Een gesloten-borst-Model voor het opwekken van transversale aorta vernauwing in muizen

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Hier presenteren we een protocol van Transverse aorta vernauwing (TAC) via een laterale Thoracotomie. Deze techniek is een minimaal invasieve, gesloten borst chirurgische ingreep gericht om overbelasting van de druk en hartfalen in muizen met behulp van TAC laboratorium standaardinstellingen te simuleren.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Eichhorn, L., Weisheit, C. K., Gestrich, C., Peukert, K., Duerr, G. D., Ayub, M. A., Erdfelder, F., Stöckigt, F. A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice. J. Vis. Exp. (134), e57397, doi:10.3791/57397 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Onderzoek op hypertrofie van het hart en hartfalen is vaak gebaseerd op druk overbelasting Muismodellen geïnduceerd door TAC. De standaardprocedure is het uitvoeren van een gedeeltelijke Thoracotomie om te visualiseren de dwarse aortaboog. Het chirurgische trauma veroorzaakt door de Thoracotomie in open-borst modellen verandert echter de respiratoire fysiologie als de ribben zijn ontleed en niet-vastgemaakte na sluiting van de borst verliet. Om dit te voorkomen, vastgesteld wij een minimaal invasieve, gesloten borst aanpak via laterale Thoracotomie. Hierin benaderen we de aortaboog via de 2nd intercostale ruimte zonder het invoeren van de borst bevinden, waardoor de muis met een minder traumatisch letsel herstellen. Wij voeren deze operatie met behulp van standaard laboratorium instellingen voor open borst TAC procedures met gelijke overlevingskans van de patiënt. Naast het onderhouden van fysiologische ademhaling patronen vanwege de gesloten borst aanpak, lijken de muizen te profiteren door aan te tonen van snelle herstel, zoals de minder invasieve techniek wordt weergegeven voor een snelle genezing proces te faciliteren en te verminderen de immune reactie na trauma.

Introduction

Muismodellen worden vaak gebruikt om na te bootsen van ziekten bij de mens1. Transversale aorta vernauwing (TAC) wordt gebruikt voor het opwekken van druk overbelasting en links ventriculaire hypertrofie2. Het open-borst TAC model in muizen werd gevalideerd door Rockman et al. 3 en de chirurgische ingreep is in detail beschreven door DeAlmeida et al. 4. Banding van de dwarse aorta is gunstiger in vergelijking met abdominale aorta vernauwing omdat een groter deel van het verkeer kan negatieve effecten van deze laatste procedure2compenseren.

De strepen van de dwarse aorta leidt tot een verhoogde arteriële druk in de aorta en de oplopende brachiocephalic slagader maar voldoende perfusie van de organen verlaat via de distale schepen (dat wil zeggen de linker gemeenschappelijke halsslagader, de linker subclavian slagader en aflopende aorta). Dit leidt tot een verhoogde cardiale afterload en een verhoogde cardiale muur stress. De muur stress vermindert vervolgens als gevolg van de vezel verdikking5. De chronische verandering in de cardiale hemodynamiek resulteert in maladaptation en maagdilatatie van het linkerventrikel. Op deze manier de TAC creëert een reproduceerbare model voor hypertrofie van het hart uiteindelijk zal leiden tot hartfalen.

De standaardprocedure voor TAC zoals beschreven door DeAlmeide et al. 4 benadert de aortaboog via een gedeeltelijke bovenste Thoracotomie via dissectie van de ribben of het borstbeen en het invoeren van het mediastinum evenals de pleurale holte. Dit zorgt voor een goede weergave van de aortaboog en de zij-takken. Helaas kunnen niet de ontleed ribben worden reattached, die laat ze vrij zwevende en waardoor het wijzigen van de dynamiek van de ademhaling.

Wij derhalve vastgesteld een minimaal invasieve benadering gesloten-borst van de aortaboog met behulp van een laterale chirurgische aanpak via de 2nd intercostale ruimte. Het grootste voordeel van dit model is de mogelijkheid voor het uitvoeren van TAC zonder zelfs doorsnijden de ribben. Het chirurgisch trauma is beperkt tot de insnijding van de huid en de dissectie van de intercostale spieren. Deze procedure minimaliseert het trauma zelf en helpt om voldoende borst stabiliteit te handhaven.

Hier beschrijven we een stapsgewijze procedure voor het uitvoeren van TAC chirurgie in muizen zonder het uitvoeren van het totaal of de bovenste Thoracotomie. Hoge frequentie Doppler werd gebruikt om dat het succes van TAC 6,7zoals hiervoor is beschreven.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Dit protocol is goedgekeurd door de ethische commissie voor dier experimenten LANUV Recklinghausen (#84-02.04.2016.A374). Deze procedure is in het algemeen uitgevoerd op volwassen muizen > 10 weken oud. Het is echter mogelijk voor het uitvoeren van deze ingreep op jongere dieren ook. Chirurgische hulpmiddelen vóór gebruik gesteriliseerd moeten worden, en alle stappen moeten worden uitgevoerd onder aseptische condities.

1. de inductie van de anesthesie en intubatie

  1. Injecteren van buprenorfine 0,1 µg/g lichaamsgewicht intraperitoneally voor verlichting van pijn. Herhaal de intraperitoneaal injecties van 0,1 mg/kg buprenorfine elke 8 h voor de komende drie dagen na de operatie.
  2. Voor inductie, plaatst u de muisaanwijzer in een verdoving inductie vak die is aangesloten op de vaporizer ingesteld op 3.0 Vol % van Isofluraan met een zuurstof-stroom van 1 L/min.
  3. Zorgen voor diepe versuffing door inducerende een tactiele prikkel.
    Opmerking: Verhoging Vol % van Isofluraan tot 5%, als inductie van de anesthesie mislukt of versuffing niet diep genoeg is.
  4. Knijp de staart van de muis om reflex ontbreken. In geval van volledige afwezigheid van reflexen, wegen de muis voor optimale ventilator setup (zie 1.12).
  5. Verplaats de muis naar een temperatuurgevoelig operatietafel te handhaven een lichaamstemperatuur van 37 ° C gedurende de hele procedure.
  6. Plaats de neus van de muis in een kunststof kegel die is aangesloten op het vak inductie anesthesie te handhaven versuffing.
  7. Fix de bovenste snijtanden van de muis met een nylon hechtdraad. De uiteinden met een plakband fixeren.
  8. Oefen druk uit op de achterste poot met het topje van de verlostang om een voldoende versuffing opnieuw. Bij gebrek aan een terugtrekking reflex gaat u verder met de volgende stappen.
    Opmerking: Verhogen van volume % van Isofluraan als inductie van de anesthesie mislukt of versuffing niet diep genoeg is en wacht op het ontbreken van de terugtrekking reflex.
  9. Plaats steriele ophthalmic glijmiddel op het hoornvlies ter voorkoming van uitdroging onder verdoving.
  10. Smeer de rectale sonde Voorkom rectale trauma. Invoegen van een rectale temperatuursonde om ervoor te zorgen een inwendige temperatuur van 37 ° C.
  11. Ontharen van de keel en de borst met ontharende room volgens de instructies van de fabrikant. Veeg de room na 1 min. Indien nodig, herhaal deze stap totdat succesvol.
    Opmerking: Gebruik katoen-tipped swabs in geval van bloeden.
  12. Reinig de depilated gebied met 70% ethanol. Vervolgens toepassen Povidon-jodium voor lokale huid desinfecteren 3 keer en voor ten minste 3 min.
  13. Ventilator instellingen fysiologische parameters aanpassen. Stelt het respiratoire tarief tot 150/min en tidal volumes tot 8-10 µL/g lichaamsgewicht (BW).
  14. Zet op een nieuw paar steriele handschoenen. Plaatst u de muisaanwijzer onder een chirurgische Microscoop en plaats een steriele fenêtré draperen over de muis.
  15. Incise van de huid op de middellijn van ongeveer 3 mm onder de mandibulaire tot de boordsteek 2nd . Middellijn en bindweefsel van de submandibulaire klier te identificeren. Vervolgens kunt schuine intracapsular pincet voorzichtig de klier op de middellijn ronduit verdelen met twee pincet en verkennen de tracheale spier.
  16. Bereid de luchtpijp zachtjes door de para-tracheale spieren botweg uit elkaar trekken met een intracapsular Tang.
  17. Trek op de tong met een tang strek de keel gemakkelijker intubatie voorwaarden en zachtjes invoegen een intubatiecanule (OD 1.2 mm) binnen de luchtpijp. Bevestig de intubatie door rechtstreekse visualisatie van de buis in de luchtpijp en door het zoeken van de juiste borst beweging.
  18. Pas de Isofluraan na intubatie aan 2% Isofluraan met een stroom van 1,0 L/min en 100% O2.
    Opmerking: Als ademhaling bewegingen niet stoppen of muizen gaan bewegen, eerst de hogere luchtwegen waarde tot 180/min. Indien nodig, verhogen de concentratie Isofluraan maximaal 3,5% subsidiair totdat de muis stopt met ademhalen op zijn eigen. Lekkages of onvoldoende vulling van de vaporizer hebben worden geëvalueerd als de meest voorkomende problemen.
  19. Als alternatief, intubatie zoals voorgesteld in de volgende sub-procedure uitvoeren
    1. Plaats de muis op een tafel in een hoek van 60°.
    2. De uiteinden van de muis met plakband fixeren en rusten van het hoofd.
    3. Plaats een koude-lichtbron rechtstreeks op de huid boven het strottenhoofd.
    4. Trek voorzichtig de tong met een tang om te visualiseren van de stembanden.
    5. Invoegen van een plastic buis van een IV-canule (24 G) door middel van de stembanden en sluit de plastic buis aan de ventilator-instellingen.
    6. De ventilator sluit aan op de canule intubatie bevestigen door synchrone borst bewegingen.
      Opmerking: Als ademhaling bewegingen niet stoppen of muizen gaan bewegen, eerst de hogere luchtwegen waarde tot 180 per min. Indien nodig vergroten subsidiair de Isofluraan concentratie maximaal 3,5% totdat de muis stopt met ademhalen op eigen Lekkages of onvoldoende vulling van de vaporizer hebben worden geëvalueerd als de meest waarschijnlijke problemen.

2. preoperatieve Doppler meting

  1. Bereiden van beide halsslagaderen welke lag aanvulling op de luchtpijp door zachtjes trekken het bindweefsel uit elkaar met een tang.
  2. Plaats het uiteinde van de 20 MHz Doppler sonde met sommige steriele ultrageluid-gel op het recht en de linker halsslagader op een hoek van minder dan 45°.
  3. Langzaam draaien de sonde om het laterale en mediale te vinden een Doppler signaal en kantelen van de sonde voor het optimaliseren van het signaal te verplaatsen.
  4. Een Doppler software gebruiken voor het weergeven en opslaan van stroomsnelheden in de linker- en gemeenschappelijk halsslagaderen op een computer.

3. Thoracotomie

  1. Een set van steriele handschoenen voor elke individuele muis gebruiken om chirurgische site infecties te voorkomen.
  2. Vouw de huid incisie tot de 2nd intercostale ruimte met een schaar.
  3. De 2nd intercostale ruimte visueel identificeren door het tellen van de ribben en dan ronduit het doordringen van deze ruimte met een intracapsular Tang.
    Opmerking: De 1st rib bevindt zich onder het sleutelbeen en is daarom niet zichtbaar omdat de 2nd intercostale ruimte is gevonden tussen eerste zichtbaar rib (dat wil zeggen 2nd rib) en de 3rd rib.
  4. Open de 2nd intercostale ruimte met behulp van een verlostang tips en plaats van de oprolmechanismen.
  5. Pas de oprolmechanismen met een elastiekje dat is aangesloten op de operatietafel te hebben een duidelijk beeld van de thymus.
  6. In het geval van het bloeden een katoen-tip gebruikt en druk op de oppervlakkige vaten gedurende 2 minuten.

4. "banding" van de dwarse Aorta

  1. Pas de vergroting tot 200% om middellijn en bindweefsel te identificeren. Vervolgens kunt schuine pincet voorzichtig verdelen de thymus. Verwijderen vetweefsel totdat de aortaboog duidelijk kan worden gezien.
  2. Bereiden een tunnel met schuin koppelverkoop pincet onder de dwarse aorta tussen de slagader van de brachiocephalic en de linker gemeenschappelijke halsslagader (Zie Figuur 1). Houd het uiteinde van een 6.0 hechtdraad met behulp van fijne pincet en passeren van de draad onder de aortaboog.
  3. Neem de draad met de tweede verlostang vanaf de andere kant van de boog.
  4. Afgesneden van de lengte van een 3 mm lang stuk van een 27 G te gebruiken de naald als een de spacer voor TAC-afbinding voor muizen met een gewicht tussen 19-25 g lichaamsgewicht en een 26 G naald als een spacer voor muizen > 25 g BW.
  5. Zorgvuldig plaatst het tussenstuk parallel aan de dwarse aorta.
  6. Bereiden van een losse dubbele knoop op de spacer en zorgen voor optimale plaatsing van de spacer parallel aan de aorta. Vervolgens binden de eerste worp en snel uit te voeren een tweede strijd gooien. Verwijder het tussenstuk onmiddellijk.
  7. Voer uit sham muizen voor controle, om hetzelfde protocol weglaten van de afbinding van de aorta.
  8. Sluit de 2nd intercostale ruimte met een 6.0 polypropyleen hechtdraad. Speciale aandacht besteden aan de subclavian schepen als ligating.
  9. Sutuur (geologie) de huid met behulp van een 6.0 polypropyleen hechtdraad in een patroon van voortdurende hechtdraad.

5. bevestiging van de succesvolle Afbinding van de dwarse Aorta

  1. Plaats een 20 MHz Doppler sonde aan beide zijden van de nek op een hoek van 45° zoals in deel 2.
  2. Het document van de stroomsnelheden aan elke kant.
    Opmerking: Een succesvolle TAC kan worden gevalideerd door Doppler stroomsnelheid zoals afgebeeld in Figuur 2. Een stroom snelheid verhouding van 4-10 tussen de rechter en linker halsslagader meestal garandeert voldoende TAC (Zie Figuur 2).

6. hart oogst

  1. Induceren versuffing volgens stappen 1.2. en 1.3.
  2. Plaatst u de muisaanwijzer in een zaal van euthanasie en aanpassen van het debiet van de kooldioxide te verdrijven van 10-30% van de volume/minuut.
  3. Het fixeren van de muis op een operatie tafel. Open de buik met schaar en oogst bloed van de vena cava inferior met een canule voor verdere analyse.
  4. Snijd het middenrif en de sternale bot met een sterke schaar en verwijder het hart.
  5. Verwijder alle arterial en bindweefsel voordat het wegen van het hart.
  6. Scheiden het rechterventrikel en het tussenschot van het linkerventrikel en wegen van beide monsters.
  7. Het bevriezen van beide weefselmonsters in vloeibare stikstof.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Een succesvolle TAC garandeert de inductie van druk overbelasting en linker ventriculaire hypertrofie. Een ad hoc-validatie van druk overbelasting kan worden bereikt met behulp van Doppler Stroommeting snelheid, zoals weergegeven in Figuur 2. Terwijl preoperatieve bloed stroomsnelheid in beide halsslagaderen bedraagt, TAC veroorzaakt een vergrote bloed snelheid in de rechts halsslagader als gevolg van verhoogde druk in de linker hartkamer en aorta terwijl veroorzaakt na stenotic verzwakte bloed stroomsnelheid in de linker halsslagader.

De werkzaamheid van TAC's en de resulterende hypertrofie was gevalideerd door berekening van hart gewicht/body gewicht ratio's (HW/BW; mg/g) van C57BL/6J mannelijke muizen op dag 3, 6 en 21 dagen na chirurgie. De verhoudingen van de HW/BW aanzienlijk verhoogd in TAC muizen ten opzichte van niet-banded muizen 6 dagen na de operatie (4.78 ± 0.18 vs7.66±1.43 mg/g, p < 0.0001). Deze verhouding was bijna constant na 21 dagen (4,8 ± 0.11 vs7.81 ± 0,65 mg/g, p < 0.0001) (Zie Figuur 3). De overlevingskans is voornamelijk afhankelijk van intra-operatieve bloeden: het kan worden teruggebracht tot minder dan 5% door middel van regelmatige beoefening. De overlevingskans na 21 dagen hangt voornamelijk af van het genotype. Voor muizen niet de bedragen van de overleving te lijden functionele hart-en vaatziekten > 85%. De overlevingskansen in de gepresenteerde C57BL/6J muizen na 21 dagen bedroeg 88%.

Systolische bloeddruk en hartfunctie werd gemeten in intubatie anesthesie en uitgevoerd met een 1.4 Franse druk huidgeleiding katheter8 , zoals beschreven door anderen. 9 hartslag (HR) heeft een significant effect op de linker ventriculaire (LV) contractility. Er waren geen verschillen in de tarieven van het hart (HR) van de aorta gestreepte en niet-aorta gestreepte muizen (p = 0.1456) na 21 dagen (Zie figuur 4A). Een constante "banding" van de aorta (p = < 0.0001) werd bewezen door een verhoogde systolische bloeddruk gemeten na 21 dagen (Zie figuur 4B).

Zoals in de literatuur heeft besproken, zijn C57BL/6J muizen bekend om te ontwikkelen excentriek hypertrofie met systolische dysfunctie10 na het TAC. Een stijging van de linker ventriculaire diameter werd gevonden, die verschijnt ook aanzienlijke druk volume metingen. Einde-systolische volume verhoogd van 16,25 µL (± 1.935 µL) naar 23.31 µL (± 1.617µL). Deze verandering was significant (p = 0.0131) (Zie figuur 4C). Einde-diastolische volume verhoogd van 25.81 µl (± 1.852 µL) naar 31.24 µl ± (1.093 µL). Deze verandering was significant (p = 0.0268) (Zie Figuur 4 d).

One-way ANOVA, gevolgd door het testen van de Bonferroni- posthoc werd uitgevoerd om te vergelijken van de TAC en sham groepen. In geval van druk volume metingen, werden groepen vergeleken met behulp van een ongepaard t-test met Welch's correctie. Alle gegevens heeft ingediend zoals bedoel ± SEM (foutbalken).

Figure 1
Figuur 1: de chirurgische aanpak via de 2nd intercostale ruimte bij 200% vergroting. Deze foto is genomen met de chirurgische Microscoop en de aortaboog met een draad tussen de slagader van de brachiocephalic en de linker gemeenschappelijke halsslagader weergegeven. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 2
Figuur 2: vertegenwoordiger pulsed-Golf Doppler Beeldvorming van beide halsslagaderen (sham vs. TAC muizen). A) gepulseerde-Golf Doppler Beeldvorming van de linker halsslagader voordat TAC. B) gepulseerde-Golf Doppler Beeldvorming van de juiste halsslagader voordat TAC. C) ofPulsed-Golf Image Doppler van de linker halsslagader na TAC. De stroomsnelheid van het bloed wordt verminderd in vergelijking met figuur 2A. D) gepulseerde-Golf Doppler van de juiste halsslagader na TAC. De stroomsnelheid van het bloed wordt verhoogd in vergelijking met figuur 2B. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 3
Figuur 3: Heart gewicht / body / gewichtsverhouding. Hypertrofie van het hart wordt veroorzaakt als gevolg van de TAC. Dit is aangetoond door een aanzienlijke stijging van de verhouding tussen gewicht van het hart-gewicht/lichaam. Muizen zonder aorta "banding" (dwz. sham muizen; witte balken) werden vergeleken met TAC geëxploiteerd muizen (zwarte balken) na 3, 6 en 21 dagen. 6 dagen na TAC de hart gewicht /body gewichtsverhouding in aanzienlijk toegenomen TAC muizen. Dit effect is slechts in geringe mate uitgesproken na 21 dagen. Betekenis was ingesteld op p = < 0.05. NS = niet significant; p < 0,0001. Gegevens worden gepresenteerd zoals bedoel ± SEM (foutbalken). n = 6-9 per groep. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 4
Figuur 4: hemodynamische parameters gemeten via druk-volume katheter in muizen (C57BL/6J) met en zonder TAC 21 dagen na de operatie: A) hartslag (HR) in slagen per minuut (hsm). Er was geen verschil in HR in beide groepen die een vergelijkbare versuffing tijdens de invasieve metingen aangeeft. B) systolische bloeddruk in de juiste gemeenschappelijke halsslagader (sBP). De aanzienlijke stijging van sBP na 21 dagen geeft een constante vernauwing van de aortaboog. C) einde-systolische volumes (ESV) flink zijn verhoogd (p = 0.0131) na 21 dagen en Toon een verhoogde afterload als gevolg van de TAC geïnduceerde maagdilatatie van de ventrikel. D) eind-diastolische (ESV) is gestegen (p = 0.0268 hoeveel Betekenis was ingesteld op p = < 0.05. NS = niet significant; * p < 0,05; p < 0,0001. Gegevens worden gepresenteerd zoals bedoel ± SEM (foutbalken); n = 8-13 per groep. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Het snelle begin van hypertensie als gevolg van de TAC verschilt van klinisch relevante hypertrofie veroorzaakt door aorta stenose of hypertensie. Echter het gebruik van kleine dierlijke modellen voor het opwekken van hartfalen heeft vele voordelen en is, daarom, gekozen door veel onderzoekers11. Deze gesloten borst-model verbetert de reeds bestaande modellen van de chirurgische techniek voor het opwekken van transversale aorta vernauwing in muizen4.

De meest kritische stap is de passage onder de aortaboog. Een te strak hechtdraad rond de aorta kan een fatale vermindering van de bloedstroom naar belangrijke organen zoals de nieren veroorzaken. Volgens de wet van Hagen-Poiseuille is stroom voornamelijk afhankelijk van de straal. Daarom, werden sommige gewicht-aangepast spacers gebruikt in ons protocol. Deze procedure maakt dit model meer universeel toepasbaar is, met name met betrekking tot zeer jonge of oude muizen, afhankelijk van de individuele experimentele opzet.

Chirurgisch trauma zelf induceert een immuunrespons en moet worden teruggebracht tot een absoluut minimum om te voorkomen dat verstoring. Snel herstel en hoge overlevingskansen zijn verplicht, met name in complexe diermodellen. Historisch, in tegenstelling tot Thoracotomie in menselijke patiënten, is de ribbenkast in muizen niet hersteld na de TAC operatie. Daarom is de teruggave aan fysiologische ademhaling bewegingen beperkt als gevolg van de gratis drijvende ribben, die niet zijn verbonden met het borstbeen.

Minimaal invasieve technieken voor TAC zijn ook door anderen gebruikt met12,,13. In beide modellen, is de aortaboog bereikbaar via een middellijn ingesneden en een bovenste gedeeltelijke sternotomy. Hoewel beide modellen minder invasief dan open borst modellen zijn, moeten de chirurgen verwijderen van de ribben of delen van het borstbeen te bereiken van de aorta. Wij geloven dat handhaving van de Fysiologie van de hele ribbenkast aids sneller herstel. Daarom dit protocol verbetert de reeds bestaande protocollen en helpt te minimaliseren de chirurgisch trauma zelf.

Als gevolg van de meer apicale chirurgische toegang is een post chirurgische hyperinflatie van de longen voor preventie van atelectase of pneumothoraces, zoals soms beschreven4,14, al niet vereist. Deze access voorkomen dat er een barotrauma van de longen, die kan worden opgewekt door het klemmen van de expiratoire buis openstellen van atelectase in bestaande modellen. Dit protocol bevat ook een geïndividualiseerde fysiologische ventilatie-strategie. Het is verleidelijk om te speculeren dat een individueel aangepast ventilatie helpt bij het verminderen van de ventilator-geassocieerde complicaties zoals barotrauma. Een aangepast gewicht ventilatie strategie werd gebruikt om te voorkomen dat effecten op de systemische cytokine productie door de ventilatie zelf15.

Kortom, vertegenwoordigen deze technieken een alternatieve en verbeterde model voor inducerende hypertrofie van het hart in muizen.

Hoewel trauma is geminimaliseerd door het vermijden van Thoracotomie, wordt het superieure effect met betrekking tot de vermindering van ontsteking niet weergegeven in deze publicatie. Helaas, beperkingen instellen door de bescherming van dieren wetten niet toe ons open borst TAC parallel met minimale invasieve TAC voor vergelijking uitvoeren, omdat deze minimaal invasieve model is vastgesteld al jarenlang. Dus, deze verklaringen zijn gebaseerd op de eerdere ervaringen van onze fractie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Wij danken Stilla Frede en Susanne Schulz voor hun technische bijstand. Deze studie ontvangen geen financiering.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Pressure-volume catheter Millar Instruments, USA SPR-839
Mouse ventilator Harvard Apparatus GmbH, Germany Minivent - TYPE 845
Mouse ventilator Harvard Apparatus GmbH, Germany Y-connection with intubation cannula OD 1.2mm 73-2844
Vaporizer Dräger Medical AG&CO.KG, Germany 19.3 Isofluran-Vaporizer (a newer version is available under catalog number  D-877-2010)
Microscope  Leica Microsystems, Germany MZ 7.5
Light source  Schott AG, Germany KL 1500 LCD
6-0 Prolene Ethicon, USA Polypropylene suture BV-1 9.3 mm 3/8c suture for surgery
Seraflex Serag Wiessner, Germany USP 5/0 schwarz;  IC108000  suture for constriction
Homoeothermic Controlled Operating Tables Harvard Apparatus GmbH, Germany Typ 872/3 HT with tripod stand and homoeothermic controller Type 874; 73-4233
Flexible Rectal Probe Harvard Apparatus GmbH, Germany 1.6 mm OD; 55-7021
Doppler Signal Visualisation Instrument Indus Instruments, USA Doppler Signal Processing Workstation (DSWP) with 20MHz Pulsed Doppler Module
Arruga Intracapsular Forceps Altomed, UK A5400
Doppler Probe Indus Instruments, USA 20MHz Tubing-mounted Probe
Jaffe Lid Retractor Altomed, UK A3513

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol Clifton NJ. 573, 115-137 (2009).
  2. Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., Izumo, S. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics. 16, (3), 349-360 (2004).
  3. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc Natl Acad Sci U S A. 88, (18), 8277-8281 (1991).
  4. deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. Transverse Aortic Constriction in Mice. J Vis Exp JoVE. (38), (2010).
  5. Grossman, W., Jones, D., McLaurin, L. P. Wall stress and patterns of hypertrophy in the human left ventricle. J Clin Invest. 56, (1), 56-64 (1975).
  6. Hartley, C. J., Reddy, A. K., Madala, S., Michael, L. H., Entman, M. L., Taffet, G. E. Doppler estimation of reduced coronary flow reserve in mice with pressure overload cardiac hypertrophy. Ultrasound Med Biol. 34, (6), 892-901 (2008).
  7. Reddy, A. K., et al. Pulsed Doppler signal processing for use in mice: applications. IEEE Trans Biomed Eng. 52, (10), 1771-1783 (2005).
  8. Shioura, K. M., Geenen, D. L., Goldspink, P. H. Assessment of cardiac function with the pressure-volume conductance system following myocardial infarction in mice. Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 293, (5), H2870-H2877 (2007).
  9. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. JoVE J Vis Exp. (100), e52618 (2015).
  10. Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292, (5), H2119-H2130 (2007).
  11. Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present. Circ Heart Fail. 2, (2), 138-144 (2009).
  12. Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K. W., Chow, B. K. C. Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice. J Vis Exp JoVE. (121), (2017).
  13. Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy. J Vis Exp. (127), (2017).
  14. Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., Baumgarten, G. A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion. J Vis Exp JoVE. (65), (2012).
  15. Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines. Eur Respir J. 17, (3), 488-494 (2001).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics