Summary
هنا ، نصف طرق إحداث التهاب الجلد التماسي التحسسي في آذان الفئران بواسطة 1-fluoro-2،4-dinitrobenzene (DNFB) وكيفية تقييم شدة التهاب الجلد التماسي التحسسي.
Abstract
الجلد هو خط الدفاع الأول لجسم الإنسان وأحد أكثر الأعضاء تعرضا للمواد الكيميائية البيئية. التهاب الجلد التماسي التحسسي (ACD) هو مرض جلدي شائع يظهر على شكل طفح جلدي موضعي واحمرار وآفات جلدية. يتأثر حدوث وتطور ACD بالعوامل الوراثية والبيئية. على الرغم من أن العديد من العلماء قد بنوا سلسلة من نماذج ACD في السنوات الأخيرة ، إلا أن البروتوكولات التجريبية لهذه النماذج مختلفة ، مما يجعل من الصعب على القراء تأسيسها جيدا. لذلك ، فإن النموذج الحيواني المستقر والفعال له أهمية كبيرة لمواصلة دراسة التسبب في التهاب الجلد التأتبي. في هذه الدراسة ، قمنا بتفصيل طريقة النمذجة باستخدام 1-fluoro-2،4-dinitrobenzene (DNFB) للحث على أعراض تشبه ACD في آذان الفئران ووصف عدة طرق لتقييم شدة التهاب الجلد أثناء النمذجة. تم تطبيق هذا البروتوكول التجريبي بنجاح في بعض التجارب وله دور ترويجي معين في مجال أبحاث ACD.
Introduction
التهاب الجلد التماسي التحسسي (ACD) هو مرض جلدي شائع يتميز بأعراض تشبه الأكزيما في موقع التلامس ، وذمة وحمامي في الحالات المعتدلة ، وحطاطات ، تآكل ، نضح ، أو حتى ندوب ضخمة في الحالات الشديدة1. يؤثر على ما يصل إلى 20٪ من السكان ويمكن أن يؤثر على الأشخاص من أي عمر2. غالبا ما يحدث ACD في الأفراد الذين تعرضوا لمسببات الحساسية بشكل متكرر ويمكن أن يكون سببه الاستجابة المناعية للفرد لواحد أو أكثر من مسببات الحساسية في منزلهم أو مكان عملهم3. يعتبر فرط الحساسية المتأخر من النوع الرابع النوع الرئيسي من الاستجابة المناعية في ACD4. في مناطق الجلد التي تعرضت مرارا وتكرارا لمسببات الحساسية ، تتراكم خلايا الذاكرة التائية المنتشرة بأعداد كبيرة وتحفز الاستجابات المناعية والالتهابية3،5،6. الغرض من هذا العمل هو اقتراح تقنية مختبرية موثوقة لمزيد من التحقيق في الاستجابات المناعية والالتهابية في تطوير ACD.
عادة ما يكون ظهور ACD بسبب فرط الحساسية للتلامس الناجم عن التعرض المتكرر للمواد الكيميائية. طور العديد من الباحثين نماذج حيوانية مختلفة ل ACD في الفئران المنزلية7,8 ، وخنازير غينيا 9,10 ، أخرى على مدار العقود القليلة الماضية ، من أجل محاكاة ظهور المرض. تتكون معظم الطرق التجريبية من مرحلتين: تحسس البطن (الحث) وتوفير المحفزات على الظهر أو شحمة الأذن (التحفيز). تشمل المواد الكيميائية شائعة الاستخدام بشكل أساسي 1-فلورو-2،4-دينيتروبنزين (DNFB) / 1-كلورو-2،4-دينيتروبنزين (DNCB) 8،9،11 ، أوكسازولون12 ، يوروشيول 13 ، إلخ. من بينها ، DNFB و DNCB هي الأكثر استخداما ، تم الإبلاغ عنها لأول مرة في أكتوبر 195810. كما يتم استخدام نموذج تحسس النيكل14 والتهاب الجلد التماسي الضوئي15 بشكل متكرر.
نقدم طريقة تجريبية لبناء نموذج ACD. يتم تلخيص هذه الطريقة وتحسينها على أساس الدراسات السابقة وعند المقارنة مع تجارب متعددة. بالمقارنة مع نماذج ACD الأخرى ، فإن هذا النموذج له بعض المزايا ، مثل الاختلافات الفردية الصغيرة ، والفترات التجريبية القصيرة ، وكمية صغيرة من التحفيز الكيميائي ، وما إلى ذلك. بالإضافة إلى ذلك ، تنطبق هذه الدراسة على الفئران ، التي ليست اقتصادية فحسب ، بل لديها أيضا المزيد من الخيارات للضربة القاضية الجينية أو إعداد الفئران المعدلة وراثيا16. نصف أيضا الطرق المختلفة المستخدمة لمراقبة تقدم ACD في التجربة ، مثل قياس سمك الأذن ، واستخدام صبغة إيفانز الزرقاء لقياس النضح الالتهابي ، وما إلى ذلك. لا يمكن لهذا النموذج تحليل آذان الفأر والدم والطحال والعينات الأخرى بالوسائل المختبرية لاستكشاف التسبب في ACD فحسب ، بل ينطبق أيضا على التقييم قبل السريري للطرق العلاجية الجديدة ، والتي لها أهمية ترويجية معينة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
كانت جميع رعاية وعلاج الفئران وفقا للمبادئ التوجيهية التي وضعتها اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات بجامعة يانغتشو وتمت الموافقة عليها من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات بموجب ترخيص المشروع SYXK (SU) 2022-0044. تم استخدام BALB / c ذكور وإناث الفئران الذين تتراوح أعمارهم بين 6-8 أسابيع في هذه الدراسة. تألفت كل مجموعة من ستة فئران (انظر جدول المواد). تم وضع الأقفاص في غرفة يتم التحكم في درجة حرارتها (22 ± 2 درجة مئوية ، دورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة) مع حرية الوصول إلى الطعام والماء. يوضح الشكل 1 مخطط تدفق تجريبي.
1. إعداد الحيوان
- بدء النمذجة بعد 1 أسبوع من التأقلم مع البيئة.
- استخدم مصباح الأشعة فوق البنفسجية ومطهر الكحول بنسبة 75٪ لتنظيف وتطهير البيئة وأسطح العمل قبل التلاعب بالفئران.
ملاحظة: من أجل تجنب تأثير العوامل الخارجية ، لا يمكن إجراء وضع علامة على الفئران لتحديد الهوية على أذن الفأر ؛ يمكن استخدام تلطيخ على الظهر أو على الذيل كبديل. - استخدم قطعة قطن صغيرة لتطبيق الماء والصابون على بطن الفئران (حوالي 1-2 سم2 في الحجم). حلق المنطقة في اتجاه نمو الشعر بشفرة أو ماكينة حلاقة (انظر جدول المواد) في بداية النمذجة (اليوم 0 ؛ الشكل 2 أ).
ملاحظة: يتطلب استخدام شفرة حلاقة مستقيمة لإزالة الشعر مشغلا ماهرا. إذا لم يتم إجراؤها بشكل صحيح ، فقد يتسبب ذلك في تهيج الجلد. ضع في اعتبارك استخدام كريم مزيل الشعر أو كليبرز أو ماكينة حلاقة آمنة لإزالة الشعر. - وزن الماوس ومقارنة تغيرات الوزن بين كل مجموعة.
2. تحفيز حساسية البطن
- تأكد من الشفاء التام لأي إصابة طفيفة في جلد البطن ناتجة عن الحلاقة. تطبيق حساسية البطن بعد يومين من الحلاقة (اليوم 2).
- تحضير محلول DNFB بنسبة 0.5٪: قم بتخفيف DNFB بالأسيتون: خليط زيت الزيتون بنسبة 4: 1 (على سبيل المثال ، 400 ميكرولتر من الأسيتون الممزوج ب 100 ميكرولتر من زيت الزيتون ؛ انظر جدول المواد). استخدم مسدس ماصة للنفخ والخلط 20 مرة لخلط محلول DNFB جيدا. قبل كل إدارة لمحلول DNFB للماوس ، قم بنفخه وخلطه ثلاث إلى خمس مرات.
ملاحظة: قم بإعداد المحلول قبل الاستخدام ولفه بورق الألمنيوم لحمايته من أشعة الشمس المباشرة. - ضع 25 ميكرولتر من محلول DNFB بنسبة 0.5٪ على جلد المنطقة المحلوقة على بطن الفئران باستخدام ماصة (الشكل 2 ب).
- قم بتقطير محلول DNFB على منتصف منطقة حلاقة البطن ووزعه برفق مع الجانب الأملس من طرف الماصة لتفريقه بشكل موحد.
- بعد 30 ثانية من تحفيز DNFB ، ضع الفئران في أقفاص فارغة بدون فراش لمنعها من فرك محلول DNFB. عندما يجف محلول DNFB تماما (حوالي 2 دقيقة) ، أعد الفئران إلى قفصها الأصلي.
- ارتد القفازات عند التعامل مع محلول DNFB لأنه مهيج بشدة لجلد الإنسان.
3. تحفيز حساسية الأذن
- قم بإعداد محلول DNFB بنسبة 0.2٪ على النحو الوارد أعلاه ، ومحلول السيارة (خليط 4: 1 من الأسيتون وزيت الزيتون) ، والماء النقي.
- قم بتوجيه جسم الفأر واجعل الحد الخارجي للأذن متجها لأسفل أثناء العملية بأكملها لمنع المحلول من دخول قناة الأذن أثناء تحفيز DNFB.
- في الأيام 4 و 6 و 8 و 10 ، استخدم ماصة لتطبيق 20 ميكرولتر من محلول DNFB بنسبة 0.2٪ أو محلول السيارة ببطء وبشكل موحد على السطح الداخلي للأذن اليسرى للفئران. لتجنب دخول محلول DNFB إلى قناة الأذن ، استخدم الجانب الأملس من طرف الماصة لتوزيع محلول DNFB برفق أثناء الإعطاء. اترك الأذنين اليمنى دون علاج (الشكل 2C).
- انتظر حتى يجف محلول DNFB وضع الفئران مرة أخرى في القفص (حوالي 30 ثانية).
- ارتد قفازات عند التعامل مع محلول DNFB.
4. تسجيل وزن الماوس وأعراض ACD
- وزن الماوس كل يوم ، وابدأ في اليوم 1 ، وقارن مع وزنه المقابل في اليوم 0 ؛ تقييم تأثير ACD على وزن جسم الفئران حيث تغير الوزن (ز) ± الخطأ المعياري للمتوسط (SEM).
- التقط صورا عالية الدقة لآذان الفأر لتسجيل الأعراض السريرية ل ACD كل يومين ، بدءا من اليوم 1.
5. قياس سمك الأذن
- قياس سمك الأذن كل يومين ، بدءا من اليوم 1. قياس وتسجيل كلتا الأذنين بالتفصيل.
- استخدم ملاقط الورنية (انظر جدول المواد) لقياس سمك الأذن في نفس الوقت كل يوم للحصول على نتائج دقيقة (الشكل 3 أ). أوقف الفرجار الورني من الاستمرار في التثبيت الداخلي عندما يكون هناك انسداد طفيف ، لمنع تلف الأنسجة في أذن الفأر. حافظ على المركز ثابتا وسجل البيانات.
- اجمع السماكة من ثلاثة مواقع مختلفة على كل أذن (الشكل 3 ب). سجل متوسط البيانات الثلاثة كقيمة صالحة. تقييم تورم الأذن بالميكرومتر (ميكرومتر) ± الخطأ القياسي للمتوسط (SEM).
6. تقييم درجة التورم الالتهابي
- تحضير محلول صبغة إيفانز الزرقاء بنسبة 0.5٪ (انظر جدول المواد): تمييع صبغة إيفانز الزرقاء بمحلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) في اليوم 11. ارتد معطف المختبر والقفازات في جميع الأوقات ، لأن صبغة إيفانز الزرقاء سامة قليلا للإنسان.
- شل حركة الفئران باستخدام مثبت: افتح غطاء المثبت (انظر جدول المواد) ، وأمسك ذيل الماوس ، واجعل رأس الماوس يواجه المثبت ، واجعل الماوس يتسلق غريزيا إلى المثبت. قم بتغطية الغطاء ، واجعل ذيل الماوس يخرج من الفتحة الموجودة على الغطاء ، واضبط طول المثبت لفضح ذيل الماوس بالكامل.
- امسح الذيل بشكل متكرر باستخدام كرة قطنية كحولية أو انقعها في ماء دافئ لمدة 30 ثانية ، واضغط برفق على جذر الذيل لملء وتوسيع الأوردة على كلا الجانبين. إجراء الحقن تحت تشعيع مصدر الضوء البارد.
- حقن ببطء محلول صبغة إيفانز الزرقاء في الوريد ذيل الفأر باستخدام إبرة الأنسولين 1 مم. انتظر لمدة 15 دقيقة ثم التقط صورا لآذان الماوس.
ملاحظة: ضع الماوس على الطاولة وأمسكه برفق لكشف منطقة الأذن للحصول على الصور. بعد وقت قصير من الحقن بمحلول صبغة إيفانز الزرقاء ومراقبة المؤشرات المقابلة ، استخدم خلع عنق الرحم للقتل الرحيم للفأر.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
تحت التحفيز المتكرر DNFB ، أظهرت آذان الفئران لمجموعة DNFB أعراضا سريرية واضحة مماثلة ل ACD ، مع المناطق الحساسة التي تظهر الأعراض النموذجية للاحمرار والجفاف وحتى التآكل والنضح. ومع ذلك ، فإن إعطاء الأذن للمياه النقية (المجموعة الضابطة) أو التحكم في المذيبات (مجموعة المركبات) لم ينتج عنه أعراض مماثلة (الشكل 4).
وفي الوقت نفسه، في مجموعة DNFB، مقارنة بالأذن اليمنى غير المعالجة، زاد سمك الأذن اليسرى بشكل ملحوظ بعد تحفيز DNFB (الشكل 5A)، في حين لم يكن هناك فرق كبير في مجموعات التحكم والمركبات (الشكل 5B). من الواضح أن الآذان اليسرى لمجموعة الفئران DNFB تحولت إلى اللون الأزرق الداكن بعد حقن صبغة إيفانز الزرقاء في اليوم 11 من النمذجة ، والتي كانت مختلفة بصريا عن الأذن اليمنى. ومع ذلك ، كانت الأذنان اليسرى واليمنى للفئران في مجموعات التحكم والمركبات من نفس اللون تقريبا (الشكل 5C).
علاوة على ذلك ، تم تحليل تغيرات وزن الجسم من الفئران. تباطأت زيادة وزن الفئران قليلا بسبب DNFB أو التحفيز البسيط للمركبة (الشكل 6 أ) ، لكنها لم تسفر عن فقدان كبير للوزن (الشكل 6 ب). في الوقت نفسه ، تم عزل الطحال مباشرة بعد التضحية بالفئران. تم حساب مؤشر الطحال وفقا لوزن الفأر ووزن الطحال. كانت صيغة الحساب كما يلي:
مؤشر الطحال = وزن الطحال (جم) / وزن الجسم (جم) × 100
تظهر النتيجة أن التحفيز المتكرر ل DNFB في أذن الفأر أدى إلى تضخم الطحال (الشكل 6C) وزيادة في مؤشر الطحال (الشكل 6D) ، في حين أن مؤشر الطحال للفئران في مجموعة المركبات لم يتغير بشكل ملحوظ. وقد ثبت أنه تحت تحفيز DNFB ، كانت وظيفة الاستجابة المناعية للفئران في مجموعة DNFB مفرطة النشاط.
الشكل 1: رسم تخطيطي لمحور وقت صب ACD. تشير الأسهم إلى ما تم القيام به في الوقت المقابل. تشمل العمليات ذات الصلة الحلاقة ، والتوعية ، وقياس الأذن ، والوزن ، والتقاط الصور ، وتطبيق صبغة إيفانز الزرقاء. الاختصارات: DNFB = 1-فلورو-2،4-دينيتروبنزين. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: طريقة تشغيل المنشأة النموذجية ل ACD. أ: التلاعب بحلاقة البطن. ب: التلاعب بتحفيز تحسس البطن. ج: التلاعب بتحفيز تحسس الأذن. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: طريقة تقييم تورم الأذن. أ: التلاعب بقياسات سمك الأذن في الفئران. ب: مواقع قياس سمك الأذن في الفئران. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: صورة تمثيلية لتأثير إعطاء DNFB على آذان الفئران بمرور الوقت. أ: المجموعة الضابطة. (ب) مجموعة المركبات. (ج) مجموعة الأعمال والمهن غير المالية المحددة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: تأثير إعطاء DNFB على تورم الأذن في الفئران . (أ) الفرق في سمك الأذن بين الأذنين اليمنى واليسرى للفئران أثناء النمذجة. ب: مقارنة سمك الأذن اليسرى واليمنى للفئران في كل مجموعة في نهاية النمذجة. (ج) تأثير إعطاء DNFB على نفاذية الأوعية الدموية للأذن في الفئران. (ن = 6. ***p < 0.001 ، مقارنة بين الأذنين اليمنى والأذنين اليسرى ؛ N.S. = لا معنوية). تم التعبير عن جميع البيانات كمتوسط ± SEM. تم تحليل تحليلات العلاج المختلفة بين المجموعات باستخدام اختبار t للطالب غير المزاوج أو تحليل التباين أحادي الاتجاه مع اختبار Dunnett. تم اعتبار قيم p الأقل من 0.05 ذات دلالة إحصائية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 6: آثار إعطاء DNFB على وزن الجسم ومؤشر الطحال في الفئران . (أ) تغيرات وزن جسم الفئران في كل مجموعة أثناء النمذجة. (ب) مقارنة تغيرات وزن الجسم في الفئران في كل مجموعة في اليوم 11. ج: مقارنة حجم الطحال في كل مجموعة من الفئران. د: مقارنة مؤشر الطحال بين مجموعات الفئران. (ن = 6. * p < 0.05 ، مقارنة بالمجموعة الضابطة ؛ N.S. = لا معنوية). تم التعبير عن جميع البيانات كمتوسط ± SEM. تم تحليل تحليلات العلاج المختلفة بين المجموعات باستخدام اختبار t للطالب غير المزاوج أو تحليل التباين أحادي الاتجاه مع اختبار Dunnett. تم اعتبار قيم p الأقل من 0.05 ذات دلالة إحصائية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
يمكن استخدام البروتوكول الموصوف هنا لإحداث أعراض تشبه ACD في آذان الفئران لدراسة الفيزيولوجيا المرضية ل ACD وكأداة فحص لتطوير أدوية جديدة.
هناك خطوتان رئيسيتان لإنشاء نموذج ACD: التحسس الأولي ، والتحفيز اللاحق. عادة ما يكون البطن هو موقع التحسس الأولي ، ولكن تم اختيار موقع التحفيز اللاحق بشكل مختلف قليلا. أظهرت الدراسات السابقة أن معظم العلماء يختارون استخدام المحسسات الكيميائية مثل DNFB / DNCB أو oxazolone لإنشاء نماذج ACD على ظهر أو عنق الفئران ، ومن المحتم استخدام الشفرات أو أدوات التشذيب لإزالة الشعر من منطقة النمذجة للفئران17،18،19. ومع ذلك ، يمكن لهذه الخطوة أن تدمر بسهولة حاجز الجلد وتؤثر على التجارب اللاحقة. علاوة على ذلك ، يصعب توزيع الدواء المتساقط بالتساوي ويتم امتصاصه بسهولة بواسطة الشعر القريب ، بسبب المساحة الكبيرة على مؤخرة الرقبة وتأثير الشعر المحيط.
في هذا البروتوكول التجريبي ، وجدنا أن إجراء التلاعب للتحفيز اللاحق في السطح الداخلي لأذن الفئران مكننا من تخفيف بعض المشاكل المذكورة أعلاه ، مما ساعد على إنشاء نموذج ACD مستقر وقابل للتكرار بدرجة كبيرة. وفقا لتجاربنا المتكررة20 ، قمنا أيضا بتحسين وتعديل الفاصل الزمني لمحفز التحسس والفترة التجريبية. وفقا للطريقة التجريبية المحددة ، يمكن الحصول على تأثير نمذجة واضح للغاية في اليوم 10. بالإضافة إلى ذلك ، نظرا لأن منطقة النمذجة تقع على الجانب الداخلي المستقل نسبيا من الأذن ، حيث يكون للعوامل الخارجية تداخل أقل ، فهناك اختلاف أقل في شدة ACD في الفئران في نفس المجموعة التجريبية في هذه التجربة.
يحتوي هذا البروتوكول التجريبي أيضا على بعض أوجه القصور. أولا ، يجب إجراء تطبيق المحسسات الكيميائية على الأذن بحذر لتجنب دخول المواد الكيميائية إلى قناة الأذن وإيذاء الفئران. ثانيا ، غالبا ما تستخدم نماذج ACD كوسيلة لدراسة الحكة المزمنة في الفئران. في نموذج ACD الذي تم إنشاؤه على مؤخرة الفئران ، يمكن ملاحظة نوبات الخدش في الفئران بشكل حدسي ، ويمكن قياس شدة أعراض الحكة في الفئران من خلال هذا. على الرغم من أن سلوك الخدش لوحظ أيضا في الفئران أثناء تجربتنا ، إلا أن الفئران كان لديها أيضا عادات تنظيف الأذن التلقائية ، مما يجعل من الصعب التمييز بين سلوك الخدش المرضي. هذا حد من استخدام هذا النموذج في مراقبة سلوك الخدش الناجم عن ACD. ويخضع ما إذا كان البروتوكول قابلا للتطبيق على هذا النوع من الدراسات لمزيد من التحقق التجريبي.
لتتبع المسار المرضي ل ACD ، تم استخدام مجموعة متنوعة من طرق المراقبة ، مثل أعراض الأذن السريرية ، وقياس سمك الأذن ، وانعكاس نفاذية الأوعية الدموية. هذه المؤشرات المرضية أكثر وضوحا في الأذن منها في جلد الرقبة والظهر. عند قياس سمك أذن الفأر ، ستحدث أخطاء في القياس بسبب سلوك الماوس المكافح وسمك الأذن غير المتساوي. لتقليل أخطاء القياس ، يجب إجراء القياسات في ثلاثة أماكن مختلفة على كل أذن. عن طريق حقن صبغة إيفانز لتقييم نفاذية الأوعية الدموية للمنطقة النموذجية ، يمكن رؤية شدة التهاب الجلد ، ومع ذلك ، فإن هذا يتطلب أيضا معدل نجاح مرتفع لحقن الوريد الذيل. إذا كانت هناك حاجة إلى مزيد من التحليل المقارن ، يمكن تحديد امتصاص طاف تجانس أنسجة أذن الفأر.
ومن الجدير بالذكر أيضا أنه في بحثنا السابق20 ، كانت بنية أنسجة الأذن منظمة بشكل جيد وأقل تأثرا بهياكل الأنسجة المضطربة الأخرى (مثل بصيلات الشعر) ، مقارنة بأنسجة الجلد في الرقبة والظهر ، مما أدى إلى اختيار هذه المنطقة للبحث.
في الختام ، فإن نموذج ACD الموصوف في هذه الورقة هو طريقة نمذجة مستقرة وفعالة ويستحق الترويج في الدراسات اللاحقة لالتهاب الجلد التماسي التحسسي.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
لم يبلغ المؤلفون عن أي تضارب في المصالح في هذا العمل.
Acknowledgments
تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (NSFC) إلى N.-N. Y. (81904212) ؛ مشروع جيانغسو لعلوم وتكنولوجيا الطب الصيني التقليدي (YB201995) ؛ ومشروع التمويل الخاص لباحثي ما بعد الدكتوراه في الصين (2020T130562).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1-Fluoro-2,4-dinitrobenzene (DNFB) | Merck | 200-734-3 | 1-Fluoro-2,4-dinitrobenzene, ≥99% |
| Acetone | Sinopharm Chemical Reagent Co. LTD | 10000418 | ≥99.5% |
| Aluminum foil | Cleanwrap | CF-2 | |
| Evans blue dye | Solarbio | 314-13-6 | Dye content approx. 80% |
| Mouse fixator | ZHUYANBANG | GEGD-SM1830 | |
| Olive oil | Solarbio | 8001-25-0 | 500 ml |
| Pipet tip | Biofount | FT-200 | 10 - 200 μl |
| Pipettor | Eppendorf AG | 3123000250 | 20 - 200 μl |
| Razor blade | Shanghai Gillette Co. LTD | 74-S | |
| Vernier calipers | Delixi Electric | DECHOTVCS1200 |
References
- Neale, H., Garza-Mayers, A. C., Tam, I., Yu, J. Pediatric allergic contact dermatitis. Part I: Clinical features and common contact allergens in children. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (2), 235-244 (2021).
- Koppes, S. A., et al. Current knowledge on biomarkers for contact sensitization and allergic contact dermatitis. Contact Dermatitis. 77 (1), 1-16 (2017).
- Martin, S. F., et al. Mechanisms of chemical-induced innate immunity in allergic contact dermatitis. Allergy. 66 (9), 1152-1163 (2011).
- Kimber, I., Basketter, D. A., Gerberick, G. F., Dearman, R. J.
- Vocanson, M., Hennino, A., Rozieres, A., Poyet, G., Nicolas, J. F. Effector and regulatory mechanisms in allergic contact dermatitis. Allergy. 64 (12), 1699-1714 (2009).
- Gamradt, P., et al. Inhibitory checkpoint receptors control CD8+ resident memory T cells to prevent skin allergy. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (6), 2147.e9-2157.e9 (2019).
- Fraginals, R., Blasi, N. A., Lepoittevin, J. P., Benezra, C. A successful murine model for contact sensitization to a sesquiterpene-alpha-methylene-gamma-butyrolactone: sensitization to alantolactone in four strains of mice. The Journal of Investigative Dermatology. 97 (3), 473-477 (1991).
- Knop, J., Riechmann, R., Neumann, C., Macher, E. Modulation of suppressor mechanisms in allergic contact dermatitis: 5. Evidence that inhibition of suppressor T lymphocytes by Corynebacterium parvum is mediated by interferon. The Journal of Investigative Dermatology. 79 (6), 385-388 (1982).
- Polak, L., Scheper, R. J. Antigen-specific T-cell lines in DNCB-contact sensitivity in guinea pigs. The Journal of Investigative Dermatology. 80 (5), 398-402 (1983).
- Witten, V. H., March, C. H. Studies of the mechanism of allergic eczematous contact dermatitis. II. Use of C14 labelled 2:4-dinitrochlorobenzene in guinea pigs. The Journal of Investigative Dermatology. 31 (2), 97-102 (1958).
- Knop, J., Riechmann, R., Macher, E. Modulation of suppressor mechanism in allergic contact dermatitis. IV. Selective inhibition of suppressor T-lymphocytes by serum obtained from Corynebacterium parvum treated mice. The Journal of Investigative Dermatology. 77 (6), 469-473 (1981).
- Rubic-Schneider, T., et al. GPR91 deficiency exacerbates allergic contact dermatitis while reducing arthritic disease in mice. Allergy. 72 (3), 444-452 (2017).
- Stampf, J. L., Benezra, C., Byers, V., Castagnoli Jr, N. Induction of tolerance to poison ivy urushiol in the guinea pig by epicutaneous application of the structural analog 5-methyl-3-n-pentadecylcatechol. The Journal of Investigative Dermatology. 86 (5), 535-538 (1986).
- Dhingra, N., et al. Molecular profiling of contact dermatitis skin identifies allergen-dependent differences in immune response. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (2), 362-372 (2014).
- Maguire Jr, H. C., Kaidbey, K. Experimental photoallergic contact dermatitis: a mouse model. The Journal of Investigative Dermatology. 79 (3), 147-152 (1982).
- Qiu, Z., et al. A dysregulated sebum-microbial metabolite-IL-33 axis initiates skin inflammation in atopic dermatitis. The Journal of Experimental Medicine. 219 (10), e2021397 (2022).
- Kim, H., et al. Anti-inflammatory activities of Dictamnus dasycarpus Turcz., root bark on allergic contact dermatitis induced by dinitrofluorobenzene in mice. Journal of Ethnopharmacology. 149 (2), 471-477 (2013).
- Zhou, P., et al. Effect of 6'-acetylpaeoniflorin on dinitrochlorobenzene-induced allergic contact dermatitis in BALB/c mice. Immunologic Research. 64 (4), 857-868 (2016).
- Donglang, G., et al. Comparative study on different skin pruritus mouse models. Frontiers in Medicine. 8, 630237 (2021).
- Yang, N., Shao, H., Deng, J., Liu, Y. Network pharmacology-based analysis to explore the therapeutic mechanism of Cortex Dictamni on atopic dermatitis. Journal of Ethnopharmacology. 304, 116023 (2023).
