau des matériaux) fondé sur les concentrations décroissantes des étalons de lovastatine, y compris 1 mg/mL, 0,75 mg/mL, 0,5 mg/mL et 0,25 mg/mL.
- Appliquer le modèle de régression pour estimer le rendement des échantillons.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Cette étude a présenté la méthode d’éclairage à LED bleues pour estimer le rendement des composés, et cette méthode a été validée et comparée aux méthodes d’essai biologique et de détection UV (tableau 1). Les modèles de régression ont été élaborés en fonction des dimensions des bandes et de la concentration des étalons pour trois méthodes, respectivement, afin de prédire le rendement des échantillons. Premièrement, dans les résultats de la méthode des essais biologiques, le R-carré entre les dimensions de la zone d’inhibition et les étalons de lovastatine était de 0,99, et le rendement de l’échantillon était de 0,56 mg prédit par le modèle de régression (figure 2). Deuxièmement, dans la méthode de détection UV, le R-carré entre les étalons de lovastatine et la dimension des bandes sur la plaque TLC était de 0,97, et le rendement de l’échantillon prédit par le modèle de régression était de 0,53 mg (Figure 3). Notamment, les bords de la bande étaient flous et des bandes d’intensité de signal relativement faibles ont été observées (figure 3A). Troisièmement, dans la méthode d’éclairage à LED bleues, le carré R entre les étalons de lovastatine et la dimension des bandes sur la plaque TLC était de 0,98, et le rendement de l’échantillon était de 0,54 mg prédit par le modèle de régression (Figure 4). Le rendement prévu à l’aide de l’illuminateur à LED bleue était plus proche de la méthode d’essai biologique (définie comme témoin). La dimension de la bande était proportionnelle à la quantité de lovastatine, et les bandes claires ont été obtenues par la méthode d’éclairage bleu-LED. De plus, les heures de travail des méthodes d’essai biologique, d’éclairage par UV et d’éclairage à DEL bleue étaient d’environ 24 h, 2 h et 1 h, respectivement; (Remarque: l’heure de travail signifie le temps total consacré à l’examen du rendement de la lovastatine).
Figure 1 : Le flux de travail du protocole. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2: Méthode du dosage biologique. (A) Dosage biologique de la lovastatine contre Neurospora crassa (incubé pendant 24 h à 30 °C). À la fin de l’essai, les plaques de gélose de 90 mm ont été photographiées sous lumière visible. (B) Les concentrations de six étalons de lovastatine étaient les suivantes : no 1 (1 mg/mL), no 2 (0,75 mg/mL), no 3 (0,5 mg/mL) et no 4 (0,25 mg/mL). L’échantillon no 5 a été dilué à 0,25 × (1:4). L’échantillon no 6 a été dilué à 0,5 × (1:2). La dimension de la zone d’inhibition (mm2) a été mesurée par le logiciel d’imagerie. C) Un modèle de régression a été mis au point à l’aide d’un logiciel d’analyse de données et de représentation graphique fondé sur la dimension de zone d’inhibition des normes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Plaque de chromatogramme sur couche mince (CCM) exposée à la lumière UV. (A) Le n-hexane:acétate d’éthyle (2:3 v/v) a été utilisé comme phase mobile dans l’analyse TLC, et la plaque TLC a été exposée à la lumière UV (365 nm) après trempage dans le révélateur (10% H2SO4). (B) Les concentrations de six étalons de lovastatine étaient les suivantes : no 1 (1 mg/mL), no 2 (0,75 mg/mL), no 3 (0,5 mg/mL) et no 4 (0,25 mg/mL). L’échantillon no 5 a été dilué à 0,25 × (1:4). L’échantillon no 6 a été dilué à 0,5 × (1:2). La dimension de la zone d’inhibition (mm2) a été mesurée par le logiciel d’imagerie. (C) Un modèle de régression a été développé à l’aide d’un logiciel d’analyse de données et de représentation graphique basé sur la dimension des bandes étalons de lovastatine sur la plaque TLC. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Plaque de chromatogramme sur couche mince (CCM) balayée par l’illuminateur à LED bleue. (A) Le n-hexane:acétate d’éthyle (2:3 v/v) a été utilisé comme phase mobile dans l’analyse TLC, et la plaque TLC a été balayée par l’illuminateur à LED bleue. (B) Les concentrations de six étalons de lovastatine étaient les suivantes : no 1 (1 mg/mL), no 2 (0,75 mg/mL), no 3 (0,5 mg/mL) et no 4 (0,25 mg/mL). L’échantillon no 5 a été dilué à 0,25 × (1:4). L’échantillon no 6 a été dilué à 0,5 × (1:2). La dimension de la zone d’inhibition (mm2) a été mesurée par le logiciel d’imagerie. (C) Un modèle de régression a été développé à l’aide d’un logiciel d’analyse de données et de représentation graphique basé sur la dimension des bandes étalons de lovastatine sur la plaque TLC. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Essai biologique | Illuminateur LED bleue | Détecté par UV | |
| Observation des résultats | Yeux | Illuminateur bleu-LED et yeux | Lumière UV et yeux |
| Résolution de l’image | Douleur moyenne | Haut | Bas (image floue et faible) |
| Coût approximatif du temps | 24 h | 1 h | 2 h |
| Compétences d’analyse requises | Douleur moyenne | Bas | Douleur moyenne |
| Sécurité | Infection microbienne | Très sûr | Exposition aux rayons UV |
| Équation de régression | y = 0,0019x + 0,0304 | y = 0,0399x - 0,1271 | y = 0,0657x - 0,6405 |
| R-carré | 0.99 | 0.98 | 0.97 |
| Pente | 0.0019 | 0.0399 | 0.0657 |
| Intercepter | 0.0304 | -0.1271 | -0.6405 |
| Erreur type de pente | 8.94E-05 | 3.54E-03 | 6.28E-03 |
| Erreur-type d’interception | 0.03032 | 0.07115 | 0.12375 |
Tableau 1 : Comparaison des trois méthodes de détection utilisées dans cette étude.
| Méthode densitométrique TLC | Analyse d’images TLC | |||||||
| El-Gindy et coll.10 |
Elkady et coll.11 |
Musharraf et coll.12 |
Johnson9 | Hess2 | Méthode de l’illuminateur Blue-LED (Cette étude) |
|||
| Échantillon | Acébutolol HCL | Ciprofloxacine HCL | Métronidazole | Danazol | Cholestérol | Vanilline | Nicotinamide | Lovastatine |
| Résultats | UV détecteur |
TLC scanneur |
TLC scanneur |
Scanner à plat | Appareil photo numérique avec lampe UV |
Illuminateur Blue-LED | ||
| Longueur d’onde | 230 nm | 280 nm | 280 nm | 291 nm | NA | 254 nm | NA | |
| Coefficient de corrélation | 0,996a | 0,9991a | 0,9994a | 0,996a | 0,998a | 0,971b | 0,987b | 0,99a 0,98b |
| Équation de régression | NA | y = 5,7853x +19.9383 |
y = 1,1104x + 6.9755 |
y = 7,949x + 2460 | y = 0,96x | NA | NA | y = 0,0399x -0.1271 |
| a : Coefficient de corrélation de Pearson | ||||||||
| b: R-carré | ||||||||
Tableau 2 : Comparaison des méthodes précédentes et de l’étude actuelle.
Figure supplémentaire 1 : La plaque de chromatogramme sur couche mince (CCM) contenant de l’ampicilline a été balayée par la méthode d’éclairage à LED bleues. (A) L’acétate d’éthyle:méthanol (9:13 v/v) a été utilisé comme phase mobile dans l’analyse TLC, et la plaque TLC a été balayée par l’illuminateur LED bleu. (B) La concentration de quatre étalons d’ampicilline était la suivante : no 1 (100 mg/mL), no 2 (75 mg/mL), no 3 (50 mg/mL) et no 4 (25 mg/mL). La dimension des bandes a été mesurée par le logiciel d’imagerie. (C) Un modèle de régression a été mis au point à l’aide d’un logiciel d’analyse de données et de représentation graphique basé sur la dimension des bandes étalons d’ampicilline sur la plaque TLC. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Figure supplémentaire 2 : Plaque de chromatogramme sur couche mince (CCM) avec apramycine balayée par la méthode d’éclairage à LED bleue. (A) Méthanol:eau (6:5 v/v) a été utilisé comme phase mobile dans l’analyse TLC et la plaque TLC a été balayée par l’illuminateur LED bleu. (B) La concentration de quatre étalons d’apramycine était la suivante : no 1 (50 mg/mL), no 2 (40 mg/mL), no 3 (30 mg/mL) et no 4 (20 mg/mL). La dimension des bandes a été mesurée par le logiciel d’imagerie. (C) Un modèle de régression a été développé à l’aide d’un logiciel d’analyse de données et de représentation graphique basé sur la dimension des bandes étalons d’apramycine sur la plaque TLC. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
La présente étude décrivait une nouvelle approche, l’illuminateur à LED bleues, pour quantifier les composés sans utiliser d’équipement coûteux et spécialisé, tel que la méthode HPTLC, HPLC et GC, et la méthode a été comparée aux méthodes d’essai biologique et de détection UV pour évaluer la performance de quantification. En conséquence, il a été conclu que la méthode d’éclairage à LED bleues est un protocole relativement sûr et efficace utilisé pour quantifier le rendement des composés ciblés sur la plaque TLC.
Des études antérieures ont rapporté plusieurs méthodes quantitatives sans utiliser d’équipement quantitatif spécialisé, et toutes les études ont montré que la précision de la quantification était proche de celle de l’utilisation d’équipement spécialisé 2,9,10,11,12 (tableau 2). Par exemple, El-Gindy et al.10 ont comparé la précision du rendement estimé basé sur les méthodes HPLC et TLC-densitométrique, et les résultats ont montré qu’il n’y avait pas de différences significatives entre les deux méthodes (valeur p < 0,05). Par rapport à la méthode d’éclairage à LED bleues de cette étude, la méthode densitométrique TLC développée par El-Gindy et al.10 nécessitait un détecteur de longueur d’onde spécial, tandis que la méthode d’éclairage à LED bleue nécessitait un scanner à LED bleue simple et peu coûteux. Pendant ce temps, le scanner à LED bleue pouvait également être utilisé à d’autres fins, telles que l’électrophorèse sur gel, mais le scanner TLC spécialisé développé par Elkady et al.11 n’a été utilisé que pour la méthode densitométrique TLC.
En plus de la méthode densitométrique CCM10,11, le scanner à plat et la méthode de l’appareil photo numérique ont été développés pour détecter le rendement des échantillons. Par exemple, Johnson9 a établi une méthode de détection rapide de la CCM à l’aide du scanner à plat, puis a mesuré l’absorption à l’aide d’un logiciel d’imagerie commercial. Cependant, le logiciel d’imagerie utilisé dans la méthode d’éclairage bleu-LED était gratuit et facile à utiliser. Hess2 a développé le logiciel « TLC analyzer » pour estimer la dimension des bandes sur les images de plaques TLC prises par un appareil photo numérique, ce qui était similaire à la méthode détectée par UV dans cette étude. Cependant, les deux méthodes peuvent potentiellement interagir avec les dangers de la lumière UV.
Les modèles de régression basés sur la dimension des bandes de normes ont été développés pour les essais biologiques, l’illuminateur LED bleu et la méthode détectée par UV, et la valeur R-carré était de 0,99, 0,98 et 0,97, respectivement (tableau 1). Comme une linéarité élevée (R-carré) a été atteinte, il est suggéré que le modèle de régression pourrait mesurer le rendement des échantillons. La valeur X dans le modèle de régression a été remplacée par la dimension des bandes de normes, et le rendement estimé (valeur Y prédite dans le modèle de régression) était d’environ 5,6, 5,4 et 5,3, déterminé par des méthodes de bioessai, de LED bleue et de détection UV, respectivement. Les résultats ont indiqué que le R-carré et le rendement estimé à l’aide de l’illuminateur à DEL bleue étaient plus proches de la méthode d’essai biologique (définie comme témoin) que de la méthode détectée par UV (tableau 1).
Pour comprendre les limites de cette approche, l’approche a également été appliquée pour détecter deux autres composés, dont l’ampicilline et l’apramycine; les résultats sont présentés dans la figure supplémentaire 1 et la figure supplémentaire 2. Deux étapes importantes doivent être notées dans cette approche : (1) après séchage, la plaque doit être visualisée immédiatement; une visualisation retardée peut affecter la détection ponctuelle; (2) La surexposition de la plaque n’est pas recommandée car l’image numérisée de la plaque est présente un arrière-plan élevé et rend difficile la mesure des zones des taches.
Pour conclure, la méthode d’éclairage à LED bleue est une approche relativement sûre, rapide, peu coûteuse et moins laborieuse pour accélérer la quantification du rendement des échantillons par rapport à d’autres méthodes chromatographiques quantitatives; Par conséquent, cette approche est un protocole idéal pour une utilisation dans le développement de laboratoires avec des budgets limités. Pendant ce temps, les images de plaque TLC récupérées à partir de la méthode d’éclairage à LED bleue étaient beaucoup plus claires que celles de la méthode de détection UV (Figure 3A vs. Figure 4A), qui a également permis de déterminer précisément la dimension des bandes sur la plaque TLC, et aussi d’estimer le rendement des échantillons.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Tous les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Cette étude a été financée par le ministère de la Science et de la Technologie de Taïwan (MOST 108-2320-B-110-007-MY3).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| American bacteriological Agar | Condalab | 1802.00 | |
| Aspergillus terreus | ATCC 20542 | ||
| Blue-LED illuminator | MICROTEK | Bio-1000F | |
| Centrifuge | Thermo Scientific | HERAEUS Megafuge 8 | |
| Compact UV lamp | UVP | UVGL-25 | |
| Ethyl Acetate | MACRON | MA-H078-10 | |
| Filter Paper 125mm | ADVANTEC | 60311102 | |
| ImageJ | NIH | Freeware | https://imagej.nih.gov/ij/download.html |
| Lovastatin standard | ACROS | A0404262 | |
| MiBio Fluo | MICROTEK | V1.04 | |
| n-Hexane | C-ECHO | HH3102-000000-72EC | |
| OriginPro | OriginLab | 9.1 | https://www.originlab.com/origin |
| Potato dextrose broth H | STBIO MEDIA | 110533 | |
| Rotary evaporator | EYELA | SB-1000 | |
| Sulfuric acid | Fluka | 30743-2.5L-GL | |
| TLC silica gel 60 F254 | MERCK | 1.05554.0001 | |
| Trifluoroacetic acid | Alfa Aesar | 10229873 | |
| Ultrasonic vibration machine | DELTA | DC600 |
References
- Pyka, A. Detection progress of selected drugs in TLC. BioMed Research International. 2014, 732078 (2014).
- Hess, A. V. I. Digitally enhanced thin-layer chromatography: An inexpensive, new technique for qualitative and quantitative analysis. Journal of Chemical Education. 84 (5), 842-847 (2007).
- Ullah, Q., Mohammad, A. Vitamins determination by TLC/HPTLC-a mini-review. Journal of Planar Chromatography - Modern TLC. 33 (5), 429-437 (2020).
- Chen, Z., Tao, H., Liao, L., Zhang, Z., Wang, Z. Quick identification of xanthine oxidase inhibitor and antioxidant from Erycibe obtusifolia by a drug discovery platform composed of multiple mass spectrometric platforms and thin-layer chromatography bioautography. Journal of Separation Science. 37 (16), 2253-2259 (2014).
- Duncan, J. D. Chiral separations: A comparison of HPLC and TLC. Journal of Liquid Chromatography. 13 (14), 2737-2755 (1990).
- Sherma, J. Thin-layer chromatography in food and agricultural analysis. Journal of Chromatography A. 880 (1-2), 129-147 (2000).
- Bocheńska, P., Pyka, A., Bocheńska, P., Bocheńska, B. Determination of acetylsalicylic acid in pharmaceutical drugs by TLC with densitometric detection in UV. Journal of Liquid Chromatography. 35 (10), 1346-1363 (2012).
- Poole, C. F. Planar chromatography at the turn of the century. Journal of Chromatography A. 856 (1-2), 399-427 (1999).
- Rapid Johnson, M. E. simple quantitation in thin-layer chromatography using a flatbed scanner. Journal of Chemical Education. 77 (3), 368-372 (2000).
- El-Gindy, A., Ashour, A., Abdel-Fattah, L., Shabana, M. M. First derivative spectrophotometric, TLC-densitometric, and HPLC determination of acebutolol HCL in presence of its acid-induced degradation product. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 24 (4), 527-534 (2001).
- Elkady, E. F., Mahrouse, M. A. Reversed-phase ion-pair HPLC and TLC-densitometric methods for the simultaneous determination of ciprofloxacin hydrochloride and metronidazole in tablets. Chromatographia. 73 (3-4), 297-305 (2011).
- Musharraf, S. G., Ul Arfeen,, Shoaib, Q., M, Development and validation of TLC-densitometric method for the quantification of a steroidal drug, danazol in its pharmaceutical formulations. Journal of Planar Chromatography - Modern TLC. 25 (4), 331-337 (2012).
