Generatie Lymfatische micropartikels en Detectie van hun proapoptotische Effect op epitheelcellen

* These authors contributed equally
Immunology and Infection

Your institution must subscribe to JoVE's Immunology and Infection section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Celhuid werpen microdeeltjes (MPs) actief biologische blaasjes die kunnen worden geïsoleerd en de pathofysiologische effecten onderzocht in verschillende modellen. Hier beschrijven we een werkwijze voor het genereren MPs afgeleid van T-lymfocyten (LMPs) en voor het aantonen van hun pro-apoptotische effect op epitheelcellen.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Yang, C., Xiong, W., Qiu, Q., Tahiri, H., Gagnon, C., Liu, G., Hardy, P. Generation of Lymphocytic Microparticles and Detection of their Proapoptotic Effect on Airway Epithelial Cells. J. Vis. Exp. (96), e52651, doi:10.3791/52651 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

De belangstelling voor de biologische rol van cel-membraan afgeleide blaasjes in cel-cel communicatie is de afgelopen jaren toegenomen. Microdeeltjes (MPs) zijn een dergelijk type van vesicles, variërend in diameter van 0,1 urn tot 1 urn, en kenmerkend schuur van het plasmamembraan van eukaryote cellen die activering of apoptose. Hier beschrijven we de generering van T-lymfocyten afkomstige microdeeltjes (LMPs) van apoptotische CEM T-cellen gestimuleerd met actinomycine D. LMPs worden geïsoleerd door een meerstaps proces differentiële centrifugatie en gekarakteriseerd met behulp van flowcytometrie. Het protocol stelt ook een in situ celdood detectiemethode voor aantonen van de pro-apoptotische effect van LMPs op bronchiale epitheelcellen afkomstig uit muizen primaire luchtwegen bronchiale weefselexplantaten. Hierin beschreven werkwijzen verschaffen een reproduceerbare werkwijze voor het isoleren overvloedige hoeveelheden LMPs van apoptotische lymfocyten in vitro. LMPs afgeleidop deze wijze kan worden gebruikt om de kenmerken van diverse ziektemodellen evalueren en farmacologie en toxicologie getest. Aangezien het luchtwegepitheel biedt een beschermende fysieke en functionele barrière tussen de buitenomgeving en het onderliggende weefsel, gebruik van bronchiale weefselexplantaten plaats geïmmortaliseerde epitheliale cellijnen een effectief model voor het onderzoek ter luchtwegen luchtwegweefsel.

Protocol

OPMERKING: Man C57BL / 6 muizen (5-7 weken oud) zijn van Charles River Laboratories International, Inc. (St-Constant, Quebec, Canada.) En gemanipuleerd volgens de protocollen door de CHU Sainte-Justine Animal Care Comité is goedgekeurd. Mouse bronchiale weefselexplantaten een goede bron van primaire bronchiale epitheelcellen onderzoeken van de pro-apoptotische effecten van LMPs op epitheelcellen. Dit protocol beschrijft de in vitro generatie van LMPs, alsmede een werkwijze voor het detecteren van apoptotische epitheelcellen op LMPs behandelde bronchiale weefselexplantaten. Het protocol bestaat uit 3 delen.

1. LMPs Productie en karakterisering

OPMERKING: Om besmetting te voorkomen, ervoor zorgen dat alle in dit experiment gebruikte materialen zijn steriel of geautoclaveerd. Voer alle stappen bij kamertemperatuur in een bioveiligheidskast onder steriele voorwaarde, tenzij anders aangegeven.

1.1) Stimulatie en verzamelen van parlementsleden9

  1. Ontdooi een portie van 10 miljoen CEM T-cellen in een 37 ° C waterbad. Verdun 10 ml voorverwarmd serumvrij medium hematopoietische zoals X-VIVO, in een 15 ml steriele buis en centrifugeer bij 200 gx 5 min. Zuig het supernatant en resuspendeer cellen in 5 ml voorverwarmde medium.
  2. Overdracht cellen in een T75 weefselkweekfles (voor suspensie cellen) met 15 ml voorverwarmd medium hematopoietische zoals X-VIVO en incubeer gedurende 4 dagen in een bevochtigde incubator bij 37 ° C met 5% CO2.
  3. Na 4 dagen, breng dan het kweekmedium en de cellen in een T175 weefselkweek kolf die 100 ml vers medium. Verder incuberen van de cellen gedurende 72 uur onder dezelfde omstandigheden totdat zij zijn gegroeid tot een dichtheid van 2 miljoen cellen / ml.
  4. Gelijkmatig verdeeld over vier cellen T175 kolven die elk 150 ml vers medium en verder celkweek tot cellen gekweekt (ongeveer 48 uur incubatie) tot een dichtheid van 2 miljoen / ml.
  5. 6 cellen in een nieuw T175 kolf met 150 ml vers medium tot 2 miljoen / ml celdichtheid handhaven.
  6. Voeg actinomycine D (opgelost in DMSO bij 2 mg / ml) aan het medium tot een eindconcentratie van 0,5 ug / ml en geïncubeerd gedurende 24 uur.
  7. Breng al het kweekmedium in 50 ml conische buizen en spin neer de cellen bij 750 g gedurende 5 min. Breng het supernatant in 50 ml conische buizen en centrifugeer bij 1500 xg gedurende 15 min tot grote cel fragmenten verwijderen.
  8. Breng de bovenstaande vloeistof in een fles van 250 ml en ultracentrifuge bij 12.000 xg gedurende 50 min. Verwijder het supernatant en het verzamelen van pellets.
  9. Wash LMPs verrijkte pellets met 40 ml steriele PBS in een 50 ml buis door centrifugatie bij 12.000 xg gedurende 50 min. Herhaal deze stap twee keer.
  10. Verzamel de laatste wasbeurt supernatant; het zal worden gebruikt als dragercontrole. Hang de LMPs pellets in 1ml PBS en overbrengen in een 1,5 ml steriele microbuisjes. Aliquot en bewaar geïsoleerd LMPs bij -80 ° C (meerdere gratis dooi-cycli te vermijden).

1.2) Karakterisering van de parlementsleden via FACS-analyse 4

  1. Bereid 2 monsters van annexine buffer, 1 met en de andere zonder CaCl2: Hepes 10 mM, NaCl 140 mm, plus of min 5 mM CaCl2.
  2. Filter annexine buffer en FACS stroming omhullingfluïdum met een 0,22 urn filter om deeltjes te verwijderen.
  3. Verdun 1 pl LMPs in 44 pi annexine buffer met 5 mM CaCl2 in een FACS buis. Maak een andere buis met 1 pl LMPs in 44 gl annexine buffer zonder CaCl2 (negatieve controle).
  4. Voeg 5 ul van annexinV-Cy5 in elke buis en meng goed. Incubeer gedurende 15 minuten bij kamertemperatuur in het donker. Stop de reactie door het verdunnen van het mengsel met 400 ul FACS stroming sheath vloeistof in elke buis.
  5. Voeg 10 ul (200.000 kralen) van 7 micrometer tellen beads suspensie als interne standaard in elke buis een absolute telling te verkrijgen.
  6. Vestigen poorten van de relatieve grootte (FSC-H, PMT E00, log schaal) en relatieve granulariteit (SSC-H, PMT 325, log schaal) dot perceel aan de flowcytometer behulp-size gekalibreerde fluorescerende kralen van 1 micrometer (poort 1) en het tellen van kralen poort bij 7 micrometer (poort 2).
  7. Analyseer de LMPs monster op FSC-H / SSC-H plot met behulp van de gevestigde poorten en FL-4-kanaals voor annexine (PMT 765, log schaal) dot plot, door het verwerven van een signaal tot 20.000 tellen van kralen in poort 2 worden bereikt.
  8. Bepaal de positieve annexinV gebeurtenissen van LMPs in annexine buffer met CaCl2 en daarna aftrekken de gebeurtenissen van LMPs in annexine buffer zonder CaCl2 (negatieve controle).
  9. Bereken het absolute aantal MPs basis van de volgende vergelijking:
    Vergelijking 1

1.3) Bepaling van MP PProtein Concentratie (Bradford Assay)

  1. Bereid 5 seriële verdunningen van een standaard eiwit 1,25-20 ug / ml. Pipet 800 pi van elke standaard en monster-oplossing in een schone reageerbuis in tweevoud. Voeg 200 ul van Bradford kleurstofreagens aan elke buis. Meng goed, dan incuberen bij kamertemperatuur gedurende 5 minuten.
  2. Meet absorptie bij 595 nm. Bepaal de eiwitconcentratie van LMPs met de lineaire regressie van standaardcurve.

2. bronchiale weefselexplantaten en LMPs Behandeling

OPMERKING: Let vooral op de steriele werkomgeving, en aseptisch bereiden de oplossingen en medium gebruikt in volgende experimenten. Om de volledige genezing Medium bereiden, voeg 1 ml Tissue Healing Medium Supplementen met Serum (ontdooid op ijs) tot 100 ml Tissue Healing Medium en meng goed.

2.1) Voorbereiding van de bronchiale weefselexplantaten

  1. Voordat kweken, krassen 6 gebieden van 1 cm 2elk aan de rand van het oppervlak van elk 100 mm weefselkweekplaat met een scalpel. Coat elk gekrast 100 mm weefselkweekplaat met 2 ml van de kweekschaal bekledingsoplossing en incubeer de schotel in een bevochtigde CO2 incubator O / N bij 37 ° C. Vacuüm zuig het overtollige oplossing en vul de schaal met 15 ml Tissue Wassen Medium.
  2. Euthanaseren C57BL / 6-muizen (5-7 weken oud) van CO2 inhalatie volgens de protocollen van de dierlijke zorg ethische commissie goedgekeurd.
  3. Aseptisch ontleden longweefsel met scalpel, Dumont super fijne pincet, en chirurgische schaar. Verwijder voorzichtig parenchym en bloedvaten. Plaats longweefsel in ijskoud Tissue Wassen Medium voor transport naar het laboratorium, indien van toepassing.
  4. Verder ontleden bronchus ondergedompeld in de Tissue wasmedium en scheid de bronchus met een diameter van 1 tot 2,5 mm uit perifere longweefsel. Slice bronchiale weefsels in ~ 5 mm dik bronchiale ringen met een scalpel. Gebruik een scheppende beweging met de steriele gebogen microdissecting pincet te halen de bronchiale fragmenten en plaats ze op de krassen van de gerechten.
  5. Verwijder de Tissue Wassen Medium, en incubeer de fragmenten bij KT ~ 5 min om hen in staat stellen zich te houden aan de gerechten.
  6. Voeg 10 ml van volledige genezing Medium om elk gerecht en plaats ze in een gecontroleerde atmosfeer modulaire incubator kamer. Spoel de kamer met hoge O2 gasmengsel (70% O2, 25% N2 en 5% CO2). Plaats de kamer in een tafelmodel orbitale incubator en schud bij 37 ° C. Schud de kamer voor 24 uur bij 10 cycli per minuut om het medium te tussenpozen stroom over de fragmenten.
  7. Na 24 uur incubatie, observeert de weefselexplantaten onder een fase-contrast omgekeerde lichtmicroscoop. Selecteer bronchiale explants met complete, fijn haar beweging en levendige bronchusepitheel voor volgende LMPs behandeling.

2.2) LMPs Behandeling

  1. Bereid compleet groeimedium als volgt: dooi groeimedium supplementen met serum en fibroblast-remmer op ijs. Voeg 1 ml van het kweekmedium supplementen serum en 200 ui fibroblast remmer 100 ml groeimedium; meng goed. Verwarm het volledige groeimedium bij 37 ° C gedurende 10 min vóór gebruik.
  2. Verdun geïsoleerd LMPs in een nieuwe steriele Eppendorf buis met PBS tot een LMPs stock bereid in een concentratie van 800 ug / ml.
  3. Voeg 0,5 ml compleet groeimedium aan elk putje van een 12-well weefselkweek platen.
  4. Overdracht van de geselecteerde bronchiale explantaten met de gebogen microdissecting tang van het vorige protocol (paragraaf 2.1) aan elk putje van de weefselkweek plaat.
  5. Label de cultuur plaat op de juiste wijze te LMPs behandeling putten en controle putten identificeren. Voeg 25 ul LMPs voorraad in elkaar LMPs behandeling goed (voor een uiteindelijke concentratie van 40 ug / ml) en 25 pi controle over het voertuig (zie LMP en productie) aan de controleputjes.
  6. Verdere incubatie in een gecontroleerde atmosfeer modulaire incubator kamer bij 37 ° C onder zacht schudden.
  7. Na 24 uur, wassen explants 3 keer met PBS en ga verder met de volgende stap (4% paraformaldehyde [PFA] fixatie).

3. Histopathologisch onderzoek

3.1) Bereid de volgende oplossingen voordat u verder gaat naar de volgende stappen

  1. Bereid 1x PBS buffer door het mengen van 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na 2 HPO 4, 1,76 mM KH 2PO 4, pH 7,4.
  2. Ter voorbereiding 4% PFA, los 20 g PFA in 400 ml water, verwarmd tot 60 ° C onder roeren; voeg enkele druppels 10 M NaOH om de oplossing te verwijderen. Voeg vervolgens 1x PBS buffer en het volume tot 500 ml en de pH op 7,4 stellen. Filter en de hoeveelheid; bewaren bij -20 ° C.
  3. Bereid de volgende uitdroging of rehydratatie reagentia; 100%, 90%, 70%, 50% ethanol en xyleen.
e_step "> 3.2) Explantatie Fixatie en Tissue Sectie deparaffinisatie

  1. Plaats elk explantaat in een gemerkte microcentrifugebuis van 1,5 ml van 4% PFA en geïncubeerd O / N bij 4 ° C. Twee keer Spoel de explantaten met 1x PBS.
  2. Dehydrateer explantaten via een alcohol reeks (70% ethanol: 3 keer 30 minuten elk, 90% ethanol: 2 keer 30 minuten elk, 100% ethanol: 3 keer 30 minuten elk, vervolgens xyleen: 3 keer 20 min elk). Voer alle stappen bij RT in een zuurkast.
  3. Verankeren weefselexplantaten in paraffine bij 58 ° C in een oven. Bereid 5 pm dikke coupes met behulp van een rotatiemicrotoom.
  4. Drijven de secties in een 56 ° C waterbad, en monteer vervolgens de secties op het label histologische coupes. Plaats de objectglaasjes handmatige kleuring rekken en droog bij 65 ° C gedurende 1 uur. Laat de dia afkoelen bij kamertemperatuur.
  5. Dompel de rekken in 4 opeenvolgende vlek gerechten met xyleen gedurende 10 minuten elk om paraffine te verwijderen. Dompel het rekken in een ethanol serie xyleen te verwijderen 100%, daarna 95%, then 80%, daarna 70%, daarna 50% ethanol (5 min voor elke stap). Spoel de rekken met kraanwater gedurende 5 minuten om ethanol te verwijderen.

3.3) Hematoxyline en eosine (H & E) kleuring

  1. Blijven werken met de vaste weefsel secties; Plaats het rek in een kleuring schotel gevuld met Mayer's hematoxyline gedurende 15 min. Spoel het rek met leidingwater om Hematoxyline verwijderen gedurende 20 min.
  2. Plaats in gedestilleerd water gedurende 30 sec.Place in 95% ethanol gedurende 30 sec. Plaatsen in Eosine Y oplossing kleuring schotel voor 1 min. Dehydrateer door 2 verandering van 95% ethanol, 100% ethanol en xyleen gedurende 2 minuten elk.
  3. Voer een snelle controle onder een microscoop zodat overmaat eosine verwijderd. Leg 2 tot 3 druppels montage medium (Fisher SP15-100) op elke dia, dek af met een deksel glas.

3.4) In Situ Cell Death Detection: TUNEL Assay

  1. Voordat u begint, bereiden proteinase K werkende oplossing: 20 ug / ml in10 mM Tris / HCl, pH 7,4.
  2. Herhaal de stappen 1 tot 5 van paragraaf 3.2 (Explantatie fixatie en weefsel sectie deparaffinisatie). De glaasjes met gedeïoniseerd H2O Spoel
  3. Dompel de dia's met 1x PBS gedurende 10 min. Giet de overtollige PBS. Incubeer weefselcoupes gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur met proteinase K werkoplossing. Spoeling glijdt tweemaal met 1x PBS.
  4. Voer de TUNEL assay zoals beschreven in de instructiehandleiding van celdood detectie kit. Monteer met behulp van montage medium, en dekglaasje handmatig met dekglaasjes.
  5. Analyseer monsters onder een lichtmicroscoop. Gebruik Image Pro 4.5 de apoptotische cellen in bruine kleur analyseren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

LMPs werden gekenmerkt met annexine V-kleuring 10 door fluorescentie-geactiveerde cel sortering (FACS) analyse en gated met behulp van 1 micrometer kralen, waarin 97% van de parlementsleden (≤1 micrometer) waren annexine-V-Cy5 positief (figuur 1A en 1B). Typisch, ongeveer 2,5 mg LMPs werden verkregen na dit protocol. Bronchiale weefselexplantaten van C57BL / 6 muizen werden blootgesteld aan het voertuig en LMPs behandeling. Histopathologische analyse van bronchiale secties toonde het effect van LMPs op de structurele integriteit van het bronchiale epitheel. In control explantaten, de bronchiale epitheel was grotendeels onbeschadigd (Figuur 2A); In LMPs behandelde explantaten werd de oppervlakkige epitheliale cellaag beschadigd of verloren, en er waren significante daling van epitheelcel hoogte en dichtheid (figuur 2B). TUNEL-positieve kleuring (een marker van apoptose) was meer uitgesproken in LMPs-behandelde bronchusepitheel vergelijking met de controlegroep (

Figuur 1
Figuur 1. Flow cytometrie analyse van parlementsleden afgeleid van CEM T-cellijn. (A) Bepaling van voren (FSC) en zijwaartse verstrooiing (SSC) kenmerken met 1 micrometer kralen gebruikt om de poort Kamerleden. (B) Evenementen in de Kamerleden poort werden verder onderzocht voor het labelen met annexine V-Cy5 tot ware gebeurtenissen van elektronische ruis te onderscheiden , waardoor de specificiteit van Kamerleden detectie verhogen. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2. LMPs-geïnduceerde bronchiale epitheellaag schade. Vertegenwoordiger histopathologische beelden van bronchiale epithelium van explantaten behandeld met (A) controle of (B) LMPs (40 ug / ml gedurende 24 uur). Explantatie werden gekleurd met hematoxyline en eosine. Zwarte pijlen wijzen naar de epitheellaag. Ongelijke verlies van de oppervlakkige en basale cellagen blijkt secties van LMPs behandelde bronchiale explantaten (B). Vergroting 400X, bar = 20 uM. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3. LMPs geïnduceerde bronchiale epitheelcellen apoptose De apoptotische cellen in de epitheellaag van segmentale bronchiën werden gedetecteerd door TUNEL assay.; positief gekleurde cellen zijn weergegeven in bruin. Representatieve beelden van bronchiale epitheelcellen in de controle (A) (B) getoond. Zwarte pijlen wijzen naar de epitheellaag. Vergroting 200X (bovenste paneel) en 400X (onderste paneel), bar = 20 uM. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Kamerleden zijn actieve bemiddelaars van intercellulaire overspraak en hun studie is veelbelovend in veel gebieden van de wetenschap. 11 Deze studie presenteerde een gedetailleerd protocol voor in vitro grootschalige opwekking van LMPs afgeleid van een apoptotische T-cellijn. Deze Kamerleden drukken een groot repertoire van lymfocyten moleculen en zijn biologisch betrokken bij de regulatie van de cellulaire en weefselhomeostase. Echter, LMPs afkomstig van verschillende bronnen kunnen biologisch verschillend. 4,9,12,13

LMPs tonen verschillende eigenschappen afhankelijk van de gebruikte ze genereren vitro stimuli en de cel waaruit ze zijn afgeleid. Als zodanig moet extrapolatie van de gegevens verkregen in vitro gebruik LMPs afgeleid van geïmmortaliseerde cellijnen gegevens van LMPs generated in vivo worden uitgevoerd voorzichtig.

Dit protocol beschrijft een aantal centrifugeren stappen die nodig zijn voor de isolatie van de parlementsleden; Daarom careful manipulatie om het verlies van MPs tijdens dit proces te minimaliseren. Snap bevriezing van geïsoleerde LMPs bij -70 ° C wordt aanbevolen; We hebben waargenomen dat de bioactiviteit van LMPs onder deze omstandigheden kan worden bewaard tot 2 jaar (ongepubliceerde gegevens).

Tot op heden flowcytometrie wordt beschouwd als de "gouden standaard" MPS analyse. Polychromatische flowcytometrische analyse wordt gebruikt om subpopulaties van parlementsleden van verschillende cellulaire oorsprong te bepalen. Niettemin worden de huidige commercieel verkrijgbare flowcytometers beperkt in hun vermogen om kleinere MPs populaties (minder dan 300 nm) te analyseren en te onderscheiden celresten en MPs. Bovendien kunnen FACS analyse (cytofluorimetric analyse) een alternatieve methode TUNEL assay apoptotische cellen voor statistische analyse te tellen.

Hier laten we zien dat bronchiale explantaten gekweekt ex vivo een goede bron van epitheelcellen f kan biedenof farmacologie en toxicologie screening. Omdat deze bronchiale explantaten lijken hun oorspronkelijke fysiologische omgevingen kunnen zij nuttig voor het bepalen van signaalroutes bepaalde bronchiale of longziekten. Echter, alleen bronchiale explantaten niet de apoptotische effect van LMPs op epitheelcellen bevestigen is het gevolg van direct of / en naar secundair aan de activatie van immuuncellen bewoner. Aan de rechtstreekse werking van LMPs te onderzoeken, zal de primaire epitheelcellen geschikt zijn voor dit doel.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Dit werk wordt ondersteund door subsidies van de Canadese Institutes of Health Research (178.918), Fonds de recherche en santé du Québec - Vision Health Research Network.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
LMPs production and characterization
CEM T cells  ATCC  CCL-119
X-VIVO 15 medium  Cambrex, Walkersville 04-744Q
Flask T75 Sarstedt 83.1813.502
Flask T175 Sarstedt 83.1812.502
Actinomycin D  Sigma Chemical Co. A9415-2mg
PBS Lifetechnologies 14190-144
0.22 µm filter Sarstedt 83.1826.001
Annexin-VCy5 BD Pharmagen  559933
FACS flow solution BD Bio-sciences 342003
Fluorescent microbeads (1 µm) Molecular Probes  T8880
Polysterene counting beads (7 µm) Bangs laboratories PS06N/6994
Polypropylene FACS tubes Falcon 352058
1 ml pipet Fisher 13-678-11B
5 ml pipet Falcon 357543
25 ml pipet Ultident DL-357551
1.5 ml conical polypropylene micro tube Sarstedt 72.690
15 ml conical polypropylene tube Sarstedt 62.554.205
50 ml conical polypropylene tube Sarstedt 62.547.205
50 ml high speed polypropylene copolymer tube Nalgene 3119-0050
250 ml high speed polypropylene bottle Beckman 356011
Protein assay (Bradford assay) Bio-Rad Laboratories 500-0006
Protein assay standard II Bio-Rad Laboratories 500-0007
Test tube 16 x 100 VWR 47729-576
Test tube 12 x 75 Ultident 170-14100005B
Cell incubator  Mandel Heracell 150
Low speed centrifuge IEC Centra8R
High speed centrifuge Beckman Avanti J8
High speed rotor for 250ml bottle Beckman JLA16.250
High speed rotor for 50ml tube Beckman JA30.50
Fow cytometry  BD Bio-sciences FACS Calibur
Spectrophotometer Beckman Series 600
Bronchial tissue explants and sections 
C57BL/6 mice (5-7 weeks old)   Charles River Laboratories, Inc. 
Mouse Airway PrimaCell™ System: CHI Scientific, Inc. 2-82001
 Rib-Back Carbon Steel Scalpel Blades Becton Dickinson AcuteCare 371310 #10
Scalpel Handle Fine Science Tools Inc.  10003-12 #7
phase-contrast inverted microscope Olympus Optical CO., LTD.    CK2
high O2 gas mixture  VitalAire Canada Inc.
modular incubator chamber Billups-Rothenberg Inc. MIC-101
MaxQ 4000 incubated orbital shaker Barnstead Lab-Line,  SHKA4000-7
12-well tissue culture plate Becton Dickinson and Company 353043
Plastic tissue culture dishes (100 mm) Sarstedt, Inc. 83.1802
Surgical scissors Fine Science Tools Inc.  14060-09 Straight, sharp, 9cm longth
Half-curved Graefe forceps Fine Science Tools Inc.  11052-10
humidified CO2 incubator Mandel Scientific Company Inc.  SVH-51023421
 Histopathological examination 
formalin formaldehyde Sigma-Aldrich, Inc.  HT5011
paraffin Fisher scientific  International, Inc. T555
ethyl alcohol Merck KGaA, Darmstadt EX0278-1
 glutaraldehyde  Sigma-Aldrich, Inc.  G6403
Cacodylate Sigma-Aldrich, Inc.  31533
microscope slides VWR Scientific Inc.  48300-025 25x75 mm
Xylene Fisher scientific  International, Inc. X5-4
Mayer's hematoxylin Sigma-Aldrich, Inc.  MHS16 Funnel with filter paper  
HCl  Fisher scientific  International, Inc.   A144s-500
eosin  Sigma-Aldrich, Inc.  HT110116 Funnel with filter paper  
Permount™ Mounting Medium Thermo Fisher Scientific Inc.  SP15-100
glass coverslip surgipath medical industries, Inc. 84503 24×24 #1 
TUNEL detection kit In Situ Cell Death Detection, POD 11 684 817 910
oven Despatch Industries Inc. LEB-1-20
rotary Microtome Leica Microsystems Inc. RM2145
filter paper Whatman International Ltd. 1003150 #3
Microscope Nikon Imaging Japan Inc. E800
staining dish complete Wheaton Industries, Inc. 900200 including dish, rack, cover
1.5 ml eppendorf tube Sarstedt Inc.  72.69 39x10 mm
Orbital and Reciprocating Water Bath ExpotechUSA ORS200
phosphate buffered saline   GIBCO 14190-144
fume hood Nicram RD Service 3707E

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tushuizen, M. E., Diamant, M., Sturk, A., Nieuwland, R. Cell-derived microparticles in the pathogenesis of cardiovascular disease: friend or foe. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, (1), 4-9 (2011).
  2. Martinez, M. C., Tual-Chalot, S., Leonetti, D., Andriantsitohaina, R. Microparticles: targets and tools in cardiovascular disease. Trends Pharmacol Sci. 32, (11), 659-665 (2011).
  3. Benameur, T., Andriantsitohaina, R., Martinez, M. C. Therapeutic potential of plasma membrane-derived microparticles. Pharmacol Rep. 61, (1), 49-57 (2009).
  4. Yang, C., et al. Lymphocytic microparticles inhibit angiogenesis by stimulating oxidative stress and negatively regulating VEGF-induced pathways. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 294, (2), 467-476 (2008).
  5. Yang, C., Gagnon, C., Hou, X., Hardy, P. Low density lipoprotein receptor mediates anti-VEGF effect of lymphocyte T-derived microparticles in Lewis lung carcinoma cells. Cancer Biol Ther. 10, (5), 448-456 (2010).
  6. Angelillo-Scherrer, A. Leukocyte-derived microparticles in vascular homeostasis. Circ Res. 110, (2), 356-369 (2012).
  7. Maeno, T., et al. CD8+ T Cells are required for inflammation and destruction in cigarette smoke-induced emphysema in mice. J Immunol. 178, (12), 8090-8096 (2007).
  8. Qiu, Q., Xiong, W., Yang, C., Gagnon, C., Hardy, P. Lymphocyte-derived microparticles induce bronchial epithelial cells' pro-inflammatory cytokine production and apoptosis. Mol Immunol. 55, (3-4), 220-230 (2013).
  9. Martin, S., et al. Shed membrane particles from T lymphocytes impair endothelial function and regulate endothelial protein expression. Circulation. 109, (13), 1653-1659 (2004).
  10. Shet, A. S., et al. Sickle blood contains tissue factor-positive microparticles derived from endothelial cells and monocytes. Blood. 102, (7), 2678-2683 (2003).
  11. Mause, S. F., Weber, C. Microparticles: protagonists of a novel communication network for intercellular information exchange. Circ Res. 107, (9), 1047-1057 (2010).
  12. Yang, C., et al. Anti-proliferative and anti-tumour effects of lymphocyte-derived microparticles are neither species- nor tumour-type specific. J Extracell Vesicles. 3, (2014).
  13. Soleti, R., et al. Microparticles harboring Sonic Hedgehog promote angiogenesis through the upregulation of adhesion proteins and proangiogenic factors. Carcinogenesis. 30, (4), 580-588 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics