Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

En mus øre modell for allergisk kontaktdermatitt evaluering

Published: March 24, 2023 doi: 10.3791/65120
Automatic Translation
1,2,3,4, 2,3,4, 1,2,3,4, 1,2,3,4
1Department of Traditional Chinese Medicine, The Affiliated Hospital of Yangzhou University, Yangzhou University, 2Department of Traditional Chinese and Western Medicine, Medical College, Yangzhou University, 3The Key Laboratory of Syndrome Differentiation and Treatment of Gastric Cancer of the State Administration of Traditional Chinese Medicine, Yangzhou University, 4Jiangsu Key Laboratory of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine for Prevention and Treatment of Senile Diseases, Yangzhou University

Summary

Her beskriver vi metodene for å indusere allergisk kontaktdermatitt i museører med 1-fluor-2,4-dinitrobenzen (DNFB) og hvordan man evaluerer alvorlighetsgraden av allergisk kontaktdermatitt.

Abstract

Hud er menneskekroppens første forsvarslinje og et av de mest utsatte organene for miljøkjemikalier. Allergisk kontaktdermatitt (ACD) er en vanlig hudsykdom som manifesterer seg som lokalt utslett, rødhet og hudlesjoner. Forekomsten og utviklingen av ACD påvirkes av både genetiske og miljømessige faktorer. Selv om mange forskere har konstruert en rekke modeller av ACD de siste årene, er de eksperimentelle protokollene til disse modellene alle forskjellige, noe som gjør det vanskelig for leserne å etablere dem godt. Derfor er en stabil og effektiv dyremodell av stor betydning for videre studier av patogenesen av atopisk dermatitt. I denne studien beskriver vi en modelleringsmetode ved bruk av 1-fluoro-2,4-dinitrobenzen (DNFB) for å indusere ACD-lignende symptomer i musens ører og beskriver flere metoder for å vurdere alvorlighetsgraden av dermatitt under modellering. Denne eksperimentelle protokollen har blitt brukt med hell i noen eksperimenter og har en viss salgsfremmende rolle innen ACD-forskning.

Introduction

Allergisk kontaktdermatitt (ACD) er en vanlig hudsykdom som er preget av eksemlignende symptomer på kontaktstedet, ødem og erytem i moderate tilfeller, og papler, erosjon, ekssudasjon eller til og med massive arr i alvorlige tilfeller1. Det påvirker opptil 20% av befolkningen og kan påvirke mennesker i alle aldre2. ACD forekommer ofte hos personer som har blitt utsatt for allergener gjentatte ganger og kan skyldes individets immunrespons mot ett eller flere allergener i hjemmet eller på arbeidsplassen. Type IV forsinket overfølsomhet regnes som den viktigste typen immunrespons i ACD4. I områder av huden som gjentatte ganger har blitt utsatt for allergener, akkumuleres sirkulerende minne T-celler i stort antall og induserer immun- og inflammatoriske responser 3,5,6. Formålet med dette arbeidet er å foreslå en pålitelig laboratorieteknikk for videre undersøkelse av immunologiske og inflammatoriske responser i utviklingen av ACD.

Utbruddet av ACD skyldes vanligvis kontaktoverfølsomhet forårsaket av gjentatt eksponering for kjemikalier. Tallrike forskere har utviklet ulike ACD dyremodeller i husmus7,8, marsvin 9,10 og andre dyr i løpet av de siste tiårene, for å simulere sykdomsutbruddet. De fleste eksperimentelle metoder består av to faser: abdominal sensibilisering (induksjon) og gir stimuli på ryggen eller øreflippen (stimulering). Vanlige brukte kjemiske stoffer inkluderer hovedsakelig 1-fluor-2,4-dinitrobenzen (DNFB) / 1-klor-2,4-dinitrobenzen (DNCB) 8,9,11, oksazolon 12, urushiol 13, etc. Blant dem er DNFB og DNCB de mest brukte, først rapportert i oktober 195810. Nikkelsensibiliseringsmodell14 og fotoallergisk kontaktdermatitt modell15 brukes også ofte.

Vi presenterer en eksperimentell metode for å bygge ACD-modellen. Denne metoden er oppsummert og optimalisert på grunnlag av tidligere studier og ved sammenligning med flere eksperimenter. Sammenlignet med andre ACD-modeller har denne modellen noen fordeler, for eksempel små individuelle forskjeller, korte eksperimentelle perioder, en liten mengde kjemisk stimulering, etc. I tillegg er denne studien anvendelig for mus, som ikke bare er økonomiske, men også har flere muligheter for genknockout eller transgene muspreparat16. Vi beskriver også de ulike metodene som brukes til å overvåke ACD-fremgang i forsøket, for eksempel måling av øretykkelse, bruk av Evans blått fargestoff for å måle inflammatorisk ekssudasjon, etc. Denne modellen kan ikke bare analysere museører, blod, milt og andre prøver ved laboratoriemetoder for å utforske patogenesen av ACD, men gjelder også for preklinisk evaluering av nye terapeutiske metoder, som har en viss salgsfremmende betydning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

All stell og behandling av musene var i samsvar med retningslinjene fastsatt av Institutional Animal Care and Use Committee ved Yangzhou University og ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee under prosjektlisensen SYXK(SU)2022-0044. BALB/c hann- og hunnmus i alderen 6-8 uker ble brukt i denne studien. Hver gruppe besto av seks mus (se materialfortegnelse). Burene ble plassert i et temperaturkontrollert kammer (22 ± 2 °C, 12 t lys/mørk syklus) med fri tilgang til mat og vann. Et eksperimentelt flytskjema er vist i figur 1.

1. Dyr forberedelse

  1. Start modelleringen etter 1 ukes akklimatisering til miljøet.
  2. Bruk en ultrafiolett lampe og 75% alkoholdesinfeksjonsmiddel for å rengjøre og desinfisere miljøet og benkeplater før du manipulerer musene.
    MERK: For å unngå påvirkning av eksterne faktorer, kan merking av musene for identifikasjon ikke utføres på museøret; Farging på ryggen eller på halen kan brukes som et alternativ.
  3. Bruk en liten bomullspinne til å påføre såpevann på magen til musene (ca. 1-2 cm2 i størrelse). Barber området i retning av hårvekst med et blad eller barbermaskin (se materialfortegnelse) i begynnelsen av modelleringen (dag 0; Figur 2A).
    MERK: Bruk av et rett barberblad for hårfjerning krever en dyktig operatør. Hvis det ikke utføres riktig, kan det forårsake hudirritasjon. Vurder å bruke hårfjerningskrem, klippemaskiner eller en barberhøvel for hårfjerning.
  4. Vei musen og sammenlign vektendringene mellom hver gruppe.

2. Abdominal sensibilisering stimulering

  1. Sørg for full gjenoppretting av eventuelle mindre skader på magehuden indusert av barbering. Påfør abdominal sensibilisering 2 dager etter barbering (dag 2).
  2. Forbered 0,5% DNFB-løsningen: fortynn DNFB med en aceton: olivenoljeblanding i forholdet 4: 1 (f.eks. 400 μL aceton blandet med 100 μL olivenolje, se materialtabell). Bruk en pipettepistol til å blåse og blande 20 ganger for å blande DNFB-løsningen grundig. Før hver administrering av DNFB-løsningen til musen, blås og bland den tre til fem ganger.
    NOTAT: Forbered løsningen før bruk og pakk den inn i aluminiumsfolie for å beskytte den mot direkte sollys.
  3. Påfør 25 μL av 0,5% DNFB-oppløsningen på huden på det barberte området på musens buk med en pipettor (figur 2B).
  4. Drypp DNFB-løsningen over midten av abdominalbarberingsområdet og fordel lett med den glatte siden av pipettorspissen for å spre den jevnt.
  5. Ved 30 s etter DNFB-stimulering, plasser musene i tomme bur uten sengetøy for å forhindre at de gnir av DNFB-løsningen. Når DNFB-løsningen er helt tørr (ca. 2 min), returner musene til det opprinnelige buret.
  6. Bruk hansker ved håndtering av DNFB-oppløsningen, da den er sterkt irriterende for menneskelig hud.

3. Øre sensibilisering stimulering

  1. Forbered en 0,2% DNFB-løsning som ovenfor, kjøretøyløsningen (en 4: 1-blanding av aceton og olivenolje) og rent vann.
  2. Orienter musekroppen og gjør den ytre kanten av auricleen nedover under hele operasjonen for å forhindre at løsningen kommer inn i ørekanalen under DNFB-stimulering.
  3. På dag 4, 6, 8 og 10, bruk en pipettor for å påføre 20 μL av 0,2% DNFB-løsningen eller kjøretøyløsningen sakte og jevnt på den indre overflaten av musens venstre aurikler. For å unngå at DNFB-oppløsning kommer inn i øregangen, bruk den glatte siden av pipettorspissen til å fordele DNFB-oppløsningen forsiktig under administrering. La høyre ører være ubehandlet (figur 2C).
  4. Vent til DNFB-løsningen er tørr og legg musene tilbake i buret (ca. 30 s).
  5. Bruk hansker ved håndtering av DNFB-løsningen.

4. Registrering av musevekt og ACD-symptomer

  1. Vei musen hver dag, start på dag 1, og sammenlign med den tilsvarende vekten på dag 0; evaluere effekten av ACD på kroppsvekten til mus som vektendring (g) ± standardfeil av gjennomsnittet (SEM).
  2. Ta høyoppløselige bilder av museørene for å registrere ACD kliniske symptomer hver 2. dag, fra dag 1.

5. Måling av auricletykkelsen

  1. Mål auricletykkelsen hver 2. dag, fra dag 1. Mål og registrer begge ørene i detalj.
  2. Bruk vernier calipers (se Table of Materials) for å måle auricletykkelsen på samme tid hver dag for nøyaktige resultater (figur 3A). Stopp vernierkaliperne fra å fortsette innoverklemming når det er en liten blokkering, for å forhindre vevskader på museøret. Hold posisjonen fast og registrer dataene.
  3. Samle tykkelsen fra tre forskjellige steder på hver auricle (figur 3B). Registrer gjennomsnittet av de tre dataene som en gyldig verdi. Evaluer ørehevelsen i mikrometer (μm) ± standardfeil av gjennomsnittet (SEM).

6. Evaluering av graden av inflammatorisk hevelse

  1. Forbered 0,5% Evans blått fargestoff (se materialfortegnelse) løsning: fortynn Evans blått fargestoff med fosfatbufret saltvann (PBS) på dag 11. Bruk en laboratoriefrakk og hansker til enhver tid, da Evans blå fargestoff er litt giftig for mennesker.
  2. Immobiliser musene med en fikseringsenhet: åpne lokket på fikseren (se materialtabellen), hold musehalen, gjør musens hode vendt mot fikseringsenheten, og få musen instinktivt til å klatre inn i fikseringsenheten. Dekk lokket, la musehalen komme ut av hullet på lokket, og juster lengden på fikseren for å avsløre hele musehalen.
  3. Tørk halen gjentatte ganger med en alkohol bomullsboll eller suge den i varmt vann i 30 s, og klem forsiktig roten av halen for å fylle og utvide venene på begge sider. Utfør injeksjonen under bestråling av en kald lyskilde.
  4. Injiser Evans blå fargestoffoppløsning langsomt inn i musehalen ved hjelp av en 1 mm insulinnål. Vent i 15 min og ta deretter bilder av museørene.
    NOTAT: Sett musen på bordet og hold den forsiktig for å eksponere øreområdet for bildeopptak. Kort tid etter injeksjon med Evans blå fargestoffløsning og observere tilsvarende indikasjoner, bruk cervikal dislokasjon for å avlive musen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Under gjentatt DNFB-stimulering viste museørene til DNFB-gruppen tydelige kliniske symptomer som kan sammenlignes med ACD, med følsomme områder som viser de typiske symptomene på rødhet, tørrhet og til og med erosjon og ekssudasjon. Øreadministrasjon av rent vann (kontrollgruppe) eller løsemiddelkontroll (kjøretøygruppe) ga imidlertid ikke lignende symptomer (figur 4).

I DNFB-gruppen, sammenlignet med det ubehandlede høyre øret, økte tykkelsen på venstre øre signifikant etter DNFB-stimulering (figur 5A), mens det ikke var noen signifikant forskjell i kontroll- og kjøretøygruppene (figur 5B). De venstre ørene til DNFB-gruppen mus ble åpenbart mørkeblå etter injeksjonen av Evans blå fargestoff på den 11. dagen av modellering, som var visuelt forskjellig fra høyre øre. Imidlertid var venstre og høyre ører av mus i kontroll- og kjøretøygruppene omtrent samme farge (figur 5C).

Videre ble kroppsvektendringene hos mus analysert. Vektøkningen hos mus ble noe redusert av DNFB eller enkel stimulering av kjøretøy (figur 6A), men resulterte ikke i signifikant vekttap (figur 6B). Samtidig ble milten isolert umiddelbart etter at musene ble ofret. Miltindeksen ble beregnet i henhold til musevekt og miltvekt; Beregningsformelen var som følger:

Miltindeks = miltvekt (g) / kroppsvekt (g) x 100

Resultatet viser at gjentatt DNFB-stimulering i museøret resulterte i miltforstørrelse (figur 6C) og en økning i miltindeksen (figur 6D), mens miltindeksen til mus i kjøretøygruppen ikke endret seg signifikant. Det ble bevist at under stimulering av DNFB var immunresponsfunksjonen til mus i DNFB-gruppen hyperaktiv.

Figure 1
Figur 1: Skjematisk diagram over ACD-støpetidsaksen. Pilene indikerer hva som ble gjort på det tilsvarende tidspunktet. De relaterte operasjonene som er involvert inkluderer barbering, sensibilisering, auriclemåling, veiing, fotografering og Evans blå fargestoffapplikasjon. Forkortelser: DNFB = 1-fluoro-2,4-dinitrobenzen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Operasjonsmetoden for ACD-modelletableringen . (A) Manipulering av abdominal barbering. (B) Manipulering av abdominal sensibiliserende stimulering. (C) Manipulering av øresensibiliserende stimulering. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Evalueringsmetode for ørehevelse . (A) Manipulering av øretykkelsesmålinger hos mus. (B) Stedene for måling av øretykkelse hos mus. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Representativt bilde av effekten av DNFB-administrasjon på musens ører over tid . (A) Kontrollgruppe. (B) Kjøretøygruppe. (C) DNFB-konsernet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Effekt av DNFB-administrasjon på ørehevelse hos mus. (A) Forskjell i øretykkelse mellom venstre og høyre ører av mus under modellering. (B) Sammenligning av venstre og høyre øretykkelse av mus i hver gruppe ved slutten av modelleringen. (C) Effekt av DNFB-administrasjon på ørevaskulær permeabilitet hos mus. (n = 6. ***p < 0,001, sammenligning mellom høyre øre og venstre øre; N.S. = Ingen signifikant). Alle data ble uttrykt som gjennomsnitt ± SEM. Ulike behandlingsanalyser mellom gruppene ble analysert med en uparet elevs t-test eller enveis variansanalyse med Dunnetts test. p-verdier mindre enn 0,05 ble ansett som statistisk signifikante. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 6
Figur 6: Effekter av DNFB-administrasjon på kroppsvekt og miltindeks hos mus. (A) Kroppsvektendringer hos mus i hver gruppe under modellering. (B) Sammenligning av kroppsvektendringer hos mus i hver gruppe på dag 11. (C) Sammenligning av miltstørrelse i hver gruppe mus. (D) Sammenligning av miltindeks mellom grupper av mus. (n = 6. *p < 0,05, sammenlignet med kontrollgruppen; N.S. = Ingen signifikant). Alle data ble uttrykt som gjennomsnitt ± SEM. Ulike behandlingsanalyser mellom gruppene ble analysert med en uparet elevs t-test eller enveis variansanalyse med Dunnetts test. p-verdier mindre enn 0,05 ble ansett som statistisk signifikante. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Protokollen beskrevet her for å indusere ACD-lignende symptomer i musens ører, kan brukes til å studere patofysiologien til ACD og som et screeningsverktøy for utvikling av nye stoffer.

Det er to viktige trinn for å etablere en ACD-modell: innledende sensibilisering og påfølgende stimulering. Abdomen er vanligvis stedet for innledende sensibilisering, men det etterfølgende stimuleringsstedet ble valgt litt annerledes. Tidligere studier har vist at de fleste forskere velger å bruke kjemiske sensibilisatorer som DNFB / DNCB eller oksazolon for å etablere ACD-modeller på ryggen eller nakken til mus, og det er uunngåelig å bruke kniver eller trimmere for å depilere modelleringsområdet til mus17,18,19. Dette trinnet kan imidlertid lett ødelegge hudbarrieren og påvirke de påfølgende forsøkene. Videre er dryppstoffet vanskelig å fordele jevnt og absorberes lett av det nærliggende håret, på grunn av det store området på nakken og påvirkning av det omkringliggende håret.

I denne eksperimentelle protokollen fant vi at utførelsen av manipulasjonen for etterfølgende stimulering i den indre overflaten av museaurikler gjorde det mulig for oss å lindre noen av de ovennevnte problemene, noe som bidro til å etablere en stabil og svært reproduserbar ACD-modell. I samsvar med våre gjentatte eksperimenter20 optimaliserte og justerte vi også intervallet for den sensibiliserende stimulansen og den eksperimentelle perioden. I samsvar med den gitte eksperimentelle metoden kan en veldig åpenbar modelleringseffekt oppnås på den 10. I tillegg, da modelleringsområdet ligger på den relativt uavhengige indre siden av auricleen, hvor eksterne faktorer har mindre forstyrrelser, er det mindre forskjell i alvorlighetsgraden av ACD hos mus i samme eksperimentelle gruppe i dette forsøket.

Denne eksperimentelle protokollen har også noen mangler. Først bør bruk av kjemiske sensibilisatorer til øret utføres med forsiktighet for å unngå kjemikalier som kommer inn i øregangen og skader musene. For det andre brukes ACD-modeller ofte som et middel til å studere kronisk kløe hos mus. I ACD-modellen etablert på musens nakke, kunne anfallene av riper hos mus intuitivt observeres, og alvorlighetsgraden av kløesymptomet hos mus kunne måles ved dette. Selv om skrapeadferd også ble observert hos mus under forsøket, hadde musene også spontane ørerengjøringsvaner, noe som gjorde det vanskelig å skille fra patologisk skrapeadferd. Dette begrenset bruken av denne modellen ved å observere ACD-indusert skrapeoppførsel. Hvorvidt protokollen er anvendelig for denne typen studier er gjenstand for ytterligere eksperimentell verifisering.

For å spore det patologiske løpet av ACD ble det brukt en rekke overvåkingsmetoder, for eksempel kliniske øresymptomer, øretykkelsesmåling og refleksjon av vaskulær permeabilitet. Disse patologiske indikatorene er mer synlige i øret enn i nakken og bakhuden. Når du måler en muss øretykkelse, vil målefeil oppstå på grunn av musens sliter oppførsel og ørets ujevne tykkelse. For å redusere målefeil bør målingene utføres på tre forskjellige steder på hvert øre. Ved å injisere Evans fargestoff for å evaluere vaskulær permeabilitet av det modellerte området, kan alvorlighetsgraden av dermatitt sees, men dette krever også en høy suksessrate for hale vene injeksjon. Hvis ytterligere komparativ analyse er nødvendig, kan absorbansen av supernatanten av musens ørevevshomogenat bestemmes.

Det er også verdt å nevne at i vår tidligere forskning20 var ørevevstrukturen godt organisert og mindre påvirket av andre uordnede vevstrukturer (f.eks. Hårsekkene) enn i nakke- og rygghudvevet, noe som førte til å velge dette området for forskning.

Avslutningsvis er modellen av ACD beskrevet i dette papiret en stabil og effektiv modelleringsmetode og er verdig å fremme i etterfølgende studier av allergisk kontaktdermatitt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne oppgir ingen interessekonflikter i dette arbeidet.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av National Natural Science Foundation of China (NSFC) til N.-N. Y. (81904212); Jiangsu tradisjonell kinesisk medisin vitenskap og teknologi prosjekt (YB201995); og Special Funding Project for Postdoctoral Researchers in China (2020T130562).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1-Fluoro-2,4-dinitrobenzene (DNFB) Merck 200-734-3 1-Fluoro-2,4-dinitrobenzene, ≥99%
Acetone Sinopharm Chemical Reagent Co. LTD 10000418 ≥99.5%
Aluminum foil  Cleanwrap CF-2
Evans blue dye Solarbio 314-13-6 Dye content approx. 80%
Mouse fixator ZHUYANBANG GEGD-SM1830
Olive oil Solarbio 8001-25-0 500 ml
Pipet tip Biofount FT-200 10 - 200 μl
Pipettor Eppendorf AG 3123000250 20 - 200 μl
Razor blade Shanghai Gillette Co. LTD 74-S
Vernier calipers Delixi Electric DECHOTVCS1200

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Neale, H., Garza-Mayers, A. C., Tam, I., Yu, J. Pediatric allergic contact dermatitis. Part I: Clinical features and common contact allergens in children. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (2), 235-244 (2021).
  2. Koppes, S. A., et al. Current knowledge on biomarkers for contact sensitization and allergic contact dermatitis. Contact Dermatitis. 77 (1), 1-16 (2017).
  3. Martin, S. F., et al. Mechanisms of chemical-induced innate immunity in allergic contact dermatitis. Allergy. 66 (9), 1152-1163 (2011).
  4. Kimber, I., Basketter, D. A., Gerberick, G. F., Dearman, R. J. Allergic contact dermatitis. International Immunopharmacology. 2 (2-3), 201-211 (2002).
  5. Vocanson, M., Hennino, A., Rozieres, A., Poyet, G., Nicolas, J. F. Effector and regulatory mechanisms in allergic contact dermatitis. Allergy. 64 (12), 1699-1714 (2009).
  6. Gamradt, P., et al. Inhibitory checkpoint receptors control CD8+ resident memory T cells to prevent skin allergy. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (6), 2147.e9-2157.e9 (2019).
  7. Fraginals, R., Blasi, N. A., Lepoittevin, J. P., Benezra, C. A successful murine model for contact sensitization to a sesquiterpene-alpha-methylene-gamma-butyrolactone: sensitization to alantolactone in four strains of mice. The Journal of Investigative Dermatology. 97 (3), 473-477 (1991).
  8. Knop, J., Riechmann, R., Neumann, C., Macher, E. Modulation of suppressor mechanisms in allergic contact dermatitis: 5. Evidence that inhibition of suppressor T lymphocytes by Corynebacterium parvum is mediated by interferon. The Journal of Investigative Dermatology. 79 (6), 385-388 (1982).
  9. Polak, L., Scheper, R. J. Antigen-specific T-cell lines in DNCB-contact sensitivity in guinea pigs. The Journal of Investigative Dermatology. 80 (5), 398-402 (1983).
  10. Witten, V. H., March, C. H. Studies of the mechanism of allergic eczematous contact dermatitis. II. Use of C14 labelled 2:4-dinitrochlorobenzene in guinea pigs. The Journal of Investigative Dermatology. 31 (2), 97-102 (1958).
  11. Knop, J., Riechmann, R., Macher, E. Modulation of suppressor mechanism in allergic contact dermatitis. IV. Selective inhibition of suppressor T-lymphocytes by serum obtained from Corynebacterium parvum treated mice. The Journal of Investigative Dermatology. 77 (6), 469-473 (1981).
  12. Rubic-Schneider, T., et al. GPR91 deficiency exacerbates allergic contact dermatitis while reducing arthritic disease in mice. Allergy. 72 (3), 444-452 (2017).
  13. Stampf, J. L., Benezra, C., Byers, V., Castagnoli Jr, N. Induction of tolerance to poison ivy urushiol in the guinea pig by epicutaneous application of the structural analog 5-methyl-3-n-pentadecylcatechol. The Journal of Investigative Dermatology. 86 (5), 535-538 (1986).
  14. Dhingra, N., et al. Molecular profiling of contact dermatitis skin identifies allergen-dependent differences in immune response. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (2), 362-372 (2014).
  15. Maguire Jr, H. C., Kaidbey, K. Experimental photoallergic contact dermatitis: a mouse model. The Journal of Investigative Dermatology. 79 (3), 147-152 (1982).
  16. Qiu, Z., et al. A dysregulated sebum-microbial metabolite-IL-33 axis initiates skin inflammation in atopic dermatitis. The Journal of Experimental Medicine. 219 (10), e2021397 (2022).
  17. Kim, H., et al. Anti-inflammatory activities of Dictamnus dasycarpus Turcz., root bark on allergic contact dermatitis induced by dinitrofluorobenzene in mice. Journal of Ethnopharmacology. 149 (2), 471-477 (2013).
  18. Zhou, P., et al. Effect of 6'-acetylpaeoniflorin on dinitrochlorobenzene-induced allergic contact dermatitis in BALB/c mice. Immunologic Research. 64 (4), 857-868 (2016).
  19. Donglang, G., et al. Comparative study on different skin pruritus mouse models. Frontiers in Medicine. 8, 630237 (2021).
  20. Yang, N., Shao, H., Deng, J., Liu, Y. Network pharmacology-based analysis to explore the therapeutic mechanism of Cortex Dictamni on atopic dermatitis. Journal of Ethnopharmacology. 304, 116023 (2023).

Tags

Denne måneden i JoVE utgave 193 allergisk kontaktdermatitt betennelse DNFB
En mus øre modell for allergisk kontaktdermatitt evaluering
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Shao, H., Deng, J., Liu, Y., Yang,… More

Shao, H., Deng, J., Liu, Y., Yang, N. A Mouse Ear Model for Allergic Contact Dermatitis Evaluation. J. Vis. Exp. (193), e65120, doi:10.3791/65120 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter