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 JoVE Biology

Dissection d'organes sur le poisson zèbre pour adultes

1, 1

1Department of Cell and Developmental Biology, University of Pennsylvania-School of Medicine

Article
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    Summary

    Ce protocole décrit une procédure pour identifier et disséquer les organes de l'zèbre adulte.

    Date Published: 3/04/2010, Issue 37; doi: 10.3791/1717

    Cite this Article

    Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of Organs from the Adult Zebrafish. J. Vis. Exp. (37), e1717, doi:10.3791/1717 (2010).

    Abstract

    Au cours des 20 dernières années, le poisson-zèbre est devenu un organisme modèle puissant pour comprendre le développement des vertébrés et de la maladie. Bien que l'analyse expérimentale de l'embryon et la larve est vaste et la morphologie a été bien documenté, les descriptions de l'anatomie de poisson zèbre pour adultes et des études sur le développement des structures pour adultes et les organes, ainsi que des techniques pour travailler avec les adultes sont absents. Les organes de la larve subissent d'importants changements dans leur structure générale, la morphologie et la localisation anatomique lors de la larve de la transition pour adultes. Extérieurement, la larve transparente développe son modèle caractéristique de pigments pour adultes rayé et jumelé nageoires pelviennes, tandis qu'à l'intérieur, les organes subissent une croissance massive et le remodelage. En outre, le primordium bipotentielles gonades se développe en testicule ou l'ovaire soit. Ce protocole identifie la plupart des organes de l'adulte et démontre des méthodes pour la dissection du cerveau, les gonades, le système gastro-intestinal, le cœur et les reins du poisson-zèbre adulte. Les organes disséqués peut être utilisé pour l'hybridation in situ, immunohistochimie, l'histologie, l'extraction d'ARN, l'analyse des protéines, et d'autres techniques moléculaires. Ce protocole aidera à l'élargissement des études dans le poisson zèbre pour inclure le remodelage des organes larvaires, la morphogenèse des organes spécifiques aux adultes et d'autres enquêtes sur les systèmes d'organes adultes.

    Protocol

    1. Un poisson zèbre mâle sera disséqué en premier, suivi par un poisson femelle. Avant de commencer la dissection, anesthésier un poisson dans 0,2% tricaïne puis l'euthanasier par incubation dans l'eau glacée pendant 15 minutes.
    2. Commencez par une légère tapotant le poisson sec sur une serviette en papier et en le plaçant sur un tapis de dissection. Extérieurement, le poisson zèbre ont dorsale, caudale et anale et jumelé nageoires pectorales et pelviennes (figure 1).

      Figure 1

      Figure 1. Poissons mâles adultes avec des ailettes étiquetés.
    3. Pin le poisson à travers le tapis disséquer la partie charnue de la queue et la partie ventrale de la cavité de l'œil.
    4. Snip la peau sur le ventre du poisson juste en avant de la nageoire anale. Coupez la peau et les muscles sous-jacents le long du ventre de la nageoire anale à l'opercule (la couverture fort au cours des branchies) (figure 2, étape 1).

      Figure 2

      Figure 2. Étapes de retirer la peau et les muscles de la paroi du corps pour exposer les organes internes.
    5. Ensuite, retirez l'opercule et la nageoire pectorale, y compris la ceinture scapulaire (l'épaisseur, de la région osseuse à la base de la nageoire) (figure 2, étape 2). Coupez la peau et les muscles sous-jacents commencent au-dessus du présent exposé arrière des branchies le long du côté du poisson et ensuite jusqu'à la nageoire anale (figure 2, étape 3).
    6. Retirez soigneusement la peau et les muscles sous-jacents du côté du poisson. Beaucoup des organes internes sont maintenant visibles (figure 3).

      Figure 3

      Figure 3. Adulte poissons mâles avec paroi musculaire du corps et enlevé permettant la visualisation des organes internes.
    7. Les testicules sont longues, blanc, organes pairs qui sont attachés à la paroi dorsale du corps. Supprimer un testicule et le placer dans un plat de PBS. Examiner les testicules avec la lumière réfléchie de visualiser les tubules séminifères (Figure 4), qui contiennent des kystes aux divers stades de développement des cellules germinales à partir de spermatides spermatagonia (Leal et al., 2009).

      Figure 4

      Figure 4. Dissection d'un testicule. Les structures blanches arrondie sont les tubules séminifères.
    8. Ensuite, retirez le système gastro-intestinal de la cavité abdominale du poisson. Le foie peut être identifié par sa grande taille, la morphologie lobé, de couleur tannish, et la vascularisation importante. La vésicule biliaire, d'un vert translucide, sac rempli de liquide, et la rate, qui apparaît en rouge vif, se trouvent dans les viscères.
    9. Séparée de l'intestin du reste des organes et l'étirer. L'antérieure, les régions moyenne et postérieure de l'intestin sont définis par la hauteur des plis épithéliaux (Wallace et al., 2005).
    10. Placer un morceau de l'intestin dans le PBS et d'observer les replis épithéliaux en utilisant la lumière transmise.
    11. Ensuite, examinez la vessie natatoire. La vessie natatoire se compose d'une chambre postérieure, qui est relié à l'œsophage par le conduit pneumatique, et une chambre antérieure, qui est relié à l'oreille interne par l'appareil de Weber (Finney et al., 2006).
    12. Retirez et jetez la vessie natatoire. Détacher le poisson et re-broches c'est la face ventrale à disséquer les reins, qui est située le long de la paroi dorsale du corps. Le rein est une structure associée rose translucide avec l'aorte dorsale et les cellules pigmentées. Le rein est divisé en régions tête, le corps et la queue (figure 5). Disséquer un morceau du rein et de la placer dans du PBS. Démêler le tissu rénal de révéler les tubules rénaux.

      Figure 5

      Figure 5. Localisation de la tête, le corps et la queue du rein le long de la paroi dorsale du corps.
    13. Disséquer un poisson femelle. Comme décrit précédemment, euthanasier les poissons dans l'eau glacée et sécher avant l'épinglant sur le tapis de dissection. Enlevez la peau du côté des poissons comme précédemment démontré. L'ovaire est une structure bilobée qui est suspendu dans la cavité du corps par un mésovarium vascularisé.
    14. Retirer un lobe de l'ovaire, le placer dans le PBS, et l'examiner à la lumière transmise. Les ovocytes peuvent être taquiné dehors à l'aide de fines aiguilles et ensuite mis en scène (figure 6, Selman et al., 1993). Phase I ovocytes sont environ 10 - 150 microns dans la taille et translucides. Etape II ovocytes sont environ 150 - 350 microns dans la taille et définie par l'apparition de granules corticaux. Etape III ovocytes sont de 350 à 750 microns et sont opaques à cause de l'accumulation de jaune d'oeuf. Mature étape ovocytes IV et V sont translucides et généralement ne se trouve pas dans les ovaires des femelles qui ont récemment estimé.

      Figure 6

      Figure 6. Étape en direct I, II, III et des ovocytes observé sous undisséquant microscope à lumière transmise.
    15. Ensuite, disséquer le cœur du poisson. Le cœur est situé postérieure et ventrale de la branchie. Commencez par découper le cœur et l'ensemble des tissus environnants et de la placer dans du PBS. Soigneusement disséquer loin le tissu entourant le coeur, en faisant attention à ne pas endommager l'atrium délicate.
    16. Placez le coeur disséqué dans la solution de Ringer à observer les battements du cœur.
      Identifier l'atrium, ventricule et bulbe artériel (figure 7, Hu et al., 2001).

      Figure 7

      Figure 7. Disséqué coeur adulte.
    17. Remplissez la dissection en enlevant le cerveau des poissons. Commencez par désépinglage le poisson et enlever la tête avec une lame de rasoir. Retirez le tissu mou autant que possible de la face ventrale du crâne avec une pince. Retirez les yeux à l'aide des ciseaux petit ressort. Pause ouvrir le crâne et enlever l'os de la face ventrale du cerveau. Maintenant, placez la tête dans un plat de PBS et enlever les os du crâne à partir de la peau et la face dorsale du cerveau.
    18. Identifier les bulbes olfactifs, télencéphale, habénula, tectum optique, le cervelet et le bulbe (figure 8, Wullimann et al, 1996;. Schilling, 2002).

      Figure 8

      Figure 8. Disséqué le cerveau de poisson zèbre adulte. Vue dorsale, antérieure vers le haut.

    Disclosures

    Expériences sur les animaux ont été effectuées en conformité avec les directives et règlements établis par l'Université de Pennsylvanie des soins des animaux et du Comité institutionnel d'utilisation.

    Acknowledgements

    Ce travail a été soutenu par NIH R01 HD050901 à MCM et la bourse de recherche postdoctorale American Cancer Society # PF-05-041-01-DDC à TG.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Reagents:
    0.2% Tricaine (ethyl 3-aminobenzoate)
    200 mg tricaine powder
    97.9 ml DD water
    ~1 ml 1 M Tris (pH 9)
    Adjust pH to 7.0
    Phosphate buffered saline (PBS)
    4.0 g NaCl
    0.1 g KCl
    100 ml 0.1 M PO4 Buffer, pH 7.3
    150 ml dH2O
    Ringer’s solution
    6.7g NaCl
    0.2g KCl
    0.2g CaCl2
    1.2g Hepes
    1 L H2O
    Adjust pH to 7.2
    Dissecting dish with mat Electron Microscopy Sciences 70540
    Vannas spring scissors Fine Science Tools 91500-09

    References

    1. Finney, J. L., Robertson, G. N., McGee, C. A., Smith, F. M., Croll, R. P. Structure and Autonomic Innervation of the Swim Bladder in the Zebrafish (Danio rerio). J Comp Neurol. 495, 587-606 (2006).
    2. Hu, N., Yost, H. J., Clark, E. B. Cardiac morphology and blood pressure in the adult zebrafish. Anat Rec. 264, 1-12 (2001).
    3. Leal, M. C., Cardoso, E. R., Nóbrega, R. H., Batlouni, S. R., Bogerd, J., França, L. R., Schulz, R. W. Histological and stereological evaluation of zebrafish (Danio rerio) spermatogenesis with an emphasis on spermatogonial generations. Biol Reprod. 81, 177-187 (2009).
    4. Schilling, T. F. The morphology of larval and adult zebrafish. Zebrafish: A Practical Approach (The Practical Approach Series). Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. Oxford University Press. (2002).
    5. Selman, K., Wallace, R., Sarka, A., Qi, X. Stages of oocyte development in the Zebrafish, Brachydanio rerio. J. Morphol. 218, 203-224 (1993).
    6. Wallace, K. N., Akhter, S., Smith, E. M., Lorent, K., Pack, M. Intestinal growth and differentiation in zebrafish. Mech Dev. 122, 157-173 (2005).
    7. Wullimann, M. F., Rupp, B., Reichert, H. Neuroanatomy of the zebrafish brain : a topological atlas. Birkhäuser Verlag. (1996).

    Comments

    13 Comments

    Dear
    Tripti & Mary
    Thanks for such a nice publication. I will be highly obliged if you could send me a full text of this article. I am really impressed by your presentation here.
    I shall be thankful to you
    Cheers
    Avdesh
    Reply

    Posted by: AnonymousMarch 21, 2010, 4:42 AM

    Dear Avdesh,
    Thanks! The article is now OPEN Access, so you should be able to access everything online.
    Mary
    Reply

    Posted by: AnonymousJune 29, 2010, 9:57 PM

    Congratulation for this well done video. It will be very useful for my students.
    Carla Lucini
    Reply

    Posted by: carla l.June 9, 2010, 3:15 AM

    Thank you very much for this very useful presentation.
    Reply

    Posted by: AnonymousJuly 16, 2010, 11:57 AM

    Dear
    Tripti & Mary
    First of all congratulations for this well done video..
    My questions are:
    The microscopic aspects of the kidney are similar to human? glomeruli, tubules, interstitium? which part of the kidney should I analyze?
    Thanks
    Antonio
    Reply

    Posted by: michele b.August 24, 2010, 9:56 AM

    Dear colleagues Tripti and Mary,
    Thank you very much for your higly professional anatomical and histological investigation as video. It will be very usefull for one of my doctorants.
    But I have got a question: were they wild zebrafish or transgenic ones?
    Sincerely yours,
    Prof. Mikodina Ekaterina Victorovna, Russian Federal Research Institute of Fisheries and Oceanography, Moscow
    Reply

    Posted by: AnonymousAugust 2, 2011, 7:32 AM

    They were wild-type zebrafish.
    Mary
    Reply

    Posted by: AnonymousAugust 2, 2011, 12:22 PM

    Dear Tripti & Mary:
    Thanks for this great work, this is really usefull to me, because i begin my Phd Studies and i will work with zebrafish.
    Regards from Chile!.
    Mario Caruffo.
    Reply

    Posted by: AnonymousAugust 28, 2011, 1:51 AM

    Tripti and Mary,

    Thank you for posting this very helpful video. I am considering producing Zebrafish antibodies and this organ dissection study demonstrates that the process of tissue extraction can be done quickly and easily with trained hands.
    Many thanks for your detailed and thorough walk through.
    Reply

    Posted by: AnonymousSeptember 26, 2011, 5:28 PM

    Dear Tripti and Mary,
    Let me congratulate first...for this great job,
    Know I am confident that we can start our research with Zebra fish.
    Thanks a lot for sharing your knowledge and experience.
    regards
    Rakhi
    Reply

    Posted by: AnonymousFebruary 1, 2012, 6:43 AM

    MOHAMED ASIK R


    Thank you for posting this video, I need this video for dissection of zebra fish for toxicity studies. So i pleased to you for sent this video for my research work.
    Thank you.
    Reply

    Posted by: MOHAMED A.January 24, 2014, 7:23 AM

    Hello,

    I am trying to identify the gonads in zebrafish and I am wondering at what magnification are figures 4 (testis) and 5 (stages of oocyte) shown.

    Thank you.
    Reply

    Posted by: Jevi A.May 12, 2014, 9:59 PM

    thank you for posting this video
    , it was very helpful for my research work
    Reply

    Posted by: Anju t.June 15, 2015, 1:32 PM

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