Summary
Le protocole présente une méthode non invasive pour le diagnostic rapide des infections de l’estomac à Helicobacter pylori par le test de corde et détermine sa résistance aux antibiotiques à la clarithromycine et à la lévofloxacine en utilisant la réaction en chaîne de la polymérase quantitative (qPCR).
Abstract
Helicobacter pylori est un agent pathogène humain majeur qui infecte environ la moitié de la population mondiale et devient une menace sérieuse pour la santé en raison de sa résistance croissante aux antibiotiques. C’est l’agent causal de la gastrite chronique active, de l’ulcère gastroduodénal et du cancer gastrique et a été classé comme cancérogène du groupe I par le Centre international de recherche sur le cancer. Par conséquent, le diagnostic rapide et précis de H. pylori et la détermination de sa résistance aux antibiotiques sont importants pour l’éradication efficace de ce pathogène bactérien. Actuellement, les méthodes de diagnostic de H. pylori comprennent principalement le test respiratoire à l’urée (UBT), le test antigénique, le test d’anticorps sériques, la gastroscopie, le test rapide d’uréase (RUT) et la culture bactérienne. Parmi elles, les trois premières méthodes de détection sont non invasives, ce qui signifie qu’elles sont faciles à effectuer. Cependant, les bactéries ne peuvent pas être récupérées par ces techniques; Par conséquent, les tests de résistance aux médicaments ne peuvent pas être effectués. Les trois derniers sont des examens invasifs, mais ils sont coûteux, nécessitent des compétences élevées et ont le potentiel de causer des dommages aux patients. Par conséquent, une méthode non invasive, rapide et simultanée pour la détection de H. pylori et les tests de résistance aux médicaments est très importante pour éradiquer efficacement H. pylori dans la pratique clinique. Ce protocole vise à présenter une procédure spécifique impliquant le test de corde en combinaison avec la réaction en chaîne de la polymérase quantitative (qPCR) pour la détection rapide de l’infection à H. pylori et de la résistance aux antibiotiques. Contrairement aux cultures bactériennes, cette méthode permet un diagnostic facile, rapide et non invasif de l’état d’infection à H. pylori et de la résistance aux médicaments. Plus précisément, nous avons utilisé la qPCR pour détecter rea pour l’infection à H. pylori et les mutations dans les gènes de l’ARNr 23S et du gyrA, qui codent respectivement pour la résistance à la clarithromycine et à la lévofloxacine. Comparé aux techniques de culture couramment utilisées, ce protocole fournit une technique non invasive, peu coûteuse et rapide pour détecter l’infection à H. pylori et déterminer sa résistance aux antibiotiques à l’aide de la qPCR.
Introduction
H. pylori est une bactérie à Gram négatif en forme de spirale, très mobile, qui vit principalement dans la région du pylore de l’estomac1. C’est un agent pathogène commun qui infecte près de 50% de la population mondiale2. La plupart des personnes atteintes d’une infection à H. pylori n’ont pas de manifestations cliniques et la plupart développent différentes maladies après plusieurs années d’infection, notamment une gastrite chronique, des ulcères gastroduodénaux, des ulcères gastriques et un cancer gastrique3. Dans plusieurs études basées sur différentes populations, l’efficacité de l’élimination de H. pylori pour prévenir le cancer de l’estomac et les lésions précancéreuses a été démontrée 4,5. Par conséquent, le Centre international de recherche sur le cancer de l’Organisation mondiale de la Santé (OMS) a conseillé l’éradication de H. pylori à titre préventif6.
L’utilisation de méthodes non invasives pour identifier l’infection à H. pylori est un élément clé du traitement pour la plupart des personnes atteintes de dyspepsie asymptomatique. Le test respiratoire à l’urée (UBT), le test d’antigène fécal (SAT) de H. pylori et les tests sérologiques sont des techniques non invasives populaires. Parmi celles-ci, l’UBT est la procédure la moins intrusive et la plus précise disponible. UBT utilise l’uréase, abondamment présente dans H. pylori, pour hydrolyser l’urée marquée isotopiquement en ammoniac et dioxyde de carbone (13C ou 14C). En revanche, le test immunochromatographique (ICA)7 est pratique, simple et non invasif pour l’échantillonnage. Cependant, la précision du test est affectée par plusieurs facteurs, tels que la qualité de l’échantillon de selles, la température et l’intervalle entre le prélèvement de l’échantillon et l’analyse. Un autre test basé sur la réponse immunitaire est le test d’anticorps sériques H. pylori , qui détecte les anticorps dans le sérum d’un patient. Cependant, ce test n’est pas adapté à l’analyse post-traitement car les anticorps restent longtemps après que les bactéries ont été éliminées8. Un autre inconvénient majeur est que ces méthodes ne diagnostiquent que l’infection à H. pylori et ne permettent pas de tests de résistance aux médicaments pour guider le traitement basé sur la sensibilité.
Pour les méthodes de test invasives, le tissu de biopsie gastrique doit être prélevé par endoscopie, puis soumis à l’histologie, au test rapide de l’uréase et à la culture bactérienne. Ces méthodes de test sont également très limitées en raison de plusieurs facteurs. Actuellement, ces techniques sont limitées aux patients âgés, aux patients à haut risque de maladie précancéreuse ou maligne et aux patients qui ont échoué au traitement de première intention pour le reflux gastro-œsophagien ou l’infection à H. pylori 9. Deuxièmement, en raison des caractéristiques de croissance uniques de H. pylori, le taux de réussite de la culture bactérienne n’atteint que 50%10. Ainsi, les méthodes de détection moléculaire offrent un nouvel espoir pour surmonter les exigences élevées des méthodes de détection invasives et guider le traitement basé sur la sensibilité. Parmi les méthodes de détection moléculaire, la PCR quantitative a énormément évolué ces dernières années. La qPCR, contrairement à la PCR traditionnelle, ne nécessite pas d’électrophorèse sur gel et quantifie avec précision l’ADN / ARN dans les échantillons en ajoutant des amorces et des sondes au stade du recuit. Les kits qPCR pour la détection de l’infection à H. pylori et de la résistance aux médicaments sont maintenant disponibles dans le commerce. Néanmoins, chaque méthode a ses limites; Par conséquent, le diagnostic clinique et le traitement d’un patient doivent être considérés en conjonction avec ses symptômes, ses signes, ses antécédents, d’autres tests de laboratoire et sa réponse au traitement.
Actuellement, la principale méthode de traitement des infections à H. pylori est la prise d’antibiotiques, mais dernièrement, il devient de plus en plus difficile de traiter ces infections en raison de l’augmentation de la résistance aux antibiotiques. Par la suite, une baisse significative de l’efficacité du traitement de H. pylori a été observée à l’échelle mondiale, faisant de l’éradication de H. pylori un problème majeur de santé publique11.
La clarithromycine et la lévofloxacine sont les deux antibiotiques à large spectre utilisés pour traiter les infections causées par H. pylori, mais plusieurs études ont signalé une résistance généralisée contre ces deux médicaments dans les isolats d’H. pylori. A2143G, A2142G et A2142C sont trois des nombreuses mutations ponctuelles trouvées dans le gène de l’ARNr 23S de 2,9 kb qui entraînent une résistance à la clarithromycine en empêchant le macrolide de se lier. Dans le même temps, les loci de mutation du gène de résistance à la lévofloxacine sont principalement situés dans les six sites de mutation (A260T, C261A, T261G, G271A, G271T, A272G) du gène gyrA 12. La découverte de ces mécanismes de résistance basés sur des mutations génétiques a conduit à un changement progressif dans la détection de H. pylori par le biais d’études culturelles vers des tests moléculaires.
Dans l’ensemble, il existe un besoin clinique urgent d’une méthode de diagnostic non invasive, efficace et simultanée pour la détection des infections à H. pylori et de la résistance aux médicaments. Nous avons adopté un test combiné de corde et une méthode qPCR pour surmonter les difficultés d’échantillonnage et atteindre l’objectif de détection simultanée de l’infection à H. pylori et de la résistance aux médicaments à l’aide de différentes sondes d’amorce.
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Protocol
La présente étude a été menée conformément aux considérations éthiques établies par le comité d’éthique de l’hôpital populaire provincial de Guangdong, Southern Medical University, Guangzhou, Chine (numéro d’approbation : KY-Q-2022-384-02). Les patients âgés de 18 à 60 ans ont été inclus dans cette étude. Les patients prenant des antibiotiques, des médicaments antibactériens chinois, des médicaments tels que des inhibiteurs de la pompe à protons (IPP) ou des antagonistes des récepteurs H 2, etc., dans les2 semaines précédant les tests n’ont pas été inclus dans cette étude. Les patients qui avaient reçu un traitement contre H. pylori au cours des 3 derniers mois ont également été exclus de cette étude. Les personnes souffrant de graves problèmes cardiaques, hépatiques et rénaux, de neuropathie grave ou de maladie mentale n’ont pas non plus été autorisées à participer à cette étude. Aucune femme enceinte et mère allaitante n’a été incluse dans cette étude. Les détails des fournitures (réactifs, produits chimiques, équipement et logiciels) utilisés dans cette étude sont donnés dans le tableau des matériaux.
1. Test de corde pour l’échantillonnage du liquide gastrique
- Demandez au patient de jeûner pendant la nuit avant le prélèvement de l’échantillon.
- Le lendemain, ouvrez le kit de test de corde, prenez la capsule et maintenez la boucle au bout de la ficelle.
- Collez la ficelle sur la joue du patient et demandez-lui de placer la capsule sur sa langue, près du fond de la gorge et de l’avaler avec une gorgée d’eau.
- Laissez la capsule être dissoute dans l’estomac du patient, exposant ainsi la ficelle à l’intérieur de la capsule pour absorber le mucus gastrique.
- Demandez à un assistant qualifié de retirer soigneusement la ficelle 1 h après que le patient ait avalé la capsule.
- Couper l’extrémité inférieure de la ficelle (40 cm) imbibée de liquide gastrique, la placer dans la solution de conservation d’échantillons TSE (Tris/saline/EDTA), puis l’envoyer au laboratoire clinique à température ambiante (RT) pour la détection ultérieure de H. pylori et la détermination des profils de résistance aux antibiotiques par qPCR.
2. Extraction de l’ADN
- Placez les tubes de prélèvement transportant des échantillons sur un support à tube à essai, correctement étiquetés, et tourbillonnez-les pendant 10 s.
- Retournez plusieurs fois la plaque de 32 puits (kit d’extraction ou de purification d’acide nucléique) pour remettre les billes magnétiques en suspension. Après un vortex court pendant 10 s, retirez soigneusement le joint de feuille d’aluminium de la plaque.
- Transférer 200 μL de liquide gastrique de chaque échantillon et l’ADN de H. pylori comme témoin positif dans les puits séparés.
- Placez la plaque de 32 puits dans la fente d’échantillon correspondante de la machine d’extraction d’acide nucléique pour l’extraction automatique de l’ADN.
- Après l’extraction et la confirmation de l’ADN, initier les tests de résistance aux antibiotiques pour la clarithromycine et la lévofloxacine par qPCR sur les échantillons positifs.
- Placez l’excès de liquide gastrique et les échantillons d’ADN extraits à -20 °C pour un stockage à long terme et une utilisation future.
- Effectuez toutes ces étapes dans une enceinte de biosécurité pour éviter toute contamination.
3. qPCR pour la détection de H. pylori et de la résistance aux antibiotiques (clarithromycine et lévofloxacine)
- Effectuer une qPCR pour la détection de H. pylori et des mutations suspectées de résistance aux antibiotiques dans son génome.
- Décongeler le mélange réactionnel qPCR (kit de détection d’acide nucléique H. pylori ) sur de la glace et mélanger en le frappant et en tournant pour éviter toute perte de réactif.
- Pour chaque échantillon sur une plaque de 32 puits, mélanger 20 μL de mélange réactionnel PCR (prémélange réactionnel de génotypage [contenant l’enzyme Taq, le désoxyribonucléoside triphosphate, le tampon réactionnel et le chlorure de magnésium], avec des amorces avant et arrière de l’urée A et une sonde d’urée ) et 5 μL de l’ADN extrait.
- Exécutez la plaque qPCR 32 puits sur la machine qPCR. Programmer le cycleur thermique : le mélange réactionnel réagira d’abord séquentiellement à 42 °C et 95 °C (les deux pendant un cycle) pendant 2 min chacun ; puis, 40 cycles à 95 °C, dénaturation pendant 10 s, et recuit et extension à 58 °C pendant 45 s.
- Réglez l’acquisition du signal de fluorescence sur FAM (H. pylori) et l’acquisition des données sur la période d’extension de l’amplification. Une fois la réaction terminée, enregistrez les données pour une analyse ultérieure des résultats.
- Analysez les données à l’aide d’un logiciel spécifique pour la qPCR, car l’instrument sélectionnera automatiquement les seuils de base.
- Si le résultat du test pour H. pylori est positif, l’appareil commencera automatiquement le test de résistance aux médicaments sur l’échantillon. Remplacez le kit de réactif par des réactifs de détection pour les mutations du gène de l’ARNr 23S et du gène gyrA dans le kit H. Pylori (qPCR).
REMARQUE: Le kit de réactif (réactifs de détection pour le gène de l’ARNr 23S et les mutations du gène gyrA chez Helicobacter pylori [qPCR]) comprend le mélange réactionnel PCR (prémélange de réaction de génotypage [contenant l’enzyme Taq, le désoxyribonucléoside triphosphate, tampon réactionnel, chlorure de magnésium], amorces et sondes). Tous les produits de contrôle de qualité négatifs sont de l’eau stérile et purifiée. Le produit de contrôle de la qualité positif dans la trousse de détection des acides nucléiques de H. pylori est constitué de billes standard inactivées de H. pylori (ATCC 43504). Les produits de contrôle de qualité fortement positifs à H. pylori et à faible qualité positifs dans la trousse (réactifs de détection du gène de l’ARNr 23S et mutations du gène gyrA chez H. pylori) sont l’ADN de la souche H. pylori inactivée contenant le gène cible et le gène mutant. De même, en fonction de la situation réelle, toutes les normes diagnostiques, y compris la présence d’une infection à H. pylori ou d’une résistance aux médicaments, sont réglées sur CT ≤ 35 et ont une courbe typique en forme de S. La concentration du contrôle de qualité faible est de 1,0 x 103 copies/mL, tandis que la concentration du contrôle de qualité fort est de 1,0 x 108 copies/mL.
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Representative Results
Détection de l’infection à H. pylori et de la résistance aux antibiotiques dans les sécrétions gastriques par qPCR
Nous avons effectué la qPCR pour la détection de l’infection à H. pylori en amplifiant le gène uré A et déterminé son profil de résistance aux antibiotiques en ciblant les mutations ponctuelles du gène de l’ARNr 23S et du gène gyrA (Tableau 1). Les valeurs CT du contrôle de la qualité dans les trois groupes des expériences qPCR se situaient dans la plage recommandée, ce qui indique que les échantillons étaient tous dans un état normal au moment de l’expérience et que les résultats des tests étaient fiables. Dans cette étude, cinq échantillons avec des résultats de test différents (S1-S5) ont été sélectionnés pour caractériser la fiabilité du protocole expérimental. S1 représente une souche représentative de H. pylori sans infection, tandis que les échantillons S2-S5 sont ceux infectés par H. pylori avec des résultats de résistance différents (Figure 1). Nous avons configuré le système pour qu’il n’effectue pas d’autres tests de résistance avec les échantillons non infectés par H. pylori, de sorte que l’échantillon S1 n’a pas participé au test de résistance après que le test du système ait montré un résultat négatif pour H. pylori. En ce qui concerne les échantillons positifs pour l’infection à H. pylori, les valeurs de tomodensitométrie S2 se situaient toutes dans la plage de détection, ce qui indique que l’échantillon était positif à H. pylori et présentait une double résistance à la clarithromycine et à la lévofloxacine, et il a été recommandé aux cliniciens de choisir d’autres méthodes de traitement à leur discrétion. Les valeurs de tomodensitométrie S3 se situaient dans la plage de détection de l’infection à H. pylori et du test de résistance à la lévofloxacine, tandis qu’aucune valeur de tomodensitométrie n’a été détectée dans le test de résistance à la clarithromycine, ce qui indique que l’échantillon S3 provenait d’un patient résistant à la lévofloxacine. De même, la valeur CT de l’échantillon S4 se situait dans la plage de détection de l’infection à H. pylori et de la résistance à la clarithromycine, tandis qu’aucune valeur CT n’a été détectée pour la résistance à la lévofloxacine, ce qui indique que ce patient était résistant à la clarithromycine, et il a été recommandé qu’ils prennent de la lévofloxacine pour le traitement. Enfin, le test de l’échantillon S5 a montré des valeurs CT dans la plage de détection uniquement pour la détection de l’infection à H. pylori, indiquant que ce patient était sensible aux deux antibiotiques et pouvait être traité avec l’un ou l’autre des deux médicaments. Par rapport à la méthode de culture bactérienne, qui détecte également l’infection à H. pylori et la résistance aux médicaments, cette méthode est sûre et efficace pour détecter l’infection à H. pylori et la résistance aux médicaments sans causer de dommages au patient et peut être utilisée pour guider le médecin dans la formulation d’un plan de traitement approprié.
Figure 1 : Détection de H. pylori et de sa résistance aux antibiotiques dans le liquide gastrique par qPCR.
(A) Amplification quantitative par PCR de l’infection à H. pylori , (B) détection de la résistance à la clarithromycine et (C) détection de la résistance à la lévofloxacine. « S » signifie échantillon. « S1 » est un échantillon qui est revenu négatif pour l’infection à H. pylori et qui a également été testé pour la résistance aux antibiotiques; « S2 » est un échantillon infecté par H. pylori résistant à la clarithromycine et à la lévofloxacine; « S3 » est également un échantillon positif pour H. pylori, mais il est sensible à la clarithromycine et résistant à la lévofloxacine; « S4 » est également un échantillon positif pour H. pylori, mais il est résistant à la clarithromycine et sensible à la lévofloxacine; « S5 » est un échantillon positif pour H. pylori, mais il est sensible à la clarithromycine et à la lévofloxacine. La concentration du contrôle de qualité faible est de 1,0 x 103 copies/mL, tandis que la concentration du contrôle de qualité fort est de 1,0 x 108 copies/mL. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Échantillon | H. pylori | Clarithromycine | Lévofloxacine | |||
| +/- | CT | +/- | CT | +/- | CT | |
| S1 | - | U | - | U | - | U |
| S2 | + | 22.61 | + | 22.77 | + | 23 |
| S3 | + | 28.32 | - | U | + | 30.18 |
| S4 | + | 28.76 | + | 27.67 | - | U |
| S5 | + | 31.59 | - | U | - | U |
Tableau 1 : Tableau montrant les résultats de la qPCR de la détection de l’infection à H. pylori et de la résistance à la clarithromycine et à la lévofloxacine. Ce tableau présente les résultats qualitatifs pour l’infection à H. pylori , la détection de mutations du gène de l’ARNr 23S montrant que l’isolat est résistant à la clarithromycine et la détection de mutations du gène gyrA montrant que l’isolat est résistant à la lévofloxacine. +/−, résultat qualitatif; +, résultat positif; −, résultat négatif.
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Discussion
La détection de H. pylori peut être effectuée à l’aide de méthodes invasives et non invasives13. Les techniques invasives couramment utilisées telles que l’histopathologie, le test rapide de l’uréase, la réaction en chaîne de la polymérase (PCR) et la culture bactérienne nécessitent une endoscopie et une biopsie. Les tests sérologiques, les tests respiratoires à l’urée et les tests immuno-enzymatiques (ELISA) sont recommandés parmi les procédures non invasives14. Bien que les méthodes non invasives soient faciles à réaliser, économiques et plus confortables pour les patients, l’isolement et la culture de H. pylori pour effectuer des tests supplémentaires, tels que l’identification des souches et les tests de sensibilité aux antibiotiques, nécessitent des tests invasifs. Avec l’augmentation actuelle de la résistance aux antibiotiques, les antibiotiques précédemment utilisés deviennent inefficaces et, par conséquent, ne parviennent pas à traiter l’infection causée par des isolats de H. pylori résistants aux médicaments. Dans ce cas, la récupération de H. pylori pour effectuer des tests de sensibilité aux antibiotiques peut être nécessaire pour sélectionner les antibiotiques qui réussiront probablement à éliminer les bactéries résistantes.
Les tests de sensibilité par culture couramment réalisés, tels que la méthode de dilution par gélose et le test Epsilometer (test E), présentent plusieurs limites : ils prennent beaucoup de temps, car H. pylori est une bactérie à croissance lente, coûteuse, basée sur les compétences et nécessitant des techniques invasives. Alternativement, différentes techniques moléculaires, telles que les techniques d’hybridation in situ par fluorescence (FISH) et la qPCR, peuvent être utilisées pour identifier plusieurs mutations, comme dans le gène de l’ARNr 23S, qui code pour la résistance à la clarithromycine15,16. Trois sites de mutation ponctuels (A2142G, A2143G, A2142C) du gène de résistance à l’ARNr 23S de H. pylori et six sites de mutation ponctuels (A260T, C261A, T261G, G271A, G271T, A272G) du gène de résistance gyrA des antibiotiques quinolones ont été sélectionnés pour concevoir des amorces et des sondes permettant de déterminer la résistance à la clarithromycine et à la lévofloxacine, respectivement.
Le test de corde, qui provient de l’ENTEO-TEST, utilise une capsule attachée à une ficelle en nylon hautement absorbante, qui est avalée pour recueillir les sécrétions gastriques17. Actuellement, des tests de cordes ont été utilisés pour diagnostiquer la tuberculose 18, pour différencier Klebsiella pneumoniae (hvKp) très virulente de Klebsiella pneumoniaetraditionnelle 19, pour identifier les bactéries et les levures à Gram positif et à Gram négatif, et pour diagnostiquer H. pylori à partir de liquide gastrique20. Dans cette étude, nous avons combiné le test de la chaîne, une technique mini-invasive, avec la qPCR pour l’identification des infections à H. Pylori dans une configuration clinique et effectué des tests de sensibilité en ciblant les mutations codant pour la résistance précédemment signalées dans le génome de H. pylori. Nous avons choisi le gène urée parce qu’il s’agit d’un gène d’entretien propre à H. pylori sans risque potentiel de réaction croisée avec d’autres organismes. Tous les isolats de H. pylori doivent avoir le gène uréeA pour survivre dans l’estomac humain, et des expériences knock-out ont montré que H. pylori sans le gène urée A n’a pas la capacité de coloniser dans l’estomac.
Pour la qPCR, les normes de contrôle de la qualité sont extrêmement importantes. Dans la détection qPCR de H. pylori, les exigences des normes de contrôle de la qualité sont les suivantes : un produit de contrôle de qualité négatif (pas d’augmentation du signal de fluorescence dans la voie de détection FAM, pas de courbe d’amplification typique de type S, valeur CT > 35,00 ou pas de signal évident); un produit de contrôle de la qualité positif (courbe de croissance du signal de fluorescence de la voie de détection FAM montrant une courbe en forme de S, valeur CT ≤ 35,00), et les exigences ci-dessus doivent être respectées simultanément; Sinon, le test sera considéré comme invalide et devra être effectué à nouveau. De plus, pour la détection qPCR de la résistance de H. pylori aux antibiotiques (clarithromycine et lévofloxacine), à l’exception de la valeur CT qui distingue les résultats positifs et négatifs, qui passe à 30,00 pour la détection de résistance, les autres exigences sont les mêmes que ci-dessus. Notamment, les informations de séquence sur les amorces et les sondes ne sont pas disponibles dans le présent document parce qu’elles impliquent des droits de propriété commerciale.
Afin de sélectionner des antibiotiques plus efficaces pour chaque patient, il est crucial d’étudier la prévalence locale de H. pylori et son profil de résistance aux antibiotiques en raison de l’augmentation de la résistance aux antimicrobiens à l’échelle mondiale et, en outre, en raison de la variation des profils de résistance entre les différentes zones géographiques. La principale limite de notre étude est que la taille de l’échantillon était très petite et ne couvrait pas différentes régions géographiques en Chine pour montrer la prévalence de l’infection à H. pylori et son profil complet de résistance aux antibiotiques, mais la technique de test de corde est bien développée, et en la combinant avec qPCR, nous avons obtenu un diagnostic simultané de H. pylori détection des infections et de la résistance aux médicaments. Ces résultats suggèrent que cette approche pourrait être utilisée à plus grande échelle dans différentes régions du monde.
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Disclosures
Aucun.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le Sanming Project of Medicine à Shenzhen (Grant No. SZSM201510050) et la Fondation pour la recherche fondamentale et appliquée du Guangdong (subvention no 2022A1515220023). Fondation de recherche pour les talents avancés de l’hôpital populaire provincial de Guandong (No. KJ012021097) et la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (81871734, 82072380, 82272423). Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la conception de l’étude, la collecte et l’analyse des données, la décision de publier ou la préparation du manuscrit.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 23S rRNA and gyrA gene point mutations detection kit (PCR-Fluorescence Probing) | Hongmed Infagen | Detection of Helicobacter pylori resistance to clarithromycin and levofloxacin | |
| ABI 7500 fluorescence quantitative PCR machine | Thermo Fisher Scientific | SEDA 20163220767 | Fluorescent quantitative PCR amplification |
| ABI 7500 software | Thermo Fisher Scientific | Data Analysis | |
| BSC-1500IIA2-X | BIOBASE | SEDA 20143222263 | Biosafety cabinet |
| DNA extraction kit | Daan Gene | ||
| E-Centrifuge | WEALTEC | Centrifuge the residual liquid off the wall of the tube. | |
| H. Pylori DNA detection kit (PCR-Fluorescence Probing) | Hongmed Infagen | Testing for H. pylori infection | |
| Stream SP96 automated nucleic acid extractor | Daan Gene | SEDA 20140104 | For DNA extraction |
| String test kit | Hongmed Infagen | It contains a capsule attached to a string, scissors, cotton swab, and sample preservation tube | |
| Ultra-low temperature freezers (DW-YL450) | MELING | SEDA 20172220091 | -20 °C for storing reagents |
| Vortex-5 | Kylin-bell | For mixing reagent |
References
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