Функциональная оценка моторики кишечника и воспаление стенки кишечника у грызунов: Анализы в стандартной модели Кишечные Манипуляции

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Послеоперационная кишечная непроходимость (POI) является осложнением абдоминальной хирургии приводит к увеличению заболеваемости и длительного пребывания в больнице. Потому профилактических или терапевтических стратегий не хватает активизировались исследования необходимы. Поэтому мы установили стандартизированных и возможности мышь модель для изучения патофизиологии POI и изучить потенциальные терапевтические возможности.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Vilz, T. O., Overhaus, M., Stoffels, B., Websky, M. v., Kalff, J. C., Wehner, S. Functional Assessment of Intestinal Motility and Gut Wall Inflammation in Rodents: Analyses in a Standardized Model of Intestinal Manipulation. J. Vis. Exp. (67), e4086, doi:10.3791/4086 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Воспаление желудочно-кишечного тракта является общей причиной различных заболеваний человека. Исследования на животных моделях имеют решающее значение в расследовании комплекс клеточных и молекулярных кишечной патологии. Хотя слизистой оболочки часто является органом интерес во многих воспалительных заболеваний, последние работы показали, что мышечной наружная (ME) также высоко иммунокомпетентных орган, который таит в себе густую сеть резидентов иммуноцитов. 1,2 Эти работы были выполнены в рамках стандартизированного Модель кишечного манипуляции (IM), что приводит к воспалению стенки кишечника, в основном, ограничивается ME. Клинически это воспаление приводит к длительной кишечной моторики, известный как послеоперационная кишечная непроходимость (POI), который является частым и неизбежных осложнений после абдоминальной хирургии. 3 воспаление характеризуется освобождением провоспалительных медиаторов, таких как IL-6 4 или IL-1β или тормозных нейромедиаторов как нитриС азота (NO) 5. Впоследствии огромное количество иммуноцитов вытекать из сосудов в ткань в ME, преобладают полиморфноядерные нейтрофилы (ПМН) и моноцитов и, наконец, сохранить POI. 2 длятся по нескольку дней, это кишечная паралич приводит к увеличению риска аспирации, бактериальная транслокация и инфекционных осложнений до сепсиса и несколько органной недостаточности и приводит к высоким экономическим бременем 6.

В этой рукописи мы демонстрируем стандартизированной модели IM и в естественных условиях оценка желудочно-кишечный тракт (ЖКТ) и толстой транзита. Кроме того мы демонстрируем метод для разделения меня от слизистой оболочки следует иммунологического анализа, которая имеет решающее значение для различия между воспалительной реакции в эти оба очень иммуноактивные отсеков стенки кишечника. Все анализы легко переносятся на любой другой модели исследования, затрагивающие желудочно-кишечного функции.

Protocol

1. Животные

Мужской C57BL6 / J мышей со средним весом 25 г были получены от Harlan Винкельман (Borchen, Германия). Все эксперименты проводились в соответствии с федеральным законом о защите животных. Принципы ухода за животными лаборатории были соблюдены. Животные находились на 12-часа цикле свет / темнота и при условии, имеющиеся в продаже грызунов и водопроводной воды вволю. Животные должны быть размещены не позднее 7 дней после прибытия животных объекта до экспериментов. Заметим, что все эксперименты могут быть легко адаптированы для крыс или других видов и с небольшими изменениями в больших моделях животных.

2. Оперативные процедуры

  1. Анестезия индуцируется и поддерживается изофлураном (Abbott, Висбаден, Германия) в кислороде. После наступления анестезии животных месте в лежачем положении и закрепите конечностей с помощью клейкой ленты (Leukosilk, Beiersdorf, Гамбург, Германия). После бритья и хирургической дезинфекции брюшной стенки срединная лапаротомия выполняется на длину 2 сантиметра. Введите в брюшную полость через разрез вдоль белой линии. Поместите два стерильных втягивающих держать открытым животом. Осторожно eventerate тонкой кишки слева и поместите его на мокрой марлей хлопка.
  2. Эвакуировать весь просвет тонкой кишки содержимое с двумя влажной стерильной ватой и аппликаторы (увечья, Neunkirchen, Германия) одновременно прокатки аппликатор от привратника до слепой кишки. ВНИМАНИЕ: Не кровоизлияния малого стенки кишечника или поражениями кишечника сосудов. Положить кишки обратно в брюшную пещеру без перекручивания для предотвращения ишемии или механическая обструкция и закрыть разрез брюшной стенки с использованием двух слоев непрерывный 5/0 полиамида, не рассасывающиеся нити (Ethicon, Нордерштедт, Германия).

3. Ведение послеоперационного периода

  1. После процедуры поместить животное под нагревательную лампу, observiнг, пока она оправилась от наркоза. Наведите обратно в свою клетку и разрешить доступ к воде и пище. Благодаря свойству опиоидов повлиять на перистальтику, мы выполняем периоперационной аналгезии с НПВП (например, метамизол) в питьевой воде.

4. Функциональные исследования через 24 часа после IM

  1. Желудочно-кишечный тракт (ЖКТ)
    1. Анестезию мышей немного изофлураном в кислороде 22,5 ч после ИМ. Осторожно hyperextend глава мыши и вытащить язык с тупым пинцетом. Заполнить 1 мл шприц с по крайней мере 100 мкл флуоресцеин-меченого декстрана (FITC-декстрана, 70000 МВт, Sigma Aldrich, Taufkirchen, Германия), подключите его к артериального катетера (Выгон, Ecouen, Франция) и осторожно вставьте катетер желудочный зонд в желудок.
    2. Коротко вводят 100 мкл FITC-декстрана и вытащить катетер. Пусть животное бодрствует и подождите 90 мин. В течение этого времени мышам доступ к пище и воде. </ Li>
    3. Подготовка пятнадцать 2 мл спиннинг труб и обозначить их последовательно.
    4. Усыпить мышей через 90 мин после введения через зонд и удалить весь желудочно-кишечный тракт от желудка к прямой кишке. Поместите кишечника на полистирол площадку и избежать растяжения. CAVE: Очень важно, чтобы удалить кишечник осторожно, чтобы избежать смещения жидких FITC-декстрана в соседний сегмент. Для начала было бы полезно использовать клипы в начале и в конце каждого сегмента.
    5. Измерьте всей длине тонкой кишки и полная длина толстой кишки. Разделите тонкой кишки на 10 равных размеров сегментов, закрепив его до полистирола площадку с канюль. Разделите толстой кишки на 3 сегмента. Вы подготовили 15 сегментов (желудок № 1), десять одинаковых по размеру небольших сегментов кишечника (# 2-11), слепой кишки (# 12) и три 3 одинаковых по размеру сегментов толстой (# 13-15).
    6. Разрез кишечника в отмеченных позиций, захватить его пинцетом и промойте их один раз с 1,0 мл KHB в заранее подготовленные KHB containiнг 2,0 мл трубки и вихрь энергично в течение 20 сек. Желудка и слепой кишки располагаются непосредственно и сократить в подготовленном труб. Заполните эти трубки с 1,0 мл KHB, таким образом, промывка следы просвета содержимое из ножниц в трубах.
    7. Центрифуга зондов при 12000 RCF в течение 5 мин при комнатной температуре в центрифуге верхней таблице. Во время центрифугирования подготовить еще 15 пронумерованных пробирки на 1,5 мл.
    8. Передача четкого супернатантов в новой трубки 1,5 мл и хранят в темноте при 4 ° С до анализа (следующий шаг). Зонды могут быть сохранены в течение нескольких дней при температуре 4 ° C без значительных потерь FITC сигнала. Для более длительного хранения добавляют 0,09% натрия азид-магазине или при <-18 ° C.
    9. Внесите 100 мкл Duplets из супернатантов на черный 96-луночный планшет (Greiner Bio One, Frickenhausen, Германия). Внесите два 100 мкл образцов KHB как пустые.
    10. Читайте пластины в Флюориметры (Сафир, Tecan, Crailsheim, Германия) и количественно fluorescencе при 494 нм (поглощение) / 521 нм (излучение) длин волн. Вычтите пустые значения из образцов.
    11. Рассчитать геометрический центр (GC) из FITC-декстрана распределения, которая на самом деле центр тяжести распределения маркер, по следующей формуле: GC = Σ (% от общего числа флуоресцентного сигнала в сегменте * номер сегмента) / 100

    Примечание: Умножая процент флуоресценции каждого сегмента с ее номер сегмента среднее взвешенное распределение маркеров в кишечнике оценивается. Эта точка находится под влиянием как распределение и расстояние, пройденное маркер, но не несет никакой конкретной исходного распределения. 7 рассчитывается GC значение часто представляют в сочетании с график распределения ФИТЦ декстрана на желудочно-кишечный тракт (рис. 1А).

  2. Кишечное транзитных
    1. Мышь должна быть слабой анестезии isoflurане 2% кислорода. ВНИМАНИЕ: Убедитесь, что животное проснется в течение 40 сек.
    2. Тщательно осмотрите толстого проходимости, вставив свищ зонда (металлический стержень, диаметром 2 мм) через анус в толстую кишку.
    3. Использование свища зонд продвижения 2 мм стеклянный шарик 3 см в прямую кишку и вытащить зонд немедленно. Наведите в прозрачную клетку и начать измерения времени после свища зонд вышел из толстой кишки. Следите, чтобы мыши и остановить время непосредственно после стеклянный шар стал выводятся из организма.

5. Гистохимические анализ единичных экземплярах ME

  1. Midjejunal сегменты, вырезанные из кишечника и погружали в холодную KHB в Sylgard заполненные блюдо.
  2. Брыжейка закреплен на блюдо с иглами 0,2 мм насекомых (Fine Инструменты наук, Гейдельберг, Германия).
  3. Разрезать вдоль сегмента брыжеечной границе и растянуть на ~ 120% его длины и ширины. Завершение фиксации с насекомымиконтакты на противоположной брыжейки. Промыть тщательно Sylgard блюдо со свежим KHB холодный лед, тем самым сбрасывать все содержимое просвета.
    ME теперь можно механически отделить от слизистой оболочки, начиная от брыжейки. В ходе подготовки заменить свежей охлажденной KHB несколько раз.
  4. Отдельно слизистой оболочки может быть ударных замораживали в жидком азоте для дальнейшего анализа или отбрасываются.
  5. Исправить изолированные ME целые горы со 100% этанола в течение 10 мин при комнатной температуре.
    Вымойте все крепления в три раза использованием охлажденной KHB. Примечание: другие фиксаторы (т.е. 4% формальдегида, уксусной кислоты, ацетона) также может быть использована после проверки его совместимости с последующим анализом.
  6. ME тотальных готовы к дальнейшему гистохимических или immunhistochemical окрашивания:
  1. Гистохимия: миелопероксидазы (МПО) окрашивания
    Проникли PMNs может быть рассмотрен следующий протокол окрашивания MPO.
    1. Решите 10 мг HАнкер Yates реагента (Polyscience Европе, Eppelheim, Германия) в 10 KHB мл и добавляют 100 мкл 3% H 2 O 2. Приготовьте раствор свежей непосредственно перед использованием и не использовать повторно.
    2. Инкубируйте тотальных в течение 10 мин при комнатной температуре.
    3. Промыть образцов широко холодной KHB и инкубировать в течение 10 мин.
    4. Установите образцов в водном монтаж среды (Акватек, Merck, Дармштадт, Германия) После сушки в течение 2 часов анализировать слайды под световым микроскопом.
    5. Граф количество клеток в 5 случайно выбранных полей и вычислить, как MPO-положительных клеток / мм 2.
  2. Иммуногистохимического окрашивания:
    Соответственно в гистохимических окрашивания МПО, иммуногистохимического окрашивания всей крепления могут быть выполнены. В принципе, ваши установленные протоколы иммуногистохимического окрашивания культур клеток или тканей кусочки могут быть легко адаптированы к целому окрашивания горе. Тем не менее, оптимизация процедур для конкретных борьбеорганов настоятельно рекомендуют.
    1. Вырезать образцы в 5 х 5 штук мм и выполнить окрашивание в 2,0 мл круглые трубы центрифуги дна в ~ 150 мкл - 200 мкл раствора антител.
    2. Фиксация и блокирование процедуры (т.е. 3% BSA в PBS в течение 1 часа при комнатной температуре) может быть выполнена в "Sylgard блюдо".
    3. Стиральные шаги в PBS или другие буферы могут быть выполнены в 12-луночных планшетах.
    4. Перенесите. Образцы тщательно с острым пинцетом между окрашивание труб и промывка пластин.
    5. После окончательной промывки крепления образцов в анти-выцветанию монтажа среду с крышкой промахи и проанализировать с помощью флуоресцентного микроскопа.

6. Органной культуры ME

  1. Весь тонкой кишки иссекают через 24 часа после IM и помещают в холодную KHB, содержащих 200 ЕД / мл пенициллина G и 100 мкг / мл стрептомицина (KHB + P / S).
  2. Сокращение кишечника на 3 см длиной и пин-код каждого сегмента до Sylgard содержащие GLAсс блюдо.
  3. Удалить брыжейки с мелкими ножницами и ускользнуть кишечника на вязальную спицу.
  4. Аккуратно надрезать ME с острым пинцетом и лишить ее от подслизистой помощью влажного аппликатора хлопка. Слизистой оболочки остается на спицу и может быть быстро замораживают для дальнейшего расследования. ME собираются в холодных KHB + P / S.
  5. Вырезать изолированные ME полосы на мелкие кусочки 2 - 4 мм длиной и инкубировать ее в ледяную KHB + P / S на полчаса и смыть образца в несколько раз.
  6. Передача примерно 50-60 мг ME (по крайней мере половина ME одного тонкого кишечника) в стерильных 24-луночный планшет, содержащий 500 мкл Дульбекко с Изменено Eagle среде (DMEM).
  7. Инкубировать при температуре 37 ° С и 5% СО 2 в течение дополнительных 24 часов.
  8. Осмотрите клеточных культур для бактериального или грибкового загрязнения под микроскопом.
  9. Сбор супернатант, спин вниз в течение 5 мин при 1000 RCF и оснастки замораживание в жидком азоте. Между тем промокните насухо MUSCле ткани на чистую ткань в течение 30 сек и вес.
  10. Супернатанты могут быть использованы для последующего анализа выпустила цитокинов (IL-6) с помощью ИФА или других метаболитов (например, нитриты) в надосадочной, следуя инструкции производителя.
  11. Нормализация измеренные концентрации по весу ME ткани.

7. Представитель Результаты

  1. Функциональные исследования
    Наиболее важным параметром для оценки тяжести POI это исследование желудочно-кишечного тракта в естественных условиях. Рис. 1А демонстрирует типичное распределение FITC декстрана вдоль желудочно-кишечного тракта в необработанных контрольных и кишечно манипулировать мышей через 24 часа после операции. "Шам работать" животных показали нормальную желудочно-кишечного тракта с расчетным геометрическим центром (GC) в слепой кишке в то время как IM привело к значительной задержке ЖКТ в проксимальной тощей кишки (рис. 1б)
    Моторику толстой кишки было сосредоточено на отдельно путем измерения выделения времени мяч OFA 2 мм стеклянный шар. Sham работать мышах показывают, выделения времени из 48 - 200 сек, а IM привело к длительному времени экскреции между 470 - 775 сек (рис. 1С).
  2. Морфологических исследований
    Для описания воспалительных распространяется в меня несколько фенотипов лейкоциты могут быть проанализированы с помощью гистохимия или иммуногистохимии. На рисунке 2A + B низкое присутствие PMNs в "фиктивный работать" животных наблюдалось (39 ± 7 клеток / мм 2). IM тонкой кишки привело к сильной инфильтрации ПМН (660 ± 86 клеток / мм 2) по сравнению с мнимым управлением мышей
  3. ME органной культуры
    Многие медиаторы воспаления освобожденные из клеток, которые трудно обнаружить в тканях лизатов. Органной культуры позволяют выявлять освобожденных посредников в супернатант культуры. Представитель посредника в POI НЕТ, которая является как основным тормозным нейромедиатором в желудочно-кишечном тракте 5.
    NO не могли быть обнаружены в ME органа культуртуры супернатантах неоперированных контрольных животных (5 ± 6 мкм / 24 часа / мг ткани). В мнимого управлением (лапаротомия) мышей базального NO уровня 53 ± 36 мкм / 24 ч / мг ткани не наблюдается. ME культур кишечно манипулировать (собрано 24 часа после операции) мышей производят значительно больше НЕТ (2254 ± 853 мкмоль / 24 ч / мг ткани) в течение 24 часов органной культуры ME (рис. 3).

Рисунок 1
Рисунок 1. Влияние IM на ЖКТ (A + B) и толстой транзита (C) GIT измерялась как процент нерассасывающийся флуоресцеин-меченого декстрана в 15-кишечного сегмента желудка (STO), тонкой кишки (SI 1-9 ), слепой кишки (ЦИК) и толстой кишки (Co) -90 мин после перорального приема. Кишечное транзита измеряется как время от вытягивания свища зонд до выделения 2 мм, стеклянная бусина. (A) Желудочно-кишечный распределения флуоресцеина изотиоцианат-Dexпереход после мнимого операции или IM. В мнимого оперированных животных большинстве маркер находится в слепой кишке и проксимальных толстой кишки по сравнению с проксимальной тощей место в манипулировал животных. Пунктирные линии показывают, рассчитанные GC. (B) Расчет GC показали длительные желудочно-кишечного время транзита через IM. (C) Кишечное транзитное время показало значительные задержки в IM мышей по сравнению с мнимым оперированных животных. GC для 15 кишечного сегмента отображается в виде среднего (n = 5). Кишечное время транзита были показаны значит все индивидуальные значения (n = 6). = *** Р <0,001, Стьюдента-тест.

Рисунок 2
Рисунок 2. Обнаружение МПО положительных клеток в тонкой кишке ME. (A) ME тотальных окрашивали реагентом Hanker Yates для обнаружения МПО положительные PMN 24 часов после лапаротомии (обман) или IM процедуры. (B) Количественная МПО положительных клеток в течение 5 случайно выбранных полях на мышь. п = 6nimals в группе. = *** Р <0,001, Стьюдента-тест.

Рисунок 3
Рисунок 3. НЕТ производство в культуре супернатантов ME. Мышцы образцов из неоперированных управления, обман эксплуатации и IM мышей были взяты 24 часов после операции и культивировали в течение 24 часов. Необработанные мышах показали только очень низкие базальные производство NO. После лапаротомии NO освобождения увеличивается без измерения существенных различий между контрольной группой и фиктивных управлением мышей. Через 24 часа после IM NO производства резко возросла по сравнению с необработанными или фиктивных управлением мышей. п = 5 животных в группе. = *** Р <0,001, 1 дисперсионного анализа.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Сравнительное исследование анализом различных уровней IM (небольшие эвентрация кишечника в течение 10 мин по сравнению с нежно осмотр тонкой кишки с помощью двух аппликаторов хлопка по сравнению с IM с эвакуацией небольшого содержания кишечника в слепой кишке) показали корреляцию между степенью хирургических манипуляций и POI. По сравнению с другими группами IM показал высокое количество лейкоцитов в ME (PNMS, макрофаги и тучные клетки), в результате длительной и тяжелой POI 8..

При создании модели IM, стандартизированная работа и сила кишечника манипуляции важных шагов. Прикосновение к брыжейке во время этой процедуры должно быть строго избегать, чтобы предотвратить кровоизлияния. Недостаточная прочность во время чата приведет к отсутствию небольшие растяжения кишечника. IM техника и сила колеблется между различными хирурги могут приводит к значительному изменению POI возникновения. Тот же оператор должен управлять всеми животными в одном эксперименте.

Анализируя желудочно-кишечного тракта и толстой транзита в естественных условиях имеет решающее значение и должна быть выполнена тщательно. Каждое животное должно быть размещены в ходе процедуры в темных клетках и в тихой комнате. Животные должны быть размещены не позднее 7 дней после прибытия в животном средство для адепта для окружающей среды (пища, вода, комнаты, светлый темный циклы, иммунологические условия). Измерение как, желудочно-кишечного тракта и толстой транзита, позволяет также проводить различие между воспаления кишечника и паралича в обработанных и необработанных областях. 9 Другое сложного метода в естественных условиях записей моторики у бодрствующих грызунов была описана Konigsrainer и соавт. 10 с использованием тензометрических преобразователи размещены на животе, тощей кишки и толстой кишки. Большим преимуществом этого метода является то, что подвижность нарушения могут рассматриваться независимо друг от друга и постоянно в разных частях желудочно-кишечного тракта и того же животного в последующие дни. Однако производство straiп калибровочных датчиков и необходимые операции по вживлению них являются сложными по сравнению с ЖКТ.

В POI, распространение кишечных паралич известен как желудочно-кишечные полевого 11. Предыдущей работе нашей группы показывает, за счет использования современных методов, что иммуноцитов от кишечно манипулировать тонкой кишки распространять unmanipulated толстой кишки 12.

Хирургическая процедура не должна приводить к смерти или серьезным осложнением (например, кровотечение или перитонит). Измерение ЖКТ и PMN инфильтраты в ME тотальных показывает, что IM является высокая воспроизводимость и возможно модель, чтобы побудить POI у грызунов.

Фиксация и миелопероксидазы окрашивания должна быть выполнена сразу после извлечения органов. Более длительного хранения образцов в водном результатов буфера в элюирования миелопероксидазы из ткани.

Измерение оксида азота является одним из примеров меняdiator освобождение от органной культуры: Как было показано выше кишечного манипуляции привели к регуляции Inos в макрофагах ME, ведущие к чрезмерному освобождение NO и нарушения моторики кишечника 5 By измерения концентрации NO в надосадочной культурного ME заявлением о. воспалительные степени или эффективности терапии возможно. Несколько других молекул (IL-6, TNF-альфа и т.д.) могут быть легко рассмотрены в супернатантах культуре ткани классические ИФА или мультиплекс подходы, такие как иммуноферментный Luminex Multiplex 13 (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA).

Таким образом, IM является надежным и ценным воспаление модели вызывающие кишечника и последующее нарушение моторики. Простое механическое разделение ME и слизистой оболочки позволяет исследователям различать эффект в обоих отсеках стенки кишечника, что представляет большой интерес, так как кишечная ME было показано, что это очень иммунологических активной ткани. В естественных условиях анализа желудочно-кишечного тракта и толстой транзит был разработан как золотые стандарты в обнаружении и количественной оценки кишечные расстройства моторики.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Нет конфликта интересов объявлены.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана грантами от Deutsche Forschungsgemeinschaft (KA1270/3-1/2) и BONFOR (O-112,0040).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ethilon 5/0 Ethicon 1666H
Cotton applicators MaiMed 71010
arterial catheter Vygon 115-798
96 well plate (black) Greiner Bio One 655096
glass ball (2 mm diameter) Worf available on request
Insect pins Fine Science Tools 26000-25
Hanker Yates Reagent Polyscience 560694
Aquatek Merck HC109850
DMEM Lonza BE12-604 F
FITC-dextran (MW 70000) Sigma Aldrich 46945-500MG-F

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wehner, S., Behrendt, F. F., Lyutenski, B. N., Lysson, M., Bauer, A. J., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of macrophage function prevents intestinal inflammation and postoperative ileus in rodents. Gut. 56, 176-185 (2007).
  2. Kalff, J. C., Schwarz, N. T., Walgenbach, K. J., Schraut, W. H., Bauer, A. J. Leukocytes of the intestinal muscularis: their phenotype and isolation. J. Leukoc. Biol. 63, 683-691 (1998).
  3. Kehlet, H. Postoperative ileus. Gut. 47, Suppl 4. iv85-iv86 (2000).
  4. Wehner, S., Schwarz, N. T., Hundsdoerfer, R., Hierholzer, C., Tweardy, D. J., Billiar, T. R., Bauer, A. J., Kalff, J. C. Induction of IL-6 within the rodent intestinal muscularis after intestinal surgical stress. Surgery. 137, 436-446 (2005).
  5. Kalff, J. C., Schraut, W. H., Billiar, T. R., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Role of inducible nitric oxide synthase in postoperative intestinal smooth muscle dysfunction in rodents. Gastroenterology. 118, 316-327 (2000).
  6. Iyer, S., Saunders, W. B., Stemkowski, S. Economic burden of postoperative ileus associated with colectomy in the United States. J. Manag. Care Pharm. 15, 485-494 (2009).
  7. Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. Accurate measurement of intestinal transit in the rat. J. Pharmacol. Methods. 6, 211-217 (1981).
  8. Kalff, J. C., Schraut, W. H., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Surgical manipulation of the gut elicits an intestinal muscularis inflammatory response resulting in postsurgical ileus. Ann. Surg. 228, 652-663 (1998).
  9. Wehner, S., Straesser, S., Vilz, T. O., Pantelis, D., Sielecki, T., de lC, V., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of p38 mitogen-activated protein kinase pathway as prophylaxis of postoperative ileus in mice. Gastroenterology. 136, 619-629 (2009).
  10. Konigsrainer, I., Turck, M. H., Eisner, F., Meile, T., Hoffmann, J., Kuper, M., Zieker, D., Glatzle, J. The Gut is not only the Target but a Source of Inflammatory Mediators Inhibiting Gastrointestinal Motility During Sepsis. Cell Physiol. Biochem. 28, 753-760 (2011).
  11. Schwarz, N. T., Kalff, J. C., Turler, A., Speidel, N., Grandis, J. R., Billiar, T. R., Bauer, A. J. Selective jejunal manipulation causes postoperative pan-enteric inflammation and dysmotility. Gastroenterology. 26, 159-169 (2004).
  12. Engel, D. R., Koscielny, A., Wehner, S., Maurer, J., Schiwon, M., Franken, L., Schumak, B., Limmer, A., Sparwasser, T., Hirner, A. T helper type 1 memory cells disseminate postoperative ileus over the entire intestinal tract. Nat. Med. (2010).
  13. Stoffels, B., Schmidt, J., Nakao, A., Nazir, A., Chanthaphavong, R. S., Bauer, A. J. Role of interleukin 10 in murine postoperative ileus. Gut. 58, 648-660 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics