Manuell Restraint og Common Compound Administrasjon Ruter i mus og rotter

Biology
 

Summary

Arbeide trygt og humant med forskning gnagere krever en kjernekompetanse i håndtering og tilbakeholdenhet metoder. Denne artikkelen vil presentere de grunnleggende prinsippene som kreves for å håndtere og effektivt administrere forbindelser til mus og rotter.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771, doi:10.3791/2771 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Å kunne trygt og effektivt å bremse mus og rotter er en viktig del av å drive forskning. Arbeide trygt og humant med mus og rotter krever en grunnleggende kompetanse i håndtering og tilbakeholdenhet metoder. Denne artikkelen vil presentere de grunnleggende prinsippene som kreves for å håndtere dyr. Enhånds, tohånds, og tilbakeholdenhet med spesialdesignede beherskelse objekter vil bli illustrert. Ofte, er en annen del av forskningen eller testing bruk av dyr effektiv administrering av forbindelsene til mus og rotter. Selv om det er et stort antall mulige administrasjonsveiene (bare begrenset av størrelsen og organer av dyret), er de fleste ikke brukt regelmessig i forskning. Denne video vil illustrere flere av de mer vanlige ruter, inkludert intravenøs, intramuskulær, subkutan, og oral gavage. Målet med denne artikkelen er å eksponere en seer ukjent med disse teknikkene til grunnleggende tilbakeholdenhet og substans administrasjonsveiene. Denne videoenerstatter ikke nødvendige hands-on trening på anlegget, men er ment å utfylle og supplere den opplæringen.

Protocol

1. Sikker Restraint og skånsom håndtering av dyr er en viktig del av eksperimentelle prosedyrer

  1. Denne videoen er laget for å være et supplement til hands-on opplæring av institusjonen.
  2. Alltid være sikker på at IACUC eller etikkutvalg godkjenning er på plass før du begynner på eksperimentell prosedyre.
  3. Hver person som arbeider på en protokoll bør kjenne detaljene i prosedyrer godkjent for at protokollen, og eventuelle andre som de arbeider.
  4. Nærmer gnager med tillit og håndtere dyrene forsiktig, men bestemt. Både altfor røff behandling og tentative tilnærminger kan føre biter eller riper på fører eller skader dyret.
  5. Når du håndterer dyr, er det alltid mulighet for utilsiktet utslipp eller dyret blir droppet. De fleste av disse manipulasjoner er best utført over en arbeidsflate, slik at hvis dyret mistes eller rømming, det er ikke skadet og kan være lett gjenerobret. Følg din institusjotusjonelle politikk om dyr som kontakt med gulvet.
  6. Aldri håndtere dyr ved spissen av halen, da dette kan resultere i en degloving skade av halen. Vær spesielt forsiktig med store rotter eller gravide mus. Bruk alltid den andre hånden til å støtte kroppen som du løfter i halen.
  7. Skarpe nåler fungerer best når du gir injeksjoner. Selv nåler for laboratorium gnagere blir noen ganger brukt for flere injeksjoner, er ikke å anbefale for en rekke årsaker, minst av dem er at den lille måleren ofte brukes innebærer at nålene kjedelig raskt.
  8. Å være bitt eller klort er alltid en mulighet når du arbeider med dyr. Hvis arbeider med et stoff eller en mikroorganisme som kan forårsake skader på mennesker, ta ekstra forholdsregler, for eksempel manipulere dyr eller agenter i avtrekksskap eller Sikkerhetskabinetter.
  9. Milde tilnærminger og akklimatisering til håndtering før du prøver en prosedyre kan betale seg i dyr som er mindre stresset av håndtering.
  10. Praksis tilbakeholdenhet før du prøver sammensatte administrasjon og praksis administrere stoffer for å kontrollere dyr før forsøksdyr.
  11. Praktisere disse teknikkene instills regelmessig tillit og tillit fører til bedre håndtering, mindre stresset dyr, og bedre vitenskapelige resultater.
  12. Med noen håndtering teknikk, hvis dyret er trassig, prøv en annen teknikk. Dyret (og handler) kan også ha nytte av å sette dyret tilbake i buret og prøver igjen senere.

2. Manuell Restraint

  1. Enhånds mus tilbakeholdenhet
    1. Løft en mus ved haleroten og plassere den på buret lokket, vaier bar buret toppen, eller en lignende grov overflate.
      1. Enhånds mus tilbakeholdenhet utføres vanligvis med den ikke-dominerende hånd, forlater den dominerende hånd fri for bruk.
      2. En alternativ metode tillater teknikeren å bruke sin lab frakk eller uniform ermet dekker underarmen å plasseredyr før tilbakeholdenhet.
    2. Brette haleroten mellom 3. og 4. finger, mens forsiktig trekke tilbake på halen. Dette vil føre til at musen til å ta tak i overflaten med alle fire poter og dra fremover.
      1. Ikke gripe mus ved tuppen av halen, spesielt hvis suspendering hele kroppsvekten etter halen sin. Dette kan føre til en skade degloving der huden av halen glir av.
    3. Neste, fast grep musen av scruff med samme hånd som holder halen. Gripe med pekefingeren og tommelen nær bunnen av hodet og forlenge grep ned musen rygg ved å innlemme midten og ringfinger.
      1. Pass på å bruke akkurat nok trykk, eller fasthet, til huden rundt halsen for å hindre musen fra å snu eller vri ut av tilbakeholdenhet, men ikke dra i huden så tett at dyret ikke kan puste.
      2. Kontroll av hodet er avgjørende. Dersommusen kan bevege på hodet, kan det nå førers fingre og kan bite. Dette kan skje når uerfarne handlers gripe musen for langt nedover ryggen, snarere enn rett bak skallen.
  2. Mus tilbakeholdenhet tohånds
    1. Løft en mus ved haleroten og sted på buret lokket, wire bar lokket eller ru overflate.
      1. En alternativ metode tillater teknikeren å bruke sin lab frakk eller uniform ermet dekker underarmen å plassere dyret før tilbakeholdenhet.
    2. Trekk forsiktig bakover på halen og musen vil gripe overflaten med fire poter og trekk fremover.
    3. Neste, med den andre hånden raskt og godt tak i musen ved nakkeskinnet (se enhånds tilbakeholdenhet ovenfor).
    4. Med halen i den ene hånden og Scruff i den andre, løfte musen og brette haleroten mellom håndflaten og 3. eller 4. finger av hånden holder Scruff.
      1. Som med én hånd metode, ta fatt i Scruff å hindre musen fra å vri eller snu mens ikke fatte så fast at dyret ikke kan puste.
      2. Dersom musen er motstandsdyktig mot scruffing, kan lett trykk på musen tilbake la hånden til å flytte opp for en bedre forståelse.
  3. Rotte tilbakeholdenhet; scruffing
    1. Rotte scruffing er vanligvis utføres tohånds og bare i mindre rotter. Det er ikke en vanlig brukt teknikk fordi rotter er mindre akseptere av scruffing enn mus, men det er nyttig i enkelte blodprøverør situasjoner.
    2. Grip rotte etter halen med den ikke-dominerende hånd og trekk forsiktig bakover på en ru overflate (som beskrevet ovenfor for mus).
      1. Vær nøye med å gripe nær haleroten, som Rotta hale hud kan komme av hvis gripes nær tuppen.
    3. Hold halen fast i hånden og nærmer seg Scruff av rotte bakfra.
      1. For example, hvis rotta halen er i handlers 'venstre hånd, ikke nærmer rotta fra nesen til Scruff den med høyre hånd. I stedet kommer over venstre hånd, og nærmer seg Scruff bakfra.
    4. Bruke milde press på baksiden av rotte, over skulderbladene, tar tak i Scruff nær bunnen av skallen mellom fingrene og håndflaten.
    5. Kontroll av hodet er viktig å hindre biter. Rotte biter kan forårsake alvorlige skader.
    6. Rotter kan vocalize når behersket på denne måten.
  4. Rotte tilbakeholdenhet, over skulderen grep
    1. Grip rotte etter halen med den dominerende hånden og trekk forsiktig bakover på en ru overflate (som beskrevet ovenfor for mus).
      1. En alternativ metode tillater teknikeren å bruke sin lab frakk eller uniform ermet dekker underarmen å plassere dyret før tilbakeholdenhet.
      2. Vær nøye med å gripe nær haleroten, som Rotta hale hud can kommer av hvis grep nær spissen.
    2. Plasser den ikke-dominante hånd over rotte er tilbake, nærmer bakfra.
    3. Ta tak i rotte rundt thorax med ringfingeren, pinkie, og tommelen. Rotte hode bør være mellom pekefingeren og langfingeren.
      1. Ikke komprimere thorax.
    4. Rotten kan holdes på denne måten med en side, hvis kroppen er stabilisert mot føreren.
  5. Rotte tilbakeholdenhet, under skuldrene grep
    1. Grip rotte etter halen med den dominerende hånden og trekk forsiktig bakover på en ru overflate (som beskrevet ovenfor for mus).
      1. En alternativ metode tillater teknikeren å bruke sin lab frakk eller uniform ermet dekker underarmen å plassere dyret før tilbakeholdenhet.
      2. Vær nøye med å gripe nær haleroten, som Rotta hale hud kan komme av hvis gripes nær tuppen.
    2. Plasser den ikke-dominante hånd over rpå er tilbake, nærmer bakfra.
    3. Ta tak i rotte rundt thorax, rett under skulderbladene. Rotte underarmene bør være forsiktig presset opp med tommelen og pekefingeren.
      1. Underarmene skal krysse under rotte hake, og hindrer den fra å bite.
      2. Ikke komprimere thorax.
    4. Rotten kan holdes på denne måten med en side, hvis kroppen er stabilisert mot føreren.
  6. Decapicone
    1. En Decapicone er en fleksibel, kjegleformet stykke tynn plast med et hull i den ene enden. Hullet er liten nok slik at mus eller rotte kan få sin nese ut av hullet, men ikke resten av kroppen.
    2. Å begrense dyr, plasser mus eller rotte i en Decapicone av riktig størrelse.
    3. Skyv dyret forover inntil dens nese stikker fra hullet i Decapicone.
    4. Enten holde posen lukket rundt halen, eller bruke en vri slips å forsegle dyret i kjeglen.
    5. Advantage av en Decapicone er at den tynne plast tillater injeksjoner gjennom materialet.
    6. Ulempen er at materialet ikke puste og dyr kan bli overopphetet. Bare holde et dyr i et Decapicone så lenge som det tar for å utføre prosedyren.
  7. Akryl / stiv plast restrainer
    1. Plast tilbakeholdenhet enheter er spesielt nyttig når dyrets hale må åpnes.
    2. Disse kan kjøpes kommersielt eller gjort i laboratoriet.
    3. Størrelsen bør være passende for dyret å dempes - dyret bør ikke være i stand til å snu i tilbakeholdenhet.
    4. Plasser dyret holdematerialet enheten ved først forsiktig tilbakeholdende dyret, deretter slippe den, med hodet først, ved åpningen av enheten.
      1. Det kan hjelpe å sikte enheten oppover over buret, som gnagere vil ofte rykke opp til en sikker struktur, som en tube.
    5. Plasser lukking på enden avenhet, være forsiktig så du ikke skader dyrets hale, føtter, eller testiklene.
    6. Minimere tid brukt i restrainers siden dyr kan overopphetes.
  8. Dyr kan begrenses på andre måter i tillegg, for eksempel ved å pakke i en liten håndkle, eller ved ganske enkelt cupping en hånd over dyret. Teknikkene kan justeres for å møte behovene til dyret og arbeideren. Alltid passe på å unngå biter og riper, og sikre dyr fra utilsiktet utslipp eller fall fra høyder.

3. Sammensatte Administrasjon Metoder

  1. Dette er på ingen måte en uttømmende liste og andre ruter er mulig. Denne protokollen søker å illustrere de mest brukte ruter. Andre ruter kan kreve anestesi av dyret og post-administrering smertelindring.
  2. Uansett administrasjon metoden som brukes, være sikker på at alle materialer er forberedt før besøksforbud dyr.
  3. Vandige materialer er lettere å injisere enn tykkere materialer, slik som olje-based forbindelser. Injiser alltid tykkere forbindelser svært sakte for å unngå løsner fra sprøyten.
  4. Generelle nål og sprøyte bruk hensyn.
    1. Oppbevar og kast sprøyter og nåler riktig.
    2. Hvis du er ny til å bruke sprøyter og nåler, praksis håndtere sprøyten og injisere før du prøver å injisere et dyr. Ideelt sett vil det være i stand til trygt manipulere sprøyten med en hånd, mens den andre for beherskelse av dyret. En stødig hånd minimerer nål bevegelse som minimerer vevsskade.
    3. Nåler har et punkt, en skråkant, en aksel, og et knutepunkt. Sprøytene har en spiss, en tønne, og et stempel (Figur 1 a og b).
    4. Nåler er dimensjonert etter gauge og lengde. Jo større måle antallet er, desto mindre nålen. Små nåler er svært utsatt for dulling (fra en Burr forming på spissen) og bør ikke brukes for å pierce multi-dose hetteglass (Figur 1 c). Alltid velge denkorteste nål som vil arbeide for å administrere forbindelsen.
    5. Nålen er festet til spissen av sprøyten ved navet. Noen sprøyter har låsing tips. Alltid være sikker på at sprøyten er godt festet til nålen.
    6. Nåler er beste inn i dyret med skråkant opp, spesielt for intravenøse injeksjoner.
    7. Aldri oppsummering nåler for hånd. Dette er en vanlig årsak til nålestikkskader. Avhende sprøyter riktig i merket sharps beholdere. Hvis nåler må recapped, enheter er tilgjengelig (figur 1 d).
  5. Intranasal (IN)
    1. Begrense dyret som beskrevet ovenfor.
    2. Ved hjelp av en sprøyte eller pipetten, plassere en liten mengde av materialet som skal inhaleres ved svelget av dyret.
    3. Se for materialet til å forsvinne inn i svelget.
    4. Gjenta om nødvendig til ønsket volum er administrert.
  6. Intramuskulær (IM)
    1. Beherske the dyr som beskrevet ovenfor. Sørge for at en av dyrets bakbena er gratis og stabilisert for injeksjon. Restraint kan ta to personer. Dersom dyret kan sparke under injeksjonen, vil muskelskade fra nålen resultere.
    2. Nålen bør settes vinkelrett på huden til dyret. Bruke en riktig størrelse sprøyte og nål, sette nålen omtrent skråkant-dyp og injisere materialet i dyrets quadriceps (foran låret) eller sideveis lår muskelmasse.
    3. Ikke injiser inn i bakre muskelmasse som det er mulig å ødelegge sciatic nerve.
    4. Hvis dyr er å få flere IM injeksjoner, alternative ben.
  7. Intraperitoneal (IP)
    1. Begrense dyret som beskrevet ovenfor.
    2. Tips dyrets nese mot gulvet, utsette magen for injeksjon.
    3. Lokaliser dyrets midtlinjen og mentalt dele magen inn kvadranter (figur 2). Den laverekvadranter, spesielt dyrets nedre høyre kvadrant, er de riktige steder for intraperitoneale injeksjoner.
      1. Nedre høyre kvadrant er valgt på grunn av mangel på anatomisk viktige strukturer.
    4. Bruke en riktig størrelse sprøyte og nål, injiserer materialet inn i dyret.
    5. Hvis dyr er å motta gjentatte IP injeksjoner, veksle injeksjonsstedet.
  8. Subkutan (SC, SQ)
    1. Begrense dyret som beskrevet ovenfor. Dyret skal sikres løst nok til at huden kan mobiliseres.
    2. Hvis dyr skal håndteres rutinemessig etter SC injeksjon, ikke bruk scruff (nakken). I stedet bruker huden på dorsal rumpe eller flanke. Hvis dyr er å få flere SC injeksjoner, alternative områder av injeksjon.
    3. Ta tak i huden og dra det forsiktig oppover, gjør en "telt".
      1. Hvis du utfører injeksjon solo, før nålen og forsiktig tent huden oppover med nålen for å bekrefte at nålen er i det subkutane plass.
    4. Ved hjelp av en passende størrelse sprøyte og nål, sett inn kanylen i en 30-45 ° vinkel inn tented hud, og injisere stoffet. Injiser parallelt til og bort fra fingrene som holder huden oppover.
    5. Hvis injeksjonen er vellykket, vil en liten hevelse under huden bli sett.
    6. Etter injeksjon, trykk bestemt å forhindre tilbakestrømning av materialet.
  9. Intradermal (ID)
    1. For intradermale injeksjoner, blir dyrene ofte barbert slik at huden kan bli sett.
    2. Beherskelse av dyret for flere intradermale injeksjoner kan være vanskelig. I så fall kan kjemisk sedasjon være nødvendig. Områdene for ID injeksjoner er de samme som for SC.
    3. Sett inn et passende størrelse nål inn i huden på en 15-30 ° vinkel. Nålen vil ikke bli satt inn veldig langt og injeksjonen bør møtes med rebistand.
      1. En alternativ tilnærming er å forsiktig klemme huden ved siden av injeksjonsstedet og stikk nålen på en svært spiss vinkel. Dette er nyttig i mus, siden det hindrer dem fra å bevege seg under innsprøytningsprosessen.
    4. Hvis injeksjonen er vellykket, vil en liten bleb bli sett. Det vil være blekere enn huden rundt.
    5. Etter injeksjon, trykk bestemt å forhindre tilbakestrømning av materialet.
  10. Intravaskulær (IV)
    1. Den venstre og høyre lateral halevenen er den vanligste vaskulær atkomstvei brukt i mus og rotter.
    2. Andre vaskulære atkomstveier er mulig i mus og rotter, men generelt krever sedasjon og post-injeksjon smertelindring.
    3. For en halevenen injeksjon, holde dyret i en Decapicone eller plast gnager restrainer.
    4. Plasser dyrets hale under en lampe, eller på en beskyttet oppvarming enhet. Dette vil fremme vasodilatasjon, noe som åpner for enklere injeksjon.
      1. Ikke overopphetes dyret.
      2. For store hannrotter, kan rengjøring av huden skalaer av halen tillate for bedre visualisering av venen. Rengjøring bør være forsiktig slik at huden ikke blir slitt.
    5. Hold dyrets hale av spissen med den ikke-dominerende hånd. Dette vil rette halen.
    6. Roter halen ¼ slå å plassere halevenen dorsally for enklere injeksjon. Dyret har to laterale halevenen og en ventral hale arterie (Figur 3).
    7. Tilnærming halen med nålen på en 15-20 ° vinkel. Start ved den distale delen av halen.
      1. Venene er grunt og nålen skal ikke settes inn mye utover fas.
      2. Hvis injeksjonen er begynt så distalt som mulig, er det mer uskadet vene for å forsøke injeksjonen bør første prøve mislykkes.
    8. Injisere stoffet. En vellykket injeksjon vil resultere i at materialet går inn i venen utenmotstand og blanchering av halevenen for varigheten av injeksjonen.
      1. Ikke aspirer før injisering, da dette vil kollapse venen.
      2. Milde press på venepunksjon området etter injeksjon vil hindre blødning.
    9. I et mislykket injeksjon, vil materialet ikke strømme lett. I stedet, vil halen huden forvelle eller materialet ikke kan injiseres i det hele tatt.
  11. Intragastrisk administrasjon (oral gavage)
    1. Bare utføre gavage på behersket, våken dyr. Anestesi eller sedasjon øker risikoen for aspirasjon (material utilsiktet kommer ned i lungene).
    2. Velg en passende størrelse peroralt inntak nål for bruk. Disse nålene har ball tips på slutten for å hindre deres passasje inn i luftrøret.
    3. Lengden som trengs kan bestemmes ved å holde den beherskede dyret opp og måle fra munnviken. Ballen spissen av foring nålen skal nå til dyrets siste ribbe (<strong> figur 4). Kanyletykkelse bestemmes av vekten av dyret.
    4. Begrense dyret slik at dens hode og kropp er i en rett, vertikal linje. Dette retter spiserøret, noe som åpner for enklere passering av fôring nål.
    5. Sette ballen nålespissen inn i dyrets munn, over tungen. Når nålen er på plass, ta nålen og sprøyten opp, trykke forsiktig mot ganen, slik at dyrets nese er mot taket.
      1. Hos rotter kan nålen må omdirigeres litt som den passerer på baksiden av halsen. Noen spenning på nålen indikerer behovet for å justere plasseringen
    6. Fortsette å passere nålen inntil den forutbestemte avstand er nådd. Nålen skal gå lett, og dyret skal ikke gispe eller flaskehalser.
    7. Administrer stoffet. Den skal renne inn i magen. Hvis det er motstand eller dyr gisper, choker, eller blir blå, umiddelbart stoppe og fjerne behovetle. Dyr som har aspireres kan kreve eutanasi, avhengig av forbindelsen som administreres.

4. Representant Resultater

Når dyr blir behandlet på riktig måte, det er et minimum av stress for både dyr og handler. Handlers ikke bli bitt eller klort, og dyr blir behandlet humant og kompetent. Forbindelsene administreres via den riktige ruten med minimal skade på vev og så lite ubehag for dyret som mulig.

Hvis etterforskerne er ny på håndtering av dyr, som arbeider med en liten utstoppet dyr kan være nyttig. Det finnes også dyr simulatorer tilgjengelig noen teknikker, for eksempel Koken rotte. For mange etterforskere, er det liten sjanse til å få kjennskap til sprøyter før du jobber med dyr. Et representativt utvalg av en kanyle og sprøyte er illustrert i figur 1A og 1B. Før injeksjon dyr for første gang, detkan være nyttig å øve injisere før du jobber med dyr. Svært fine nåler, som for eksempel 28 og 30 g, er lett å skade. Hvis trekke stoffer fra multi-use hetteglass, bruke en større nål for det formålet, og deretter erstatte det med mindre gauge nål for injeksjon. En burred nål sett i figur 1C. Grunnleggende forholdsregler bør tas når du arbeider med nåler, som ikke recapping brukte sprøyter for hånd. Figur 1D viser en nål recapper i bruk. Dette kan være nyttig for undersøkere som trenger å fjerne nåler til for eksempel, ekspress blod fra en sprøyte uten hemolyse sett når blodet er skjøvet gjennom en nål.

Figurene 2 og 3 illustrerer landemerker for intraabdominal injeksjon og den typiske strukturen av halen, illustrerer de mål for injeksjon. Figur 4 gir eksempler på riktig størrelse av tilførsel med sonde nåler. Gavage nåler bør nå fra munningen av ennimal til rett under det siste ribbeinet.

Figur 1
Figur 1. A) Nål og B) syringe deler, merket. C) Burr på p. skyldes gjentatt plassering av nålen til en multi-hetteglass. D) Nål recapper i bruk.

Figur 2
Figur 2. Kvadrantene av ventrale abdomen. Bare sprøyte inn i de to nederste kvadrantene, fortrinnsvis høyre nedre kvadrant.

Figur 3
Figur 3. Skjematisk av halen i tverrsnitt, som illustrerer forholdet av arteriene og venene til benete og tendenous strukturer.

Figur 4
Figur 4. Gavage nål sizing hos rotter. A) gavage nålen for long. B) Hensiktsmessig størrelse gavage nål. C) gavage nål måling for kort, D) for den siste palpating ribbein å bestemme egnet gavage p.

Mus Rotte
Rute Anbefalt volum Anbefalt gauge og lengde på nål Anbefalt volum Anbefalt gauge og lengde på nål
Intranasalt en 5-25 ul N / A 5-25 ul N / A
Intramuskulær 1,2 0,00005 ml / g <23 g, 0,5 til 0,75 i 0,1 ml / kg <21 g, 0,5 til 0,75 i
Intraperitoneal 1,2 0,02 ml / g <21 g, 0,75 til 1 i 10 ml / kg <21 g, 0,75 til 1 i
Subkutan 1,2 0,01 ml / g <22 g, 0,5 til 1 i 5 ml / kg <22 g, 0,5 til 1 i
Intradermal en 0,05-0,1 ml <26 g, 0,5 i 0,05-0,1 ml <26 g, 0,5 i
Intravenøs 1,2 0.005 ml / g -0.025 ml / g * <25 g, 0,75 til 1 i 5 ml/kg-20 ml / kg * <23 g, 0,75 til 1 i
Oral sonde 1,2 0,01 ml / g 20-22 g fôring nål 5-10 ml / kg 16-20 g fôring nål

* Det første nummeret er volumet gitt som en intravenøs bolus over ca 1 minutt. Den andre er volumet som kan gis som en langsom infusjon over 5-10 minutter.

Discussion

Denne protokollen skal bli sett på som en introduksjon til dyr håndtering og substans administrasjon ment å supplere hands-on opplæring på forskerens anlegget. Hjelp av tilbakeholdenhet som vil bli brukt og rutene for stoffet administrasjonen bør vurderes i den eksperimentelle design og når forskningsprotokollen eller komité protokollen er skrevet.

Opplæring i dyre-relaterte prosedyrer er avgjørende for å lykkes med forskning. Å utføre de fleste eksperimenter, må dyrene håndteres av forskere, og jo bedre dyret håndtering, mindre stresset dyret tre. Venne dyrene til milde menneskelig kontakt kan redusere stress og gjøre dyr mer medgjørlig forsøkspersoner 4,5. Håndtering stress har blitt vist å påvirke noen typer forskning 6 og det er mulig at det kan påvirke andre også. Beherskelse av gnagere må gjøres med forsiktig, men fast håndtering (en tentativgrep vil sannsynligvis resultere i skade på gnagere og handler) og skal være for kortest praktisk. Restraint metoder er vanligvis valgt basert på størrelsen på dyret eller tilgangen søkes. For eksempel, håndtering voksne rotter av scruff, selv om mulig, blir ofte møtt med sterk motstand ved rotte, spesielt hvis behandleren er uerfarne. Holde en mus eller rotte for hånd kan gjøre tilgang til halevenen vanskelig og en tilbakeholdenhet enheten er ofte valgt for å holde dyret så stille som mulig.

Når forskerne håndtere dyr, er de ofte søker å administrere en forbindelse eller biologisk for videre studier. Administreringsmåten av stoffer kan påvirke absorpsjon, biotilgjengelighet og egnethet for et spesielt eksperiment. Fortrolighet med ulike rutene skal gi forskere med evne til å forvalte sine midler på en best mulig måte for sin forskning. For eksempel, en rute som fremmer rask absorpsjon av et stoff, Slik som intravenøs eller intraperitoneal, bør ikke brukes hvis man ønsker å administrere stoffet i en langsommere virkende måte. Nylige vurderinger av noen av disse teknikkene og hensyn til volum, utstyr og oppløst stoff kan finnes i to artikler av Turner et al. 1,7

Når stoffene er skal administreres til laboratoriet gnagere, bør det tas hensyn til riktig størrelse av utstyr og volum av substans (skissert i tabell 1). Feil størrelse utstyr eller store mengder kan føre til ubehag, skade eller død av dyret. Vanligvis stoffer administreres parenteralt er sterile, bortsett fra når forskningsmål ville gjøre dette umulig (dvs. bakterielle undersøkelser). Forbindelser og Biologicals bør være i et oppløst stoff eller kjøretøy som vil ha den minste virkning på dyret. En fysiologisk pH (7,3 -7,4) er generelt godt akseptert, spesielt for subkutan, intramuskulær, og intraperitoneal ruter. Non-fysiologiske pH i stoffer administreres av disse rutene kan resultere i smerte eller nekrose og vevsskade. Større områder av pH tolereres med intragastrisk og intravenøs ruter 7. I små gnagere, er en annen viktig betraktning muligheten av chilling hvis store mengder romtemperert fluider er gitt. Hvis væsker blir administrert intravenøst ​​eller intraperitonealt, spesielt i støtte av en syk dyr, bør de oppvarmes til kroppstemperatur (37 ° C).

Rutene for administrasjonen omtalt i denne protokollen er de som vanligvis brukes i mange forskningsprogrammer, er enkle å mestre, og trenger som regel ikke anestesi. En nesten uendelig rekke av administrasjonsveier er mulig, men inklusive intrakraniell, intratekal, epidural, intratrakeal, intraossøs, og intraartikulær å nevne noen. Opplæring i disse spesialiserte administrasjonsmåter må innhentes fra folk who har lang erfaring med ruten og gode resultater.

I gnagere er intranasal ruten vanligvis brukes til å studere stoffer introdusert til lungene via en mer "naturlig"; metode enn intratrakeal instillasjon. Mus og rotter er obligate nese-breathers, så inducing dem å innhalere svært små mengder væske er ikke vanskelig, selv i bevisste dyr. Siden neseslimhinnen er godt utstyrt med blodkar, intranasal administrasjon av noen stoffer kan være lik til intravenøs administrering. Denne ruten er ikke anbefalt til dyr med rhinitt, men som det kan kompromittere absorpsjon. Forsøk på å administrere store mengder av den intranasale rute kan føre dyspné eller drukning av dyret.

Intramuskulære injeksjoner gi rask absorpsjon av stoffer. Intramuskulære injeksjoner kan være utfordrende i rotter og mus på grunn av sin lille størrelse og tilsvarende små muskler. De er utført i bakbenets. På grunn av potensialet for skade av sciatic nerve, er quadriceps femoris muskelen av valget.

Selv om både subkutan og intradermale ruter involverer hud, er det forskjeller mellom biotilgjengeligheten av stoffer plassert i huden vs underhuden. Subkutan administrasjon er ofte betraktet som en "deponering" rute, med langsommere absorpsjon enn andre ruter, for eksempel intravenøs eller intraperitoneal. Intradermal administrasjon brukes for svært små mengder stoffer, typisk immunostimulatory stoffer som adjuvans-antigen-blandinger. I begge tilfeller bør stoffene administreres være av fysiologisk pH og ikke-irriterende. Intradermal eller subkutane injeksjoner bør ikke utføres i Scruff, siden dette er et vanlig sted for å temme de gnager.

Intravenøs og intraperitoneal administrasjon blir ofte sett tilsvarende i gnagere. Intravenøse dosering gi mer rapid opptak av forbindelser, men mens intraperitoneal administrering bør vurderes tilsvarer oral administrering åtte. Forsiktighet bør tas med forbindelser administrert intraperitonealt som de kan forårsake smerte hvis feil bufret. Den vanlige ruten for intravenøs bolus administrasjon hos gnagere er via halevenen. Ved kronisk intravenøs administrasjon av et stoff er ønskelig, bør implantasjon av venøst ​​eller arterielt kanyler overveies. Stoffer administrert intravenøst ​​skal leveres aseptisk og bør bli vist å være trygt å administrere intravenøst. For eksempel stoffer som kan indusere hemolyse, blodpropp, eller vaskulitt er ikke egnet for intravenøs administrasjon.

Den intragastrisk eller muntlig gavage rute er ofte brukt til å etterligne et vanlig dosering rute hos mennesker. Det gjør det også for presis dosering av stoffer i forhold til oral administrasjon gjennom mat eller vann. Biotilgjengeligheten av forbindelseneadministrert via gavage vil variere basert på innmatede / fastende av dyret, samt oppløste eller kjøretøy av forbindelsen eller biologisk. Gavage eller fôring nåler bør være av passende størrelse for dyret som brukes, og må rengjøres mellom dyr, hvis engangs tilførsel med sonde nåler er ikke praktisk. Skader forårsaket ved gavage er ikke uvanlig, og er avsetning av stoffet inn i lungene eller ruptur av magen eller spiserøret. Trening skal overvåkes av en erfaren fest og foretatt på euthanized dyr først, deretter bedøvede dyr (som vil bli avlivet) før gavage på våken dyr er forsøkt. Første tilførsel med sonde forsøk på våken dyr bør innebære gjennomsnittlig størrelse dyr og små volumer av et stoff, for eksempel saltvann, som ikke vil forårsake skade hvis prosedyren går galt. Dyr bør nøye vurderes for tegn på stress, for eksempel gisper, blir blå, blødning, eller overflødig spytt, etter gavage og avlives om nødvendig. Hvis euthanasia kreves, dyret bør obdusert for å bestemme hvorfor gavage prosedyren mislyktes.

Disclosures

Forfatterne er ansatt i Charles River.

Acknowledgments

Forskningen som presenteres her ble støttet av Charles River.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Needles Various Various Needles are sold by both gauge and length. Check both before ordering.
Syringes Various Various Always choose an appropriate size for the volume to be administered.
DecapiCones Braintree Scientific DC-200, DCL-120, MDC-200 Available in mouse and rat sizes.
Rodent restrainer Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, others Available in clear Plexiglas, adjustable plastic, and sized for mice and rats.
50 ml conical tube Various
Feeding needles VWR, Popper and Sons Various Fit the needle gauge and length to the animals as described above. Both disposable and reusable feeding needles are available.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. JAALAS. 50, 600-613 (2011).
  2. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  3. Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).
  4. Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans. Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).
  5. Cloutier, S., Newberry, R. C. Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats. Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).
  6. Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic. Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).
  7. Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. JAALAS. 50, 614-627 (2011).
  8. Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. The route of absorption of intraperitoneally administered compounds. J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).
  9. AALAS. Laboratory Mouse Handbook. AALAS. (2009).
  10. AALAS. LAT Training Manual. AALAS. (2009).
  11. AALAS. LATg Training Manual. AALAS. (2009).
  12. Barnett, S. W. Manual of Animal Technology. Wiley-Blackwell. 440 (2007).
  13. Baumans, V., Pekow, C. A. Handbook of Laboratory Animal Science. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).
  14. Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. Laboratory Mouse Procedural Techniques. CRC Press. (2011).
  15. Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. The Laboratory Mouse. CRC Press. (2000).
  16. Sharp, P. E., La Regina, M. C. The Laboratory Rat. CRC Press. (1998).

Comments

7 Comments

  1. Hi,
    What is the possibility that I could request a DVD of the mouse handling training video. I will use it for training purposes at uconn.
    Thank you
    Janet

    Reply
    Posted by: Janet T.
    October 25, 2012 - 8:17 AM
  2. Hello Janet,

    Thank for viewing the video article and we're delighted to hear you found it to be helpful.

    Our goal is to provide the video via joVE so it can be accessed from any site as needed. You can certainly link directly to the article for your internal trianing needs, but at this time we are not offering the video in other formats including DVD/CD. If that changes, I have your contact inforamation and will follow up with you.

    Regards

    Elton

    Reply
    Posted by: Elton M.
    October 26, 2012 - 12:35 PM
  3. This video is a great tool for the training of technicians and graduate students. It is accessible and easy to follow for people that are more comfortable with visual training.

    Reply
    Posted by: Rana S.
    January 30, 2014 - 1:25 PM
  4. I can not download this video what is the problem ?

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:28 AM
  5. please send me this video to my email .i can not download it

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:29 AM
  6. How do i download the video?It is great for teaching purposes.

    Reply
    Posted by: Dotte Chegu A.
    September 12, 2014 - 3:39 AM
  7. Hi,
    I have seen your video administration in rodents by different routes and handling. Really, I found it very useful in my work and thanks a lot. In the video you have shown administration for all the routes except Intra-articular route. Intra-articular drug injection is very important for my studies could you please update that video also. It would be very helpful for me.

    Thanks and regards
    Mukesh Dhanka

    Reply
    Posted by: Mukesh D.
    September 9, 2016 - 10:21 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics