Summary
هنا ، يتم وصف طريقة لتغذية ذبابة الفاكهة الميلانوجاستر بالأدوية والمستخلصات النباتية وتقييم تأثيرها على الجهاز الهضمي من خلال تحليل رواسب براز ذباب الفاكهة. يمكن استخدام الذباب المعالج بالعقاقير كنموذج لمزيد من البحث.
Abstract
لدراسة فسيولوجيا الجهاز الهضمي البشري ، اعتمد علماء الطب الحيوي على استخدام الكائنات الحية النموذجية. على الرغم من أن العديد من الباحثين قد استخدموا الفئران كنموذج لدراسة وظيفة الأمعاء ، إلا أن عددا قليلا فقط من التقارير ركز على ذبابة الفاكهة الميلانية (D. melanogaster). بالمقارنة مع الفئران ، يقدم ذباب الفاكهة العديد من المزايا ، مثل دورة حياة قصيرة ، وصيانة بسيطة وفعالة من حيث التكلفة ، وعدم وجود قضايا أخلاقية. علاوة على ذلك ، يتم الحفاظ على فسيولوجيا الجهاز الهضمي للثدييات والتشريح ومسارات الإشارات بشكل كبير في D. melanogaster. تم استخدام المستخلصات النباتية تقليديا لعلاج الإسهال والإمساك. على سبيل المثال ، Psidium guajava (P. guajava) هي واحدة من أكثر العوامل المضادة للإسهال المعروفة في المناطق الاستوائية. ومع ذلك ، لم تقم أي دراسات بتقييم تأثير الأدوية المضادة للإسهال والملينات والمستخلصات النباتية في D. melanogaster ، ولا يزال من غير المعروف ما إذا كانت التأثيرات المماثلة (على سبيل المثال ، رواسب برازية أصغر وأكثر تركيزا وأقل وفرة في حالة الأدوية المضادة للإسهال) يمكن أن تحدث في ذباب الفاكهة مقارنة بالثدييات. في هذه الدراسة ، يظهر تأثير مضاد للإسهال الناجم عن P. guajava في سلالة D. melanogaster التي تقدم نمطا ظاهريا للإسهال. تتم مراقبة أخذ عينات البراز التي ينتجها الذباب باستخدام طعام مكمل بالصبغة. يحدد هذا البروتوكول الطريقة المستخدمة لإعداد الطعام بالأدوية ، وتقييم الرواسب البرازية للذباب الذي يتغذى على هذه المستحضرات الغذائية ، وتفسير البيانات التي تم الحصول عليها.
Introduction
الجهاز الهضمي (GI) ، ويسمى أيضا الجهاز الهضمي ، هو المسؤول عن هضم وامتصاص العناصر الغذائية وإفراز المنتجات غير المهضومة1. الجهاز الهضمي عرضة لمجموعة من الاضطرابات التي يمكن أن تسبب عدم الراحة والألم وتعطيل الحياة اليومية. تشمل اضطرابات الجهاز الهضمي آلام البطن وعدم الراحة ، والانتفاخ ، وحرقة المعدة ، وعسر الهضم أو عسر الهضم ، والغثيان ، والقيء ، والإسهال ، والإمساك2. الإسهال هو أكثر أعراض اضطراب الجهاز الهضمي شيوعا3 ، ويتم تعريفه على أنه مرض يحتوي على ثلاثة براز رخو ومائي على الأقل خلال فترة 24 ساعة4. يحدث الإسهال بسبب مجموعة واسعة من مسببات الأمراض ، بما في ذلك البكتيريا والفيروسات والطفيليات والفطريات ، ويمكن أن يحدث أيضا بسبب الأدوية 5,6. في جميع أنحاء العالم ، لا يزال الإسهال هو السبب الرئيسي الثاني للوفيات بين الأطفال دون سن 5 سنوات7. على الرغم من أن الإسهال يمكن أن يحل نفسه ، إلا أنه يمكن أن يشير أيضا إلى حالة كامنة أكثر حدة إذا استمر لأكثر من بضعة أيام.
لدراسة الأمعاء ، يلجأ الباحثون إلى نماذج حيوانية مثل الفئران والجرذان والخنازير 8,9. ومع ذلك ، فإن استخدام هذه يمكن أن يكون مكلفا ويستغرق وقتا طويلا لأنها تتطلب مرافق متخصصة واعتبارات أخلاقية. أظهرت الدراسات الحديثة أنه يمكن استخدام D. melanogaster كنموذج لدراسة الجهاز الهضمي والتحقيق في بعض الآليات مثل الحفاظ على التوازن التجديدي ، وتطور الشيخوخة المناعية ، وفقدان وظيفة الحاجز الظهاري ، وانخفاض التوازن الأيضي10,11. D. melanogaster ، المعروف باسم ذبابة الفاكهة ، يشترك في درجة عالية من التماثل الجيني مع البشر. يعتقد أن ما يقرب من 75٪ من جينات الأمراض البشرية لها تجانس وظيفي في Fly12. لديهم أيضا جهاز هضمي بسيط يتكون من الأمعاء الأمامية والأمعاء الوسطى والأمعاء الخلفية13. D. melanogaster سهل الاستزراع في المختبر ويمكن تعديله وراثيا بطرق مختلفة14. لذلك ، يعد استخدام D. melanogaster للاختبار في الجسم الحي أداة قوية تسمح للباحثين بدراسة العمليات البيولوجية المعقدة في بيئة خاضعة للرقابة.
وفقا لمنظمة الصحة العالمية (WHO) ، يستخدم حوالي 80٪ من الأشخاص الذين يعيشون في البلدان النامية الطب التقليدي لتلبية احتياجاتهم الصحية الأولية15. يمكن تفسير الاستخدام العالي للنباتات الطبية بحقيقة أنها متاحة بسهولة وغير مكلفة ولها آثار جانبية قليلة16. تشمل أجزاء النبات الرئيسية المستخدمة في العلاج بالأعشاب الأوراق واللحاء والجذور والبذور17 بينما الطرق الرئيسية للتحضير هي التسريب والديكوتيون والنقع18. تحتوي هذه العلاجات العشبية على مواد كيميائية نباتية مثل قلويدات ، تيربينويدات ، فلافونويد ، منشطات ، تانينات وكربوهيدرات19 ، والتي لها آثار علاجية على جسم الإنسان. يستخدم الناس مجموعة متنوعة من النباتات الطبية لعلاج اضطرابات الجهاز الهضمي مثل الإسهال وآلام المعدة والدوسنتاريا20. على سبيل المثال ، Psidium guajava هي واحدة من النباتات الأكثر استخداما لعلاج الإسهال في العالم. أظهرت الاختبارات الدوائية والسريرية المختلفة بالفعل سلامتها ، مما يجعلها مرشحا جيدا مضادا للإسهال لدراسة21,22. ومع ذلك ، فإن القيود الرئيسية للأدوية العشبية هي عدم وجود تقييم الكفاءة والسلامة ، فضلا عن عدم وجود معلومات محددة وكاملة حول تكوين المستخلصات النباتية المستخدمة23. للتحقق من كفاءة وسلامة الأدوية العشبية ، يلزم اتباع نهج منظم يتضمن التحقق التجريبي والسريري ويجب أن يكون النهج مدعوما ببيانات كافية من الدراسات في الجسم الحي وفي المختبر.
لتقييم العلاجات التقليدية لفعاليتها في علاج الإسهال ، كان استخدام الفئران والجرذان هو السائد في العقود الأخيرة24,25. نظرا للمزايا الرئيسية المذكورة سابقا ، أي سهولة الاستخدام ، والوظائف الاستيعابية والجهاز الهضمي المحفوظة بأسعار معقولة وقابلة للتكرار والمحفوظة بين الذباب والثدييات ، نقترح استخدام D. melanogaster كنموذج لتقييم النشاط المضاد للإسهال للنباتات. يمكن تمييز النمط الظاهري الإسهال في D. melanogaster بالعديد من الميزات ، بما في ذلك زيادة وفرة الرواسب البرازية ، وأحجام رواسب أكبر ، ولون أفتح (أقل تركيزا) ، ومواد برازية أعلى26. يمكن قياس هذا النمط الظاهري باستخدام معلمات مختلفة: عدد الرواسب البرازية ، والمساحة الإجمالية للرواسب ، ومتوسط الخفة ، والكثافة البصرية المتكاملة الكلية (IOD). يعرف إجمالي IOD بأنه إجمالي محتوى الصبغة في الرواسب ، مما يعني إجمالي مادة البراز التي تفرز27. في السابق ، تم تطوير اختبار لتحليل رواسب البراز من D. melanogaster27,28. في هذا الفحص ، تم استخدام القارئ النهائي للروث (T.U.R.D.) كأداة لتحليل البراز ، والتي تسمح بالتحقق من عدد وحجم وخفة رواسب البراز وبالتالي مراقبة فسيولوجيا الأمعاء لذباب الفاكهة. ومع ذلك ، لم يتم تطبيق هذه الطريقة أبدا لتقييم النمط الظاهري للإسهال في الذباب. يعد جين ببتيد النقل الأيوني (ITP) منظما مهما للغدد الصماء للعطش والإفراز ويجمع بين توازن الماء والتغذية في D. melanogaster. في دراسة حديثة ، تبين أن سرعة عبور الطعام في جميع أنحاء الجهاز الهضمي وتواتر أحداث التغوط قد انخفضت بسبب الإفراط في التعبير عن ITP وزادت بسبب ضربة قاضية ITP. تم وصف النمط الظاهري الأخير بأنه إسهال من قبل مؤلفي هذه الدراسة29.
في هذا البروتوكول ، يتم استخدام نسخة معدلة من مقايسة رواسب البراز لتقييم تأثير عامل مضاد للإسهال (أي مستخلص أوراق الجوافة) على الجهاز الهضمي ل D. melanogaster باستخدام سلالة ITPi كنموذج إسهال. الهدف العام من هذه الطريقة هو: 1) توفير طريقة سهلة وموثوقة لتقييم التأثير المضاد للإسهال للأدوية والمستخلصات النباتية ، و 2) للسماح باكتشاف المركبات النشطة بيولوجيا المسؤولة عن التأثير المضاد للإسهال في المستخلصات النباتية من خلال تطبيق نهج موجه بالنشاط الحيوي.
Protocol
1. تحضير المستخلصات النباتية
- اجمع أوراق Psidium guajava L.30 من شجرة بالغة وقم بمعالجتها على النحو التالي: جفف الأوراق في فرن على حرارة 40 درجة مئوية لمدة 6 أيام ، ثم جففها في الهواء لمدة 6 أيام ، ثم جففها مرة أخرى في الفرن على حرارة 40 درجة مئوية لمدة 4 أيام ، وأخيرا تحضير مسحوق الأوراق عن طريق طحن الأوراق الجافة في مطحنة طحن أو مطحنة قهوة.
- نقع 100 غرام من مسحوق المجففة في 1 لتر من الإيثانول 96 ٪ لمدة 24 ساعة ، مع التحريك المستمر باستخدام شاكر. قم بإخضاع بقايا النبات لنفس العملية مرة أخرى وقم بتبخير الترشيحات الناتجة للجفاف باستخدام مبخر دوار مفرغ تحت ضغط منخفض (175 ملي بار) عند 40 درجة مئوية.
- حل المستخلصات النباتية في الإيثانول للحصول على التركيز المطلوب. حدد التركيز الأمثل (باستخدام البروتوكول الموضح هنا) عن طريق اختبار سلسلة من التركيزات.
- بالنسبة للمستخلصات النباتية ، اختبر نطاق تركيز 100 ميكروغرام / مل ، 1 مجم / مل ، 10 مجم / مل ، 100 مجم / مل واستخدم تلك التي لا تؤثر على معدل بقاء الذبابة. بالنسبة للمركبات النقية ، اختبر النطاق التالي من التركيزات: 0.05 و 0.5 و 5 و 50 mM12.
2. تحضير وسط الطعام
- قم بقياس 100 مل من الماء المقطر واسكبه في الدورق مع 4 جم من السكر و 0.8 جم من الآجار (انظر جدول المواد). يسخن إلى 100 درجة مئوية (مع التحريك) ويستمر لمدة 10 دقائق.
- اخفض درجة الحرارة إلى 80 درجة مئوية ، أضف 7.4 جم من الدقيق و 2.8 جم من الخميرة مع التحريك. يسخن لمدة 20 دقيقة على الأقل ، مع التحريك والتحكم في درجة الحرارة التي يجب أن تكون حوالي 80 درجة مئوية.
- أضف محلول حمض البروبيونيك moldex (1 مل من moldex و 0.3 g حمض البروبيونيك يخلط جيدا). انتظر حتى تنخفض درجة الحرارة إلى حوالي 50 درجة مئوية ، أضف محلول المستخلصات النباتية (1 مجم / مل) و 0.5 جم من مسحوق البروموفينول الأزرق.
ملاحظة: يرجى الرجوع إلى القسم 1.3.1 للحصول على مزيد من التفاصيل حول التركيزات الأخرى التي سيتم اختبارها. - صب الطعام في أطباق بتري وتوقف عندما يمتلئ طبق بتري (الشكل 1 أ). اترك أطباق بتري لتبرد إلى درجة حرارة الغرفة (حوالي 3 ساعات) ، ثم أغلق الغطاء ، واحفظه في الثلاجة على حرارة 4 درجات مئوية.
ملاحظة: يجب تخزين أطباق بتري في الثلاجة لمدة لا تزيد عن 2 أسابيع لتجنب تبخر الماء.
الشكل 1: عرض توضيحي للعملية التجريبية لاختبار ترسب البراز. (أ) صورة تظهر أطباق بتري المليئة بوسط الطعام. تأكد من وجود ما يكفي من الطعام في طبق بتري ، حتى لا تحبس أي فجوات الذباب وتمنعه من الحركة. ومع ذلك ، لا تفرط في طبق بتري بالطعام بحيث يمكن تغطية السطح بالتساوي. (ب) صورة الملعقة كما هو موضح في البروتوكول. (ج) صورة لاختبار ترسب البراز كما هو موضح في البروتوكول. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
3. تحضير الذباب
- قم بإعداد خزانات CO2 ، مسدس نفخ CO2 مع الإبر ، وسادة الطيران ، فرشاة الرسم ، والمجهر. توفر محطة الطيران CO2 لكل من وسادة الطيران ومسدس النفخ. يتم استخدام وسادة الذباب لفرز الذباب ، بينما يتم استخدام مسدس نفخ CO2 لتخدير الذباب في قوارير وزجاجات وأطباق بتري.
- قم بتوحيد عمر الذباب عن طريق اختيار قوارير تحتوي على الشرانق (10 على الأقل) وتجاهل الذباب البالغ من الأنبوب باستخدام الطريقة التالية. واحدا تلو الآخر ، اقلب القوارير رأسا على عقب وأدخل الإبرة بين سدادة القطن والجدار الجانبي للقارورة. تخدير الذباب البالغ بمسدس نفخ CO2 حتى تنام جميع الذباب على سدادة القطن (هناك حاجة إلى بضع ثوان لتخديرها ، وسيستمر عمل التخدير لبضع ثوان بعد إطلاق مسدس الضربة). افتح القارورة فوق زجاجة زجاجية تحتوي على 70٪ إيثانول وأسقط الذباب فيها. أغلق القارورة بسدادة القطن واحتفظ بها في حاضنة عند 25 درجة مئوية مع رطوبة 60٪. اضبط دورة ضوء الحاضنة على 12 ساعة ضوء / 12 ساعة مظلمة.
- بعد الحضانة (بحد أقصى 8 ساعات) ، قم بفرزها إلى إناث وذكور عذراء تحت المجهر ووسادة ذبابة عن طريق قلبها على ظهورها والنظر إلى أعضائها التناسلية.
- الأعضاء التناسلية الأنثوية شاحبة مقارنة بالأعضاء التناسلية الذكرية ذات اللون المحمر. يمكن أيضا التعرف على الذكور من خلال وجود شعيرات داكنة ، تسمى أمشاط الجنس ، على زوج الأرجل الأمامي. قسم الذباب إلى أنبوبين جديدين (أحدهما للذكور والآخر للإناث) واحتضنهما لمدة 6-8 أيام عند 25 درجة مئوية.
ملاحظة: عند 25 درجة مئوية ، تظل الإناث عذراء لمدة 8 ساعات تقريبا بعد الفقس.
- الأعضاء التناسلية الأنثوية شاحبة مقارنة بالأعضاء التناسلية الذكرية ذات اللون المحمر. يمكن أيضا التعرف على الذكور من خلال وجود شعيرات داكنة ، تسمى أمشاط الجنس ، على زوج الأرجل الأمامي. قسم الذباب إلى أنبوبين جديدين (أحدهما للذكور والآخر للإناث) واحتضنهما لمدة 6-8 أيام عند 25 درجة مئوية.
4. اختبار إيداع البراز
- قم بتسمية أطباق بتري بالسلالة المقابلة والجنس والدواء لتجنب الخلط بين أطباق بتري. كومة أطباق بتري فوق بعضها البعض.
- احصل على أطباق بتري التي تحتوي على الطعام المصبوغ واعكسها على ورق النشاف لامتصاص السائل الزائد. باستخدام ملعقة (الشكل 1 ب) ، قطع الطعام إلى 12 جزءا متساويا ثم استخدم الملعقة لوضع شريحة واحدة في طبق بتري فارغ.
ملاحظة: اعتمادا على عدد النسخ المتماثلة ، يمكن زيادة عدد الشرائح المراد قطعها حتى 20 لكل طبق بتري. يجب أن تكون كل شريحة من نفس الحجم. - تخدير الذباب بثاني أكسيد الكربون2 حتى تنام جميع الذباب على سدادة القطن. انقل ستة ذباب صحي في كل طبق بتري (الشكل 1 ج) ، وأغلق الغطاء على الفور ، ثم ضعه في الحاضنة (25 درجة مئوية ، رطوبة 60٪ ، 12 ساعة فاتحة / 12 ساعة داكنة).
- للتأكد من أن الذباب لا يهرب من طبق بتري أثناء التجربة ، قم بتوصيل الأغطية العلوية والسفلية لطبق بتري بشريط. لكل مجموعة اختبار ، قم بإعداد ستة أطباق بتري مكررة (على الأقل).
- بعد السماح للذباب بالظهور لمدة 24 ساعة ، استخدم CO2 لتخديره ، ونقل الذباب إلى وعاء مملوء بنسبة 70٪ من الإيثانول ، والتخلص من أي طعام متبقي.
- احتفظ بأطباق بتري وانتقل إلى الخطوة 5.
5. القياس الكمي لأطباق بتري
- قم بتعيين مجلد على الكمبيوتر وأعد تسميته ، من خلال تضمين اسم سلالة التجربة وجنس الذباب ونوع الأدوية المستخدمة. ضمن هذا المجلد ، قم بإنشاء مجلدات فرعية باسم الأصل والقص والتحليل.
- امسح أطباق بتري ضوئيا باستخدام ماسح ضوئي عالي الدقة بدقة بصرية تبلغ 6400 بكسل لكل بوصة. امسح الأغطية العلوية والسفلية لكل طبق بتري ضوئيا بشكل منفصل عن طريق وضعها بشكل فردي في منتصف حقل الماسحة الضوئية.
- افتح التطبيق المثبت على الكمبيوتر. سيتم فتح نافذة ترحيب على شاشة الكمبيوتر مع جميع الإعدادات العامة (الشكل 2 أ).
ملاحظة: لا تقم بتعديل الإعدادات المتقدمة. هذه الخطوة صالحة فقط للمستخدمين الذين لديهم نفس الماسح الضوئي كما هو مقترح في جدول المواد. يرجى الرجوع إلى الإرشادات في حالة استخدام برنامج آخر.- قم بتسمية طبق بتري في التطبيق ، من خلال تضمين رقم التسلسل والغطاء العلوي أو السفلي والجنس ونوع الطعام المستخدم. حدد المجلد الفرعي الأصلي الذي تم تعيينه في الخطوة 5.1.
- معاينة طبق بتري. انقر فوق معاينة في الجزء السفلي من النافذة ، وانتظر بضع ثوان حتى يقوم الماسح الضوئي بالمسح المسبق ، ثم تظهر نافذة على شاشة الكمبيوتر. حرك المربع المعروض على الشاشة لإحاطة طبق بتري.
- انقر فوق مسح ضوئي في أسفل يمين النافذة على شاشة الكمبيوتر ، ويتم حفظ الفحص تلقائيا كصورة في المجلد الذي تختاره.
- قم بقص الصورة باستخدام تطبيق (على سبيل المثال ، تطبيق فيجي مفتوح المصدر) ، بحيث لا تعتبر أي مصنوعات يدوية وبقايا طعام بمثابة رواسب.
ملاحظة: الخطوات التالية صالحة فقط للمستخدمين الذين لديهم تطبيق فيجي. يرجى الرجوع إلى الإرشادات في حالة استخدام برنامج آخر.- افتح تطبيق فيجي ، وانتظر بضع ثوان حتى يظهر شريط أدوات على الشاشة.
- اسحب الصورة المراد اقتصاصها إلى شريط الأدوات. حدد الرمز الثالث اختيارات المضلع في شريط الأدوات ، وقم بقص الجزء غير المرغوب فيه من الصورة (المخطط الدائري الملون) بالنقر فوق الشاشة لتحديد زاوية حول المخطط الدائري (الأشكال 2B-1،2).
ملاحظة: عند تحديد منطقة الاقتصاص داخل الصورة، من الضروري أن تكون الإطارات المختارة متصلة بسلاسة من طرف إلى طرف. - انقر فوق تحرير في الجزء العلوي الأيسر من الشريط ثم على تعبئة / مسح للخارج (الشكل 2B-3).
- لحفظ الصورة ، انقر فوق ملف في الجزء العلوي الأيسر من الشريط ، ثم على حفظ باسم ، وأخيرا على Tiff. اختر المجلد الفرعي قص المجموعة في الخطوة 5.1.
ملاحظة: عند حفظ الصورة التي تم اقتصاصها، تأكد من عدم وجود أحرف خاصة (على سبيل المثال، !، &، $، #، _,-,...) أو عدد كبير جدا من الأحرف في اسم الملف.
الشكل 2: الخطوات الرئيسية في عملية تحليل البيانات من اختبار إيداع البراز. ( أ) لقطة شاشة توضح معلومات الإعداد الخاصة بتطبيق المسح الضوئي. (ب) الصور التي تم اقتصاصها باستخدام تطبيق فيجي. تأكد من عدم اعتبار أي قطع أثرية وبقايا طعام رواسب. (C) لقطة شاشة توضح الشكل الذي يبدو عليه عند فتح تطبيق Excel_merge-v4. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
6. تحديد رواسب البراز باستخدام القارئ النهائي لبرامج الروث مفتوحة المصدر
ملاحظة: يمكن العثور على مقدمة واستخدام القارئ النهائي لبرنامج الروث في الملف التكميلي 1.
- أولا ، افتح برنامج T.U.R.D. (الشكل التكميلي 1). أنشئ تجربة جديدة وقم بتسمية المستند، ثم احفظه في المجلد الفرعي Analysis الذي تم تعيينه في الخطوة 5.1.
- انقر فوق اللوحات ثم على إضافة لوحة. حدد طبق بتري المراد معالجته. تظهر نافذة جديدة بأسماء اللوحات المحددة والمعلمات الجديدة. اضبط حجم الكتلة والإزاحة والحد الأدنى للحجم والحد الأقصى للحجم (الشكل التكميلي 2).
- للتحقق من أن الرواسب البرازية المكتشفة هي الرواسب الصحيحة ، انقر فوق اللوحات ، ثم فحص اللوحات المحددة ، ثم الرسومات ، وعرض الصور المشروحة (الشكل التكميلي 3). قم بالتكبير وإلقاء نظرة على التهم. إذا لم يكن هناك سوى عدد قليل من الودائع التي لا ينبغي تضمينها في التحليل ، فقم بإلغاء تحديد الودائع المراد استبعادها (الشكل التكميلي 4).
- لكل صورة جديدة تتم معالجتها، أعد التشغيل من الخطوة 6.3.
- بعد تحليل اللوحات باستخدام برنامج T.U.R.D. ، قم بتعديل عدد الذباب بالنقر فوق لا. الذباب (الشكل التكميلي 5).
- قم بتعديل اسم المجموعة بالنقر فوق لوحات > تحرير المجموعات > إضافة ، ثم في عمود المجموعة ، اختر اسم المجموعة.
- قم بتصدير البيانات المنسوخة المختلفة بشكل منفصل بالنقر فوق تحليل > الإحصاءات الوصفية > حدد المجموعة (الشكل التكميلي 6). احتفظ بجميع ملفات جداول البيانات (.csv) في المجلد نفسه.
- لجمع جميع الملفات (التي تم الحصول عليها في الخطوة 6.7) في جدول بيانات فريد ، افتح التطبيق Excel_merge-v4 (ملف الترميز التكميلي 1) ، انتظر حتى تظهر الجملة التالية حدد مسار المجلد (مع .csv الملفات):، ثم الصق عنوان المجلد أعلاه. على سبيل المثال ، يمكن أن يكون المسار C: \ Experiment \ اختبار إيداع البراز \ ، ثم انقر فوق Enter مرتين على لوحة المفاتيح (الشكل 2C). بعد ذلك ، يتم إنشاء ملف جدول بيانات جديد في نفس المجلد. يتضمن ملف جدول البيانات الجديد جميع الملفات التي تم تصديرها في أوراق مختلفة.
- في ملف جدول البيانات السابق، أضف ورقة أخرى لجمع متوسط كل معلمة من جميع النسخ المتماثلة (استخدم الدالة VLOOKUP لمعالجة البيانات). ويرد مثال على ذلك في الجدول التكميلي 1.
- تحليل القيمة p.
Representative Results
تظهر الدراسة المقدمة هنا أنه يمكن قياس الإسهال في D. melanogaster من خلال استخدام مقايسة رواسب البراز. يمكن تحديد الاختلافات ذات الدلالة الدلالة إحصائية بين الأنماط الظاهرية (الإسهال أم لا) من خلال تحليل معلمات مختلفة ، بما في ذلك عدد الرواسب البرازية ، والمساحة الإجمالية للرواسب ، ومتوسط مساحة الرواسب ، ومتوسط الخفة ، والكثافة البصرية المتكاملة الكلية (IOD) ، وهو مقياس لإجمالي كمية الصبغة الموجودة في الرواسب ويمثل إجمالي محتوى المواد البرازية التي تفرز27.
يمكن أن يؤدي الضربة القاضية الجينية ITP في الذباب إلى نمط ظاهري إسهال ، يتميز بزيادة تواتر التغوط ، مما يجعله نموذجا مناسبا لدراسة الإسهال29. في سياق هذه التجربة ، تم استخدام سلالة ITPi (w1118 ؛ GeneSwitch بدون بنات ، UAS-ITPi / (CyO)) وتربيتها على وسط قياسي. تم اختيار مستخلص أوراق Psidium guajava كتدخل مضاد للإسهال ، نظرا للاستخدام الواسع النطاق لهذا النبات في المناطق الاستوائية لإدارة الإسهال. تمت الموافقة على Crofelemer ، وهو عامل مضاد للإسهال ، من قبل إدارة الغذاء والدواء الأمريكية (FDA) لتوفير تخفيف الأعراض للإسهال غير المعدي في المرضى البالغين المصابين بفيروس نقص المناعة البشرية / الإيدز الذين يخضعون للعلاج المضاد للفيروسات القهقرية31. Crofelemer هو مقتطف من اللاتكس من كروتون lechleri Müll.Arg. لحاء الجذع32. Loperamide هو دواء اصطناعي يستخدم في جميع أنحاء العالم لعلاج الإسهال33. تم استخدام كل من Crofelemer و Loperamide كضوابط إيجابية محتملة.
كانت الفرضية هي أن تغذية الذباب بمستخلص P. guajava و Crofelemer و Loperamide من شأنه أن يقلل من النمط الظاهري للإسهال مقارنة بتلك التي تتغذى على الطعام العادي. لفحص هذه الفرضية ، تم إجراء قياس للرواسب البرازية في D. melanogaster من خلال مقارنة العديد من المعلمات بين الذباب الذي يتغذى على الطعام العادي وتلك التي تتغذى على مستخلص P. guajava (1 جم / 100 مل) ، Crofelemer (1 جم / 100 مل) ، و Loperamide (10 mM). لإعداد التجربة ، تم استخدام الإناث أو الذكور العذراء الذين تتراوح أعمارهم بين 6-7 أيام. احتوى كل طبق بتري على ستة ذباب ، وتم تنفيذ ستة نسخ مكررة. تم تربية الذباب لمدة 24 ساعة ، ثم تم تحليل كل مجموعة. تم استخدام اختبار t للطالب لمقارنة الفرق الكبير بين مجموعة الاختبار. أظهرت النتائج أن عدد الرواسب البرازية (الشكل 3 أ) ، والمساحة الإجمالية للرواسب (الشكل 3 ب) وإجمالي IOD (الشكل 3C) أظهرت قيما أعلى بكثير في المجموعة الغذائية العادية مقارنة بمجموعة مستخلص P. guajava (1 جم / 100 مل) ، في كل من الإناث والذكور البكر. لسوء الحظ ، لم يظهر Loperamide أي تأثير في كلا الجنسين (ولكن ثبت بالفعل أنه يعمل كعامل مضاد للتشنج في D. melanogaster)34 بينما كان ل Crofelemer تأثير على الإناث فقط.
الشكل 3: تحليل سلالة ITPi . تم تحليل سلالة ITPi في ظل أربعة شروط: التغذية على الطعام العادي ، والطعام المكمل ب 1 جم / 100 مل من مستخلص P. guajava ، و 1 جم / 100 مل من Crofelemer ، و 10 mM Loperamide. يتم تقديم البيانات كمتوسط ± SD لكل حالة في كل من الإناث والذكور (لستة نسخ متماثلة من جانبين من طبق بتري). تم إجراء التحليل الإحصائي باستخدام اختبار t للطالب الذي يقارن بين مجموعتين. يتم عرض قيم p على النحو التالي: *: p < 0.05 ؛ **: ص < 0.01; : p < 0.001 ، ****: p < 0.0001. (أ) تمت مقارنة عدد الرواسب البرازية من سلالة ITPi في الذباب الذي يتغذى على طعام مكمل ب 1 جم / 100 مل كروفيليمر ، 10 مللي مول لوبيراميد ، 1 جم / 100 مل P. مستخلص غواجافا وفي الذباب الذي يتغذى على طعام عادي. بالإضافة إلى ذلك ، تم أيضا تحليل الفرق في عدد رواسب البراز بين الإناث البكر والذكور. في كلتا المجموعتين ، كان عدد الرواسب البرازية أعلى بكثير في الذباب الذي تم تغذيته بالطعام العادي من تلك التي تغذت على 1 جم / 100 مل من مستخلص P. guajava . (ب) تمت مقارنة المساحة الإجمالية للرواسب البرازية من سلالة ITPi في الذباب الذي يتغذى على الطعام العادي وفي الذباب الذي يتغذى على طعام مكمل ب 1 جم / 100 مل من مستخلص P. guajava و 1 جم / 100 مل Crofelemer و 10 mM Loperamide. في الذكور والإناث ، كانت المساحة الإجمالية للرواسب البرازية أعلى بكثير في الذباب الذي تم تغذيته بالغذاء العادي من تلك التي تغذت على 1 جم / 100 مل من مستخلص P. guajava . (ج) تم تحليل الفرق في إجمالي IOD لسلالة ITPi بين الذباب الذي يتغذى على الطعام العادي والذباب الذي يتغذى على طعام مكمل ب 1 جم / 100 مل من مستخلص غواجافا P. ، و 1 جم / 100 مل كروفيليمر ، و 10 مللي مول لوبيراميد. وفي الذكور والإناث، كان إجمالي IOD أعلى بكثير في الذباب الذي يتغذى على الغذاء العادي من تلك التي تغذت على 1 غرام/100 مل من مستخلص غواجافا . الاختصارات: F = أنثى; م = ذكر ؛ كروفي = كروفيليمر. لوب = لوبيراميد ؛ ولا طعام = طعام عادي. P. gua ext = مستخلص بسيديوم غواجافا . يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
لإثبات أن انخفاض الإفراز الذي لوحظ في مجموعة مستخلص P. guajava يرجع إلى التأثير المثبط للمستخلص وليس إلى انخفاض استهلاك الطعام ، أجرينا تقدير المدخول المباشر وتتبع استهلاك الأغذية الصلبة (DIETS) الطريقة35. أظهرت النتائج أنه لا توجد فروق ذات دلالة إحصائية في استهلاك الغذاء بين المجموعات الموردة للأدوية وأولئك الذين ليس لديهم أدوية ، باستثناء Loperamide في الذكور ، مما تسبب في استهلاك الذباب لطعام أقل من المعتاد (الشكل 4).
الشكل 4: فحص التغذية. قام فحص التغذية بقياس استهلاك الطعام الصلب في الذباب. تم تغذية الذباب بأربعة وسائط مختلفة: 1 جم / 100 مل مستخلص P. guajava ، 1 جم / 100 مل Crofelemer ، 10 mM Loperamide والغذاء العادي. تألفت كل مجموعة من 20 ذبابة مع خمسة مكررات. يتم تقديم البيانات كمتوسط ± SD لكل حالة في كل من الإناث والذكور. تم إجراء التحليل الإحصائي باستخدام اختبار t للطالب الذي يقارن بين مجموعتين. يتم عرض قيم p على النحو التالي: *: p < 0.05 ؛ **: ص < 0.01; ص < 0.001 ، ****: ص < 0.0001.: يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
أظهرت الرواسب البرازية ونتائج فحص التغذية أن مستخلص P. guajava هو نبات طبي موثوق به لعلاج الإسهال في ذباب الفاكهة.
الشكل التكميلي 1: نافذة فتح T.U.R.D. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الشكل التكميلي 2: نافذة T.UR.D. مع الإعدادات المراد تعديلها. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الشكل التكميلي 3: نافذة T.U.R.D. مع صورة مشروحة. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الشكل التكميلي 4: نافذة T.U.R.D. تعرض كل بقعة مكتشفة من صورة تمت معالجتها بالفعل. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الشكل التكميلي 5: نافذة T.U.R.D. تعرض كل صورة معالجة. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الشكل التكميلي 6: نافذة T.U.R.D. توضح عملية تصدير البيانات لكل مجموعة. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الملف التكميلي 1: إرشادات سريعة لاستخدام برنامج T.U.R.D. . الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الجدول التكميلي 1: مثال على جداول البيانات النهائية الجاهزة للتحليل. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
ملف الترميز التكميلي 1: طلب دمج جداول البيانات. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
Discussion
تم قبول D. melanogaster على نطاق واسع كنموذج للعمليات البيولوجية المختلفة بسبب التشابه في الجينات بين D. melanogaster والبشر36. ينتشر استخدام D. melanogaster كنموذج لدراسة الأمعاء وقد تم استخدام تطبيق T.U.R.D. لتقدير عدد ومساحة وكمية رواسب البراز. ومع ذلك ، لم يتم استخدام طريقة الكشف عن النمط الظاهري لتقييم الإسهال في ذباب الفاكهة. لذلك ، يقدم هذا البروتوكول طريقة جديدة لتقييم وجود الإسهال تقريبا عن طريق الكشف عن رواسب البراز.
رواسب البراز هي مؤشر أساسي لوظيفة الأمعاء والصحة37. في هذا السياق ، تم اقتراح طريقة لتربية D. melanogaster على وسط يحتوي على المخدرات للتحقيق في المعلمات المختلفة للرواسب البرازية. من خلال مراقبة عدد الرواسب ، من الممكن تحديد وتيرة التغوط وتقييم ما إذا كان الدواء له أي تأثير على العبور المعوي. يمكن قياس المساحة الإجمالية للرواسب لتقييم تركيز وتخفيف البراز ، وهو عامل مهم في تحديد الصحة العامة للجهاز المعوي. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن استخدام الكثافة البصرية المتكاملة الكلية (IOD) للكشف عن الكمية الإجمالية للمواد البرازية الموجودة في الرواسب. يوفر هذا البروتوكول طريقة فعالة لفحص وتقييم الأدوية وكذلك المستخلصات النباتية التي تؤثر على الأمعاء. عندما يتم استخدام D. melanogaster ككائن نموذجي ، فمن الممكن تقييم فعالية الأدوية المحتملة ، والتي يمكن أن تساعد في تسريع عملية اكتشاف الدواء. من خلال تطبيق هذه الطريقة على المستخلصات النباتية ، يمكن للباحثين المساعدة في التحقق من صحة استخدامها كعوامل مضادة للإسهال.
هناك العديد من الخطوات الحاسمة التي يجب مراعاتها عند استخدام هذا البروتوكول لدراسة رواسب البراز في D. melanogaster. أولا ، من الضروري حساب الكتلة المطلوبة لتحقيق التركيز المطلوب للدواء في الوسط. علاوة على ذلك ، من المهم ضمان حالة تحضير جيدة عند إضافة الدواء إلى الوسط ، لأن درجات الحرارة المرتفعة يمكن أن تؤدي إلى تدهور الدواء وتؤثر على قوته. ثانيا ، اختيار الذباب الإناث مهم في هذا البروتوكول. من المهم استخدام إناث الذباب البكر لتجنب الاختلافات في إنتاج البراز بين الإناث البكر والتزاوج. على سبيل المثال ، البقع التي تنتجها الإناث البكر أكثر دائرية من الإناث المتزاوجة ، وتميل الإناث المتزاوجة إلى إفراز مواد برازية أكثر من الإناث البكر27,28. لذلك ، يوصى بجمع الذباب قبل 8 ساعات من التصلب للتأكد من أن جميع الإناث التي تم جمعها هي عذارى. بالإضافة إلى ذلك ، يجب أن يكون الذباب المختبر قويا وصحيا ، حيث يمكن أن تؤثر صحته على تناول الطعام وإنتاج البراز. على سبيل المثال ، قد يواجه الذباب الذي له شكل غير طبيعي من الأجنحة صعوبة في الحصول على الطعام. أخيرا ، لاستخدام T.U.R.D. بنجاح ، يعد حجم الكتلة (وحدات البكسل) وإعدادات الإزاحة أمرا بالغ الأهمية. نظرا للاختلاف في تباين الضوء للصور ، قد يكون من الضروري تجربة إعدادات مختلفة لتحقيق أفضل تحديد ممكن للرواسب البرازية.
على الرغم من أن الطريقة المقدمة فعالة ، إلا أن هناك العديد من القيود. واحد هو دقة تركيز الدواء في الوسط. عندما يتم تسخين الوسط أثناء التحضير ، قد يتبخر بعض الماء ، مما قد يؤثر على تركيز الدواء. قيد آخر هو مسح أطباق بتري. لا يتم مسح بعض أجزاء أطباق بتري (أي الحواف) ، وقد يؤدي ذلك إلى سوء تقدير إجمالي رواسب البراز. بالإضافة إلى ذلك ، لا ينتج الذباب نفس الكمية من رواسب البراز على الأغطية العلوية والسفلية لأطباق بتري. نظرا لأنها تميل إلى إنتاج المزيد من الرواسب على الغطاء السفلي ، فقد يكون الانحراف المعياري للتحليل بين الغطاء العلوي والسفلي مرتفعا ، مما قد يؤثر على دقة النتائج.
باستخدام هذا البروتوكول ، يمكن للباحثين دراسة الإسهال في D. melanogaster. من خلال تعديل الوسط المحتوي على الدواء ، يمكن استخدام هذه الطريقة لفحص النباتات المضادة للإسهال ، والتي توفر نهجا جديدا لاكتشاف الأدوية. تم استخدام الطب التقليدي والمنتجات الطبيعية لعدة قرون لعلاج الأمراض المختلفة ، بما في ذلك اضطرابات الجهاز الهضمي. باستخدام هذا البروتوكول لتقييم فعالية المستخلصات النباتية على الرواسب البرازية ، يمكن تحديد علاجات جديدة محتملة لاضطرابات الأمعاء ويمكن تقديم مبرر علمي لاستخدامها كعوامل مضادة للإسهال. يمكن أن يوفر هذا النهج مساهمة قيمة في مجال اكتشاف الأدوية وعلم الأدوية العرقية.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
نشكر الدكتورة مارتينا غاليكوفا على تزويدنا بسلالات ذبابة الفاكهة . نحن ممتنون لفريق ميشيل كروزاتييه بوردي ومارك هاينلين لتقديم ملاحظات حول دراستنا ومساعدتنا في تحسين نموذجنا. نود أن نشكر شركة نابو للأدوية على تزويدنا بعقار كروفيليمر. كما يعرب المؤلفون عن امتنانهم للمحرر الضيف الدكتور هوغز بيتيتجان لإتاحة الفرصة لنا لنشر هذا البروتوكول. تم تمويل هذه الدراسة من قبل الوكالة الوطنية للبحوث (ANR) في إطار مشروع ANR-22-CE03-0001-01.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chemical & Food medium | |||
| Agar | Sigma Aldrich | A7002 | 5 Kg bucket |
| Bromophenol blue | Sigma Aldrich | 34725-61-6 | B5525-25G |
| Corn flour | Nature et Cie | *910007 | 25 Kg bag |
| Crofelemer | Napo pharmaceuticals | - | - |
| Ethanol 96% | - | - | - |
| Loperamide | Sigma Aldrich | L4762 | 5 grams |
| Moldex | VWR | 1.06757.5000 | 5 Kg bag |
| Propionic acid | Dutscher | 409553-CER | 1 Liter bottle |
| Sugar | Pomona EpiSaveurs | 52705 | 1 Kg bag |
| Yeast | Dutscher | 789195 | 10 Kg bag |
| Materials | |||
| Beaker | DWK LIFE SCIENCE | - | 250 mL |
| Centrifugation tube | Eppendorf | 30119401 | Eppendorf tubes 5.0 mL |
| CO2 tank | - | - | - |
| Erlen Meyer flask | - | - | 500 mL (for extraction) |
| Filter paper grade | Whatman | - | 3 mm chr. |
| Flowbuddy socle | Genesis | - | - |
| Flugs Narrow Plastic vials | Genesis | 49-102 | - |
| Flystuff Blow gun | Genesis | - | - |
| Flystuff Ultimate Flypad | Genesis | - | - |
| Flystuff Foot pedal | Genesis | - | - |
| Forceps | Dumostar | 11295-51 | - |
| Graduated cylinder | - | - | 100 mL |
| Inox spatula | - | - | - |
| Micropipette | Eppendorf | 4924000088 | Eppendorf Reference 2 |
| Micropipette tip | Eppendorf | 30000919 | epT.I.P.S. Standard |
| Narrow Drosophila vials | Genesis | 32-120 | - |
| Paintbrush | - | - | - |
| Petri dish | Greiner | 628162 | Size: 60 x 15mm |
| Round-bottom flask | - | - | 500 mL (for evaporation) |
| Thermometer | Avantor | 620-0916 | |
| Whisk | - | - | - |
| Equipments | |||
| Chiller | HUBER | Minichiller | - |
| Heating bath | BÜCHI | B-490 | - |
| Heating plate | BIOBLOCK SCIENTIFIC | - | Magnetic stirrer hot plate |
| Incubator | Memmert | - | HPP110eco |
| Rotary evaporator | BÜCHI | R-200 | - |
| Scanner | Epson | V850 pro | - |
| Shaker | Edmund Bühle | KS 10 | - |
| Stereomicroscope binocular | Zeiss | Stemi 305 | - |
| Vacuum pump | VACUUBRAND | PC500 series | - |
| Vortex mixer | Sigma Aldrich | CLS6776-1EA | Corning LSE vortex mixers |
| Weighing scale | OHAUS Scout | SKX622 | - |
References
- Cheng, L. K., et al.
- Greenwood-Van Meerveld, B., Johnson, A. C., Grundy, D.
- Doyle, L. A., et al. A clinicopathologic study of 24 cases of systemic mastocytosis involving the gastrointestinal tract and assessment of mucosal mast cell density in irritable bowel syndrome and asymptomatic patients. Am J Surg Pathol. 38 (6), 832-843 (2014).
- Levine, G. A., Walson, J. L., Atlas, H. E., Lamberti, L. M., Pavlinac, P. B. Defining pediatric diarrhea in low-resource settings. J Pediatric Infect Dis Soc. 6 (3), 289-293 (2017).
- Abraham, B., Sellin, J. H.
- Badry, A. H. H., Jameel, A. Y., Mero, W. M. S. Pathogenic microorganisms associated with arrhea in infants and children in Duhok Province, Kurdistan Region / Iraq. Sci J Uni Zakho. 2 (2), 266-275 (2014).
- Manetu, W. M., M'masi, S., Recha, C. W. Diarrhea disease among children under 5 years of age: A global systematic review. Open J Epidemiol. 11 (3), 207-221 (2021).
- Fu, J., et al. Aquatic animals promote antibiotic resistance gene dissemination in water via conjugation: Role of different regions within the zebra fish intestinal tract, and impact on fish intestinal microbiota. Mol Ecol. 26 (19), 5318-5333 (2017).
- Zhang, Q., Widmer, G., Tzipori, S. A pig model of the human gastrointestinal tract. Gut Microbes. 4 (3), 193-200 (2013).
- Cox, C. R., Gilmore, M. S. Native microbial colonization of Drosophila melanogaster and its use as a model of Enterococcus faecalis pathogenesis. Infect Immun. 75 (4), 1565-1576 (2007).
- Jasper, H. Exploring the physiology and pathology of aging in the intestine of Drosophila melanogaster. Invertebr Reprod Dev. 59, 51-58 (2015).
- Pandey, U. B., Nichols, C. D. Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery. Pharmacol Rev. 63 (2), 411-436 (2011).
- Miguel-Aliaga, I., Jasper, H., Lemaitre, B. Anatomy and physiology of the digestive tract of Drosophila melanogaster. Genetics. 210 (2), 357-396 (2018).
- Jennings, B. H. Drosophila- a versatile model in biology & medicine. Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).
- Kumar, V. S., Navaratnam, V. Neem (Azadirachta indica): Prehistory to contemporary medicinal uses to humankind. Asian Pac J Trop Biomed. 3 (7), 505-514 (2013).
- Shrestha, P., Adhikari, S., Lamichhane, B., Shrestha, B. G. Phytochemical screening of the medicinal plants of Nepal. J Environ Sci Tech Food Tech. 1 (6), 11-17 (2015).
- Perveen, S., Al-Taweel, A.
- Noumi, E., Yomi, A. Medicinal plants used for intestinal diseases in Mbalmayo Region, Central Province, Cameroon. Fitoterapia. 72 (3), 246-254 (2001).
- Njoku, V. O., Obi, C., Onyema, O. M. Phytochemical constituents of some selected medicinal plants. African J Biotechnol. 10 (66), (2011).
- Rokaya, M. B., et al. Traditional uses of medicinal plants in gastrointestinal disorders in. Nepal. J Ethnopharmacol. 158, 221-229 (2014).
- Birdi, T., Krishnan, G. G., Kataria, S., Gholkar, M., Daswani, P. A randomized open label efficacy clinical trial of oral guava leaf decoction in patients with acute infectious diarrhoea). J Ayurveda Integr Med. 11 (2), 163-172 (2020).
- van Vuuren, S. F., Nkwanyana, M. N., de Wet, H. Antimicrobial evaluation of plants used for the treatment of diarrhoea in a rural community in northern Maputaland, KwaZulu-Natal, South Africa. BMC Complement Altern Med. 15, 53 (2015).
- Firenzuoli, F., Gori, L. Herbal medicine today: Clinical and research issues. Evid Based Complement Alternat Med. 4, 37-40 (2007).
- Rawat, P., Singh, P. K., Kumar, V. Evidence based traditional anti-diarrheal medicinal plants and their phytocompounds. Biomed Pharmacother. 96, 1453-1464 (2017).
- Palombo, E. A. Phytochemicals from traditional medicinal plants used in the treatment of diarrhoea: modes of action and effects on intestinal function. Phytother Res. 20 (9), 717-724 (2006).
- Koyama, T., et al. A nutrient-responsive hormonal circuit mediates an inter-tissue program regulating metabolic homeostasis in adult Drosophila. Nat Commun. 12 (1), 5178 (2021).
- Wayland, M. T., et al. Spotting the differences: Probing host/microbiota interactions with a dedicated software tool for the analysis of faecal outputs in Drosophila. J Insect Physiol. 69, 126-135 (2014).
- Cognigni, P., Bailey, A. P., Miguel-Aliaga, I. Enteric neurons and systemic signals couple nutritional and reproductive status with intestinal homeostasis. Cell Metab. 13 (1), 92-104 (2011).
- Gáliková, M., Dircksen, H., Nässel, D. R. The thirsty fly: Ion transport peptide (ITP) is a novel endocrine regulator of water homeostasis in Drosophila. PLoS Genet. 14 (8), 1007618 (2018).
- Chassagne, F., Quave, C. L. Collection, extraction, and in vitro antibacterial evaluation of plants used in traditional medicine. Methods Mol Biol. 2296, 19-41 (2021).
- Patel, T. S., Crutchley, R. D., Tucker, A. M., Cottreau, J., Garey, K. W. Crofelemer for the treatment of chronic diarrhea in patients living with HIV/AIDS. HIVAIDS. 5, 153-162 (2013).
- Cottreau, J., Tucker, A., Crutchley, R., Garey, K. W. Crofelemer for the treatment of secretory diarrhea. Expert Rev Gastroenterol Hepatol. 6 (1), 17-23 (2012).
- Wu, P. E., Juurlink, D. N. Loperamide cardiac toxicity: Pathophysiology, presentation, and management. Can J Cardiol. 38 (9), 1378-1383 (2022).
- Benguettat, O., et al. The DH31/CGRP enteroendocrine peptide triggers intestinal contractions favoring the elimination of opportunistic bacteria. PLoS Pathog. 14 (9), 1007279 (2018).
- Thakare, M. R., et al. Direct intake estimation and longitudinal tracking of solid-food consumption (DIETS) in Drosophila. bioRxiv. , 543033 (2023).
- Miller, J., et al. Drosophila melanogaster as an emerging translational model of human nephrolithiasis. J Urol. 190 (5), 1648-1656 (2013).
- Zierer, J., et al. The fecal metabolome as a functional readout of the gut microbiome. Nat Genet. 50 (6), 790-795 (2018).
