Functional Assessment of tarmmotilitet og tarmvæggen Inflammation i Gnavere: Analyser i en standardiseret model af Intestinal Manipulation

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Postoperativ ileus (POI) er en komplikation af abdominal kirurgi fører til øget sygelighed og en forlænget sygehusophold. Fordi profylaktiske eller terapeutiske strategier mangler intensiveret forskning er nødvendig. Derfor har vi etableret et standardiseret og muligt musemodel til at undersøge patofysiologien af ​​POI og til at studere potentielle terapeutiske muligheder.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Vilz, T. O., Overhaus, M., Stoffels, B., Websky, M. v., Kalff, J. C., Wehner, S. Functional Assessment of Intestinal Motility and Gut Wall Inflammation in Rodents: Analyses in a Standardized Model of Intestinal Manipulation. J. Vis. Exp. (67), e4086, doi:10.3791/4086 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Betændelse i mave-tarmkanalen er en almindelig årsag til en række humane sygdomme. Animal forskning modeller er kritisk at undersøge det komplekse cellulære og molekylære af intestinal patologi. Selvom tunica mucosa er ofte orglet af interesse i mange inflammatoriske sygdomme, seneste viste værker, muscularis externa (ME) er også en meget immunokompetente organ, som huser et tæt net af hjemmehørende immunocytter. 1,2 Disse værker blev udført inden for det standardiserede model af intestinal manipulation (IM), der fører til inflammation af tarmvæggen, hovedsageligt begrænset til ME. Klinisk denne inflammation fører til langvarig intestinal dysmotilitet, kendt som postoperativ ileus (POI), som er en hyppig og uundgåelig komplikation efter abdominal kirurgi. 3. inflammation er kendetegnet ved frigivelse af proinflammatoriske mediatorer, såsom IL-6 4 eller IL-1β eller inhibitoriske neurotransmittere ligesom Nitric oxid (NO). 5 Efterfølgende enorme antal immunocytter ekstravasere ind i ME, domineret af polymorfonukleære neutrofiler (PMN) og monocytter og endelig vedligeholde POI. 2 Varig i dagevis, denne intestinal lammelse fører til en øget risiko for aspiration, bakteriel translokation og infektiøse komplikationer op til sepsis og multi organsvigt og forårsager en stor økonomisk belastning. 6

I dette manuskript vi vise den standardiserede model af IM og in vivo vurdering af gastrointestinal transit (GIT) og colon transit. Derudover viser vi en fremgangsmåde til adskillelse af ME fra tunica mucosa efterfulgt af immunologisk analyse, hvilket er afgørende at skelne mellem de inflammatoriske responser i disse både højt immunoaktivt tarmvæggen rum. Alle analyser er let overføres til andre forskningsinstitutioner modeller, der påvirker mave funktion.

Protocol

1. Dyr

Male C57BL6 / J mus med en gennemsnitlig vægt på 25 g blev opnået fra Harlan Winkelmann (Borchen, Germany). Alle eksperimenter blev udført i overensstemmelse med den føderale lovgivning om beskyttelse af dyr. Principperne for laboratoriedyr pleje blev fulgt. Dyr blev holdt i en 12-timers lys / mørke-cyklus og er forsynet med kommercielt tilgængelige gnaverfoder og ledningsvand ad libitum. Dyr bør anbringes mindst 7 dage efter ankomsten til dit dyr facilitet før eksperimenter. Bemærk, at alle eksperimenter kan let tilpasses til rotter eller andre arter, og med mindre ændringer i store dyremodeller.

2. Operativ procedure

  1. Anæstesi induceres og opretholdes med isofluran (Abbott, Wiesbaden, Tyskland) i oxygen. Efter indtræden af ​​anæstesi sted dyr i liggende stilling og fix ekstremiteter med tape (Leukosilk, Beiersdorf, Hamburg, Tyskland). Efter barbering og kirurgisk desinfektion af bugvæggen en median laparotomi udføres på en længde på 2 cm. Træder i bughulen gennem et snit langs linea alba. Place to sterile retraktorer at holde maven åben. Omhyggeligt eventerate tyndtarmen til venstre og placere den på en våd bomuldsgaze.
  2. Evakuer hele tyndtarmen luminale indhold med to fugtige og sterile bomuld applikatorer (lemlæstede, Neunkirchen, Tyskland) ved samtidig at rulle applikatoren fra pylorus til coecum. ADVARSEL: Undgå hemorrhages af tyndtarmen væg eller læsioner i tarmen fartøjer. Put tarmen tilbage i den peritoneale hule uden at vride at forebygge iskæmi eller mekanisk obstruktion og lukke abdominal incision under anvendelse af en tolags kontinuerlig 5/0 polyamid ikke-absorberbare suturer (Ethicon, Norderstedt, Tyskland).

3. Postoperativ pleje

  1. Efter at proceduren sende dyret under en varmelampe, observing det, indtil det udvundet fra anæstesi. Sæt musen igen i sit bur og tillade adgang til vand og foder. På grund af den ejendom opioider at påvirke peristaltikken, vi udfører perioperativ analgesi med NSAID (f.eks metamizol) i drikkevand.

4. Funktionelle undersøgelser 24 timer efter IM

  1. Gastrointestinal Transit (GIT)
    1. Bedøve musene lidt med isofluran i oxygen 22,5 timer efter IM. Forsigtigt hyperextend hovedet af musen og træk tungen med en stump pincet. Fyld en 1 ml sprøjte med mindst 100 ul fluorescein-mærket dextran (FITC-dextran, 70.000 MW, Sigma Aldrich, Taufkirchen, Tyskland), skal du tilslutte den til en arteriekateter (Vygon, Ecouen, Frankrig) og forsigtigt indsætte katetret som en gastrisk slange ind i maven.
    2. Kort fortalt injiceres 100 pi FITC-dextran og træk kateteret. Lad dyret vågen og vent i 90 minutter. I løbet af denne tid mus har adgang til mad eller vand. </ Li>
    3. Forbered femten 2 ml spinning rør og mærke dem i rækkefølge.
    4. Aflive musene 90 min efter sondeernæring og fjerne hele mavetarmkanalen fra mave til endetarmen. Anbring tarmen på en polystyren pad og undgå strækning. CAVE: Det er afgørende at fjerne tarmen forsigtigt for at undgå forskydning af flydende FITC-dextran i den nærliggende segment. For begyndelsen kan det være nyttigt at bruge klip i begyndelsen og slutningen af ​​hvert segment.
    5. Mål fulde længde af tyndtarmen og fuld længde af tyktarmen. Opdele tyndtarmen i 10 lige store segmenter ved at specificere til polystyren puden med kanyler. Opdele tyktarmen i 3 segmenter. Du har forberedt 15 segmenter (mave # 1), ti lige store små tarm segmenter (# 2-11), coecum (# 12) og tre 3 lige store colon segmenter (# 13-15).
    6. Transekt tarmen på de markerede positioner, gribe den med en pincet og skyl dem en gang med 1,0 ml KHB i den tidligere fremstillede KHB containing 2,0 ml rør og vortex kraftigt i 20 sek. Maven og coecum er placeret direkte og skæres i den forberedte rør. Fyld disse rør med 1,0 ml KHB, hvorved skylning spor af luminale indhold fra saksen i rørene.
    7. Centrifuger prober ved 12.000 rcf i 5 minutter ved stuetemperatur i en bordcentrifuge. Under centrifugering forberede yderligere 15 fortløbende nummererede 1,5 ml rør.
    8. Overfør de klare supernatanter til den nye 1,5 ml rør og opbevares i mørke ved 4 ° C indtil analyse (næste trin). Proberne kan opbevares i adskillige dage ved 4 ° C uden væsentligt tab af FITC signal. Ved længere opbevaring tilføje 0,09% Natrium-azid eller opbevares ved <-18 ° C.
    9. Tilsæt 100 pi duplets af supernatanterne på en sort 96-brønds plade (Greiner Bio One, Frickenhausen, Tyskland). Pipetteres to 100 ul prøver af KHB som blank.
    10. Læs pladen i en fluorescens læser (Safire, Tecan, Crailsheim, Tyskland) og kvantificere fluorescence ved 494 nm (absorption) / 521 nm (emission) bølgelængde. Fratræk blindværdier fra prøverne.
    11. Beregne det geometriske center (GC) af FITC-dextran distribution, som faktisk er tyngdepunktet for fordelingen af ​​markør ved den følgende formel: GC = Σ (% af den samlede fluorescerende signal per segment * segmentantal) / 100

    Bemærk: Ved at multiplicere procentdel af fluorescens af hvert segment med segmentantal et vægtet gennemsnit af fordelingen af markør i tarmen vurderes. Dette punkt påvirkes både fordelingen og afstand tilbagelagt af markør, men antager ingen specifik underliggende fordeling. 7 beregnede GC værdi præsenteres ofte i kombination med en graf, der viser fordelingen af FITC dextran i mave-tarmkanalen (fig. 1A).

  2. Colonic Transit
    1. Mus bør være svagt bedøvet med isoflurane 2% oxygen. FORSIGTIG: Sørg for, at dyret vil vågne inden for 40 sek.
    2. Nøje undersøge colon åbenhed ved at indsætte en fistel probe (metalstang, 2 mm diameter) gennem anus ind i tyktarmen.
    3. Brug af fistlen sonde skub en 2 mm glaskugle 3 cm ind i tyktarmen og træk sonden straks. Den placeres i et transparent bur og begynde måling af tid efter fistel probe blev trukket ud i tyktarmen. Hold øje med musen og stoppe tiden umiddelbart efter glaskuglen blev udskilt.

5. Histokemisk analyse af isolerede ME Enheder

  1. Midjejunal segmenter udskåret fra tarmen og nedsænket i koldt KHB i en Sylgard fyldt fad.
  2. Mesenterium er fastgjort til fadet med 0,2 mm insekt nåle (Fine Science Tools, Heidelberg, Tyskland).
  3. Skær åbne segment langs dens mesenterisk grænse og strække til ~ 120% af dens længde og bredde. Færdiggør fiksering med insektben på modsatte side af mesenterium. Skyl Sylgard skålen forsigtigt med frisk iskold KHB og derved skylle alle luminale indhold.
    ME kan nu mekanisk adskilt fra tunica mucosa startende fra mesenteriet. Under forberedelsen erstatte fersk kølet KHB flere gange.
  4. Adskilt tunica mucosa kan shock frosset i flydende nitrogen til yderligere analyse eller kasseres.
  5. Fastgør isolerede ME hele mount med 100% ethanol i 10 minutter ved stuetemperatur.
    Vaske hele mount tre gange under anvendelse kølet KHB. Bemærk: andre fikseringsmidler (dvs. 4% formaldehyd, eddikesyre, acetone) kan også anvendes efter at teste den er forenelig med den efterfølgende analyse.
  6. ME hele underlag er klar til yderligere histokemisk eller immunhistochemical farvning:
  1. Histokemi: myeloperoxidase (MPO)-farvning
    Infiltreret PMN'er kan undersøges ved følgende MPO farvningsprotokol.
    1. Løs 10 mg Hanker Yates-reagens (Polyscience Europe, Eppelheim, Tyskland) i 10 ml KHB, og der tilsættes 100 gl 3% H 2 O 2. Opløsningen tilberedes frisk umiddelbart før brug og ikke genbruge.
    2. Inkuber hele underlag i 10 minutter ved stuetemperatur.
    3. Skyl prøver udstrakt grad med kold KHB og inkuberes i 10 min.
    4. Montere prøver i vandigt monteringsmedium (Aquatek, Merck, Darmstadt, Tyskland) Efter tørring i 2 timer analysere lysbilleder på under et lysmikroskop.
    5. Tæller antallet af celler i 5 vilkårligt valgte felter og beregne som MPO-positive celler / mm 2.
  2. Immunohistokemisk farvning:
    I overensstemmelse hermed til histokemisk MPO farvning, kan immunohistokemiske farvninger af hele underlag udføres. Principielt kan dine etablerede immunohistokemisk farvning protokoller i cellekulturer eller vævssnit let tilpasses til en hel mount farvning. Men optimere proceduren for specifikke antiorganer er stærkt anbefale.
    1. Skær enheder til 5 x 5 mm stykker og udføre farvning i 2,0 ml rundbundede centrifugerør i ~ 150 pi - 200 gi antistofopløsning.
    2. Fiksering og blokering procedure (dvs. 3% BSA i PBS i 1 time ved stuetemperatur) kan udføres i "Sylgard skål".
    3. Vasketrin i PBS eller andre puffere kan udføres i 12-brønds plader.
    4. Overfør. Prøver forsigtigt med en skarp pincet mellem farvning rør og vask plader.
    5. Efter de sidste vaskeprocedure mount prøver i anti-fading monteringsmedium med dækglas og analysere med et fluorescerende mikroskop.

6. Organ Culture of ME

  1. Hele tyndtarmen resekterede 24 timer efter IM-og anbringes i koldt KHB indeholdende 200 U / ml penicillin G og 100 pg / ml streptomycin (KHB + P / S).
  2. Skær tarmen i 3 cm længder og pin hvert segment ned til en Sylgard indeholdende glass fad.
  3. Fjern mesenteriet med fine saks og glide tarmen på en strikkepind.
  4. Forsigtigt incise ME med en skarp pincet og fratage det ud fra submucosa med en fugtig bomuld applikator. Tunica mucosa forbliver på strikkepind og kan være lynfrosset til yderligere undersøgelse. ME opsamles i kold KHB + P / S.
  5. Skær de isolerede ME strimlerne i små stykker på 2 - 4 mm længde og inkubér det i iskold KHB + P / S i en halv time og skyl prøven flere gange.
  6. Overfør ca 50-60 mg ME (mindst halvdelen ME af en tyndtarm) i en steril 24 brønds-plade indeholdende 500 pi Dulbecco s modificerede Eagle-medium (DMEM).
  7. Der inkuberes ved 37 ° C og 5% CO2 i yderligere 24 timer.
  8. Efterse cellekulturer til bakteriel eller svampekontamination under et mikroskop.
  9. Saml supernatanten, spin ned i 5 min ved 1.000 rcf og snap fastfrysning i flydende nitrogen. I mellemtiden tørres den muscle vævet på en ren væv i 30 sekunder og vægt.
  10. Supernatanter kan anvendes til efterfølgende analyse af frigivne cytokiner (IL-6) ved ELISA eller andre metabolitter (dvs. nitrit) i supernatanten ved at følge fabrikantens anvisninger.
  11. Normalisér målte koncentrationer pr vægt ME væv.

7. Repræsentative resultater

  1. Funktionelle studier
    Den vigtigste parameter at evaluere sværhedsgraden af POI er en undersøgelse af GIT in vivo. Figur 1A viser en typisk distribution af FITC dextran langs mave-tarmkanalen hos ubehandlede kontroller, og intestinalt manipulerede mus 24 timer efter kirurgi. "Sham drives" dyr viste en normal GIT med en beregnet geometriske centrum (GC) i coecum, mens IM ført til en betydelig forsinkelse af GIT i den proksimale jejunum (figur 1 B)
    Tarmmotilitet blev separat fokuseret på ved måling af bolden udskillelse tid oFA 2 mm glaskugle. Skinopererede mus viser en udskillelse tid 48-200 sek, mens IM førte til en langvarig udskillelse tid mellem 470-775 sekunder (figur 1C).
  2. Morfologiske undersøgelser
    At beskrive den inflammatoriske strækker sig inden for de ME flere fænotyper af leukocytter kan analyseres ved anvendelse histokemi eller immunohistokemi. I figur 2A + B en lav forekomst af PMN'er i "skinopererede" dyr blev observeret (39 ± 7 celler / mm 2). IM af tyndtarmen førte til en stærk PMN-infiltration (660 ± 86 celler / mm 2) sammenlignet med sham-opererede mus
  3. ME organkultur
    Mange inflammatoriske mediatorer befriet fra celler er svære at opdage i væv lysater. Organkulturer tillader påvisning af frigivne mediatorer i kultursupernatanten. En repræsentativ mediator i POI er NEJ, hvilket er så største hæmmende neurotransmitter i mave-tarmkanalen. Fem
    NO kunne ikke påvises i ME orgel cultidige supernatanter af ikke-opererede kontroldyr (5 ± 6 uM / 24 hr / mg væv). I skinopererede (laparotomi) mus basal NO-niveauer på 53 ± 36 pM / 24 hr / mg væv blev observeret. ME kulturer af intestinalt manipulerede (høstet 24 timer efter kirurgi) mus producerer signifikant mere NO (2254 ± 853 pM / 24 hr / mg væv) i løbet af 24 timer ME organkultur (figur 3).

Figur 1
Fig. 1. Virkning af IM på GIT (A + B) og colon transit (C) GIT blev målt som procentdelen af ikke-absorberbare fluorescein-mærket dextran i 15 gastrointestinal segmenter-maven (Sto), tyndtarm (SI 1-9 ), coecum (CEC), og kolon (Co) -90 minutter efter oral indtagelse. Colonic transit blev målt som tiden fra trækkes ud fistel probe indtil udskillelse af en 2 mm glasperle. (A) Gastrointestinal fordeling af fluoresceinisothiocyanat-dextran efter fingeret operation eller IM. I skinopererede dyr meste af markøren er placeret i coecum, eller den proximale colon i forhold til proximal jejunum placering i manipulerede dyr. Punkterede linier angiver beregnet GC. (B) Beregning af GC viste en forlænget gastrointestinal transittid efter IM. (C) Colonic transit tid viste en signifikant forsinkelse i IM mus sammenlignet med sham-opererede dyr. GC for de 15 intestinale segmenter er vist som gennemsnit (n = 5). Colon transittider blev vist betyde med alle individuelle værdier (n = 6). *** = P <0,001, Students t-test.

Figur 2
Figur 2. Påvisning af MPO positive celler i tyndtarmen ME. (A) ME hele underlag blev farvet med Hanker Yates-reagens til påvisning af MPO positive PMN 24 timer efter laparotomi (sham) eller IM procedure. (B) Kvantificering af MPO positiv celle inden for 5 tilfældigt udvalgte felter per mus. n = 6 animals per gruppe. *** = P <0,001, Students t-test.

Figur 3
Figur 3. NO-produktion i kultursupernatanter af ME. Muskel prøver fra ikke-opererede kontroller, humbug drives og IM mus blev taget 24 timer postoperativt og dyrket i 24 timer. Ubehandlede mus udviste kun en meget lav basal produktion af NO. Efter laparotomi NO befrielsen øges uden at måle signifikante forskelle mellem kontrolgruppen og skinopererede mus. 24 timer efter IM NO-produktion forøges dramatisk sammenlignet med ubehandlede eller fingeret opererede mus. n = 5 dyr per gruppe. *** = P <0,001, 1 way ANOVA.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

En sammenlignende undersøgelse analysere forskellige niveauer af IM (tyndtarmen eventration i 10 minutter versus forsigtigt inspektion af tyndtarmen ved hjælp af to bomuld applikatorer versus IM med evakuering af tyndtarmen indhold i coecum) afslørede en sammenhæng mellem omfanget af kirurgisk manipulation og POI. Sammenlignet med de øvrige grupper IM viste det højeste beløb af leukocytter i ME (PNMs, makrofager og mastceller), hvilket resulterer i forlænget og alvorlig POI. 8.

Ved etablering af model af IM, standardiseret drift og styrken af ​​tarm manipulation er kritiske skridt. Berøring af mesenteriet under denne procedure skal være strengt undgås for at forhindre blødninger. Utilstrækkelig styrke ved IM vil resultere i en mangel på tyndtarmen distension. IM teknik og styrke varierer mellem forskellige kirurger kan resulterer i betydelig variation af POI forekomst. Den samme operatør bør manipulere alle dyr i et eksperiment.

Analyserer GIT og colon transit in vivo er kritisk og skal udføres omhyggeligt. Hvert dyr skal anbringes under proceduren i mørke bure og i en tavs værelse. Dyr bør anbringes mindst 7 dage efter ankomst i dyret mulighed for at dygtig til miljøet (mad, vand, værelser, lyse mørke cykler, immunologiske forhold). Måling af både, GIT og colon transit, gør det muligt også at skelne mellem tarmbetændelse og lammelser i behandlede og ikke-behandlede områder. Ni anden sofistikeret metode til in vivo motilitet optagelser i vågne gnavere blev beskrevet af Konigsrainer et al. 10 under anvendelse af strain gauge transducere placeret på maven, jejunum og colon. Den store fordel ved denne fremgangsmåde er, motilitet forstyrrelser kan undersøges uafhængigt og løbende i forskellige dele af mave-tarmkanalen hos samme dyr på hinanden følgende dage. Men fremstillingen af ​​Strain gauge transducere og den nødvendige drift at implantere dem er omfattende i forhold til GIT.

I POI, er udbredelsen af intestinal lammelse, som kaldes gastrointestinal felt effekt. 11 En tidligere arbejde i vores gruppe viser ved brug af de foreliggende metoder, immunocytter fra intestinalt manipuleret tyndtarm formidler til umanipulerede tyktarmen. 12

Den kirurgiske procedure bør ikke resultere i nogen død eller alvorlig komplikation (som blødning eller peritonitis). Måling af GIT og PMN infiltrater i ME hele underlag viser, at IM er en meget reproducerbar og gennemførlig model til at inducere POI hos gnavere.

Fiksering og myeloperoxidase farvning skal foretages straks efter orgel høst. Længere opbevaring af prøverne i vandig puffer resulterer i eluering af myeloperoxidase fra vævet.

Måling af nitrogenoxid er et eksempel på migdiator frigivelse fra organkulturer: Som vist før intestinal manipulation resulterede i en opregulering af iNOS i makrofager i ME fører til en overdreven frigivelse af NO og intestinal dysmotility 5 Ved at måle koncentrationen af NO i supernatanten af dyrket ME en erklæring om. inflammatorisk omfang eller effektiviteten af ​​terapeutiske midler er mulig. Adskillige andre molekyler (IL-6, TNF-alfa, osv.) kan let undersøges i supernatanterne fra dyrkede væv ved klassisk ELISA eller multiplex fremgangsmåder som Luminex Multiplex Immunoassay 13 (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA).

Sammenfattende er IM en pålidelig og værdifuld model inducerende maveinfektion og efterfølgende motilitet forstyrrelser. Den simple mekaniske adskillelse af ME og tunica mucosa giver forskere til at skelne mellem virkningen i begge tarmvæggen rum, der er af stor interesse, da den intestinale ME har vist sig at være et meget immunologisk aktivt væv. In vivo analyser af GIT og colon transit, er blevet udviklet som guld standarder i detektion og kvantificering af tarmmotilitet forstyrrelser.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Ingen interessekonflikter erklæret.

Acknowledgments

Dette arbejde blev støttet af tilskud fra Deutsche Forschungsgemeinschaft (KA1270/3-1/2) og BONFOR (O-112,0040).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ethilon 5/0 Ethicon 1666H
Cotton applicators MaiMed 71010
arterial catheter Vygon 115-798
96 well plate (black) Greiner Bio One 655096
glass ball (2 mm diameter) Worf available on request
Insect pins Fine Science Tools 26000-25
Hanker Yates Reagent Polyscience 560694
Aquatek Merck HC109850
DMEM Lonza BE12-604 F
FITC-dextran (MW 70000) Sigma Aldrich 46945-500MG-F

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wehner, S., Behrendt, F. F., Lyutenski, B. N., Lysson, M., Bauer, A. J., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of macrophage function prevents intestinal inflammation and postoperative ileus in rodents. Gut. 56, 176-185 (2007).
  2. Kalff, J. C., Schwarz, N. T., Walgenbach, K. J., Schraut, W. H., Bauer, A. J. Leukocytes of the intestinal muscularis: their phenotype and isolation. J. Leukoc. Biol. 63, 683-691 (1998).
  3. Kehlet, H. Postoperative ileus. Gut. 47, Suppl 4. iv85-iv86 (2000).
  4. Wehner, S., Schwarz, N. T., Hundsdoerfer, R., Hierholzer, C., Tweardy, D. J., Billiar, T. R., Bauer, A. J., Kalff, J. C. Induction of IL-6 within the rodent intestinal muscularis after intestinal surgical stress. Surgery. 137, 436-446 (2005).
  5. Kalff, J. C., Schraut, W. H., Billiar, T. R., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Role of inducible nitric oxide synthase in postoperative intestinal smooth muscle dysfunction in rodents. Gastroenterology. 118, 316-327 (2000).
  6. Iyer, S., Saunders, W. B., Stemkowski, S. Economic burden of postoperative ileus associated with colectomy in the United States. J. Manag. Care Pharm. 15, 485-494 (2009).
  7. Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. Accurate measurement of intestinal transit in the rat. J. Pharmacol. Methods. 6, 211-217 (1981).
  8. Kalff, J. C., Schraut, W. H., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Surgical manipulation of the gut elicits an intestinal muscularis inflammatory response resulting in postsurgical ileus. Ann. Surg. 228, 652-663 (1998).
  9. Wehner, S., Straesser, S., Vilz, T. O., Pantelis, D., Sielecki, T., de lC, V., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of p38 mitogen-activated protein kinase pathway as prophylaxis of postoperative ileus in mice. Gastroenterology. 136, 619-629 (2009).
  10. Konigsrainer, I., Turck, M. H., Eisner, F., Meile, T., Hoffmann, J., Kuper, M., Zieker, D., Glatzle, J. The Gut is not only the Target but a Source of Inflammatory Mediators Inhibiting Gastrointestinal Motility During Sepsis. Cell Physiol. Biochem. 28, 753-760 (2011).
  11. Schwarz, N. T., Kalff, J. C., Turler, A., Speidel, N., Grandis, J. R., Billiar, T. R., Bauer, A. J. Selective jejunal manipulation causes postoperative pan-enteric inflammation and dysmotility. Gastroenterology. 26, 159-169 (2004).
  12. Engel, D. R., Koscielny, A., Wehner, S., Maurer, J., Schiwon, M., Franken, L., Schumak, B., Limmer, A., Sparwasser, T., Hirner, A. T helper type 1 memory cells disseminate postoperative ileus over the entire intestinal tract. Nat. Med. (2010).
  13. Stoffels, B., Schmidt, J., Nakao, A., Nazir, A., Chanthaphavong, R. S., Bauer, A. J. Role of interleukin 10 in murine postoperative ileus. Gut. 58, 648-660 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics