En förbättrad metod för insamling av ryggmärgsvätska från sövda möss

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Det här protokollet beskriver en förbättrad teknik för riklig insamling av cerebrospinalvätska (CSF) med ingen förorening från blodet. Med större provsamling och renhet, kan fler analyser utföras med CSF för att vidareutveckla vår förståelse av sjukdomar som påverkar hjärnan och ryggmärgen.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lim, N. K., Moestrup, V., Zhang, X., Wang, W. A., Møller, A., Huang, F. D. An Improved Method for Collection of Cerebrospinal Fluid from Anesthetized Mice. J. Vis. Exp. (133), e56774, doi:10.3791/56774 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Cerebrospinalvätska (CSF) är en värdefull kroppen vätska för analys i neurovetenskap forskning. Det är en av vätskorna i närmaste kontakt med centrala nervsystemet och således kan användas för att analysera tillståndet sjuka i hjärnan eller ryggmärgen utan direkt tillgång till dessa vävnader. Dock i möss är det svårt att få från cisterna magna på grund av dess närhet till blodkärlen, vilket ofta förorena prover. Området för CSF samling hos möss är också svårt att dissekera till och ofta endast små prover erhålls (maximalt 5-7 µL eller mindre). Detta protokoll beskriver i detalj en teknik som förbättrar den nuvarande metoder för att minimera kontaminering från blod och tillåta för riklig insamling av CSF (i genomsnitt 10-15 µL kan samlas). Denna teknik kan användas med andra dissektion metoder för insamling av vävnad från möss, eftersom det inte inverkar alla vävnader under CSF extraktion. Således, hjärnan och ryggmärgen påverkas inte med denna teknik och förbli intakt. Med större CSF-provtagning och renhet, fler analyser kan användas med denna vätska att ytterligare stöd neurovetenskapliga forskning och bättre förstå sjukdomar som drabbar hjärnan och ryggmärgen.

Introduction

CSF är en värdefull kroppen vätska för analys i neurovetenskap forskning. CSF är huvudsakligen tillverkade av blodplasma, som innehåller några celler (inga röda blodkroppar och endast några vita blodkroppar) och är nästan fritt från protein. Det är en av vätskorna i nära kontakt med det centrala nervsystemet (CNS) och det kan passera många elektrolyter från hjärnan och ryggmärgen till perifera systemet. I människor, CSF prover kan samlas till stöd i diagnos av sjukdom eller för forskningsändamål i kliniska prövningar, som spinal tap (eller lumbalpunktion) är en mindre, invasiv procedur: CSF vätskan kan återspegla förändringar i CNS utan att direkt få tillgång till dessa vävnaderna. Således, under de senaste åren, för forskningsändamål i kliniken, CSF prover har erhållits från patienter med neurodegenerativa sjukdomar som Alzheimers sjukdom och andra demenssjukdomar1,2,3. I området i närheten finns det många biomarkör-analyser som har utvecklats med hjälp av CSF prover till potentiellt stöd för att diagnostisera sjukdomar i klinik2,3. Det finns dock mycket debatt om tillförlitligheten av dessa analyser att producera konsekventa och känsliga resultat för att specifikt diagnostisera sjukdom4,5. Så, finns det ett stort behov för utveckling av bättre analyser och mål, som kan hittas i CSF, till stöd i att producera en standardiserad teknik att diagnostisera neurodegenerativa sjukdomar med större känslighet och specificitet. På grund av den potentiella betydelsen av mänskliga CSF prover vid sjukdom är insamling av CSF från gnagare i neurovetenskap forskning också av intresse.

Möss är viktiga djur i biologisk och medicinsk forskning och möjliggör testning av potentiella terapeutiska föreningar och proof-of-concept studier innan kliniska prövningar. Hos möss är det dock svårt att erhålla CSF prover på grund av dess närhet till hjärnan i ett litet djur, som den vanliga metoden för CSF insamling hos möss är att få det via cisterna magna, en öppning mellan lillhjärnan och dorsala ytan av förlängda märgen. Detta medför svårigheter att samla in CSF prover eftersom detta område är svårt att dissekera till och i nära närhet till blodkärlen, ökar risken för kontaminering från blodkroppar. På grund av dessa svårigheter, de flesta forskare kan endast få en liten mängd av CSF för analys (oftast anges som 5-7 µL) och kontaminering av CSF prover av blodkroppar är en huvudfråga för analyser6,7,8 , 9. blod kontaminering kan skymma resultat och inte verkligen återspeglar tillståndet i CNS. Dessutom begränsat urvalet samlat kan påverka forskning som den vanliga mängden insamlade från möss är nog för endast en mätning (i två eller tre exemplar) använder enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). Således, sammanförs vanligtvis CSF prover från flera möss för att ha tillräckligt prov köra flera analyser. Utveckla ett protokoll för den rikliga, oförorenad samling av CSF från möss önskas kraftigt och kommer att vara fördelaktigt att förbättra neurovetenskapliga forskning med hjälp av gnagare.

I detta protokoll, en teknik för den rikliga (ett genomsnitt på 10-15 µL) samling av CSF från sövda möss beskrivs i detalj och förbättrar en nu kända metoden för CSF insamling att minimera kontaminering från blod10. Ett robust protokoll för CSF samling kommer stöd i utvecklingen av CSF-baserade biomarkör analyser, som skulle kunna användas till stöd för att diagnostisera sjukdomen, samt förbättra forskningen till de mekanismer som ligger bakom sjukdomar som drabbar CNS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alla djurförsök har utförts i enlighet med politiken av samhället för neurovetenskap (USA) och Fudan University (Shanghai, Kina) etiska kommittéer. Detta förfarande är för en icke-survival kirurgi.

1. inställning av CSF samling apparater

  1. Dra av glaset kapillär (innerdiameter 0,75 mm, yttre diameter 1,0 mm) med en mikropipett avdragare (enligt Liu et al. 10. vässade kapillär visas i figur 1).
  2. Plats en slipade glas kapillär i kapillär hållaren monteras fast på en micromanipulator (figur 1A).
  3. Bryta spetsen av vässade kapillären med rak peang i dissekera Mikroskop, så att den inre diametern av brutna spetsen handlar om 10-20 µm (figur 1 c).
  4. Bifoga en tunn slang och en spruta till den andra änden av innehavaren av kapillär och Anslut tunna röret och sprutan med en tre-vägs ventil.
  5. Skifta tre-vägs ventilen för att öppna och kasta sprutan som blåser luft ur sprutan genom slangen till glas kapillär att utvisa eventuella föroreningar och skapa övertryck i kapillärröret.
  6. Upprepa detta några gånger genom dis-ansluta och åter ansluta sprutan till trevägs ventil och utarbetandet av sprutan ~ 100-200 µL före den sista ny anslutningen av sprutan med tre-vägs ventilen (figur 1B).
  7. Flytta micromanipulator med kapillär glaset åt sidan för att förhindra skador under musen dissektion.

Figure 1
Figur 1. Mikroskop, micromanipulator och kapillär setup. (A) Mikroskop och micromanipulator med kapillär fäst setup, samt en närmare bild av (B) anslutna sprutan och tre-vägs ventilen att öppna (visas här) eller stänga rörsystem, och (C), en obruten (höger) och bruten (vänster) Kapillär tips redo för CSF samling. När brutit, spetsen av kapillären bör ha en innerdiameter på 0,75 mm, yttre diameter på 1,0 mm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.

2. mus dissektion

  1. Söva musen.
    Obs: för detta protokoll, C57BL/6 och amyloid prekursor protein/presenilin 1 (APP/PS1) transgena (Alzheimers sjukdom musmodell) möss användes och bedövas med 4% chloral hydrat (i dH20) på 10 µL/g av Musens vikt via intraperitoneal injektion.
  2. När fullt anesthetized, se till att musen är tillräckligt sövd. Uttag svaret till tå nypa, genom något att utvidga bakbenen och nypa tårna och titta på ett uttag svar, utförs för att säkerställa adekvat anestesi. Kontrollera genom att klämma alla fyra extremiteterna; om det finns ingen reaktion är musen bedövas ordentligt. Klipp och trimma håret baktill av huvudet av musen ovanför ögonen, mellan öronen längst ned i halsen med dissekera sax (figur 2A). Alternativt, clippers eller hårborttagningsprodukter kräm kan användas till stöd i hårborttagning.
  3. Skydda huvudet av musen med en mus adapter (baksidan av den huvudet uppåt med näsan pekade nedåt på ~ 45 °, figur 2A). Fixa öra barer mellan öronen och ögonen på musen och dra åt. Kontrollera att huvudet kan inte flytta och sitter tätt på kortet genom att försiktigt trycka på huvudet av musen.
  4. Dubbelgranska uttag svar till tå nypa innan kirurgiska snitt och regelbundet därefter för att försäkra kirurgiska planet av anestesi. Visuellt observera någon förändring i andningsfrekvens under förfarandet för att indikera förändringar i plan av anestesi. En ren och icke-aseptiska, teknik kan användas för detta kort icke-survival-kirurgi. Använda sax och böjd pincett, skära genom huden och det första lagret av muskel tills basen av skallen utsätts med endast ett tunt lager av muskler.
    Obs: Skära igenom mus huden över baksidan av halsen och sedan skära huden ner i mitten av skallen mellan öronen och ögonen på musen. Hud och vävnad kan sedan dras isär och ut ur området över cisterna magna.
  5. Medan visning genom dissekera mikroskopet, noggrant dissekera bort sist tunna lager av muskler över basen av skallen med pincett och flytta dessa lager av muskler åt sidan och ur området av intresse. Om det blöder, använda bomullspinnar ta bort och hjälpa till att stoppa blödningen.
  6. När dura över cisterna magna är utsatt (trekantiga med vanligtvis 1-2 stora blodkärl som löper genom området; endera sidan eller mellan blodkärlen är optimalt för kapillär införande och CSF samling, figur 2B), använda en våt bomullstuss att torka membranet och sedan använda en torr bomullstuss till torra området.

Figure 2
Figur 2. Mus och dissektion setup med representativa bilder av kapillär isättning för CSF samling. Inställning av musen redo för CSF extraktion med (A) rakade huvud spänns på plats för dissekering och (B) detaljerad bild (10 x vy) av en dissekerade mus dura täcker cisterna magna (streckad pil visar ett blodkärl som löper genom området och heldragen pil visar området optimalt för kapillär införande). Detaljerade bilder (10 x vy) av (C) vässade spetsen av glas kapillär justerad mot dura i cisterna magna, (D) punkten där kapillären nästan punkteringar dura, med visst motstånd från dura och (E), det kapillär tip knackade genom dura att samla CSF. CSF bör vara en klar vätska som samlas i glaset kapillär (streckad pil). Alla skala staplarna längst höger i varje Mikroskopbilden visar 100 µm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.

3. CSF samling från sövda mus

  1. Justera glas kapillären till baksidan av chefen mus så att den vassa punkten är precis bakom membranet på en ~ 30-45 ° vinkel (figur 2 c).
  2. Kasta sprutan en gång eller några gånger och utarbeta sprutan ~ 100-200 µL (för att kontrollera att det finns inga föroreningar och det är undertryck i glaset kapillär).
  3. Använda micromanipulator, flytta kapillären spets närmare membranet tills motstånd kan ses, men inte punktera det (figur 2D).
  4. När motstånd ses mellan spetsen av kapillären och membranet, knacka försiktigt på kapillärröret genom membranet genom att knacka på micromanipulator kontroller. Använda Mikroskop för att se vässade peka av kapillär punkteringen i cisterna magna. CSF bör automatiskt dras in i kapillärrör när öppnandet har punkterats (figur 2E).
  5. Lämna kapillären att sakta samla CSF. Om CSF har slutat dra ut, dra sprutan upp en liten mängd långsamt (~ 50 µL) att skapa mer negativa trycket i kapillären att extrahera ut CSF.
    Obs: Alternativt kapillären kan försiktigt och långsamt dras ut ur hjärnan med hjälp av fina micromanipulator-kontrollerna för att tillåta CSF strömma in i kapillären igen. En total mängd ~ 10-15 µL av CSF (~ 3-4 cm i kapillären) tar ~ 10-30 min, och ibland 20 µL eller mer kan samlas. Även om inte absolut nödvändigt, är det rekommenderat att använda en värme pad under CSF samling. CSF samling utfördes vid rumstemperatur (~ 23 ° C).
  6. När mängden önskad CSF är samlat, Stäng slangen genom att flytta tre-vägs ventilen att stänga (för att stoppa ritning ut CSF).
  7. Ta ut sprutan ansluten till slangen, och öppna och stäng sedan slangen (för att skapa utjämnade trycket i kapillären, slangar och området utanför kapillären). Anslut sprutan med tre-vägs ventilen, men inte kasta sprutan.
  8. Ta försiktigt bort glas kapillären från musen med hjälp av micromanipulator.
  9. Placera samling röret (1,5 mL mikrorör med 1 µL 20 x proteashämmare) enligt det slipade glaset kapillär.
  10. Öppna slangen och kasta försiktigt sprutan: GSR ska flyta ut ur kapillären och in samling röret.
  11. Efter samlingen, snabbt Centrifugera (puls spin för 5 s vid maximal hastighet med hjälp av en mini centrifug) GSR att blanda provet med proteashämmare längst samling röret.
    Obs: CSF prover kan vara aliquoted och sedan lagras för vidare analys vid-80 ° C. Resten av musen kan vara dissekeras för andra vävnader, såsom hjärnan och ryggmärgen. Musen är fortfarande lever i detta skede och därmed blod kan också samlas in, om det behövs.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Med hjälp av proceduren som beskrivs här (figur 1 och figur 2), bör CSF omedelbart samlas in i kapillären vara tydlig (figur 2E), inte rosa eller röd. Om det finns en rosa till röd nyans till vätska som samlas in i kapillären, då fanns det kontaminering med blod.

Som ett exempel på tillämpningen av CSF provet samlas in med denna metod, nivåer av proteinet amyloid-beta (Aβ) mättes med ELISA. Nivåer av Aβ i CSF mäts vanligen i Alzheimers sjukdom forskning7. CSF är mestadels protein-fria. I en musmodell av Alzheimers sjukdom (APP/PS1 möss), är nivåer av mänskliga Aβ42 betydligt ökat, liksom dessa möss överuttrycka mänskliga APP. Detta kan observeras med prover av CSF samlas in från 12 månader gamla möss med hjälp av de metoder som beskrivs här (0 pg/mL i CSF av vildtyp (WT) möss jämfört 1.303 pg/mL i CSF av APP/PS1 möss, figur 3).

Figure 3
Figur 3. Representativa resultat för CSF prov insamlade. ELISA analys av CSF prov samlas in. I en musmodell av Alzheimers sjukdom (APP/PS1) finns det en betydande ökning av nivåerna av mänskliga Aβ42 i CSF, som dessa möss överuttrycka mänskliga Aβ42 (1.303 pg/mL). I vildtyp (WT) bör möss det inga mänskliga Aβ42 upptäckt (0 pg/mL). Ett oparat t-test användes för att mäta betydelse, ** p < 0,01, felstaplar representerade som SEM, n = 3 och 4 möss vid 12 månaders ålder respektive. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Detta protokoll i detalj beskriver en teknik som förbättrar den nuvarande metoder10 av CSF samling att minimera kontaminering från blod och tillåta för riklig insamling av CSF (i genomsnitt ~ 10-15 µL kan erhållas) från möss. När du bryter kapillär spetsen, spetsen av kapillären inte bör vara för liten (som då GSR extraheras mycket långsamt) eller för stor (kommer inte är fina nog att samla GSR och vävnad kan fastna i kapillären). Försiktighet bör iakttas när dissekera området för CSF samling: någon blödning ska stoppas och området för isättning av glas kapillär rengöras från blod med dH20 att undvika kontaminering med provet. Anatomi av varje mus är olika, men de flesta möss har 1-2 stora blodkärl som löper genom området där kapillären behöver införas för CSF samling. Att välja rätt plats för införande av kapillären är viktigt, som att infoga alltför nära till kommer att stora blodkärl kontaminera GSR med blod. Som visas i figur 2, är ett område som är tydligt av blodkärl, sådan som mellan eller på endera sidan av stora blodkärl, optimal för kapillär införande för att undvika kontaminering. Om CSF inte flödar ut i en stadig takt och stannar efter en tid, dra sprutan lite (~ 50 µL) kan hjälpa till att starta flödet av CSF i kapillären. Alternativt, kapillären själv kan flyttas försiktigt och långsamt i eller ur musen med micromanipulator till starta flödet av CSF utvinning. Man måste vara försiktig när gör dessa steg som blodet kan flöda in i kapillären samt. Denna teknik fungerar väl på grund av skillnaderna i trycket från hjärnan och glas kapillär att dra ut CSF från musen. Således, musen kan punkteras endast en gång, som efter kapillären sätts in musen och tagit ut, det är en förlust av trycket i hjärnan och CSF inte längre kommer att dras in i kapillären automatiskt om det är isatt igen. Därför praktiken kommer perfekt denna teknik för att producera inget blod föroreningar och erhålla adekvat CSF samling på första insättning av kapillären in musen (från erfarenhet, 10-20 praktiken möss kommer att vara tillräckligt för att nå detta stadium).

Detta protokoll är en förbättrad och effektiv metod för att extrahera CSF från möss och om gjort rätt, minimerar kontaminering från blod (figur 1, figur 2, figur 3). Denna teknik är begränsad av tiden för CSF ska samlas in. Normalt 30 min behövs för att samla in ~ 15 µL eller mer av CSF vid rumstemperatur (~ 23 ° C). Under denna tid, musen kan hållas varm med bomull eller vävnad, men utan en beläggning eller hetta madrassera, CSF kan fortfarande framgångsrikt samlas. Tillägg av en hetta madrassera eller uppvärmningen musen innan förfarandet kan förbättra denna teknik genom att öka flödet av CSF ur hjärnan och minska den tid som behövs för insamling, som beskrivs i andra metoder10,11. Men i protokollet som beskrivs här, ingen hetta madrassera eller uppvärmningen av musen användes och mellan möss fanns det inga svårigheter att mängden CSF som kunde samlas. Som exempel på programmet denna teknik kan användas för, mättes nivåer av mänskliga Aβ42 med ELISA. Aβ är kända för att vara klibbig och kan följa glas och samling rören. I detta protokoll användes borosilikatglas kapillärer och polypropylene rören att samla CSF från möss. Medan vissa Aβ kan fastna i glas kapillär och väggar av samling rören, ELISA resultat visar att Aβ nivåer kan mätas (figur 3). Det är dock en möjlighet att Aβ nivåer mätt från CSF samlas i detta protokoll är mindre än den som beskrivs av andra studier, men glas kapillärerna är nödvändigt att punktera genom dura av musen för att samla in CSF. Förutom mätning av Aβ, kan andra proteiner av intresse också mätas med GSR samlas in.

Medan den tidigare publicerade metoden för CSF insamling av Liu et al. 10 var tänkt för kontinuerlig insamling av CSF från levande möss, den metod som beskrivs här är för insamling av CSF från möss till offras för vävnad insamling och analys. Således, denna teknik kan användas tillsammans med andra dissektion metoder för mus vävnad samling eftersom det inte påverkar hjärnan och ryggmärgen, och efter CSF samling (dvs.efter 10-30 min för ~ 10-15 µL av CSF), musen bör fortfarande andning och under anestesi. Andra vävnader såsom blod, hjärna, ryggmärg och levern är därför fortfarande livskraftig för insamling och biokemisk analys. Även om den Liu et al. metod som samlats in CSF mycket snabbt (10 min per mus för 3-7 µL av CSF), den metod som beskrivs här tar längre tid men kan samla fler CSF10. En annan metod för CSF samling har också beskrivits av Maia o.a. 11 båda de Liu et al. och Maia et al. metoder beskriva samla CSF från möss av hand-innehav glas kapillärer eller gel loader tips och punktera i cisterna magna. Den metod som beskrivs här skiljer sig genom att fastställa kapillären till en micromanipulator. Detta säkerställer att kapillären hålls orörlig och minskar kontaminering från blod under CSF samling. Micromanipulator möjliggör också större precision och noggrannhet i punktera cisterna magna att erhålla CSF. Även om metoden Maia et al. kunde också få 15-20 µL av CSF per mus, kräver det att punktera cisterna magna upprepade gånger för hand med gel loader spets, vilket kan öka risken för kontaminering från blod eller vävnad. Dessutom den Maia et al. metod kan minska trycket i hjärnan med varje sekventiella punktera i cisterna magna så det finns mindre CSF samlas in varje gång. Den metod som beskrivs här innebär endast en punktering och lämnar kapillären i cisterna magna att ytterligare samla CSF som det påfyllnad med CSF medan musen är under narkos. Således det protokoll som beskrivs här kontinuerligt samlar in CSF och minimerar eventuell förorening från upprepade punkteringar i den cisterna magna samt störningar i den omgivande vävnaden.

Med större CSF-provtagning och renhet, kan fler analyser användas med denna vätska på ytterligare stöd i neurovetenskap forskning. Det är väl känt bland forskare att insamling av CSF från möss kan vara långtråkig och endast ett begränsat urval kan erhållas (vanligtvis anges som max 5-7 µL6,7,8,9). I litteraturen finns det inte många detaljerade protokoll publiceras för CSF utvinning och detta protokoll förbättrar på ett tidigare publicerade metod10 för att minimera kontaminering från blod, bibehållen riklig insamling av CSF. CSF har många tillämpningar inom neurovetenskap forskning och som en av de närmaste vätskorna till vävnaderna i CNS, det är en värdefull prov för forskning. Det har upptäckts tidigare att en vuxen mus har en total volym på 40 µL av CSF12. Detta protokoll är alltså kunna få 25% och möjligen mer av det totala beloppet av CSF i en vuxen mus. Förutom de inavlade stammar C57BL/6 och APP/PS1 möss, har outbred stammen imprinting kontrollregion (ICR) möss också använts för att framgångsrikt samla CSF som använder detta protokoll. CSF från möss i olika åldrar (4 till 18 månader) har samlats framgångsrikt använder detta protokoll. Det bör alltså finnas inga svårigheter att samla CSF från olika stammar eller åldrar av möss med denna metod. Detta detaljerade protokoll kommer förhoppningsvis användas av många för att förbättra utvecklingen av CSF-analyser och andra analystekniker till stöd i forskning för att förstå neurodegenerativa sjukdomar som påverkar hjärnan och ryggmärgen.

Det är viktigt att chefen för musen fästas ordentligt, så det inte rör sig under dissektion och CSF samling (avsnitt 3 i protokollet). Platsen för den första punkteringen i cisterna magna är viktigt för att få riklig, icke-kontaminerade CSF. Kapillären bör inte införas för nära att något blodkärl för att undvika kontaminering som samlas. Justering av kapillären är dessutom avgörande för optimal CSF samling. Användningen av micromanipulator möjliggör finjusteringar ska göras utan kraftigt störa omgivande vävnad och kontaminerande GSR. Med hjälp av fina kontrollerna av micromanipulator, kan kapillären långsamt flyttas in eller ut för CSF strömma ut från musen och in i kapillären för samling.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har något att avslöja.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes av National Natural Science Foundation Kina (81650110527, 81371400) och nationella nyckel grundläggande forskning Program av Kina (2013CB530900).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chloral hydrate (used as anesthetic) Sinopharm Chemicals Reagen Co. Ltd. 30037517 CAS number 302-17-0.
Dissecting scissors 66 vision technology 54002
Dissecting curved forceps 66 vision technology 53072
Dissecting straight forceps 66 vision technology 53070
Mouse adapter (with ear bars) Made in-house. N/A Similar equipment available from World Precision Instruments.
Dissecting microscope Meiji Labax Model 15381
Micromanipulator World Precision Instruments M3301
Magnetic base for micromanipulator Kanetec MB-K
Glass capillaries World Precision Instruments 1B100-4
Micropipette puller Sutter Instruments Model P-1000
Syringes (1ml) Tansoole 02024692 For 1ml.
Microtubes (1.5ml) Axygen MCT-150-C
Protease inhibitor Cocktail Set III EDTA-free Calbiochem 539134
Human Aβ42 ELISA kit Invitrogen KHB3441
Piping (teflon tubing) World Precision Instruments MMP-KIT Obtained from a microinjection kit and attached to the capillary holder and syringe.
Mini centrifuge Tiangen Biotech OSE-MC8
Cotton buds Obtained from any household store/pharmacy. N/A

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Anoop, A., Singh, P. K., Jacob, R. S., Maji, S. K. CSF Biomarkers for Alzheimer's Disease Diagnosis. Int. J. Alzheimers. Dis. 2010, 1-12 (2010).
  2. Blennow, K., Hampel, H., Weiner, M., Zetterberg, H. Cerebrospinal fluid and plasma biomarkers in Alzheimer disease. Nat. Rev. Neurol. 6, (3), 131-144 (2010).
  3. Schoonenboom, N. S. M., et al. Cerebrospinal fluid markers for differential dementia diagnosis in a large memory clinic cohort. Neurology. 78, (1), 47-54 (2012).
  4. Molinuevo, J. L., et al. The clinical use of cerebrospinal fluid biomarker testing for Alzheimer's disease diagnosis: A consensus paper from the Alzheimer's Biomarkers Standardization Initiative. Alzheimer's Dement. 10, (6), 808-817 (2014).
  5. Fagan, A. M. CSF biomarkers of Alzheimer's disease: impact on disease concept, diagnosis, and clinical trial design. Adv. Geriatr. 2014, 1-14 (2014).
  6. Ramautar, R., et al. Metabolic profiling of mouse cerebrospinal fluid by sheathless CE-MS. Anal. Bioanal. Chem. 404, (10), 2895-2900 (2012).
  7. Liu, L., Herukka, S., Minkeviciene, R., Vangreon, T., Tanila, H. Longitudinal observation on CSF Aβ42 levels in young to middle-aged amyloid precursor protein/presenilin-1 doubly transgenic mice. Neurobiol. Dis. 17, (3), 516-523 (2004).
  8. Schelle, J., et al. Prevention of tau increase in cerebrospinal fluid of APP transgenic mice suggests downstream effect of BACE1 inhibition. Alzheimer's Dement. (2016).
  9. You, J. -S., Gelfanova, V., Knierman, M. D., Witzmann, F. A., Wang, M., Hale, J. E. The impact of blood contamination on the proteome of cerebrospinal fluid. Proteomics. 5, (1), 290-296 (2005).
  10. Liu, L., Duff, K. A Technique for Serial Collection of Cerebrospinal Fluid from the Cisterna Magna in Mouse. J. Vis. Exp. (21), (2008).
  11. Maia, L. F., et al. Changes in amyloid-β and Tau in the cerebrospinal fluid of transgenic mice overexpressing amyloid precursor protein. Sci. Transl. Med. 5, (194), 194re2 (2013).
  12. Oshio, K. Reduced cerebrospinal fluid production and intracranial pressure in mice lacking choroid plexus water channel Aquaporin-1. FASEB J. (2004).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics