Handmatig Restraint en Common Compound Administratie Routes bij muizen en ratten

Biology
 

Summary

Veilig werken en op humane wijze met onderzoek knaagdieren is een kerncompetentie in de afhandeling en terughoudendheid methoden. Dit artikel presenteert de basisprincipes nodig is om veilig te behandelen en effectief verbindingen toe te dienen aan muizen en ratten.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771, doi:10.3791/2771 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

In staat zijn om veilig en effectief beperken muizen en ratten is een belangrijk onderdeel van het doen van onderzoek. Werken vol vertrouwen en op humane wijze met muizen en ratten vereist een fundamentele competentie in behandeling en terughoudendheid methoden. Dit artikel presenteert de basisprincipes nodig is om veilig te behandelen dieren. Met een hand, twee handen, en terughoudendheid met speciaal ontworpen terughoudendheid objecten worden geïllustreerd. Vaak ander deel van het onderzoek of testen gebruik van dieren is de effectieve toediening van verbindingen aan muizen en ratten. Hoewel er een groot aantal mogelijke toedieningswijzen (alleen beperkt door de grootte en organen van het dier) zijn de meeste niet regelmatig gebruikt in onderzoek. Deze video illustreren verschillende van de meest voorkomende routes, waaronder intraveneuze, intramusculaire, subcutane en orale gavage. Het doel van dit artikel is om het blootstellen van de kijker niet vertrouwd zijn met deze technieken om fundamentele terughoudendheid en toediening van de teststof routes. Deze videois geen vervanging voor benodigde hands-on training op uw locatie, maar is bedoeld om te vergroten en aan te vullen dat de opleiding.

Protocol

1. Veilige Restraint en voorzichtige behandeling van dieren is een belangrijk onderdeel van de experimentele procedures

  1. Deze video is bedoeld om een ​​aanvulling op hands-on training die door uw instelling.
  2. Zorg er altijd voor dat IACUC of ethisch comite goedkeuring is op zijn plaats voor het begin van een experimentele procedure.
  3. Elke persoon werkt aan een protocol zou moeten weten de details van goedgekeurde procedures voor dat protocol, en alle anderen waar ze werken.
  4. Benader de knaagdier met vertrouwen en voorzichtig omgaan met de dieren, maar stevig. Beide al te ruwe behandeling en voorzichtige aanpak kan leiden tot beten of krassen op de handler of letsel aan het dier.
  5. Bij het hanteren van dieren, is er altijd de mogelijkheid van een accidentele lozing of het dier laten vallen. De meeste van deze manipulaties best uitgevoerd over een werkvlak zodat wanneer het dier valt of ontsnapt, niet gewond en kan gemakkelijk worden ingehaald. Volg je instellingeninstitutionele beleid met betrekking tot dieren die de vloer niet raakt.
  6. Raak dieren door de punt van de staart, want dit kan resulteren in een degloving letsel van de staart. Wees vooral voorzichtig met grote ratten of zwangere muizen. Gebruik altijd de andere hand om het lichaam te ondersteunen terwijl je tilt bij de staart.
  7. Scherpe naalden werken het beste wanneer het geven van injecties. Hoewel naalden voor laboratorium-knaagdieren worden soms gebruikt voor meerdere injecties, is dit niet aangeraden voor een aantal redenen, de minste daarvan is dat de kleine maat gebruikt betekent vaak dat de naalden vrij snel bot.
  8. Als gebeten of gekrabd is altijd een mogelijkheid bij het werken met dieren. Als het werken met een stof of een infectieus agens dat kan letsel veroorzaken bij de mens, extra voorzorgsmaatregelen nemen, zoals het manipuleren van dieren of agenten in zuurkasten of bioveiligheid kasten.
  9. Gentle benaderingen en acclimatisatie voor het hanteren voordat een procedure kan afwerpen bij dieren die minder benadrukt door gebruik.
  10. Praktijk terughoudendheid voordat verbinding administratie, en de praktijk toedienen stoffen aan dieren te controleren voordat proefdieren.
  11. Het beoefenen van deze technieken regelmatig wekt vertrouwen en vertrouwen leidt tot een betere handling, minder gestresste dieren, en betere wetenschappelijke resultaten.
  12. Bij elke behandeling techniek, als het dier is weerbarstig, probeer dan een andere techniek. Het dier (en handler) kunnen ook profiteren van zetten het dier terug in de kooi en probeer het later opnieuw.

2. Handmatig Restraint

  1. Met een hand muis terughoudendheid
    1. Til een muis door de basis van de staart en plaats het op de kooi deksel, draad bar kooi boven, of een soortgelijke ruw oppervlak.
      1. Met een hand muis terughoudendheid wordt meestal uitgevoerd met de niet-dominante hand, waardoor de dominante hand vrij voor gebruik.
      2. Een alternatieve methode kan de technicus gebruik maken van hun witte jas of uniform mouw voor de onderarm naar de positiedier voorafgaand aan de terughoudendheid.
    2. Stop de basis van de staart tussen de 3 e en 4 e vinger, terwijl zachtjes te trekken terug op de staart. Dit zorgt ervoor dat de muis naar de oppervlakte te grijpen met alle vier de poten en naar voren te trekken.
      1. Niet begrijpen muizen door de punt van de staart, vooral als schorsing hun hele lichaamsgewicht door hun staart. Dit kan een degloving letsel waarbij de huid van de staart glijdt.
    3. Vervolgens stevig vastpakken van de muis door de nekvel met dezelfde hand die houden van de staart. Pak met de wijsvinger en de duim in de buurt van de basis van het hoofd en trek de greep naar beneden de rug van de muis door de integratie van de middel-en ringvinger.
      1. Zorg ervoor dat u net voldoende druk, of stevigheid van toepassing, op de huid rond de hals om de muis te voorkomen dat ze of draaien van de terughoudendheid, maar trek niet aan de huid zo strak dat het dier niet kan ademen.
      2. Controle van de kop is cruciaal. Indien demuis kan haar hoofd te bewegen, kan het bereiken van de handler vingers en kan bijten. Dit kan gebeuren wanneer beginnende handlers pak de muis te ver naar beneden de rug, in plaats van direct achter de schedel.
  2. Muis terughoudendheid met twee handen
    1. Til een muis door de basis van de staart en de plaats op de kooi deksel, draad bar deksel, of ruw oppervlak.
      1. Een alternatieve methode kan de technicus gebruik maken van hun witte jas of uniform mouw voor de onderarm om het dier te positioneren voorafgaand aan de terughoudendheid.
    2. Trek voorzichtig naar achteren op de staart en de muis zal het oppervlak te grijpen met vier poten en naar voren trekken.
    3. Vervolgens met de andere hand snel en stevig vastpakken met de muis door de nekvel (zie een hand terughoudendheid hierboven).
    4. Met de staart in de ene hand en de nekvel in de andere, tilt u de muis en stop de onderkant van de staart tussen de palm en de 3 e of 4 e vinger van de hand die de nekvel.
      1. Net als bij de one-handed methode, stevig vastpakken van de nekvel om de muis te voorkomen dat draaien of keren, terwijl niet begrijpen zo stevig dat het dier niet kan ademen.
      2. Als de muis is bestand tegen scruffing, kan lichte druk op de rug van de muis kan de hand om omhoog te gaan voor een betere grip.
  3. Rat terughoudendheid; scruffing
    1. Rat scruffing gebeurt meestal twee handen en alleen in kleinere ratten. Het is niet een veel gebruikte techniek omdat ratten zijn minder accepteren scruffing dan muizen, maar het is nuttig in sommige bloedafname situaties.
    2. Pak de rat door de staart met de niet-dominante hand en trek voorzichtig achteruit op een ruw oppervlak (zoals hierboven beschreven voor muizen).
      1. Wees voorzichtig om te begrijpen in de buurt van de basis van de staart, als de rat's tail huid kan komen uit als begrepen in de buurt van de tip.
    3. Houd de staart stevig in de hand en de aanpak van de nekvel van de rat van achteren.
      1. Voor voorble, als de rat staart is in de handlers 'linkerhand, moet de rat uit de neus naderen, om nekvel met de rechterhand. In plaats daarvan, bereiken meer dan de linkerhand, en benader de nekvel van achteren.
    4. Zachtjes druk op de achterkant van de rat, de schouderbladen, pak het nekvel dichtbij de basis van de schedel tussen de vingers en de palm van de hand.
    5. Controle van de kop is belangrijk om beten. Rat bijt kan ernstig letsel veroorzaken.
    6. Ratten kunnen vocalize wanneer beperkt op deze manier.
  4. Rat terughoudendheid; over de schouder greep
    1. Pak de rat door de staart met de dominante hand en trek voorzichtig achteruit op een ruw oppervlak (zoals hierboven beschreven voor muizen).
      1. Een alternatieve methode kan de technicus gebruik maken van hun witte jas of uniform mouw voor de onderarm om het dier te positioneren voorafgaand aan de terughoudendheid.
      2. Wees voorzichtig om te begrijpen in de buurt van de basis van de staart, als de rat's tail huid can komen uit als begrepen in de buurt van de tip.
    2. Plaats de niet-dominante hand over de rug van de rat, het naderen van de achterzijde.
    3. Pak de rat rond de thorax met de ringvinger, pink en duim. De rat hoofd moet tussen de wijs-en middelvinger.
      1. Niet comprimeren van de thorax.
    4. De rat kan worden gehouden op deze wijze met een hand, als het lichaam wordt gestabiliseerd tegen de geleider.
  5. Rat terughoudendheid; onder de schouders greep
    1. Pak de rat door de staart met de dominante hand en trek voorzichtig achteruit op een ruw oppervlak (zoals hierboven beschreven voor muizen).
      1. Een alternatieve methode kan de technicus gebruik maken van hun witte jas of uniform mouw voor de onderarm om het dier te positioneren voorafgaand aan de terughoudendheid.
      2. Wees voorzichtig om te begrijpen in de buurt van de basis van de staart, als de rat's tail huid kan komen uit als begrepen in de buurt van de tip.
    2. Plaats de niet-dominante hand over de rop de rug, het naderen van de achterzijde.
    3. Pak de rat rond de thorax, net onder de schouderbladen. De rat onderarmen moet voorzichtig worden geschoven met de duim en wijsvinger.
      1. De onderarmen moeten elkaar kruisen onder de kin van de rat, te voorkomen dat het bijten.
      2. Niet comprimeren van de thorax.
    4. De rat kan worden gehouden op deze wijze met een hand, als het lichaam wordt gestabiliseerd tegen de geleider.
  6. Decapicone
    1. Een Decapicone is een flexibele, kegel-vormig stuk dun plastic met een gat in het ene uiteinde. Het gat is klein genoeg om de muis of rat kan de neus halen uit het gat, maar niet de rest van het lichaam.
    2. Om het dier te beperken, plaatst u de muis of rat in een Decapicone van de juiste grootte.
    3. Duw het dier tot aan zijn neus steekt uit het gat in de Decapicone.
    4. Ofwel houdt u de zak gesloten rond de staart, of gebruik een kabelbindertje om het dier af te dichten in de kegel.
    5. De Advantage van een Decapicone is dat het dunne plastic maakt injecties door het materiaal.
    6. Het nadeel is dat het materiaal niet ademen en dieren oververhit raakt. Alleen het dier in een Decapicone zolang het duurt om de procedure uit te voeren.
  7. Acryl / hard plastic restrainer
    1. Plastic beveiligingssystemen zijn bijzonder nuttig wanneer het dier staart moeten worden benaderd.
    2. Deze kunnen in de handel gekocht of in het laboratorium.
    3. Het formaat moet geschikt zijn voor het dier te worden geblokkeerd - het dier dient niet in staat zijn om te draaien in het beveiligingssysteem.
    4. Plaats het dier in de veiligheidstuig door eerst voorzichtig beteugeling het dier vervolgens los te laten, head-first bij de opening van de inrichting.
      1. Het kan helpen om de inrichting omhoog gericht over de kooi, knaagdieren vaak klauteren in een veilige structuur, zoals een buis.
    5. Plaats de afsluiting aan het einde van deapparaat, zorg dat u het dier staart, voeten, of testikels te beschadigen.
    6. Minimaliseer de tijd doorgebracht in te fixeren, omdat de dieren kunnen oververhit raken.
  8. Dieren kunnen worden tegengehouden op andere manieren ook, zoals door het wikkelen in een kleine handdoek, of door simpelweg cupping een hand over het dier. Technieken kunnen worden aangepast aan de behoeften van het dier en werknemer voldoen. Wees altijd voorzichtig om te bijten en krassen te vermijden en het dier te beveiligen tegen accidenteel vrijkomen of vallen van hoogte.

3. Compound Administratie Methoden

  1. Dit is geenszins limitatief en andere routes mogelijk. Dit protocol ter illustratie de meest gebruikte routes. Andere routes kunnen eisen verdoving van het dier na toediening pijn.
  2. Ongeacht administratie methode gebruikt, zorg alle materialen worden voorbereid voor het fixeren van dieren.
  3. Waterige materialen zijn gemakkelijker te injecteren dan dikkere materialen zoals oliebasisd verbindingen. Altijd injecteren dikkere verbindingen heel langzaam om te vermijden dat de naald van de spuit.
  4. Algemene naald en spuit het gebruik overwegingen.
    1. Altijd opslaan en gooi de spuiten en naalden.
    2. Als u nieuw bent aan het gebruik van spuiten en naalden, de praktijk hanteren van de spuit en het injecteren voordat u probeert om een ​​dier te injecteren. In het ideale geval zal je in staat zijn om vertrouwen te manipuleren de spuit en naald met een hand, terwijl de andere tot terughoudendheid van het dier. Een vaste hand minimaliseert naald beweging die weefselschade minimaliseert.
    3. Naalden hebben een punt, een schuine kant, een schacht, en een hub. Spuiten een tip, een vat en een plunjer (zie figuur 1a en b).
    4. Naalden zijn grootte door meter en lengte. Hoe groter de meter getal, hoe kleiner de naald. Kleine naalden zijn zeer gevoelig voor vervlakking (een braam vormen op de tip) en mag niet worden gebruikt om door multi-flacons (figuur 1c). Kies altijd voor dekortste naald die zal werken aan de verbinding te beheren.
    5. De naald is bevestigd aan de punt van de spuit door de naaf. Sommige injectiespuiten vergrendeling tips. Controleer altijd of de spuit goed is aangesloten op de naald.
    6. Naalden best ingebracht in het dier met de schuine up, vooral voor intraveneuze injecties.
    7. De dop nooit naalden met de hand. Dit is een veel voorkomende oorzaak van prikaccidenten. Gooi naalden en spuiten in het label naaldencontainers. Als naalden moet onmiddellijk worden afgesloten, apparaten zijn (Figuur 1 d).
  5. Intranasale (IN)
    1. Houdt het dier zoals hierboven beschreven.
    2. Met een injectiespuit of pipet, een kleine hoeveelheid van het materiaal worden geïnhaleerd in de neusgaten van het dier.
    3. Kijk voor het materiaal te verdwijnen in de neusgaten.
    4. Herhaal dit indien nodig tot het gewenste volume is toegediend.
  6. Intramusculaire (IM)
    1. Restrain ee dier zoals hierboven beschreven. Zorg een van achterpoten van het dier benen vrij en gestabiliseerd voor de injectie. Terughoudendheid kan twee personen. Als het dier trappen tijdens de injectie zal spierbeschadiging van de naald optreden.
    2. De naald moet loodrecht geplaatst op de huid van het dier. Met behulp van een geschikte grootte spuit en naald, steek de naald ongeveer schuine-diep en spuit het materiaal in quadriceps van het dier (de voorzijde van de dij) of laterale dij spiermassa.
    3. Niet injecteren in het achterste spiermassa is het mogelijk om de heupzenuw beschadigen.
    4. Als dieren om meerdere IM-injecties, alternatieve benen te ontvangen.
  7. Intraperitoneaal (IP)
    1. Houdt het dier zoals hierboven beschreven.
    2. Tip van het dier neus naar de vloer, waardoor de buik voor injectie.
    3. Zoek het dier middellijn en mentaal verdelen de buik in kwadranten (Figuur 2). De onderstekwadranten, vooral het dier kwadrant zijn de geschikte plaatsen voor intraperitoneale injecties.
      1. Het kwadrant rechtsonder is te wijten aan het gebrek aan anatomisch belangrijke structuren gekozen.
    4. Met behulp van een geschikte grootte spuit en naald, injecteren van het materiaal in het dier.
    5. Indien dieren herhaalde injecties IP, wisselen de injectieplaats.
  8. Subcutane (SC, SQ)
    1. Houdt het dier zoals hierboven beschreven. Het dier moet losjes genoeg, zodat de huid kan worden verstrekt aan banden worden gelegd.
    2. Als dieren zullen routinematig worden behandeld na subcutane injectie, gebruik dan niet de nekvel (nek). In plaats daarvan, gebruik maken van de huid op de rug-romp of de flank. Als dieren om meerdere subcutane injecties, alternatieve injectieplaatsen te ontvangen.
    3. Pak de huid en voorzichtig naar boven trekken, het maken van een "tent".
      1. Als het uitvoeren van de injectie solo, steek de naald en voorzichtig tlende de huid omhoog met de naald te bevestigen dat de naald zich in de subcutane ruimte.
    4. Met behulp van een geschikte grootte spuit en naald, steek de naald in een 30-45 ° hoek in de tented huid, en injecteer het materiaal. Injecteer parallel naar en van de vingers die de huid boven.
    5. Als de injectie succesvol is, zal een kleine zwelling onder de huid te zien.
    6. Na injectie druk zachtjes om terugstroming van het materiaal te voorkomen.
  9. Intradermale (ID)
    1. Voor intradermale injecties worden dieren vaak geschoren zodat de huid kan worden gezien.
    2. Beperking van het dier voor meerdere intradermale moeilijk zijn. In dat geval kan chemische sedatie nodig. De locaties ID injecties zijn dezelfde als die voor SC.
    3. Plaats een geschikte grootte naald in de huid onder een hoek van 15-30 °. De naald zal niet erg ver worden geplaatst en de injectie dient te voldoen aan met reweerstand.
      1. Een alternatieve benadering is om voorzichtig knijpen de huid naast de injectieplaats en de naald in te voegen op een zeer kleine hoek. Dit is nuttig bij muizen omdat dat hun bewegen tijdens het injectieproces.
    4. Als de injectie succesvol is, zal een klein bleb te zien. Het zal bleker dan de omringende huid.
    5. Na injectie druk zachtjes om terugstroming van het materiaal te voorkomen.
  10. Intravasculaire (IV)
    1. De linker en rechter laterale staart aderen zijn de meest voorkomende vasculaire toegangsweg gebruikt bij muizen en ratten.
    2. Andere vasculaire toegangswegen mogelijk bij muizen en ratten, maar algemeen vereisen sedatie en na de injectie pijn.
    3. Voor een staartader injectie, beperken het dier in een Decapicone of plastic knaagdier restrainer.
    4. Plaats het dier staart onder een lamp of een beschermde warming apparaat. Dit bevordert vasodilatatie, waardoor gemakkelijker injectie.
      1. Niet oververhitten het dier.
      2. Voor grote mannelijke ratten, kan het reinigen van de huidschilfers de staart zorgen voor een betere visualisatie van de ader. Schoonmaken moet zacht, zodat de huid niet geschuurd.
    5. Houd het dier de staart van de tip met de niet-dominante hand. Dit zal strek de staart.
    6. Draai de staart ¼ draai naar dorsaal plaats de staart aderen voor eenvoudiger injectie. Het dier heeft twee zijdelingse staart aderen en een ventrale staart arterie (figuur 3).
    7. Benader de staart met de naald onder een hoek van 15-20 °. Begin bij het distale gedeelte van de staart.
      1. De aderen zijn ondiep en de naald mag niet worden ingebracht veel verder dan de schuine kant.
      2. Als de injectie zo distaal mogelijk begonnen er meer onbeschadigd ader de injectie poging moet de eerste poging mislukt.
    8. Injecteer het materiaal. Een succesvolle injectie zal resulteren in het materiaal dat de ader zonderweerstand en bleking van de staartader voor de duur van de injectie.
      1. Niet aspireren alvorens te injecteren, omdat dit de ader instorten.
      2. Lichte druk op de venapunctie na de injectie voorkomt bloeden.
    9. In een mislukte injectie zal het materiaal niet gemakkelijk stromen. In plaats daarvan zal de staart huid blancheren of het materiaal niet helemaal worden geïnjecteerd.
  11. Intragastrische toediening (oraal gavage)
    1. Voer alleen sondevoeding op ingetogen, wakkere dieren. Anesthesie of sedatie verhoogt het risico op aspiratie (materiaal per ongeluk in de longen).
    2. Selecteer een geschikte grootte orale voeding naald voor gebruik. Deze naalden zijn voorzien van kogel tips aan het eind van hun doorgang te voorkomen in de luchtpijp.
    3. Benodigde lengte kan worden bepaald door de aan beheerste dier en het meten van de hoek van de mond. De bal punt van de voeding naald moet tot aan laatste van het dier rib (<strong> Figuur 4). Gauge naald wordt bepaald door het gewicht van het dier.
    4. Beperk het dier, zodat het hoofd en het lichaam in een rechte, verticale lijn. Dit trekt de slokdarm, waardoor gemakkelijker doorgang van de voeding naald.
    5. Plaats de kogel van de naald in de mond van het dier over de tong. Zodra de naald op zijn plaats, de naald en spuit te brengen, drukt u op zachtjes tegen het gehemelte, zodat het dier de neus is in de richting van het plafond.
      1. In ratten de naald enigszins aan doorgestuurd het passeren van de achterkant van de keel. Enige spanning op de naald geeft de noodzaak aan te passen
    6. Blijf de naald gaan tot de vooraf bepaalde afstand wordt bereikt. De naald moet gemakkelijk passeren, en het dier mag niet happen of stikken.
    7. Dien de stof. Het moet stromen in de maag. Als er weerstand of het dier hapt, chokes, of wordt blauw, stop dan onmiddellijk en verwijder de noodzaakle. Dieren die geaspireerd vereisen euthanasie, afhankelijk van de verbinding wordt toegediend.

4. Representatieve resultaten

Wanneer dieren correct worden behandeld, er een minimum van stress voor zowel dierlijke als handler. Handlers niet gebeten of gekrabd, en dieren op humane wijze worden en vakkundig afgehandeld. Verbindingen worden toegediend via de juiste route met minimale schade aan weefsel en zo weinig ongemak voor het dier mogelijk.

Als onderzoekers zijn nieuw voor de dieren omgaat, het werken met een kleine knuffel kan nuttig zijn. Er zijn ook dieren simulators voor sommige technieken zoals Koken rat. Voor veel onderzoekers, is er weinig kans om vertrouwd te raken met naalden en spuiten voordat u gaat werken met dieren. Representatieve delen van een injectiespuit worden geïllustreerd in figuur 1A en 1B. Voor het injecteren dieren voor de eerste keerkan nuttig zijn om het injecteren te oefenen voordat u gaat werken met dieren. Zeer fijne naalden, zoals 28 en 30 g, zijn makkelijk te beschadigen. Als intrekking stoffen van multi-use flesjes, gebruik dan een grotere naald voor dat doel en dan vervang deze door de kleinere naald voor injectie. Een burred naald wordt gezien in figuur 1C. Elementaire voorzorgsmaatregelen moeten worden genomen bij het ​​werken met naalden, zoals het niet recapping gebruikte naalden met de hand. Figuur 1D toont een naald recapper in gebruik is. Dit kan waardevol onderzoekers die moeten naalden verwijderen, bijvoorbeeld express bloed van een injectiespuit zonder de hemolyse waargenomen wanneer bloed wordt geduwd door een naald.

Figuren 2 en 3 illustreren oriëntatiepunten voor intra-abdominale injectie en de typische structuur van de staart, illustreert de targets voor injectie. Figuur 4 geeft voorbeelden van juiste maat van maagsonde naalden. Maagsonde naalden moeten bereiken uit de mond van de eenNimal naar rechts onder de laatste rib.

Figuur 1
Figuur 1. A) Naald en B) spuit delen, gelabeld. C) Burr op de nld veroorzaakt door herhaalde plaatsing van de naald in een multi-gebruik flacon. D) Naald recapper gebruikt.

Figuur 2
Figuur 2. Kwadranten van het ventrale abdomen. Alleen injecteren in de onderste twee kwadranten, bij voorkeur het kwadrant rechtsonder.

Figuur 3
Figuur 3. Schema van de staart in doorsnede illustreert de relatie tussen de slagaders en aders van de benige en tendenous structuren.

Figuur 4
Figuur 4. Gavage naald dimensionering bij ratten. A) Gavage naald te long. B) de juiste maat maagsonde naald. C) Gavage naald meting te kort, D) palpatie van de laatste rib tot passende maagsonde breinld bepalen.

Muis Rat
Route Aanbevolen volume Aanbevolen meter en de lengte van de naald Aanbevolen volume Aanbevolen meter en de lengte van de naald
Intranasale 1 5 tot 25 ul N / A 5 tot 25 ul N / A
Intramusculaire 1,2 0,00005 ml / g <23 g, 0,5 tot 0,75 in 0,1 ml / kg <21 g, 0,5 tot 0,75 in
Intraperitoneale 1,2 0,02 ml / g <21 g, 0,75 1 op 10 ml / kg <21 g, 0,75 1 op
Subcutane 1,2 0,01 ml / g <22 g, 0,5 tot 1 in 5 ml / kg <22 g, 0,5 tot 1 in
Intradermale 1 0,05-0,1 ml <26 g, 0,5 in 0,05-0,1 ml <26 g, 0,5 in
Intraveneuze 1,2 0,005 ml / g -0,025 ml / g * <25 g, 0,75 1 op 5 ml/kg-20 ml / kg * <23 g, 0,75 1 op
Orale sondevoeding 1,2 0,01 ml / g 20-22 g voeden naald 5-10 ml / kg 16 tot 20 g voeding naald

* Het eerste getal is het volume gegeven als een intraveneuze bolus in ongeveer 1 minuut. Het tweede deel is het volume dat kan worden toegediend als een langzame infusie gedurende 5-10 minuten.

Discussion

Dit protocol moet worden gezien als een inleiding tot dier behandeling en toediening van de teststof bedoeld als aanvulling op hands-on training verstrekt op faciliteit van de onderzoeker. De middelen van terughoudendheid die zullen worden gebruikt en de routes van toediening van de teststof moet worden overwogen in de experimentele opzet en wanneer het onderzoeksprotocol of ethische commissie protocol wordt geschreven.

Training in dier-gerelateerde procedures is essentieel voor het succes van het onderzoek. Voor de meeste experimenten uit te voeren, moeten de dieren worden behandeld door onderzoekers, en hoe beter de handling van dieren, de minder gestrest het dier 3. Gewennen dieren zacht menselijk contact kan verminderen stress en maken dieren meer traceerbaar proefpersonen 4,5. Handling stress is aangetoond dat sommige vormen van onderzoek 6 beïnvloeden en het is mogelijk kan anderen treffen. Restraint van knaagdieren moet worden bereikt met een zorgvuldige, maar stevige behandeling (een voorlopigegrip is waarschijnlijk resulteren in schade aan knaagdieren en handler) en moet voor de kortste duur praktisch. Bevestigingssystemen zijn veelal gekozen op basis van de grootte van het dier of de gevraagde toegang. Bijvoorbeeld, het volwassen ratten door het nekvel, hoewel mogelijk, is dikwijls met sterke weerstand van de rat, vooral als de onervaren handler is. Het houden van een muis of rat met de hand kan de toegang tot de staart aderen moeilijk en een bevestigingssysteem apparaat wordt vaak gekozen om het dier te houden zo stil mogelijk.

Wanneer onderzoekers dieren behandelen, worden ze vaak zoek naar een verbinding of biologische voor verdere studie beheren. De route van toediening van stoffen beïnvloeden absorptie, biologische beschikbaarheid en geschiktheid voor een bepaald experiment. Bekendheid met verschillende routes moet onderzoekers de mogelijkheid om hun stof beheren op de best mogelijke manier voor hun onderzoek. Bijvoorbeeld, een route die snelle absorptie van een stof bevordert, Zoals intraveneuze of intraperitoneale, mag niet worden gebruikt indien de onderzoeker wil beheer van de stof in een langer werkende wijze. Recente reviews van enkele van deze technieken en overwegingen voor volume, materiaal en opgeloste te vinden in twee artikelen door Turner et al.. 1,7

Wanneer stoffen worden toegediend aan laboratorium-knaagdieren moet rekening worden gehouden met de juiste omvang van de apparatuur en hoeveelheid stof (aangegeven in tabel 1). Verkeerde afmeting apparatuur of grote hoeveelheden kan leiden tot ongemak, letsel of overlijden van het dier. In het algemeen, stoffen parenteraal toegediend zijn steriel, behalve wanneer de onderzoeks doelen zou dit onmogelijk maken (dat wil zeggen, bacteriële studies). Verbindingen en biologische moet in opgeloste of voertuig dat minimale gevolgen voor het dier zal. Een fysiologische pH (7.3 -7.4) wordt goed geaccepteerd, zeker voor subcutane, intramusculaire en intraperitoneal routes. Niet-fysiologische pH levels in verbindingen die toegediend via deze routes kan resulteren in pijn of necrose en weefselbeschadiging. Bredere bereik van de pH worden getolereerd met de maag en intraveneuze toediening 7. In kleine knaagdieren, andere belangrijke overweging is de mogelijkheid koelen naarmate grotere volumes kamertemperatuur vloeistoffen worden gegeven. Als er vloeistof worden intraveneus of intraperitoneaal toegediend, in het bijzonder ter ondersteuning van een zieke dier, moeten zij worden opgewarmd tot lichaamstemperatuur (37 ° C).

De routes van toediening die in dit protocol zijn die vaak gebruikt in tal van onderzoeksprogramma's, zijn eenvoudig te beheersen, en in het algemeen niet nodig anesthesie. Een bijna oneindige verscheidenheid van methoden voor toediening zijn echter mogelijk, met inbegrip van intracraniële, intrathecale, epidurale, intratracheale, intraossale, en intra-articulaire om er maar een paar te noemen. Training in deze gespecialiseerde routes van toediening moet worden gevraagd van mensen who hebben ruime ervaring met de route en goede resultaten.

In knaagdieren is de intranasale route meestal gebruikt om stoffen welke naar de longen via een "natuurlijke" bestuderen; methode dan intratracheale instillatie. Muizen en ratten zijn obligate neus ademen, zodat die hem ertoe brengt om zeer kleine hoeveelheden vloeistof inhaleren is niet moeilijk, zelfs niet bij bewustzijn verkerende dieren. Aangezien de nasale mucosa is goed voorzien van bloedvaten, intranasale toediening van bepaalde stoffen kunnen lijken op intraveneuze toediening. Deze route wordt niet aanbevolen bij dieren met rhinitis echter als gevaar kan brengen absorptie. Pogingen om grote volumes beheren door de intranasale route kan in dyspnea of ​​verdrinking van het dier.

Intramusculaire injecties geven een snelle opname van stoffen. Intramusculaire injecties kan lastig zijn bij ratten en muizen als gevolg van hun geringe omvang en navenant kleine spieren. Zij worden uitgevoerd in de achterpoots. Vanwege de kans op beschadiging van de nervus ischiadicus, de quadriceps femoris is de spier van uw keuze.

Hoewel zowel de subcutane en intradermale routes impliceren de huid, zijn er verschillen tussen de biologische beschikbaarheid van stoffen die in de huid vs de subcutis. Subcutane toediening wordt vaak beschouwd als een "afzetting" route, met een tragere absorptie dan voor andere routes, zoals intraveneuze of intraperitoneale. Intradermale toediening wordt gebruikt voor zeer kleine hoeveelheden van stoffen, typisch immunostimulerende stoffen zoals adjuvans-antigen mengsels. In beide gevallen moet de toegediende stoffen zijn van fysiologische pH en niet-irriterend. Intradermale of subcutane injecties mag niet worden uitgevoerd in de nekvel, aangezien dit een gebruikelijke plaats voor het tegenhouden van de knaagdieren.

Intraveneuze en intraperitoneale toediening worden vaak gelijkgesteld in knaagdieren. Intraveneuze routes van toediening bieden meer rApID opname van compounds terwijl intraperitoneale toediening moet worden overwogen ongeveer gelijk aan orale toediening 8. Voorzichtigheid is geboden met verbindingen intraperitoneaal toegediend als ze kunnen pijn veroorzaken als het onjuist gebufferd. De gebruikelijke route van intraveneuze bolus toediening bij knaagdieren is via de staart aderen. Als chronische intraveneuze toediening van een stof gewenst is, dient implantatie van veneuze of arteriële canule worden overwogen. Stoffen intraveneus toegediend moet aseptisch worden geleverd en moet worden aangetoond dat het veilig om intraveneus toedienen. Bijvoorbeeld stoffen die hemolyse, trombose of vasculitis kan tot niet geschikt voor intraveneuze toediening.

De intragastrische route of orale sondevoeding wordt vaak gebruikt om een ​​gemeenschappelijke route dosering bij de mens na te bootsen. Het staat ook voor een nauwkeurige dosering van stoffen in vergelijking met orale toediening via voedsel of water. Biobeschikbaarheid van verbindingengavage toegediend zal variëren afhankelijk van de water / nuchtere toestand van het dier, alsmede het opgeloste stof of het voertuig van de verbinding of biologische. Maagsonde of voeding naalden moeten zijn van het juiste formaat voor het dier wordt gebruikt, en moet worden schoongemaakt tussen dieren, als wegwerp maagsonde naalden zijn niet praktisch. Verwondingen door maagsonde zijn niet ongewoon en omvatten afzetting van de stof in de longen of breuk van de maag of slokdarm. Opleiding moet worden begeleid door een ervaren partij en ondernomen op euthanized dieren eerst, dan de verdoofde dieren (die zullen worden gedood) voordat maagsonde op wakkere dieren wordt geprobeerd. Eerste maagsonde pogingen wakkere dieren moeten worden betrokken middelgrote dieren en kleine volumes van een stof, zoals zoutoplossing, die geen letsels mogen veroorzaken, indien de procedure misgaat. Dieren moeten nauwlettend worden geëvalueerd op tekenen van nood, zoals hijgen, wordt blauw, bloeden, of overmatig speekselen, na maagsonde en ingeslapen indien nodig. Als euthAnasia vereist is, het dier moet worden necropsie om vast te stellen waarom de maagsonde is mislukt.

Disclosures

De auteurs zijn werknemers van Charles River.

Acknowledgments

Het hier gepresenteerde onderzoek werd ondersteund door Charles River.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Needles Various Various Needles are sold by both gauge and length. Check both before ordering.
Syringes Various Various Always choose an appropriate size for the volume to be administered.
DecapiCones Braintree Scientific DC-200, DCL-120, MDC-200 Available in mouse and rat sizes.
Rodent restrainer Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, others Available in clear Plexiglas, adjustable plastic, and sized for mice and rats.
50 ml conical tube Various
Feeding needles VWR, Popper and Sons Various Fit the needle gauge and length to the animals as described above. Both disposable and reusable feeding needles are available.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. JAALAS. 50, 600-613 (2011).
  2. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  3. Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).
  4. Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans. Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).
  5. Cloutier, S., Newberry, R. C. Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats. Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).
  6. Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic. Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).
  7. Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. JAALAS. 50, 614-627 (2011).
  8. Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. The route of absorption of intraperitoneally administered compounds. J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).
  9. AALAS. Laboratory Mouse Handbook. AALAS. (2009).
  10. AALAS. LAT Training Manual. AALAS. (2009).
  11. AALAS. LATg Training Manual. AALAS. (2009).
  12. Barnett, S. W. Manual of Animal Technology. Wiley-Blackwell. 440 (2007).
  13. Baumans, V., Pekow, C. A. Handbook of Laboratory Animal Science. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).
  14. Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. Laboratory Mouse Procedural Techniques. CRC Press. (2011).
  15. Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. The Laboratory Mouse. CRC Press. (2000).
  16. Sharp, P. E., La Regina, M. C. The Laboratory Rat. CRC Press. (1998).

Comments

7 Comments

  1. Hi,
    What is the possibility that I could request a DVD of the mouse handling training video. I will use it for training purposes at uconn.
    Thank you
    Janet

    Reply
    Posted by: Janet T.
    October 25, 2012 - 8:17 AM
  2. Hello Janet,

    Thank for viewing the video article and we're delighted to hear you found it to be helpful.

    Our goal is to provide the video via joVE so it can be accessed from any site as needed. You can certainly link directly to the article for your internal trianing needs, but at this time we are not offering the video in other formats including DVD/CD. If that changes, I have your contact inforamation and will follow up with you.

    Regards

    Elton

    Reply
    Posted by: Elton M.
    October 26, 2012 - 12:35 PM
  3. This video is a great tool for the training of technicians and graduate students. It is accessible and easy to follow for people that are more comfortable with visual training.

    Reply
    Posted by: Rana S.
    January 30, 2014 - 1:25 PM
  4. I can not download this video what is the problem ?

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:28 AM
  5. please send me this video to my email .i can not download it

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:29 AM
  6. How do i download the video?It is great for teaching purposes.

    Reply
    Posted by: Dotte Chegu A.
    September 12, 2014 - 3:39 AM
  7. Hi,
    I have seen your video administration in rodents by different routes and handling. Really, I found it very useful in my work and thanks a lot. In the video you have shown administration for all the routes except Intra-articular route. Intra-articular drug injection is very important for my studies could you please update that video also. It would be very helpful for me.

    Thanks and regards
    Mukesh Dhanka

    Reply
    Posted by: Mukesh D.
    September 9, 2016 - 10:21 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics