En forbedret metode til indsamling af cerebrospinalvæsken fra bedøvede mus

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Denne protokol beskriver en forbedret teknik for rigelige indsamling af cerebrospinalvæske (CSF) med ingen forurening fra blod. Med større prøvetagning og renhed, kan flere analyser udføres ved hjælp af CSF for at fremme vores forståelse af sygdomme, der påvirker hjernen og rygmarven.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lim, N. K., Moestrup, V., Zhang, X., Wang, W. A., Møller, A., Huang, F. D. An Improved Method for Collection of Cerebrospinal Fluid from Anesthetized Mice. J. Vis. Exp. (133), e56774, doi:10.3791/56774 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Cerebrospinalvæske (CSF) er en værdifuld kropsvæske for analyse i neuroscience research. Det er en af væskerne i tætteste kontakt med det centrale nervesystem og dermed kan bruges til at analysere hjernen eller rygmarven syge tilstand uden direkte adgang til disse væv. Dog i mus er det vanskeligt at opnå fra cisterna magna på grund af dets nærhed til blodkar, som ofte forurener prøverne. Området for CSF samling i mus er også vanskeligt at dissekere til og ofte kun små prøver fremstilles (højst 5-7 µL eller mindre). Denne protokol beskriver i detaljer en teknik, der forbedrer på nuværende metoder til indsamling for at minimere forurening fra blodet og give mulighed for rigelig indsamling af CSF (i gennemsnit 10-15 µL kan afhentes). Denne teknik kan anvendes med andre dissektion metoder til indsamling af væv fra mus, da det ikke påvirker nogen væv under CSF udvinding. Således, hjernen og rygmarven påvirkes ikke med denne teknik og forblive intakt. Med større CSF prøvetagning og renhed, flere analyser kan bruges med denne væske til yderligere støtte neurovidenskab forskning og bedre forståelse af sygdomme, som rammer hjernen og rygmarven.

Introduction

CSF er en værdifuld kropsvæske for analyse i neuroscience research. CSF er primært fremstillet af blodplasma, som indeholder få celler (ingen røde blodlegemer og kun et par hvide blodlegemer) og er næsten protein-fri. Det er en af væskerne i tæt kontakt med det centrale nervesystem (CNS) og det kan passere mange elektrolytter fra hjerne og rygmarv til det perifere system. Hos mennesker, CSF prøver kan blive indsamlet til støtte i diagnosticering af sygdom eller til forskningsformål i kliniske forsøg, som en rygmarvsprøve (eller lumbalpunktur) er en mindre invasiv procedure: CSF væske kan afspejle ændringer i CNS uden at have direkte adgang til disse væv. I de seneste år, til forskningsformål i klinikken, fremstillet CSF prøver således af patienter i neurodegenerative sygdomme som Alzheimers sygdom og andre demenssygdomme1,2,3. Der er mange biomarkør assays, som er blevet udviklet ved hjælp af CSF prøver at potentielt støtte i diagnosticering af sygdomme i klinikken2,3. Men der er meget debat om pålideligheden af disse assays til at producere konsekvent, følsomme resultater for at specifikt diagnosticere sygdommen4,5. Så er der et stort behov for udvikling af bedre assays og mål, som kan findes i EFSR'EN, at støtte i at fremstille en standard teknik til at diagnosticere neurodegenerative sygdomme med større følsomhed og specificitet. På grund af den potentielle betydning af menneskelige CSF prøver i sygdom er samlingen af CSF fra gnavere i neurovidenskab forskning også af interesse.

Mus er vigtigt dyr i biologiske og medicinske forskning og mulighed for afprøvning af potentielle terapeutiske forbindelser og proof-of-concept undersøgelser før humane kliniske forsøg. Men i mus, det er svært at få CSF prøver på grund af dets nærhed til hjernen i et lille dyr, som den sædvanlige metode af CSF samling i mus er at få det via cisterna magna, en åbning mellem cerebellum og dorsale flade af medulla oblongata. Dette medfører vanskeligheder i indsamling af CSF prøver som dette område er svært at dissekere til og i umiddelbar nærhed af blodkar, øger risikoen for kontaminering fra blodlegemer. På grund af disse vanskeligheder, de fleste forskere kan kun få en lille mængde af CSF for analyse (normalt angivet som 5-7 µL) og kontaminering af CSF prøver af blod celler er en primær bekymring for analyser6,7,8 , 9. blod kontaminering kan overskygge resultaterne og ikke virkelig afspejler tilstanden af CNS. Desuden begrænset prøve indsamles kan påvirke forskning som det sædvanlige beløb indsamlet fra mus er nok kun én måling (i to eller tre eksemplarer) ved hjælp af enzym-forbundet immunosorbent assay (ELISA). Således er CSF prøver normalt samles fra flere mus for at have nok prøve at køre flere assays. Udvikle en protokol til den rigelige, uforurenet samling af CSF fra mus ønskes høj grad og vil være en fordel i at forbedre neurovidenskab forskning ved hjælp af gnavere.

I denne protokol, en teknik til den rigelige (et gennemsnit på 10-15 µL) samling af CSF fra bedøvede mus er beskrevet i detaljer og forbedrer på et aktuelt kendte metode til CSF samling at minimere forurening fra blod10. Et robust protokol for CSF samling vil støtte i udviklingen af CSF-baserede biomarkør assays, som kunne bruges til at støtte i diagnosticering af sygdomme, samt forbedre forskningen i de mekanismer, der ligger til grund for sygdomme, der rammer CNS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle dyreforsøg blev udfoeres af samfundet politikker for neurovidenskab (USA) og Fudan University (Shanghai, Kina) etiske udvalg. Denne procedure er for en ikke-overlevelse kirurgi.

1. opsætning af CSF samling apparater

  1. Trække glasset kapillær (indvendig diameter 0,75 mm, ydre diameter 1.0 mm) med en mikropipette puller (som vist i Liu et al. 10; skærpet kapillær er vist i figur 1).
  2. Sted en skærpet glas kapillær ind i kapillære holderen fast monteret på en micromanipulator (figur 1A).
  3. Bryde spidsen af den skærpede kapillær med lige pincet under et dissekere mikroskop, således at den indvendige diameter af den brudte tip handler om 10-20 µm (figur 1 c).
  4. Tillægger anden enden af kapillar indehaveren en tynd slange og en sprøjte, og Tilslut det tynde rør og sprøjten med en tre-vejs ventil.
  5. Skift den tre-vejs ventil for at åbne og styrte sprøjten til at blæse luft fra sprøjten gennem slangen til glas kapillær at udvise alle forurenende stoffer og skabe overtryk i den kapillarrør.
  6. Gentag dette et par gange af DIS tilslutning og re-forbinder sprøjten til tre-vejs ventil og udarbejde sprøjten ~ 100-200 µL før den seneste re-tilslutning af sprøjten med tre-vejs ventil (figur 1B).
  7. Flytte micromanipulator med glas kapillær til side for at forhindre skader under musen dissektion.

Figure 1
Figur 1. Mikroskop, micromanipulator og kapillær setup. (A) mikroskop og micromanipulator med kapillar fastgjort setup, samt et tættere billede af (B) tilsluttede sprøjte og tre-vejs ventil åbne (vist her) eller lukke rørsystemer, og (C) en ubrudt (højre) og brudt (venstre) kapillar tip klar til CSF samling. Når brudt, spidsen af kapillar skal have en indvendig diameter på 0,75 mm, ydre diameter på 1,0 mm. venligst klik her for at se en større version af dette tal.

2. mus dissektion

  1. Bedøver musen.
    Bemærk: til denne protokol, C57BL/6 og amyloid forløber protein/presenilin 1 (APP/PS1) transgene (Alzheimers sygdom musemodel) mus blev brugt og bedøvede med 4% Kloral hydrat (i DH-20) på 10 µL/g musen vægt via intraperitoneal injektion.
  2. Når fuldt anesthetized, sikre, at musen er tilstrækkeligt bedøvede. Tilbagetrækning svar til tå knivspids, ved at lidt udvide hind lemmer og klemme tæerne og på udkik efter en tilbagetrækning svar, udføres for at sikre tilstrækkelig anæstesi. Check ved at knibe alle fire lemmer; Hvis der er ingen reaktion bedøvede musen korrekt. Klippe og trimme hår på bagsiden af hovedet af musen fra et sted over øjnene, mellem ørerne til bunden af halsen ved hjælp af dissekere saks (figur 2A). Alternativt, neglesaks eller depilatory creme kan bruges til at støtte i hårfjerning.
  3. Sikre hovedet af musen ved hjælp af en mus adapter (bagsiden af hovedet vender med næsen pegede ned på ~ 45 °, figur 2A). Fix øre barer mellem ører og øjne af musen og stramme. Sørg for at hovedet kan ikke flytte og er sikret stramt adapteren ved forsigtigt at trykke ned på hovedet af musen.
  4. Recheck tilbagetrækning svar for at tå knivspids inden du foretager kirurgiske indsnit og regelmæssigt derefter at forsikre kirurgisk flyet af anæstesi. Visuelt Bemærk eventuelle ændringer i respirationsfrekvens under procedure til at angive ændringer i planer af anæstesi. En ren, ikke-aseptisk teknik kan bruges til dette kort ikke-overlevelse kirurgi. Ved hjælp af saks og buet pincet, skære igennem huden og det første lag af muskler, indtil bunden af kraniet er eksponeret med kun et tyndt lag af muskler.
    Bemærk: Skære igennem mus huden på tværs af bagsiden af halsen og derefter skære huden ned i midten af kraniet mellem ører og øjne af musen. Hud og væv kan derefter trækkes fra hinanden og ud af området over cisterna magna.
  5. Mens visning gennem dissekere mikroskop, omhyggeligt dissekere væk sidst tynde lag af muskel over bunden af kraniet med pincet og flytte disse lag af muskler til side og fra området af interesse. Hvis der er blødning, bruge vatpinde til at fjerne og hjælpe med at stoppe blødningen.
  6. Når dura over cisterna magna er udsat (trekantede med normalt 1-2 store blodkar, der løber gennem området, enten side eller mellem blodkarrene er optimal for kapillær indsættelse og CSF samling, figur 2B), bruge en våd vatpind at tørre membranen ren og derefter bruge en tør vatpind til at tørre området.

Figure 2
Figur 2. Mus og dissektion setup med repræsentative billeder af kapillar indsættelse for CSF samling. Opsætning af mus klar til CSF ekstraktion med (A) barberet hoved fastspændt i sted for dissektion og (B) detaljerede billede (10 x se) af en dissekeret mus dura dækker cisterna magna (stiplet pil viser et blodkar, der løber gennem området og massiv pil viser området optimal for kapillær indsættelse). Detaljerede billeder (10 x Vis) (C) skærpede spidsen af glas kapillær justeret mod dura cisterna Magna, (D) punktet hvor kapillar næsten punkterer dura, med modstand fra dura og (E) kapillær spidsen aflyttet gennem dura til at indsamle CSF. CSF bør være en klar væske indsamlet i glasset kapillær (punkteret pil). Alle skala barer på nederste højre hjørne af hver mikroskop billede viser 100 µm. venligst klik her for at se en større version af dette tal.

3. CSF samling fra bedøvede mus

  1. Justere glas kapillær på bagsiden af musen hovedet, så skærpet pointen er lige bag membranen på en ~ 30-45 ° vinkel (figur 2 c).
  2. Styrte sprøjte endnu en eller et par gange og udarbejde sprøjten ~ 100-200 µL (at sørge for der er ingen forurenende stoffer og der er undertryk i glasset kapillar).
  3. Ved hjælp af micromanipulator, flytte kapillar tip tættere på membranen indtil modstand kan ses, men ikke punktering det (figur 2D).
  4. Når modstand er set mellem spidsen af kapillær og membranen, forsigtigt trykke kapillarrør gennem membranen af banker på micromanipulator kontrollen. Bruge mikroskop til at se den kapillære punktering skærpet punkt ind i cisterna magna. CSF bør automatisk blive trukket ind i den kapillarrør, når åbningen har været punkteret (figur 2E).
  5. Lade kapillar for at langsomt indsamle CSF. Hvis CSF er stoppet tegning, tegner sprøjte op en lille mængde langsomt (~ 50 µL) til at oprette mere undertryk i kapillær at udtrække ud EFSR'EN.
    Bemærk: Alternativt kapillar kan forsigtigt og langsomt trækkes ud af hjernen ved hjælp af fine micromanipulator Kontroller for at tillade CSF strømmer ind i kapillar igen. Et samlet beløb af ~ 10-15 µL af CSF (~ 3-4 cm i kapillar) tager ~ 10-30 min, og lejlighedsvis 20 µL eller mere kan blive indsamlet. Selvom ikke absolut nødvendigt, anbefales det at bruge en varme-pad under CSF samling. CSF samling blev udført ved stuetemperatur (~ 23 ° C).
  6. Når det ønskede CSF opkrævet lukkes slangen ved at flytte tre-vejs ventil til at lukke (for at stoppe tegning ud CSF).
  7. Tag sprøjten slangen, er tilsluttet og åbne og derefter lukke slanger (hvis du vil oprette udlignet pres i kapillar, slanger og området uden for kapillar). Reconnect sprøjte med tre-vejs ventilen, men ikke styrte sprøjten.
  8. Forsigtigt fjerne glas kapillær fra musen ved hjælp af micromanipulator.
  9. Placer collection tube (1,5 mL microtubes med 1 µL af 20 x protease hæmmer) under det skærpede punkt af glasset kapillær.
  10. Åbn slangen og forsigtigt kaste sprøjten: EFSR'EN skal flyde ud af kapillær og i collection tube.
  11. Efter samling, hurtigt centrifugeres (puls spin for 5 s ved maksimal hastighed ved hjælp af en mini centrifuge) CSF at proeven blandes med protease-hæmmer nederst i collection tube.
    Bemærk: CSF prøver kan være aliquoted og derefter gemmes til videre analyse ved-80 ° C. Resten af musen kan blive dissekeret for andre væv, såsom hjerne og rygmarv. Musen er stadig i live på dette tidspunkt og dermed blod kan også afhentes, hvis det er nødvendigt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Anvendelse af proceduren beskrevet her (figur 1 og figur 2), bør CSF straks indsamles i kapillar klart (figur 2E), ikke pink eller røde. Hvis der er en lyserød til rød skær til væske indsamlet i kapillar, så var der forurening med blod.

Som et eksempel på anvendelsen af CSF prøven indsamles med denne metode, niveauer af protein amyloid-beta (Aβ) blev målt ved hjælp af ELISA. Niveauer af Aβ i CSF er almindeligvis målt i Alzheimers sygdom forskning7. CSF er for det meste protein-fri. I en musemodel af Alzheimers sygdom (APP/PS1 mus), er niveauer af menneskelig Aβ42 betydelig forøgelse, som disse mus overexpress menneskelige APP. Dette kan observeres med prøver af CSF indsamlet fra 12-måned-forhenværende mus ved hjælp af de metoder beskrevet her (0 pg/mL i CSF i wild-type (WT) mus i forhold til 1.303 pg/mL i CSF af APP/PS1 mus, figur 3).

Figure 3
Figur 3. Repræsentative resultater for CSF prøve indsamles. ELISA analyse af CSF prøve indsamles. I en musemodel af Alzheimers sygdom (APP/PS1) er der en betydelig stigning i niveauet af menneskelige Aβ42 i CSF, da disse mus overexpress menneskelige Aβ42 (1.303 pg/mL). I wild-type (WT) bør mus der være nogen menneskelige Aβ42 opdaget (0 pg/mL). En uparret t-test blev anvendt til at måle betydning, ** p < 0,01, fejllinjer repræsenteret som SEM, n = 3 og 4 mus på 12 måneder, henholdsvis. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne protokol beskriver i detaljer en teknik, der forbedrer den nuværende metoder10 af CSF samling at minimere forurening fra blod og den rigelige samling af CSF (gennemsnitligt ~ 10-15 µL kan opnås) fra mus. Når bryde den kapillære tip, spidsen af kapillar bør ikke være for lille (som dengang CSF vil være uddraget meget langsomt) eller for stor (vil ikke blive fint nok til at indsamle EFSR'EN og væv kan blive indgivet i kapillar). Bør udvises forsigtighed ved dissekere område for CSF samling: nogen blødning bør stoppes og området for isætning af glas kapillær renset fra blodet med dH20 for at undgå kontaminering med prøven. Anatomi af hver mus er forskellige, men de fleste mus har 1-2 store blodkar, der løber gennem det område hvor kapillar skal indsættes for CSF samling. At vælge det rigtige sted for indsættelse af kapillar er vigtige, nemlig indlagde for tæt på vil store blodkar forurene CSF med blod. Som vist i figur 2, er et område, der er klart af blodkar, sådan som mellem eller på begge sider af de store blodkar, optimale for kapillær indsættelse for at undgå kontaminering. Hvis CSF ikke flyde ud på en jævn hastighed og stopper efter et stykke tid, tegning sprøjten lidt (~ 50 µL) kan bidrage til at genstarte strømmen af CSF i kapillar. Alternativt, kapillar, selv kan flyttes forsigtigt og langsomt i eller ud af mus med micromanipulator at genstarte strømmen af CSF udvinding. Skal udvises forsigtighed, når gør disse trin som blod kan flyde ind i kapillar. Denne teknik fungerer godt på grund af forskelle i pres fra hjernen og glas kapillær at uddrage CSF fra musen. Således kan musen kun være punkteret en gang, som efter kapillar er indsat i musen og taget ud, der er et tab af trykket i hjernen og CSF vil ikke længere blive trukket ind i kapillar automatisk hvis det er indsat igen. Derfor praksis vil perfektionere denne teknik til at producere ingen blod forureninger og opnå tilstrækkelig CSF indsamling på den første indsættelse af kapillar i musen (fra erfaring, 10-20 praksis mus vil være nok til at nå dette stadium).

Denne protokol er en forbedret og effektiv metode til at udtrække CSF fra mus og hvis det gøres korrekt, minimerer forurening fra blod (figur 1, figur 2, figur 3). Denne teknik er begrænset af den tid, det tager for CSF skal indsamles. Normalt, 30 min er nødvendig for at indsamle ~ 15 µL eller mere af CSF ved stuetemperatur (~ 23 ° C). I løbet af denne tid, musen kan holdes varm med vat eller væv, men uden en varme pad eller for CSF kan stadig være med succes indsamlet. Tilføjelse af en varme-pad eller opvarmning musen, før proceduren kan forbedre denne teknik ved at øge strømmen af CSF ud af hjernen og reducere den nødvendige tid til samling, som beskrevet i andre metoder10,11. Men i protokollen beskrevet her, ingen varme pad eller opvarmning af musen blev brugt og mellem mus var der ingen problemer i mængden af CSF, der kunne indsamles. Som et eksempel på anvendelsen, denne teknik kan bruges til blev niveauer af menneskelig Aβ42 målt ved hjælp af ELISA. Aβ er kendt for at være klistret og kan tiltræde glas og indsamling rør. I denne protokol, blev borsilikatglas kapillærer og polypropylen rør brugt til at indsamle CSF fra mus. Mens nogle Aβ kan holde sig til glas kapillær og vægge af indsamling rør, ELISA resultater viser, at Aβ niveauer kan være målt (figur 3). Alligevel er det en mulighed at Aβ niveauer målt fra CSF indsamlet i denne protokol er mindre end det beskrevet af andre undersøgelser, men glas kapillærer er nødvendigt at punktur gennem dura af musen til at indsamle EFSR'EN. Udover måling Aβ, kan andre proteiner af interesse også måles ved hjælp af EFSR'EN indsamlet.

Mens den tidligere udgivne metode af CSF samling af Liu et al. 10 var beregnet til den løbende indsamling af CSF fra levende mus, metoden beskrevet her er indsamling af CSF fra mus til at blive ofret til væv indsamling og analyse. Således, denne teknik kan bruges sammen med andre dissektion metoder til musen væv samling, da det ikke påvirker hjernen og rygmarven, og efter CSF samling (dvs.efter 10-30 min for ~ 10-15 µL af CSF), musen bør stadig vejrtrækning og under anæstesi. Andre væv som blodet, hjernen, rygmarven og leveren er derfor stadig rentabelt for indsamling og biokemiske analyser. Selv om Liu et al. metode indsamlet CSF meget hurtigt (10 min pr. musen for 3-7 µL af CSF), metoden beskrevet her tager længere tid men kan indsamle mere CSF10. En anden metode for CSF samling er også blevet beskrevet af Maia et al. 11 begge de Liu et al. og Maia et al. metoder beskriver indsamling CSF fra mus ved hånden glas kapillærer eller gel loader tips og punktering i cisterna magna. Metoden beskrevet her adskiller sig ved fastsættelse af kapillar til en micromanipulator. Dette sikrer, at kapillar er holdt immobile og nedsætter forurening fra blodet i CSF samling. Micromanipulator giver også mulighed for større præcision og nøjagtighed i gummiproppen i cisterna magna at opnå CSF. Selv om metoden Maia et al. var også kan skaffe 15-20 µL af CSF pr. mus, kræver det punktering i cisterna magna gentagne gange i hånden med gel loader tips, som kan øge risikoen for kontaminering fra blod eller væv. Derudover Maia et al. metoden kan nedsætte trykket i hjernen med hver sekventielle punktering cisterna Magna, derfor er der mindre CSF indsamlet hver gang. Metoden beskrevet her omfatter kun en punktering og forlader kapillar i cisterna magna yderligere indsamle CSF, da det fylder med CSF mens musen er under anæstesi. Således protokollen beskrevet her løbende indsamler CSF og minimerer risikoen for forurening fra gentagne punkteringer i cisterna magna samt forstyrrelse af det omgivende væv.

Med større CSF prøvetagning og renhed, kan flere analyser bruges med denne væske til yderligere støtte i neuroscience research. Det er velkendt blandt forskere at samlingen af CSF fra mus kan være trættende og kun et begrænset udsnit kan fås (normalt angivet som et maksimum på 5-7 µL6,7,8,9). I litteraturen, der er ikke mange detaljerede protokoller offentliggjort for CSF udvinding og denne protokol forbedrer på en tidligere udgivne metode10 at minimere forurening fra blod, samtidig med at den rigelige samling af CSF. CSF har mange anvendelser i neurovidenskab forskning og som en af de nærmeste væsker til væv i CNS, det er et værdifuldt eksempel for forskning. Det har været tidligere identificerede, at en voksen mus har et samlet volumen på 40 µL af CSF12. Denne protokol er således at opnå 25% og måske mere af den samlede CSF i en voksen mus. Udover de indavlede stammer C57BL/6 og APP/PS1 mus, har outbred stammen prægning kontrol region (ICR) mus også været brugt med held samle CSF ved hjælp af denne protokol. CSF fra mus i forskellige aldre (4 til 18 måneder) har opsamlet med held, ved hjælp af denne protokol. Der bør således ingen problemer med indsamling af CSF fra forskellige stammer eller alderen mus med denne metode. Denne detaljerede protokollen vil forhåbentlig blive brugt af mange til at forbedre udviklingen af CSF assays og andre analyseteknikker til støtte i forskning at forstå neurodegenerative sygdomme, der påvirker hjernen og rygmarven.

Det er afgørende, at lederen af musen fastgøres stramt, så den ikke flytter i løbet af dissektion og CSF samling (afsnit 3 i protokollen). Webstedet for den indledende punktere i cisterna magna er vigtig for opnåelse af rigelige, ikke-forurenet CSF. Kapillar bør ikke indsættes for tæt til enhver blodkarrene til at undgå forurening af prøven indsamles. Justering af kapillar er desuden afgørende for optimal CSF samling. Brugen af micromanipulator giver mulighed for finjusteringer foretages uden høj grad forstyrrer det omgivende væv og forurener EFSR'EN. Ved hjælp af fine kontrol af micromanipulator, kan kapillar langsomt flyttes ind eller ud at give mulighed for CSF strømmer ud til kapillær for samling og fra musen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af National Natural Science Foundation of China (81650110527, 81371400) og nationale nøglen grundlæggende forskning Program af Kina (2013CB530900).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chloral hydrate (used as anesthetic) Sinopharm Chemicals Reagen Co. Ltd. 30037517 CAS number 302-17-0.
Dissecting scissors 66 vision technology 54002
Dissecting curved forceps 66 vision technology 53072
Dissecting straight forceps 66 vision technology 53070
Mouse adapter (with ear bars) Made in-house. N/A Similar equipment available from World Precision Instruments.
Dissecting microscope Meiji Labax Model 15381
Micromanipulator World Precision Instruments M3301
Magnetic base for micromanipulator Kanetec MB-K
Glass capillaries World Precision Instruments 1B100-4
Micropipette puller Sutter Instruments Model P-1000
Syringes (1ml) Tansoole 02024692 For 1ml.
Microtubes (1.5ml) Axygen MCT-150-C
Protease inhibitor Cocktail Set III EDTA-free Calbiochem 539134
Human Aβ42 ELISA kit Invitrogen KHB3441
Piping (teflon tubing) World Precision Instruments MMP-KIT Obtained from a microinjection kit and attached to the capillary holder and syringe.
Mini centrifuge Tiangen Biotech OSE-MC8
Cotton buds Obtained from any household store/pharmacy. N/A

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Anoop, A., Singh, P. K., Jacob, R. S., Maji, S. K. CSF Biomarkers for Alzheimer's Disease Diagnosis. Int. J. Alzheimers. Dis. 2010, 1-12 (2010).
  2. Blennow, K., Hampel, H., Weiner, M., Zetterberg, H. Cerebrospinal fluid and plasma biomarkers in Alzheimer disease. Nat. Rev. Neurol. 6, (3), 131-144 (2010).
  3. Schoonenboom, N. S. M., et al. Cerebrospinal fluid markers for differential dementia diagnosis in a large memory clinic cohort. Neurology. 78, (1), 47-54 (2012).
  4. Molinuevo, J. L., et al. The clinical use of cerebrospinal fluid biomarker testing for Alzheimer's disease diagnosis: A consensus paper from the Alzheimer's Biomarkers Standardization Initiative. Alzheimer's Dement. 10, (6), 808-817 (2014).
  5. Fagan, A. M. CSF biomarkers of Alzheimer's disease: impact on disease concept, diagnosis, and clinical trial design. Adv. Geriatr. 2014, 1-14 (2014).
  6. Ramautar, R., et al. Metabolic profiling of mouse cerebrospinal fluid by sheathless CE-MS. Anal. Bioanal. Chem. 404, (10), 2895-2900 (2012).
  7. Liu, L., Herukka, S., Minkeviciene, R., Vangreon, T., Tanila, H. Longitudinal observation on CSF Aβ42 levels in young to middle-aged amyloid precursor protein/presenilin-1 doubly transgenic mice. Neurobiol. Dis. 17, (3), 516-523 (2004).
  8. Schelle, J., et al. Prevention of tau increase in cerebrospinal fluid of APP transgenic mice suggests downstream effect of BACE1 inhibition. Alzheimer's Dement. (2016).
  9. You, J. -S., Gelfanova, V., Knierman, M. D., Witzmann, F. A., Wang, M., Hale, J. E. The impact of blood contamination on the proteome of cerebrospinal fluid. Proteomics. 5, (1), 290-296 (2005).
  10. Liu, L., Duff, K. A Technique for Serial Collection of Cerebrospinal Fluid from the Cisterna Magna in Mouse. J. Vis. Exp. (21), (2008).
  11. Maia, L. F., et al. Changes in amyloid-β and Tau in the cerebrospinal fluid of transgenic mice overexpressing amyloid precursor protein. Sci. Transl. Med. 5, (194), 194re2 (2013).
  12. Oshio, K. Reduced cerebrospinal fluid production and intracranial pressure in mice lacking choroid plexus water channel Aquaporin-1. FASEB J. (2004).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics