Invasieve hemodynamische karakterisering van de Portal-hypertensieve syndroom bij Cirrhotic ratten

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Hier beschrijven we een gedetailleerd protocol voor invasieve meting van hemodynamische parameters, met inbegrip van portal druk, splanchnic doorbloeding en systemische hemodynamica teneinde het karakteriseren van de portal hypertensieve syndroom bij ratten.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Königshofer, P., Brusilovskaya, K., Schwabl, P., Podesser, B. K., Trauner, M., Reiberger, T. Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats. J. Vis. Exp. (138), e57261, doi:10.3791/57261 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Dit is een gedetailleerde beschrijving van invasieve hemodynamische metingen in cirrhotic ratten voor de karakterisatie van portal hypertensieve syndroom. Portal hypertensie (PHT) als gevolg van cirrose is verantwoordelijk voor de meest ernstige complicaties bij patiënten met leverziekten. Volledig beeld van de portal hypertensieve syndroom wordt gekarakteriseerd door verhoogde portal druk (PP) als gevolg van de toegenomen Intrahepatische vasculaire weerstand (IHVR), hyperdynamic verkeer en verhoogde splanchnic bloedtoevoer. Progressieve splanchnic arteriële vasodilatatie en verhoogde cardiale output met verhoogde hartslag (HR) maar lage arteriële druk kenmerkt de portal hypertensieve syndroom.

Nieuwe therapieën die erop gericht te verlagen van PP momenteel worden ontwikkeld door ofwel gericht op IHVR of splanchnic doorbloeding verhoogd — maar bijwerkingen op systemische hemodynamica kan optreden. Dus, een gedetailleerde karakterisering van portaal veneuze, splanchnic, en systemische hemodynamische parameters, met inbegrip van meting van PP, portal veneuze bloedstroom (PVBF), mesenterische arteriële bloedstroom, gemiddelde arteriële druk (kaart) en HR is nodig voor preklinische evaluatie van de werkzaamheid van nieuwe behandelingen voor PHT. Onze video artikel biedt de lezer met een gestructureerde protocol voor het uitvoeren van invasieve hemodynamische metingen in cirrhotic ratten. In het bijzonder, beschrijven we de catheterisatie van de femorale slagader en de ader van de portal via een ader van de ileocolic en de meting van portaal veneuze en splanchnic bloed stromen via gerelateerde Doppler-ultrageluid stroom sondes. Representatieve resultaten van verschillende rat modellen van PHT worden weergegeven.

Introduction

PHT is gedefinieerd als pathologisch verhoogde bloeddruk in de portal veneuze systeem dat leiden ernstige complicaties bij patiënten met levercirrose zoals variceal bloeden en ascites1 tot kan. Terwijl pre hepatische (b.v., portal veneuze trombose) en na hepatische (bijvoorbeeldBudd-Chiari Syndrome) PHT zijn zeldzaam, Intrahepatische PHT toe te schrijven aan levercirrose vertegenwoordigt de meest voorkomende oorzaak van PHT2.

In levercirrose, is PP vooral verhoogd als gevolg van verhoogde IHVR3. In gevorderde stadia, PHT wordt nog verergerd door de verhoogde PVBF als gevolg van verhoogde cardiale output en daalde van systemische en splanchnic vasculaire weerstand — de portal hypertensieve syndroom4definiëren. De wet van Ohm (ΔP = Q * R) impliceert dat de IHVR en bloed-flow in verhouding staan tot PP5. Bij patiënten is rechtstreekse meting van PP riskant en niet routinematig uitgevoerd; in plaats daarvan wordt de hepatische veneuze drukverschil (HVPG) gebruikt als een indirecte maat van PP6,7. De HVPG wordt berekend door de gratis hepatische veneuze druk (FHVP) van de steken hepatische veneuze druk (WHVP), die worden gemeten met behulp van een ballon catheter geplaatst in een hepatische ader8af te trekken. De fysiologische HVPG varieert tussen 1 – 5 mmHg, terwijl een HVPG ≥10 mmHg definieert klinisch significante portal hypertensie (CSPH) en geeft aan verhoogd risico voor PHT-gerelateerde complicaties, zoals variceal bloeden, ascites en hepatische encephalopathie9 . Hoewel PP (dat wil zeggen, HVPG) de meest relevante parameter voor PHT Ernst, informatie over andere onderdelen van PHT is, met inbegrip van de ernst van de omloop hyperdynamic (HR, kaart), zijn splanchnic/mesenterische arteriële bloedstroom, en IHVR, cruciaal voor het verkrijgen van een grondig inzicht in de verschillende onderliggende mechanisme van PHT.

Dus, in tegenstelling tot indirecte metingen van PP bij de mens, de geïntroduceerde methodologie voor ratten biedt het voordeel van een rechtstreekse meting van PP en staat de opname van aanvullende hemodynamische parameters karakteriseren de portal hypertensieve syndroom. Daarnaast de rechtstreekse meting van PP is een uitstekende integratieve uitlezing van het bedrag van leverfibrose (een belangrijke determinant van IHVR) en bepaalde beperkingen van fibrose kwantificering aan leverweefsel bemonstering fouten gerelateerde overwint.

De meest gebruikte knaagdier modellen van cirrhotic PHT omvatten chirurgische gal duct afbinding (BDL), toxine-geïnduceerde lever letsel (dat wil zeggen, door tetrachloorkoolstof, thioacetamide, of dimethylnitrosamine-administratie) en dieet-geïnduceerde metabole lever modellen van de ziekte. Prehepatic (niet-cirrhotic) PHT kan worden opgewekt door gedeeltelijke portal vein afbinding (PPVL)10.

Kleine knaagdieren zijn geschikt voor de onderhavige methode, met inbegrip van muizen, hamsters, ratten of konijnen, en zijn geassocieerd met relatief lage onderhoudskosten. Ondanks dat zijn allemaal de hemodynamische evaluaties zijn haalbaar om uit te voeren in muizen, betere nauwkeurigheid en reproduceerbaarheid van de resultaten gezien met ratten of grotere knaagdieren als gevolg van het duidelijke voordeel van dierlijke grootte. Daarnaast zijn specifieke micro-instrumenten en apparaten nodig om het verkrijgen van vergelijkbare hemodynamische parameters bij muizen. Tot slot, ratten zijn robuuster met lagere geassocieerde morbiditeit en mortaliteit en de drop-out tarieven zijn dus waarschijnlijk lager bij ratten dan in muizen.

De voorgestelde methodologie is geschikt voor de evaluatie van specifieke behandelingen van de leverziekte (d.w.z., anti-fibrotische of anti-inflammatoire drugs) of Roman farmacologische benaderingen die invloed vasculaire Toon en/of endotheel biologie; en dus waarschijnlijk effect hemodynamische parameters in PHT.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle methoden die hier worden beschreven zijn goedgekeurd door de ethische commissie van de medische universiteit van Wenen en het Oostenrijkse Ministerie van wetenschap, onderzoek en economie (BMWFW). Procedures moeten worden uitgevoerd onder aseptische omstandigheden in een operatie kamer of soortgelijke schoon werkvlak omdat de hemodynamische metingen chirurgische ingrepen vertegenwoordigen. In het algemeen, werken onder steriele omstandigheden wordt aanbevolen. Wanneer u een inademing verdoving, overwegen voldoende ventilatie van de operatie kamer voor arbeidsveiligheid. Een periode van 40 – 50 min/dier moet worden beschouwd in het geval alle hemodynamische uitlezingen gepresenteerd in dit protocol.

1. vooraf chirurgische preparaten

  1. Inschakelen en kalibreren van de elektronische meerkanaals recorder met inbegrip van de druk transducers volgens de instructie van de fabrikant.
  2. De ultrasone stroom sondes (1 mm en 2 mm) verbinden met de versterker bridge.
  3. Bereiden een reservoir van steriele fysiologische zoutoplossing oplossing, verwarmd tot lichaamstemperatuur, 37 ° C, voor het bevochtigen van weefsels of gaas kompressen.
  4. Record het dierlijke lichaamsgewicht gewogen anesthesie en normalisering van hemodynamische parameters volgens het lichaamsgewicht te bieden.
  5. Alle apparatuur voor een inademing verdoving voor te bereiden.
    Opmerking: Als inademing verdoving en/of de benodigde apparatuur is niet op de site of haalbaar, vervolgens injectie anesthesie met ketamine en xylazine kan worden gebruikt (80-100 mg/kg ketamine met 5-10 mg/kg xylazine in fysiologische zoutoplossing oplossing, intraperitoneaal (i.p.)). Een opnieuw doseren van ketamine (verminderde dosis van 20-30 mg/kg, intramusculair (i.m.)) na 30-45 min noodzakelijk is voor een continue verdoving van de chirurgische-vliegtuig.
  6. Zet het dier onder korte Isofluraan verdoving met behulp van een inductie-doos voor inademing verdoving (5 min 5% v/v Isofluraan, 3-4 L O2-stroom). Zorgvuldig kantelen van het vak en de diepte van de verdoving controleren door de status van de immobiliteit van het dier.
  7. Intubate de rat met een geschikt self-made endotracheale buis.
    Opmerking: Om personeel die nieuw op de intubatie techniek zijn, de analgesie/narcose (stap 1.10) kan worden gegeven na korte termijn inademing verdoving intubatie extra tijd te geven. Een andere optie is een dier-specifieke gelaatsmasker voor inademing verdoving.
    1. Gebruik een zelfgemaakte Endotracheale tube van een gemodificeerde perifere veneuze katheter (14 G). Afsnijden de vleugels van de behandeling en brengt een lus van de plakband voor fixatie van de achterste aan de rat Wang ter voorkoming van dislocatie van de Endotracheale tube (figuur 1A).
    2. Een zelf-gemaakte gids draad apparaat uit een gemodificeerde arteriële canule gebruiken als een gids draad houder en een geschikte blunt-tipped draad (figuur 1B).
    3. Gebruik een geschikte intubatiecanule Bureau voor goede positionering van het dier. Plaats het dier in de liggende positie met het hoofd in de hoekpositie.
      Opmerking: Als geen intubatie Bureau beschikbaar is, is het mogelijk om het dier in liggende positie met de nek zorgvuldig uitgerekt over de rand van de tabel. Deze procedure wordt echter niet aanbevolen vanwege het verhoogd risico op verwondingen.
    4. Een hechtdraad achter de snijtanden aan de ene kant van de rat los en voorzichtig rekken van het dier nek door koppelverkoop van de hechtdraad neer aan de andere kant (Figuur 1 c).
    5. Het vooraf tracheale ventrale kraag gebied verlichten door een gerichte lichtbundel. Vooral bij albino dieren, zorgen ervoor dat de stembanden zijn verlicht door middel van de huid te voorzien in verbeterde visualisatie en snelle intubatie.
      Opmerking: Gebruik een dier-specifieke Laryngoscoop voor intubatie van gepigmenteerde dieren.
    6. Pak de tong en trek het voorzichtig met behulp van twee vingers.
    7. Gebruik een wattenstaafje behandeld door lidocaïne (pomp spray) om zorgvuldig anesthetize het laryngeal gebied.
    8. Intubate het dier door het invoegen van de Endotracheale tube tussen de vocal folds en in de luchtpijp, met de steun van de gids draad apparaat (Figuur 1 d).
    9. Verwijder het apparaat van de draad gids.
    10. Sluit de buis aan de ventilator.
    11. Start de ventilator met behulp van de juiste instellingen voor het dier (1 L/min O2-stroom, automatische Flow = 90/min; inspiratory druk: 18 mmHg; GLUREN: 3 mmHg, ik / E = 1:2) en op de juiste intubatie controleren.
      Opmerking: Als de inflatie van de maag wordt opgemerkt, verwijderen van de buis en probeer het opnieuw. Daarnaast vergelijken de respiratoire activiteit op het ritme van de ventilator of plaats twee vingers op de buik muur rechts over de maag te beoordelen potentiële inflatie van de maag.
  8. Start Isofluraan anesthesie bij 0.5-1.0% v/v en 1 L/min O2-Flow onmiddellijk na succesvolle intubatie (figuur 2A).
  9. De Endotracheale tube oplossen door een transbuccal hechtdraad door middel van de Wang en de aangebrachte kleefband lus van de buis.
  10. Extra verdoving en analgesie door twee 1 mL spuiten, bv, ketamine (100 mg/kg) i.p. (23 G canule) [of i.m. door het verspreiden van het geïnjecteerde volume (dosis) in bilaterale injecties in de spier van de dij caudal (30 G canule)] beheren en piritramide (2 mg/kg) door onderhuidse (SC) injectie (23 G canule). Opmerking de maximale hoeveelheid i.m. injecties per injectieplaats (figuur 2B).
  11. Oog zalf toepassen. Clip van de lichaamsbeharing bij de abdominale regio en beide binnenste dijen. Desinfecteren van de huid.
    Opmerking: Beide binnenste dijen moeten worden geschoren, zodat het gebruik de contralaterale femorale slagader voor HR en kaart metingen in het geval dat de catheterisatie van de femorale slagader ontbroken aan één kant. Scheren op een later tijdstip kan haar om te vervuilen het chirurgische gebied.
  12. Corrigeer het dier in de liggende positie op een verwarming pad (38 ° C) met plakband (figuur 2C).
  13. Toezicht op de lichaamstemperatuur van het dier voortdurend, bijvoorbeeldmet behulp van een rectale temperatuursonde (figuur 2D).
  14. Beoordelen de verdoving diepte door deksel sluiting reflex en teen-snuifje-test voorafgaand aan elke interventie of chirurgie.

2. meting van HR en kaart

  1. Incise van de huid op de innerlijke dij (Selecteer één kant) boven de vermoedelijke locatie van de femorale slagader door het opheffen van de huid door weefsel pincet en het verwijderen van een huidgebied van ongeveer 2 cm lengte door Mayo scissor (figuur 3A).
  2. Bloot en bot ontleden de slagader-ader-zenuw complex waarin de femorale slagader van bindweefsel (adventitia) door een hemostat langs het complex herhaaldelijk te openen.
  3. Het ontleden van het complex van de slagader-ader-zenuw van het omringende weefsel langs ~1–1.5 cm (figuur 3B).
  4. Indien nodig Verwijder subcutaan/gerelateerde vet voor een betere weergave en dissectie.
    Opmerking: Wees voorzichtig met het verwijderen van subcutane/gerelateerde vet door cuticula scissor, omdat benadeelde bloedvaten bloedingen veroorzaken kan. Als bloeden is genoteerd, druk uitoefenen op het bloeden gebied met behulp van een kleine gaas of stoppen met het bloeden door een hemostat.
  5. Scheiden van de femorale slagader van de femorale ader en de zenuw met twee hoge precisie 45° hoek brede punt pincet (van mening dat de femorale ader de meest mediale structuur is en de femorale slagader ligt meer laterale) (Figuur 3 c-F).
  6. Plaats een ligatuur op de femorale slagader als distale mogelijk en gebruik een gebogen klem op het hechtdraad toe te passen zachte longitudinale tractie op de femorale slagader.
  7. Plaats een tweede vooraf geknoopte (maar niet gesloten knoop) hechtdraad op de femorale slagader als proximale als mogelijk (Figuur 3 g).
  8. Bereiden een geschikt katheter (PE-50 voor rat femorale slagader) met een schuine (~ 45°) licht-donkerscheiding tip gespoeld met een steriele fysiologische zoutoplossing EDTA-oplossing (5 mL spuit en 23 G botte canule). Ervoor zorgen geen luchtbellen binnen de katheter zoals ze de arteriële druk en HR uitlezing (Figuur 3 H belemmeren).
  9. Het comprimeren van de femorale slagader proximale ultimo het blootgestelde gedeelte met behulp van een micro-klem tijdelijk stoppen de arteriële bloedstroom (figuur 3I).
  10. Perforate de arteriële muur op een distale locatie van de ontleed sectie met behulp van een gebogen canule (23 G) terwijl het plaatsen van een ondersteunende micro metalen spatel onder de femorale slagader (figuur 3J).
  11. Zorgvuldig catheterize de femorale slagader door de perforatie met de schuine tip van de katheter naar boven zijn gericht. Advance de katheter totdat de micro klem is benaderd (Figuur 3 K).
    Opmerking: In geval van mislukte catheterisatie van de femorale slagader bij eerste poging, een meer proximale tweede poging kan worden uitgevoerd (beginnen bij stap 2.8). Als de slagader breuken of ernstige bloeding optreedt, afbinden of klem de slagader als proximale mogelijk om te voorkomen dat verdere bloedverlies. Als het bloedverlies minimaal is, probeert de contralaterale femorale slagader catheterizing (beginnen bij stap 2.1).
  12. Open de micro klem en controleer op Pulsatiele arteriële doorbloeding in de katheter (Figuur 3 L).
  13. Te voorkomen dat verdere toestroom van bloed in de katheter door het blokkeren van de uitstroom van de katheter.
  14. Corrigeer de katheter in de intraluminale locatie door het sluiten van de proximale ligatuur die bereid zijn rond de femorale slagader en de geïntroduceerde katheter (Figuur 3 M).
  15. Herhaaldelijk spoel en de katheter in de femorale slagader te beoordelen van de juiste intravasculaire plaatsing gecombineerd. Arteriële pulsatie in de kolom van aanzuiging bloed moet gemakkelijk merkbaar zijn.
  16. De positie van de katheter vast langs het schip met behulp van de uiteinden van de distale ligatuur ter voorkoming van dislocatie en zorgen voor een longitudinale positie van de katheter (figuur 3N).
  17. Bovendien, tape de katheter dicht bij het dier op de chirurgische tafel te beveiligen en te voorkomen dat per ongeluk dislocatie.
  18. Sluit de katheter gevuld met fysiologische zoutoplossing oplossing voor de drukopnemer terwijl het vermijden van de vorming van luchtbellen.
  19. Start de opname van de HR en de kaart met de digitale interface (figuur 3O).
  20. Bedek de blootgestelde gebied op de innerlijke dij met een kleine bevochtigd gaas kompres (Figuur 3 P).
  21. Berekening van de index van hyperdynamic (HD): HD = kaart/HR.
    Opmerking: In geavanceerde PHT, de HD-index is verhoogd in vergelijking met niet-portal hypertensieve dieren. Een toename van de HD index tijdens de operatie kan echter ook wijzen op bloeden, hypovolemia of pijn. Als geregistreerde kaart waarden zeer laag zijn maar het signaal goed is en Pulsatiele stroom wordt gedetecteerd in de katheter, controleren op het niveau van anesthesie en potentieel verminderen het niveau van de verdoving. Volledig stoppen niet Isofluraan anesthesie, omdat dit tot onvoldoende verdoving diepte volgens dierenwelzijn en goede wetenschappelijke praktijken leiden kan.

3. superieure mesenterische slagader doorbloeding (SMABF)

  1. Uitvoeren van een mediane laparotomie (figuur 4A-C)
    1. Til de huidlaag met weefsel pincet 5 – 6 cm onder de xiphoid en verwijderen een dunne strook van de huid met behulp van een Mayo scissor boven de linea alba tot de xiphoid is bereikt.
    2. In het midden de huid incisie, heffen de gespierde laag door weefsel pincet langs de linea alba maken de afstand tussen de buikwand en splanchnic organen.
    3. Open de peritoneale holte door het gebeuren van de buikwand met een scalpel in de linea alba. Uitbreiden van de opening terwijl het opheffen van de buikwand door weefsel pincet met een schaar Metzenbaum langs de linea alba over dezelfde afstand als de huidlaag.
  2. Zorgvuldig de darm met behulp van natte wattenstaafjes door te starten met het coecum Excavata en plaats deze op een grote gaas kompres gedrenkt in steriele fysiologische zoutoplossing oplossing naast insnijding (Figuur 4 d-F).
  3. Wikkel de darm in het gaas comprimeren en zorg ervoor dat het wordt bevochtigd met een steriele fysiologische zoutoplossing oplossing (Figuur 4 g).
  4. Zoeken en de superieure mesenterische slagader te geven.
  5. De superieure mesenterische slagader met twee self-made botte 'Schwabl' ontleden-haken: Til de slagader met de eerste haak en proberen te plaatsen in het tweede voorbeeld door de dezelfde weefsel tunnel. Bloot de superieure mesenterische slagader langs een afstand van 5 mm om ervoor te zorgen dat de stroom-sonde (1 mm) omheen (Figuur 4 H-K) kan worden geplaatst.
    Opmerking: Indien gewenst, een precisie 45° hoek brede punt pincet kan worden gebruikt om te heffen van de slagader ook. 'Schwabl'-haken worden bereid met 30 G cannulas met bot gebroken tips gebogen aan de vorm van een haak. Als onderpand slagaders uitgebreid zijn, de 'Schwabl'-haken wellicht veiliger als bloedingen van zekerheden terwijl ontrafeling van de superieure mesenterische slagader kan worden vermeden. Als bloeden treedt op bij de voorbereiding van de superieure mesenterische slagader, plaatst u een kleine gaas kompres op de bloedende site voor 1-2 min met zachte druk. Kleine bloeden stopt meestal snel; Houd altijd in gedachten te bevochtigen weefsel periodiek (stap 1.12). Als de superieure mesenterische slagader zelf is geschaad, moeten de hemodynamische evaluaties worden beëindigd.
  6. Ultrageluid-gel van toepassing op de stroom van de ultrasone sonde van sensor en deze koppelen aan de splanchnic mesenterische slagader. Uitlijnen naar de natuurlijke route van de superieure mesenterische slagader (Figuur 4L-M).
  7. Sluit de stroom sonde (1 mm) en indien nodig zachtjes extra ultrageluid-gel van toepassing op de Doppler sensor signaalkwaliteit te verbeteren. Dit doen met behulp van een injectiespuit (20 mL) gevuld met ultrageluid-gel en een bot-tipped canule (18 G) (figuur 4N-O).
    Opmerking: Als de stroom sonde is niet goed uitgelijnd langs de natuurlijke loop van het vaartuig, spanning kan vasculaire vernauwing en dus turbulente stroming, waardoor de nauwkeurigheid van de metingen van de stroom. Probeer opnieuw uitlijnen de richting van de stroom sonde langs de natuurlijke route van het schip en dan voldoende fix de sonde van de stroom in een juiste positie.
  8. De SMABF meten en beoordelen van de overeenstemming van het signaal van de gepulseerde stroom naar de systolische pieken van de femorale slagader opname.
    Opmerking: Als geregistreerde kaart waarden zeer laag zijn, maar het signaal goed en Pulsatiele is stroom wordt gedetecteerd in de katheter, controleren op het niveau van anesthesie en potentieel verminderen het niveau van de verdoving. Volledig stoppen niet Isofluraan anesthesie, omdat dit tot onvoldoende diepte van de verdoving volgens dierenwelzijn en goede wetenschappelijke praktijken leiden kan.
  9. Vinden van een stabiele positie van de stroom-sonde (1 mm) en monteren van de kabel van de stroom-sonde. Start de opname van de SMABF zonder verdere manipulatie van de stroom-sonde (1 mm) (Figuur 4 P).

4. PVBF

  1. Zoek en bloot de ader van de portal op het dorsale oppervlak van het mesenterium dat dicht bij de lever Hilus (figuur 5A).
  2. Zachtjes ontleden de portal ader van het omringende weefsel met behulp van een pincet met hoge precisie 45° hoek brede punt: isoleren van de ader van de portal door herhaaldelijk en zachtjes duwen de verlostang onder de portal ader naar het maken van een tunnel van de weefsel (figuur 5B).
    Opmerking: Als er een bloeding optreedt uit het periportal weefsel bij de voorbereiding van de portal-ader, zachte druk uitoefenen op de bloedende site voor 1-2 min met behulp van een wattenstaafje; Dit stopt vaak het bloeden.
  3. De tunnel vergroten door het openen van de hoge precisie 45° hoek brede punt pincet langzaam en bloot de portal vein langs een afstand van 5-6 mm om de plaatsing van de sonde stroom gerelateerde (2 mm) (figuur 5C, D).
  4. Ultrageluid-gel van toepassing op de stroom van de ultrasone sonde van sensor en deze koppelen aan de portal vein uitgelijnd met de natuurlijke route (figuur 5E).
  5. Sluit de stroom sonde (2 mm) en extra ultrageluid-gel indien nodig, als eerder beschreven (stap 3.7) toe te passen (figuur 5F).
  6. Zorg ervoor dat de stroom sonde is geplaatst in een niet-knellende manier rond de portal vein (Figuur 5 g).
    Opmerking: Als de stroom sonde is niet goed uitgelijnd langs de natuurlijke loop van het vaartuig, spanning kan vasculaire vernauwing en dus turbulente stroming, waardoor de nauwkeurigheid van de metingen van de stroom. Probeer opnieuw uitlijnen de richting van de stroom sonde langs de natuurlijke route van het schip en dan voldoende fix de sonde van de stroom in een juiste positie.
  7. Vinden van een stabiele positie van de sonde van de stroom (2 mm) en monteren van de kabel van de stroom-sonde. Vervolgens start de opname van de PVBF (Figuur 5 H).
    Opmerking: Als geregistreerde kaart waarden zeer laag zijn, maar het signaal goed en Pulsatiele is stroom wordt gedetecteerd in de katheter, controleren op het niveau van anesthesie en potentieel verminderen het niveau van de verdoving. Volledig stoppen niet Isofluraan anesthesie, omdat dit tot onvoldoende diepte van de verdoving volgens dierenwelzijn en goede wetenschappelijke praktijken leiden kan.

5. PP

  1. Bereiden van een katheter (PE-50 voor rat mesenterische aderen) met een schuine (ongeveer 45°) licht-donkerscheiding tip die is gespoeld met een steriele fysiologische zoutoplossing oplossing (5 mL spuit en botte 23 G canule). Aandacht die geen luchtbellen binnen de katheter zijn zoals ze de uitlezing van de PP (figuur 6A belemmeren).
  2. Omgaan met de darm met natte handschoenen en plaats die het verspreid over vingers (figuur 6B).
  3. De weergave van de mesenterische vasculaire bed dicht bij de dunne darm (Figuur 6 c) te optimaliseren.
  4. Identificeer de belangrijkste veneuze mesenterische schepen leidt tot de portal-ader (vena ileocolica - vena trilzwam superior - vena portae).
  5. Het vinden van een geschikte kruising van de ileocolonic ader die toegankelijk is voor catheterisatie.
  6. Plak eerst de katheter in de mesenterische weefsel door visceraal peritoneum van het mesenterium holpijpen dicht bij de vasculaire kruising gekozen voor catheterisatie.
  7. Zorgvuldig verder het schuin uiteinde van de katheter dichter naar een kruising van de ileocolic ader totdat een kleine indruk van de kruising van het schip wordt gezien (figuur 6D).
  8. Tot slot, catheterize het veneuze systeem in overeenstemming met de verbindende vaartuig route door het perforeren van de vasculaire muur op de hoek van de kruising van de vaartuigen. (Figuur 6 sexies).
    Opmerking: Als aan de catheterisatie van de ileocolic ader bloeden plaatsvindt, met behulp van een duim pers met een kleine gaas kompres op het bloeden gebied. Deze druk moet worden gehandhaafd gedurende 1-2 minuten om te stoppen met het bloeden. Daarna probeert in te voegen de katheter bij een meer proximale tak van de ileocolic ader.
  9. Verder de katheter zorgvuldig verder langs de route van de belangrijkste veneuze vaartuig naar de portal vein zonder het perforeren van de ader (figuur 6F).
    Opmerking: Houd de katheter op een voldoende afstand tot de stroom sonde geplaatst rond de hoofdtak van de ader van de portal om te voorkomen dat artefacten in het stroom signaal en om te voorkomen dat de perforatie van de ader van de portal.
  10. Sluit de katheter gevuld met fysiologische zoutoplossing oplossing voor de drukopnemer terwijl het vermijden van de vorming van luchtbellen.
  11. Start de opname van de PP.
  12. Het opnemen van alle hemodynamische parameters tegelijk onder stabiele omstandigheden voor verschillende min (figuur 6G, H). Desgewenst kan de portal veneuze katheter worden vastgesteld in plaats met behulp van weefsel lijm en de darmen opnieuw bevinden zich in de buikholte.
    Opmerking: Als geregistreerde kaart waarden zeer laag zijn, maar het signaal goed en Pulsatiele is stroom wordt gedetecteerd in de katheter, controleren op het niveau van anesthesie en potentieel verminderen het niveau van de verdoving. Volledig stoppen niet Isofluraan anesthesie, omdat dit tot onvoldoende diepte van de verdoving volgens dierenwelzijn en goede wetenschappelijke praktijken leiden kan.

6. IHVR

  1. Na het offeren van het dier, de lever gewicht te meten. Berekenen van de IHVR: IHVR = PVBF/PP. normaliseren deze PVBF waarde aan het gewicht van de lever.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Afhankelijk van de diermodel en de ernst van de leverziekte is de mate van PHT en de ernst van het syndroom van portal hypertensieve verschillende (Figuur 7).

Het model BDL veroorzaakt biliaire cirrose als gevolg van cholestase. Dienovereenkomstig, PP toeneemt in de tijd en een hyperdynamic omloop ontwikkelt, zoals gezien door een stijging van HR en daling van de kaart. In cirrhotic dieren verhogen SMABF, PVBF en IHVR ook concordantly tot de hepatische en hemodynamische wijzigingen (figuur 7A--F).

In tegenstelling, PPVL prehepatic, niet-cirrhotic PHT, die wordt gekenmerkt door een directe verhoging van PP en de overeenkomstige wijzigingen in systemische hemodynamica veroorzaakt (figuur 7G-ik). Echter, tijdens de collaterals tijdsverloop Portosystemische ontwikkelen waarin, PP mag verlagen.

De hemodynamische waarden van sham bediende dieren blijven op een niveau van fysiologische en niet aanzienlijk veranderen na verloop van tijd. De portal druk in gezonde SO dieren bedraagt maximaal 5 tot 6 mmHg (figuur 7J-L).

Figure 1
Figuur 1: Self-Made intubatie apparaten: (A) de Endotracheale tube. (B) gids wire apparaat (C) intubatie Bureau. (D) buis aangesloten op gids draad apparaat. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 2
Figuur 2: vooraf chirurgische preparaten: (A) intubatie van dier. (B) Intramuscular en subcutane injectie voor anesthesie. (C) fixatie van dier op verwarming mat. (D) plaatsen en tot vaststelling van de rectale temperatuursonde. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 3
Figuur 3: hartslag (HR) en de gemiddelde arteriële druk (kaart): (A) huid incisie. (B) opstellen van de femur vasculaire en zenuw structuren. (C--F) Dissectie van de femorale slagader. (G) distale hechtdraad en fixatie - proximale knoop vooraf proximale hechtdraad. (H) voorbereiding van de femorale katheter. (ik) plaatsing van de vasculaire micro klem. (J) perforatie van de femorale slagader met een bocht naald. (K) catheterisatie van de femorale slagader. (L) Opening van de micro klem voor beoordeling van de pols. (M) proximale fixatie van de katheter. (N) distale fixatie van de katheter. Meting van de (O) in kaart en HR. (P) op de chirurgische gebied met doorweekt kleine gaas comprimeren. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 4
Figuur 4: superieure mesenterische arteriële doorbloeding (SMABF): (A-C) Mediane laparotomie. (D) de opgraving van het coecum. (E--F) De opgraving van de darm. (G) inwikkeling van de darmen in doorweekt gaas comprimeren. (H--K) Voorbereiding van de splanchnic mesenterische slagader met botte canule haken. (L, M) Bevestiging van de stroom-sonde. (N) toepassing van echografie gel op de flowsensor van de sonde. (O) juiste 'niet-knellende' plaatsing van de van de stroom-sonde. (P) meting van SMABF. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 5
Figuur 5: Portal veneuze bloedstroom (PVBF): (A) geoptimaliseerd dorsale bekijken op de portal vein (B) dissectie van de portal-ader uit lymfklieren vetweefsel. (C) het creëren van een weefsel tunnel voor de portal vein stroom sonde. (D, E) Bevestiging van de sonde van de stroom aan portal vein. (F) toepassing van echografie gel op de flowsensor van de sonde. De juiste 'niet-knellende' (G) plaatsing van de sonde van de stroom. (H) meting van PVBF. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 6
Figuur 6: Portal druk (PP): (A) voorbereiding van de katheter. (B)-voorbereiding van de darmen. (C) geoptimaliseerd bekijken op de belangrijkste mesenterische veneuze therapieën. (D) perforatie van de viscerale buikvlies en de vooruitgang van de katheter dichter bij geschikte vasculaire tak. (E) catheterisatie van de ader van de ileocolic in de hoek van de kruising tussen de belangrijkste tak en een zijtak. (F) vooruitgang van het uiteinde van de katheter in de ader portal dichter aan lever Hilus. (G, H) Meting van PP. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 7
Figuur 7: vertegenwoordiger resultaten: Tijdsverloop van (A) PP, (B) kaart, en (C) HR bij BDL ratten. Dienovereenkomstig, veranderingen in de (D) SMABF, (E) PVBF en (F) IHVR worden waargenomen. Hemodynamische wijzigingen van PP (G), (H) kaart en (ik) HR zijn in de PPVL, het meest uitgesproken in de vroege dagen na de operatie. In bediende gezonde sham (dus) dieren, (J) PP, (K) kaart en (L) HR binnen de fysiologische waarden blijven en na verloop van tijd niet veranderen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

PP is de belangrijkste uitkomst-parameter voor de evaluatie van het portal hypertensieve syndroom en weerspiegelt de ernst van de onderliggende cirrose. Zowel matrix afzetting (d.w.z., fibrose), en sinusoïdale vasoconstrictie (vanwege verhoogde hepatische uitdrukking van vasoconstrictors vooruit en verminderde alertheid op Vasodilatatoren) leiden tot verhoogde IHVR. Het belang van PP en de gevolgen daarvan voor chronische leverziekte is aangetoond in meerdere preklinische11,12,13,14 en klinische studies15,16, 17 , 18. Vandaar, bij cirrhotic patiënten, PP is een harde resultaat parameter, en de daling is aanbevolen door19,20 van de richtsnoeren van de behandeling en een onderzoek van de belangrijkste doelstelling van huidige Hepatologie. Uitgebreide dierlijke modellen zijn nodig om te karakteriseren en16,21 nieuwe behandelingsopties van PHT22te vertalen. Dit protocol presenteert de methodologie die nodig zijn voor een gedetailleerde hemodynamische karakterisering, inclusief beoordeling van portal druk, de hyperdynamic omloop, splanchnic vasodilatatie en Intrahepatische weerstand. Om te bereiken een vertegenwoordiger en volledige hemodynamische gegevensset van knaagdier modellen, is ervaring en opleiding van de feitelijke exploitant van het allergrootste belang.

Preventie en bestrijding van ernstige bloedingen zijn vooral essentiële vaardigheden. Bot en nauwkeurige voorbereiding van de vasculaire secties van belang is van cruciaal belang om cannulation storingen en ernstige bloedingen te voorkomen. Belangrijke bloedverlies heeft een impact op de hemodynamica en uitsluit van nauwkeurige metingen van PP of kan zelfs resultaat in de dood van het proefdier. Document bloedingen die zich hebben voorgedaan tijdens de metingen in de protocollen en karakteriseren van de ernst en de locatie van het bloeden.

Van de nota, met behulp van gerelateerde ultrageluid stroom sondes te beoordelen van de bloedstroom genereert slechts een benadering en kan worden onderworpen aan het lezen van fouten, als gevolg van verschillende vaartuig maten en onjuiste sonde uitlijning. Een andere techniek voor het meten van de bloedstroom, en met name bloedstroom distributie (met inbegrip van de berekening van Portosystemische rangeren) is de gekleurde microsfeer techniek23. Echter hele organen moeten worden geoogst, ontbonden en geanalyseerd, en dit verzuimt de mogelijkheid om uit te voeren histologische of expressie analyse. Vandaar, de echografie techniek steunt de beginselen van de 'drie Rs' in dierlijke onderzoek (verminderen, verfijnen en vervangen) door Russel en Burch24. Daarnaast zijn stroom sondes geschikt voor het controleren van de splanchnic doorbloeding in real-time en parallel aan andere hemodynamische parameters, terwijl de gekleurde microsfeer techniek vereist integratie van orgel (mesenterische-bloedstroom) na verloop van tijd. Bovendien, gekleurd microsferen, die meestal hebben een diameter van 15 µm, vereisen een normaalverdeling van micro-schepen met een diameter van < 15 µm in de respectieve organen om te voorkomen dat steeds gevangen en immobiel, die misschien niet het geval is in cirrhotic levers.

De belangrijkste beperking van deze methode is de behoefte aan een staat van bewusteloosheid en anesthesie tijdens de hemodynamische karakterisatie van het syndroom van PHT in dieren. De meest voorkomende en meest gebruikte injectie verdoving ketamine/xylazine vereist vaak redosing na 30-45 min te verkrijgen van een noodzakelijke diepte van anesthesie25,26; Dit voegt tijdsdruk, vooral als het oplossen van problemen is nodig. Met behulp van inademing verdoving omvat vele voordelen, maar speciale apparatuur is vereist, en veiligheid verordeningen betrekking tot vluchtige anesthetica moeten worden gevolgd. De diepte van de verdoving kan snel worden aangepast zonder interferentie met de chirurgieprocedures door de verdoving concentratie aan te passen. De Endotracheale tube beveiligt airways vooral na activering van de zaligheid door ketamine en de ventilatie zorgt voor voldoende oxygenatie en ventilatie van het dier te verlagen van het risico van anesthesie-geïnduceerde dood27. Terwijl ketamine/xylazine nog steeds veel is veroorzaakt gebruikt, lage dosis Isofluraan anesthesie geen significante veranderingen van hemodynamische of cardiovasculaire parameters in ratten28,29.

Lokale ervaring en voorschriften bieden stateoftheart aanbevelingen en beste praktijken van de verdoving, en de onderzoekers de soort narcose gebruikt voor het uitvoeren van deze hemodynamische evaluaties30voortdurend moeten heroverwegen. Toekomstige experimenten kunt telemetrie met geïmplanteerde draadloze druk transducers die zal overwinnen van de huidige beperkingen gerelateerd aan algemene narcose en hemodynamische karakterisering van bewuste dieren toestaan.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Wij danken de dierenartsen, verpleegsters en dierlijke keepers op de Center van biomedisch onderzoek voor hun voortdurende steun tijdens onze onderzoeksprojecten. De auteurs erkennen de belangrijke inbreng van alle revisoren van dit protocol. Een deel van het onderzoek werd gefinancierd door de "jonge Science Award" van de Oostenrijkse maatschappij voor gastro-enterologie en Hepatologie (ÖGGH) aan PS en het "Skoda Award" van de Oostenrijkse maatschappij van interne geneeskunde aan TR.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Instruments
LabChart 7 Pro software ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA  - Software
ML870 PowerLab 8/30 ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA  - Electronic multichannel recorder
MLT0380/D ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA  - Pressure transducer (x2: for Portal Pressure and Arterial Pressure)
ML112 Quad Bridge Amplifier ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA  - Bridge amplifier
TS420 Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA  - Flowmeter module
Biological Research Apparatus 7025 UGO BASILE S.R.L., Comerio, Italy  - Ventilator
Vapor 2000 Dräger Medical AG & Co. KG, Lübeck, Germany  - Isofluran Vaporizer
Perivascular probes (rat) for Transonic systems (Superior Mesenteric Artery) Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA #MA1PRB Ultrasonic flow probe (1mm)
Perivascular probes (rat) for Transonic systems (Portal Vein) Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA #MA2PSB Ultrasonic flow probe (2mm)
1st for intubation & 2nd for clean skin incisions  -  - Mayo scissor [x2]
Metzenbaum scissor  -  -  -
Cuticle scissor  -  -  -
e.g. Adson Brown tissue forceps  -  - Tissue Forceps
High precision 45° angle broad point forceps [x2]  -  -  -
Hemostat [x4]  -  -  -
e.g. Mikulicz peritoneal clamp  -  - Curved clamp
e.g. Dieffenbach clamp  -  - Micro clamp
e.g. micro spatula with flat ends, width 4 mm,  -  - Micro metal spatula
for transbuccal suture at intubation  -  - Needle holder
Scalpel grip  -  -  -
selfmade  -  - Intubation desk
blut, flexible and with a suitable diameter for arterial cannula and venflow  -  - Blunt steel wire
modified arterial line 20G with Flowstich Becton Dickinson, Farady Road, Swindon, UK #682245 Arterial line
Heating pad  -  -  -
Rectal temerature probe  -  -  -
Saline heater  -  -  -
Laryngoscope (specific for animal size, e.g. rat)  -  -  -
Inductionbox for inhalation anesthesia  -  -  -
Scale (able to measure mg)  -  -  -
Hair clipper  -  -  -
Name Company Catalog Number Comments
Consumables
e.g. modified BD Venflon Pro Safety 14GA Becton Dickinson Infusion Therapy, AB, SE251 06 Helsingborg, Sweden #393230 Peripheral venous catheter (14G)
Fine-Bore Polyethylene Tubing, ID 0.58mm, OD 0.96mm, Portex, Smiths Medical International Ltd., Kent, UK #800/100/200 Catheter tube (PE-50)
e.g. Omnifix-F Solo B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany #9161406V Syringe 1mL
e.g. Injekt Solo B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany #4606051V Syringe 5mL
e.g. Injekt Solo B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany #4606205V Syringe 20mL
e.g. BD Microlance 3, 18G - 1 1/2" Becton Dickinson S.A., Fraga, Spain #304622 Cannula (18G)
e.g. BD Microlance 3, 23G - 1" Becton Dickinson S.A., Fraga, Spain #300800 Cannula (23G)
e.g. BD Microlance 3, 30G - 1/2" Becton Dickinson S.A., Fraga, Spain #304000 Cannula (30G)
e.g. Leukoplast S BSN medical GmbH, Hamburg,  Germany #47619-00 Adhesive tape
e.g. Gazin RK Mullkompressen (18x8cm) Lohmann & Rauscher, Vienna, Austria #10972 Gauze compress (small)
e.g. Gazin RK Mullkompressen (5x5cm) Lohmann & Rauscher, Vienna, Austria #10961 Gauze compress (big)
Silk Braided black, USP 4/0, EP 1.5 SMI AG, St. Vith, Belgium #2021-04 Suture (Silk 4/0, EP 1.5)
e.g. Mersilk, 2-0 (3 Ph. Eur.), PS-1 Prime Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Germany #EH7552 Transbuccal suture
e.g. Cottonbuds (2.2mm, 15cm) Paul Hartmann AG, Heidenheim, Germany #967936 Cotton buds
e.g. Vue Ultrasoundgel Optimum Medical Limited, UK #1157 Ultrasound gel
e.g. Glubran 2 Gem srl, Viareggio, Italy #G-NB2-50 Tissue glue
e.g. Surgical scalpell knife Nr. 10 - carbon steel Swann-Morton, England, B.S. #202 Scalpel Knife
Heparin, 5000 i.E./mL (Natriumheparin) Medicamentum Pharma GmbH, Allerheiligen im Mürztal, Austria  - Heparin
Florane Aesica Queenborough Ltd., Queenborough, UK  - Isoflurane
OeloVital (5g) Fresenius Kabi Austira Gmbh, Graz, Austria  - Eye gel
Ketasol aniMedica GmbH, Senden-Bösensell, Germany  - Ketamine
Rompun Bayer Austria Ges.m.b.H., Vienna, Austria  - Xylazine
Xylocain 10% Pumpspray AstraZeneca Österreich GmbH, Vienna, Austria  - Lidocaine pump spray
Dipidolor Jansen-Cilag Pharma GmbH, Vienna, Austria  - Piritramide
NaCl 0.9% Fresenius, 1L Fresenius Kabi Austira GmbH, Graz, Austria #13LIP132 Physiological saline solution

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ripoll, C., et al. Hepatic venous pressure gradient predicts clinical decompensation in patients with compensated cirrhosis. Gastroenterology. 133, (2), 481-488 (2007).
  2. Bosch, J., Groszmann, R. J., Shah, V. H. Evolution in the understanding of the pathophysiological basis of portal hypertension: How changes in paradigm are leading to successful new treatments. J Hepatol. 62, S121-S130 (2015).
  3. Blachier, M., Leleu, H., Peck-Radosavljevic, M., Valla, D. C., Roudot-Thoraval, F. The burden of liver disease in Europe: a review of available epidemiological data. J Hepatol. 58, (3), 593-608 (2013).
  4. Colle, I., Geerts, A. M., Van Steenkiste, C., Van Vlierberghe, H. Hemodynamic Changes in Splanchnic Blood Vessels in Portal Hypertension. Advances in Integrative Anatomy and Evolutionary Biology. 291, (6), 699-713 (2008).
  5. Laleman, W., Van Landeghem, L., Wilmer, A., Fevery, J., Nevens, F. Portal hypertension: from pathophysiology to clinical practice. Liver International. 25, (6), 1079-1090 (2005).
  6. Franchis, R. d Updating Consensus in Portal Hypertension: Report of the Baveno III Consensus Workshop on definitions, methodology and therapeutic strategies in portal hypertension. Journal of Hepatology. 33, (5), 846-852 (2000).
  7. Zardi, E. M., Di Matteo, F. M., Pacella, C. M., Sanyal, A. J. Invasive and non-invasive techniques for detecting portal hypertension and predicting variceral bleeding in cirrhosis: a review. Annals of medicine. 46, (1), 8-17 (2014).
  8. Kumar, A., Sharma, P., Sarin, S. K. Hepatic venous pressure gradient measurement: time to learn. Indian J Gastroenterol. 27, (2), 74-80 (2008).
  9. Tsochatzis, E. A., Bosch, J., Burroughs, A. K. Liver cirrhosis. Lancet. 383, (9930), 1749-1761 (2014).
  10. Abraldes, J. G., Pasarín, M., García-Pagán, J. C. Animal models of portal hypertension. World Journal of Gastroenterology : WJG. 12, (41), 6577-6584 (2006).
  11. Reiberger, T., et al. Sorafenib attenuates the portal hypertensive syndrome in partial portal vein ligated rats. Journal of Hepatology. 51, (5), 865-873 (2009).
  12. Schwabl, P., et al. Pioglitazone decreases portosystemic shunting by modulating inflammation and angiogenesis in cirrhotic and non-cirrhotic portal hypertensive rats. Journal of Hepatology. 60, (6), 1135-1142 (2014).
  13. Reiberger, T., et al. Nebivolol treatment increases splanchnic blood flow and portal pressure in cirrhotic rats via modulation of nitric oxide signalling. Liver International. 33, (4), 561-568 (2013).
  14. Schwabl, P., et al. The FXR agonist PX20606 ameliorates portal hypertension by targeting vascular remodelling and sinusoidal dysfunction. Journal of Hepatology. 66, (4), 724-733 (2017).
  15. Mandorfer, M., et al. Sustained virologic response to interferon-free therapies ameliorates HCV-induced portal hypertension. J Hepatol. 65, (4), 692-699 (2016).
  16. Schwabl, P., et al. Interferon-free regimens improve portal hypertension and histological necroinflammation in HIV/HCV patients with advanced liver disease. Aliment Pharmacol Ther. 45, (1), 139-149 (2017).
  17. Reiberger, T., Mandorfer, M. Beta adrenergic blockade and decompensated cirrhosis. Journal of Hepatology. 66, (4), 849-859 (2017).
  18. Reiberger, T., et al. Carvedilol for primary prophylaxis of variceal bleeding in cirrhotic patients with haemodynamic non-response to propranolol. Gut. 62, (11), 1634-1641 (2013).
  19. Reiberger, T., et al. Austrian consensus guidelines on the management and treatment of portal hypertension (Billroth III). Wiener klinische Wochenschrift. 129, (3), 135-158 (2017).
  20. de Franchis, R. Expanding consensus in portal hypertension. Journal of Hepatology. 63, (3), 743-752 (2015).
  21. Pinter, M., et al. The effects of sorafenib on the portal hypertensive syndrome in patients with liver cirrhosis and hepatocellular carcinoma - a pilot study. Alimentary Pharmacology & Therapeutics. 35, (1), 83-91 (2012).
  22. Schwabl, P., Laleman, W. Novel treatment options for portal hypertension. Gastroenterol Rep (Oxf). 5, (2), 90-103 (2017).
  23. Klein, S., Schierwagen, R., Uschner, F., Trebicka, J. Mouse and Rat Models of Induction of Hepatic Fibrosis and Assessment of Portal Hypertension. (2017).
  24. Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. (1959).
  25. Langhans, W., Myrtha, A., Riediger, T., Lutz, T. A. Routine animal use procedures. Institute of Veterinary Physiology, University of Zurich, Physiology and Behavior Laboratory, Institute of Food, Nutrition and Health, ETH Zurich. (2016).
  26. Animal Care and Use Program. Rat and Mouse anesthesia and analgesia: Formulary and General Drug Information. The University of British Columbia. (2016).
  27. Davis, J. A. Current Protocols in Neuroscience. John Wiley & Sons, Inc. (2001).
  28. Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Effects of isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl on physiological variables continuously measured by telemetry in Wistar rats. BMC Veterinary Research. 10, (1), 198 (2014).
  29. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Influence of anesthetic agent, depth of anesthesia and body temperature on cardiovascular functional parameters in the rat. Laboratory Animals. 48, (1), 6-14 (2014).
  30. Becker, K., et al. Statement on anesthesia methodologies: Recommondations on anaesthesia methodologies for animal experimentation in rodents and rabbits. GV-SOLAS - German veterinary association for animal welfare. (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics