Oppervlakteactieve depletie in combinatie met schadelijke ventilatie resulteert in een reproduceerbaar model van het Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Summary

Een combinatie van oppervlakteactieve stof washout met 0,9% zoutoplossing (35 ml/kg lichaamsgewicht, 37 °C) en een hoge getijdevolumeventilatie met een lage PEEP om matig beademingsgeïnduceerd longletsel (VILI) te veroorzaken, resulteert in experimenteel acuut respiratoir distress syndroom (ARDS). Deze methode biedt een model van longletsel met lage/ beperkte rekrutering om het effect van verschillende ventilatiestrategieën voor langere periodes te bestuderen.

Abstract

Er bestaan verschillende diermodellen om de complexe pathomechanismen van het acute respiratoire distress syndroom (ARDS) te bestuderen. Deze modellen omvatten pulmo-arteriële infusie van oliezuur, infusie van endotoxinen of bacteriën, cecale ligatie en punctie, verschillende pneumoniemodellen, longischemie / reperfusiemodellen en, natuurlijk, oppervlakteactieve depletiemodellen, onder anderen. Oppervlakteactieve depletie veroorzaakt een snelle, reproduceerbare verslechtering van de longgasuitwisseling en hemodynamica en kan worden geïnduceerd bij verdoofde varkens met herhaalde longspoeling met 0,9% zoutoplossing (35 ml/kg lichaamsgewicht, 37 °C). Het oppervlakteactieve stofdepletiemodel ondersteunt onderzoeken met standaard respiratoire en hemodynamische monitoring met klinisch toegepaste apparaten. Maar het model lijdt aan een relatief hoge rekrutering en ventilatie met hoge luchtwegdrukken kan de ernst van het letsel onmiddellijk verminderen door heropening in de longgebieden. Dit model is dus niet geschikt voor onderzoek naar ventilatorregimes die hoge luchtwegdrukken gebruiken. Een combinatie van oppervlakteactieve depletie en schadelijke ventilatie met een hoog getijdevolume/lage positieve eindvervaldruk (hoge Tv/lage PEEP) om door de beademing geïnduceerd longletsel (VILI) te veroorzaken, zal de rekruteerbaarheid van het resulterende longletsel verminderen. De voordelen van een tijdige inductie en de mogelijkheid om experimenteel onderzoek uit te voeren in een omgeving die vergelijkbaar is met een intensive care-unit blijven behouden.

Introduction

De mortaliteit van het acute respiratory distress syndrome (ARDS) blijft hoog met waarden boven 40%^1, ondanks intensief onderzoek sinds de eerste beschrijving door Ashbough en Petty in 1967². Natuurlijk is het onderzoek naar nieuwe therapeutische benaderingen beperkt in de kliniek vanwege ethische zorgen en het gebrek aan standaardisatie van de onderliggende pathologieën, omgevingsomstandigheden en co-medicijnen, terwijl diermodellen systematisch onderzoek onder gestandaardiseerde omstandigheden mogelijk maken.

Experimentele ARDS is dus geïnduceerd bij grote dieren (bv. varkens) of kleine dieren (bv. knaagdieren) met behulp van verschillende methoden, zoals pulmo-arteriële infusie van oliezuur, intraveneuze (i.v.) infusie van bacteriën en endotoxinen, of cecale ligatie- en punctiemodellen (CLP) die sepsis-geïnduceerde ARDS veroorzaken. Daarnaast worden directe longletsels veroorzaakt door brandwonden en rookinhalatie of longischemie/reperfusie (I/R) gebruikt³. Een veel gebruikt model van direct longletsel is oppervlakteactieve depletie met longspoeling zoals voor het eerst beschreven door Lachmann et al. bij cavia's⁴.

Oppervlakteactieve depletie is een zeer reproduceerbare methode die snel resulteert in compromissen in gasuitwisseling en hemodynamica⁵. Een groot voordeel is de mogelijkheid om oppervlakteactieve stoffen toe te passen bij grote soorten die ondersteunend onderzoek mogelijk maken met klinisch gebruikte mechanische ventilatoren, katheters en monitoren. Een groot nadeel van het oppervlakteactieve depletiemodel is echter de onmiddellijke rekrutering van atelectatische longgebieden wanneer hoge luchtwegdrukken of rekruteringsmanoeuvres, zoals gevoelige positionering, worden toegepast. Het model is dus niet geschikt om bijvoorbeeld geautomatiseerde ventilatie met hoge PEEP-niveaus gedurende langere tijd te onderzoeken⁶. Yoshida et al. beschreven een combinatie van oppervlakteactieve uitputting en ventilatie met hoge inspiratoire luchtwegdrukken om experimentele ARDS⁷te induceren, maar hun model vereist een uitgebreid onderhoud van de partiële zuurstofdruk (P_aO₂) in een vooraf gedefinieerde gang via herhaalde bloedgasbemonstering en aanpassing van de rijdruk volgens een schuiftafel van inspiratoire druk en PEEP.

Over het algemeen kan een model met een te agressieve schadelijke ventilatie of een moeizame, herhaalde aanpassing van het ventilatieregime leiden tot structurele schade aan de longen, die te ernstig is en resulteert in daaropvolgende meervoudige orgaanfalen. Dit artikel geeft dus een gedetailleerde beschrijving van een gemakkelijk haalbaar model van oppervlakteactieve uitputting plus schadelijke ventilatie met hoge tv / lage PEEP voor inductie van experimentele ARDS, die onderzoek ondersteunt met klinisch gebruikte ventilatieparameters voor langere perioden.

Protocol

De experimenten werden uitgevoerd bij de afdeling Experimentele Geneeskunde, Charité - Universitaire Geneeskunde, Berlijn, Duitsland (gecertificeerd volgens de EN DIN ISO 9001:2000) en werden voorafgaand aan de experimenten goedgekeurd door de federale autoriteiten voor dieronderzoek in Berlijn, Duitsland (G0229/18). De principes van proefdierverzorging werden gebruikt in alle experimenten en zijn in overeenstemming met de richtlijnen van de Europese en Duitse Vereniging voor Laboratoriumdierwetenschappen.

1. Proefdieren en dierenwelzijn

1. Voer alle experimenten uit bij diep verdoofde mannelijke varkens (Duitse Landrace × Large White) van 3-4 maanden oud met een lichaamsgewicht (bw) van 30-40 kg.

2. Anesthesie, intubatie en mechanische ventilatie

1. Zorg niet voor droogvoer gedurende 12 uur voorafgaand aan anesthesie om een volle maag van de varkens te voorkomen. Geef gratis toegang tot water en stro/hooi om stress te minimaliseren.
2. Premedicaat met een intramusculaire injectie van een combinatie van azaperon (3 mg/kg lichaamsgewicht), atropine (0,03 mg/kg lichaamsgewicht), ketamine (25 mg/kg lichaamsgewicht) en xylazine (3,5 mg/kg lichaamsgewicht) in de nekspier van het varken, terwijl de dieren nog steeds in hun huisvesting worden gehouden om stress te minimaliseren.
   OPMERKING: Dagelijkse training van het aaien van de nek van het dier tijdens het voeren van een paar suikerklontjes voorafgaand aan het experiment en het aanbrengen van de injectie tijdens het voeren van suikerklontjes op de getrainde manier zal een soepele premedicatie vergemakkelijken en stress verder verminderen.
   1. Plaats het dier op een brancard en bedek de ogen met een doek voor transport zodra een adequaat niveau van anesthesie is bereikt.
   2. Breng het varken over naar het operatietheater en zorg altijd voor voldoende spontane ademhaling.
   3. Neem een zuurstofcilinder, een slang en een masker om extra zuurstof te leveren tijdens het transport van de varkens, als de huisvestingsfaciliteiten niet grenzen aan het laboratorium.
   4. Plaats het varken in de gevoelige positie en preoxygenaat met een masker dat past bij de snuit van het dier met behulp van een hoge zuurstofstroom (bijv. 10 L/min).
3. Gebruik een perifere aderkatheter (meestal 18 of 20 G) om veneuze toegang te krijgen. Plaats de perifere aderkatheter in een van de ooraders na een veegprocedure met alcoholswaps.
   1. Start een infusie met een uitgebalanceerde kristalloide oplossing en zorg voor de juiste plaatsing van de katheter voor een volgende infusie van anesthetica.
   2. Giet 500 ml van een uitgebalanceerde kristalloideoplossing als bolus i.v. gevolgd door een continue infusie van 4 ml/kg/h voor vloeistofondersteuning.
   3. Begin met het bewaken van de perifere zuurstofverzadiging (SpO₂) door de SpO_2-sensoraan een van de oren of de staart vast te stellen.
4. Induceer anesthesie door propofol te injecteren (ongeveer 5-10 mg/ kg - de exacte dosis hangt af van het effect van de premedicatie en verschilt van dier tot dier) voor orotracheale intubatie.
   OPMERKING: Voorafgaande injectie van een opioïde zal de intubatie verder vergemakkelijken, maar vereist voldoende ervaring om een voortijdige apneu van het dier te voorkomen. Een injectie van 100 μg fentanyl (fentanylcitraat, 100 μg/ml) kan worden herhaald totdat de spontane ademhalingsfrequentie vertraagt tot ongeveer 20/min voordat propofol wordt geïnjecteerd.
5. Intubeer het dier met een geboeide endotracheale buis (7,5 - 8,0 mm ID) en een laryngoscoop ontworpen voor grote dieren (recht blad van ongeveer 25 cm lengte).
   OPMERKING: Intubatie is het gemakkelijkst in de gevoelige positie zoals in detail beschreven door Theisen et al.⁸.
   1. Controleer de plaatsing van de endotracheale buis door de typische golfvorm van CO₂ tijdens de expiratie op de CO_2-monitor(capnograaf) te observeren.
   2. Gebruik auscultatie om te controleren op gelijke bilaterale ademgeluiden.
      OPMERKING: De varkens kunnen mechanisch worden geventileerd met handmatige compressie van de ribbenkast van beide zijden, terwijl zuurstof wordt geleverd met een hoge stroom in geval van mislukte of vertraagde intubatie.
6. Stel de fractie geïnspireerde zuurstof (F_IO₂) in op 1,0, de ademhalingsfrequentie op 15-20/min, het getijdenvolume op 8-9 ml/kg lichaamsgewicht, de inspiratie-verloopverhouding (I:E) op 1:1,5 en breng een positieve eindvervaldruk (PEEP) van 5 cmH₂O aan om mechanische ventilatie te starten. Pas de instellingen aan op een eind-expiratoire partiële druk van kooldioxide (P_etCO₂) van 35-40 mmHg en een SpO₂ boven 95%.
   1. Gebruik een continue i.v.-infusie van thiopenton (20 mg/kg/h) en fentanyl (7 μg/kg/h) om de anesthesie te behouden.
      OPMERKING: De benodigde dosering kan van dier tot dier en tussen experimentele instellingen verschillen. Het is essentieel om in de loop van het experiment voldoende diepte van anesthesie te behouden om dierenwelzijns- en wetenschappelijke redenen.
   2. Houd het dier nauwlettend in de gaten op stress-/pijnreacties (zoals een verhoging van de hartslag, bloeddruk of ademhalingsfrequentie) tijdens de instrumentatie.
      OPMERKING: Instrumentatie moet mogelijk zijn zonder een spierverslaner toe te dienen als de diepte van de anesthesie voldoende is.
   3. Dien een spierverslappingsmiddel toe, bijvoorbeeld pancuroniumbromide (0,15 mg/kg lichaamsgewicht i.v.m. bolus, gevolgd door een continue infusie van 0,15 mg/kg lichaamsgewicht/h of herhaalde bolusinjecties), indien spierontspanning noodzakelijk is voor het experiment (bv. vóór een uitputting van de oppervlakteactieve stof, vóór schadelijke ventilaionlongnaliteitsmetingen).
7. Instrumentatietechnieken
   1. Verander het dier in de liggende positie.
   2. Zet de endotracheale buis en de i.v.-lijn vast terwijl u het dier draait.
   3. Trek de benen in met verband om de huid boven de geplande incisieplaatsen uit te rekken.
   4. Steriliseer de operatiegebieden met een geschikt huiddesinfectiemiddel zoals een alcohol- en jodiumoplossing van 1%.
8. Canuleer de uitwendige halsader met een centrale veneuze katheter en breng bovendien de inbrenghuls van de longslagaderkatheter (PAC) in dezelfde ader.
   1. Voer een huidincisie van 10 cm uit op de lijn die de onderkaak en het borstbeen verbindt (linker- of rechterkant mogelijk).
   2. Herbeoordeel altijd de diepte van de anesthesie en pas de dosering indien nodig aan.
   3. Scheid het onderhuidse weefsel en de platysma met weefseldureepen en chirurgische schaar totdat de brachiocephalische en de sternocephalische spieren zichtbaar zijn.
   4. Ga verder met een stompe cut-down procedure om de fascia tussen de spieren te scheiden totdat de externe halsader zichtbaar is.
   5. Gebruik de Seldinger-techniek⁹ om de uitwendige halsader te cannuleren met de centrale veneuze katheter en de inbrenghuls voor latere inbrengen van de PAC.
      OPMERKING: Verwijd de ader niet met een dilatator, zoals bij een percutane aanpak. Dit zou de ader scheuren. Sluit met standaard hechtingen. De afmetingen van de huls zijn afhankelijk van de grootte van de gekozen PAC. Een 6F introducer sheath (10 cm lengte) en een 5F PAC van 75 cm lengte bij varkens van 30-40 kg lichaamsgewicht worden meestal gebruikt.
9. Cannulate de femurslagader voor invasieve bloeddrukbewaking.
   1. Identificeer de plooi tussen de gracilis- en sartoriusspier van het achterbeen (links of rechts is mogelijk) om een arteriële lijn te plaatsen.
      OPMERKING: De pulsatie van de femurslagader moet gemakkelijk voelbaar zijn.
   2. Cannulate de slagader percutaan met de techniek Seldinger⁹.
   3. Gebruik een directe aanpak als de slagader niet gemakkelijk kan worden gepalpeerd.
      1. Snijd door de huid met een 5 cm lange incisie en scheid het onderhuidse weefsel met weefseldop en chirurgische schaar.
      2. Gebruik een stompe cut-down procedure die de fascia tussen de spieren scheidt tot het niveau van de femurslagader.
         OPMERKING :D een sapheneuze vaten niet verwonden door de cut-down procedure cranial van hen uit te voeren.
      3. Loop een ligatuur rond de femurslagader zodat het vat kan worden gesloten in geval van bloedingen op de plaats van punctie. Vermijd deze stap waar mogelijk, omdat het de bloedtoevoer naar het achterbeen in gevaar brengt.
      4. Cannulate de slagader met de Seldinger techniek⁹.
10. Kalibreer de transducers tegen de atmosfeer (nul) en ofwel 200 mmHg (arteriële lijn) of 50 mmHg (centrale veneuze lijn) en sluit ze aan op de arteriële katheter en de centrale veneuze lijn om te beginnen met de bewaking.
    1. Plaats de drukomvormers ongeveer de helft van de hoogte van de thorax op de geschatte positie van het rechter atrium.
11. Voer een kleine (4-5 cm) incisie uit die door de huid boven de blaas snijdt voor catherisatie van de urineblaas.
    1. Scheid het onderhuidse weefsel met behulp van stompe instrumenten.
    2. Plaats een ringdraad hechtdraad (1-2 cm in diameter) in de wand van de blaas.
       OPMERKING: De hechtingen mogen niet door alle lagen van de blaaswand dringen, wat zou leiden tot urineverlies door de puncties.
    3. Voer een kleine incisie uit in het midden van de hechting en introduceer de urinekatheter.
    4. Blokkeer onmiddellijk de ballon met 10 ml gedestilleerd water en trek de katheter naar de blaaswand totdat een lichte weerstand wordt gevoeld.
    5. Sluit de ring-string hechtdraad rond de katheter. Sluit de huid met standaard hechtingen.

3. Introductie van de longslagaderkatheter (PAC)

1. Controleer de patency van de ballon van de PAC met 0,5-1 ml lucht, afhankelijk van de grootte van de katheter, en laat de ballon weer leeglopen.
2. Sluit de PAC aan op het drukomvormersysteem en kalibreer de transducer tegen de atmosfeer (nul) en 100 mmHg.
3. Introduceer de PAC door de inbrenghuls met een leeggelopen ballon gedurende 10-15 cm (afhankelijk van de lengte van de huls).
   1. Blaas de ballon op nadat deze de huls heeft verlaten en ga verder met de PAC terwijl u de druk en de typische golfvormen op de drukmonitor controleert.
   2. Duw de PAC naar voren terwijl de golfvormen die typisch zijn voor het rechter atrium, de rechterventrikel en de longslagader verschijnen en stop met het oprukken van de PAC wanneer de pulmonale capillaire wigdruk (PCWP) golfvorm wordt gezien.
   3. Noteer de PCWP aan het einde van de vervaldatum en laat de ballon leeglopen (zie figuur 1 voor de betreffende curven).
      OPMERKING: Na deflatie van de ballon moet de PCWP-golfvorm verdwijnen en moet de longslagaderdrukgolfvorm zichtbaar zijn. Als de longslagaderdrukgolfvorm niet kan worden gezien, wordt de katheter hoogstwaarschijnlijk te ver in een longslagader ingebracht en heeft deze een automatische wigpositie bereikt. Dit resulteert in een permanente occlusie van een longvat en moet worden gecorrigeerd door de katheter terug te trekken totdat de longslagaderdrukgolfvorm weer verschijnt, waardoor complicaties worden vermeden, bijvoorbeeld breuk van het longvat¹⁰. De PAC-katheters worden vaak per ongeluk via de inferieure cavalerieader bij varkens in leveraders gebracht. Dus als het rechter ventrikeldruksignaal na ongeveer 30 - 50 cm niet wordt bereikt, trekt u de katheter terug en begint u helemaal opnieuw.

4. Longslagader thermodilutie techniek voor hemodynamische metingen

1. Hartuitgang (CO) meten met de thermodilutietechniek¹¹.
   1. Sluit de thermistor en een stroom door de behuizing aan op het respectievelijke lumen van de PAC.
   2. Sluit vervolgens de hemodynamische monitor aan op de distale temperatuurpoort van de PAC (rode dop).
   3. Stel de hemodynamische monitor in op de noodzakelijke modus ter compensatie van de kathetergrootte, de lengte van de katheter, het geïnjecteerde volume en de temperatuur van de geïnjecteerde zoutoplossing.
   4. Injecteer zo snel mogelijk het juiste volume van 0,9% zoutoplossing (meestal 5 of 10 ml 0,9% zoutoplossing bij een temperatuur van 4 °C).
   5. Wacht tot de meting is voltooid.
2. Randomiseer vijf metingen snel achter elkaar over de ademhalingscyclus van de beademingsmachine.
   1. Verwijder de hoogste en de laagste waarden en gebruik de overige drie waarden om het gemiddelde te berekenen.
   2. Let op deze gemiddelde waarde als de cardiale output.
   3. Meet de PCWP daarna door de katheterballon op te blazen en laat deze na de meting leeglopen.
   4. Gebruik de gemiddelde arteriële druk (MAP), longslagaderdruk (PAP), centrale veneuze druk (CVP), PCWP en de CO voor alle verdere hemodynamische berekeningen.
      OPMERKING: Het volume zoutoplossing en de temperatuur moeten vóór de metingen in de monitor worden ingevoerd. De normale zoutoplossing moet bij dezelfde temperatuur (meestal <5 °C) worden bewaard voor de juiste metingen. De grootte en lengte van de katheter moeten ook worden ingevoerd. Voor sommige monitoren is het invoeren van een correctiefactor vereist.
   5. Gebruik voor studies met exacte metingen van de elektrolytenbalans 5% glucoseoplossing in plaats van 0,9% zoutoplossing.
3. Zorg ervoor dat u alle parameters registreert. Neem gelijktijdige arteriële en gemengde veneuze bloedmonsters kort voor of na CO-metingen om de berekening van de intrapulmonale shunt van rechts naar links mogelijk te maken.
   1. Registreer alle benodigde ademhalingsinstellingen en metingen om de gegevensset te voltooien, bijvoorbeeld piek-, plateau- en eindvervaldruk.
      OPMERKING: De inductie van anesthesie, intubatie en volledige instrumentatie kan 1,5 uur vereisen, afhankelijk van de ervaring en het aantal onderzoekers.

5. Uitputting van oppervlakteactieve stoffen

1. Ventileer het dier met een F_IO₂ van 1.0.
   1. Koppel het dier los van de beademingsmachine.
2. Vul de longen met voorverwarmde zoutoplossing van 0,9% (37 °C, 35 ml/kg) met een trechter die is aangesloten op de endotracheale buis.
   1. Hef hiervoor de trechter ongeveer 1 m boven het dier.
      OPMERKING: De hydrostatische druk verdeelt de zoutoplossing over alle longsecties.
   2. Stop onmiddellijk met vullen wanneer de MAP onder <50 mmHg afneemt.
3. Laat de trechter zakken tot het maaiveld om de lavagevloeistof af te voeren. Sluit het dier opnieuw aan op de ventilator voor oxygenatie.
4. Wacht tot het dier herstelt en herhaal de lavage zo snel mogelijk, indien nodig.
   OPMERKING: De noodzaak voor een verdere lavage wordt gedefinieerd door de P_aO₂/F_IO₂ verhouding.
   1. Neem een slagaderlijk bloedgasmonster na 5 minuten na elke spoeling.
   2. Herhaal de lavages totdat de P_aO₂/F_IO₂ verhouding (Horowitz index) ten minste 5 min onder de 100 mmHg daalt bij F_IO₂ 1.0 en PEEP > 5 cmH₂O.
      OPMERKING: De ademhalingsfrequentie moet tijdens de periode van lavages worden aangepast om de arteriële pH boven 7,25 te houden om hemodynamische decompensatie te voorkomen.
5. Houd er rekening mee dat dit diermodel is gebaseerd op een combinatie van oppervlakteactieve depletie en VILI.
   OPMERKING: De lavages worden gestopt nadat de P_aO₂/ F_IO_2-verhouding gedurende 5 minuten onder 100 blijft NIET na 60 minuten zoals eerder gepubliceerd voor een model oppervlakteactieve stof washout zonder VILI⁵.
   1. Begin met hoge tv/lage PEEP ventilatie nadat de beoogde P_aO₂/F_IO₂ is bereikt.
      OPMERKING: Anders zal een te agressieve oppervlakteactieve stof in combinatie met VILI leiden tot meerdere orgaanfalen en het experiment in gevaar brengen. De duur van de uitputting van oppervlakteactieve stoffen varieert tussen dieren, aangezien een gedefinieerde P_aO₂/F_IO₂ het doelwit is. Het kan 45 minuten tot 1,5 uur duren.

6. Schadelijke ventilatie met hoog getijdevolume/lage PEEP (hoge Tv/lage PEEP)

1. Houd een F_IO₂ van 1.0.
2. Zet de ventilator op een volumegecontroleerde, drukgestuurde ventilatiemodus.
3. Verhoog de alarmdrempel voor piekinspiratoire druk tot 60 mbar.
   OPMERKING: De ventilator moet een inspiratoire druk tot 60 mbar uitoefenen, maar niet hoger.
4. Verlaag de ademhalingsfrequentie tot 12/min en stel de inspiration to expiration (I:E) ratio in op 1:1.5 (resulterend in een inspiratietijd van 2 s en een expiratietijd van 3 s).
5. Verhoog het getijdenvolume langzaam tot 17 ml/kg lichaamsgewicht gedurende ten minste 2 minuten.
   1. Verhoog het getijdenvolume niet verder als een inspiratoire druk van 60 mbar wordt bereikt.
      OPMERKING: De beperkte inspiratoire druk kan resulteren in een getijdenvolume van minder dan 17 ml/kg lichaamsgewicht, afhankelijk van de longbeschadiging na oppervlakteactieve stof washout. Een plotselinge toename van het getijdenvolume kan leiden tot barotrauma of hemodynamische decompensatie. Daarom is het van het grootste belang om de getijdenvolumes gedurende enkele minuten langzaam te verhogen.
6. Reduceer de PEEP tot 2 mbar.
7. Ventileer het dier tot 2 uur (zie figuur 2 voor de ventilatorinstellingen en de stroomcurve).
   OPMERKING: Ventilatie met hoge getijdenvolumes zal resulteren in een goede oxygenatie van het dier, maar de cyclische bijna-volledige inflatie en deflatie resulteert in structureel letsel van de longen. Structurele schade kan niet worden teruggedraaid met rekruteringsmanoeuvres, gevoelige positionering, hoge PEEP, enz. De daaruit voortvloeiende schade moet gedurende het hele onderzoek worden getolereerd. Afhankelijk van het volgende experiment en de duur van het onderzoek kan een kortere hoge tv/lage PEEP-ventilatietijd nodig zijn.

7. Einde experiment en euthanasie

1. Zorg ervoor dat alle metingen van het experimentele protocol, die volgen op de inductie van longletsel, worden uitgevoerd.
2. Injecteer fentanyl (ten minste 0,5 mg) extra op de continue anesthesie en wacht ten minste 5 minuten. Injecteer thiopental (ten minste 1000 mg) snel gevolgd door ten minste 60 mmol kalium met behulp van de centrale lijn.

Representative Results

De P_aO₂/F_IO₂-verhouding daalde tijdens oppervlakteactieve stof washout bij alle dieren (Figuur 3). De resulterende hypoxemie, hypercapnie en atelectasis veroorzaakten een toename van de druk van de longslagader. De details van de longspoeling worden elders al beschreven⁶.

De uitputting van de oppervlakteactieve stof werd herhaald totdat de P_aO₂/F_IO_2-verhouding onder de 100 mmHg bleef, ondanks mechanische ventilatie met een PEEP van 5 mbar gedurende ten minste 5 minuten. Daarna werd gedurende 2 uur begonnen met ventilatie met hoge getijdenvolumes, lage PEEP en bijna volledige inflatie/deflatie om VILI te veroorzaken. Van belang is dat parameters voor gasuitwisseling (zuurstofverzadiging, P_aO₂) kunnen verbeteren tijdens ventilatie met hoge getijdenvolumes als gevolg van de cyclische rekrutering, terwijl mPAP meestal verhoogd blijft als gevolg van hoge intrathoracale druk en hypercapnie (figuur 3B). Gemiddeld vereisen inductie van anesthesie, instrumentatie, uitputting van oppervlakteactieve stoffen en schadelijke ventilatie ongeveer 5 uur, afhankelijk van de ervaring van de onderzoeker en het aantal lavages dat nodig is om de beoogde P_aO₂/ F_IO_2-verhouding te bereiken.

De rekrutering van de longen werd na elke experimentele stap getest met een rekruteringsmanoeuvre (inspiratoire druk van 50 mbar en PEEP 24 mbar voor vijf ademhalingen). Een slagaderlijk bloedgasmonster werd genomen 5 min na de rekruteringsmanoeuvre terwijl de ventilatie werd begonnen met een getijdevolume van 6 ml/kg lichaamsgewicht, een PEEP van 15 mbar en een F_IO₂ van 1,0. Deze rekruteringsmanoeuvre resulteerde in een opmerkelijke toename van de oxygenatie bij alle dieren na oppervlakteactieve stof washout (figuur 3a), terwijl 2 uur schadelijke ventilatie de rekruteerbaarheid van de longen verminderde met betrekking tot gasuitwisseling en mPAP (figuur 3, tabel 1). De longblessure veroorzaakt met het protocol was niet gevoelig voor rekrutering, zelfs niet wanneer ventilatie werd uitgevoerd volgens de ARDS-Network hoge PEEP-tabel gedurende 3 uur na een extra rekruteringsmanoeuvre.

Computertomografische (CT) beeldvorming van één dier toonde atelectasis van de afhankelijke gebieden van de long tijdens de beademing met een PEEP van 6 mbar, die grotendeels oploste toen de ventilatie werd geëscaleerd tot een PEEP van 15 mbar(figuur 4),terwijl de aanzienlijke alomtegenwoordige gemalen glasopaciteiten niet verdwenen. Bovendien wezen sommige CT-bevindingen, zoals alveolaire opaciteiten, op structurele schade van de longen die overeenkomt met postmortemonderzoek van de longen (figuur 4).

Figuur 1: Plaatsing van longslagaderkatheters. Schets van het hart, een goed geplaatste longslagaderkatheter (PAC; gele katheter) en de respectieve golfvormen die te zien zijn tijdens het oprukken van een PAC. PCWP betekent pulmonale capillaire wigdruk. De PCWP-golfvorm kan alleen in wigpositie worden gezien terwijl de ballon wordt opgeblazen. De PCWP-curve moet verdwijnen en de longslagadercurve moet zichtbaar zijn als de ballon leegloopt en de PAC goed wordt geplaatst. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 2: Ventilatorinstellingen van schadelijke ventilatie. Weergegeven zijn de ventilatorinstellingen tijdens de beademing om door de beademing geïnduceerd longletsel (VILI) uit te lokken. Het getijdenvolume komt overeen met 17 ml/kg lichaamsgewicht bij het betreffende dier. Het stroompatroon neemt af tot nulstroom bij afloop (rode ster). Nulstroom wordt gehandhaafd gedurende een relevante periode van de ademhalingscyclus. Zo wordt bijna volledige inflatie en deflatie van de longen bereikt om baro- en atelectrauma te bevorderen. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 3: Systemische oxygenatie en longslagaderdruk. (A) Individuele resultaten van de partiële arteriële druk van zuurstof. (B) De gemiddelde longslagaderdruk van vier dieren wordt weergegeven als representatieve waarden voor het geïnduceerde longletsel. De test op statistische significantie werd niet uitgevoerd vanwege het kleine aantal dieren (n = 4). Na elke interventie werd een rekruteringsmanoeuvre uitgevoerd (gele pijlen) om te testen op rekruteerbaarheid van het model. Merk op dat P_aO₂ toeneemt na longspoeling en na rekrutering met ten minste 150 mmHg, maar niet na schadelijke ventilatie. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 4: Computertomografie van de longen. Representatieve computertomografische scans (CT) van één dier na oppervlakteactieve stof washout en mechanische ventilatie met hoge getijdenvolumes en lage PEEP om door de beademing geïnduceerd longletsel (VILI) te veroorzaken. De scans werden gemaakt tijdens de ventilatie met een hoge positieve eind expiratoire druk van 15 mbar (PEEP 15 mbar) en lage PEEP van 6 mbar (PEEP 6 mbar) met een getijdevolume van 6 ml/kg lichaamsgewicht. De bovenste panelen tonen hetzelfde apicale gebied van de longen. De onderste panelen tonen hetzelfde gebied van de long ter hoogte van het hart. De # markeert de afhankelijke longgebieden met basale atelectasis; de → markeert de afhankelijke longgebieden/voormalige atelectasis, die onder beademing worden aangeworven met een PEEP van 15 mbar; de * markeert uitgebreide gemalen glasopaciteiten met overlappende inter- en intralobulaire septeale verdikking, die niet worden opgelost tijdens ventilatie met een PEEP van 15 mbar, de + markeert diffuse alveolaire opacificaties, die wijzen op alveolaire bloedingen en niet zichtbaar zijn tijdens ventilatie met een PEEP van 6 mbar vanwege de uitgebreide atelectasis. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 5: Postmortem onderzoek van de longen. Representatieve pathologie van de niet-gefixeerde longen van één dier direct na het experiment. Het basale gebied van de longen kijkt naar de lezer. De # markeringen atelectasis; de + markeert diffuse alveolaire bloeding; de → sporen opgezwollen, edemateuze peribronchiale ruimten. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

	basislijn	na lavage	MICROMETER	na blessures ventilatie	MICROMETER	na ARDS-Net	MICROMETER
PaO2 (mmHg)	514 ±13	87 ±12	324 ±78	197 ±134	147 ±95	128 ±37	185 ±129
PaCO2 (mmHg)	48 ±6	86 ±10	82 ±12	66 ±5	96 ±4	92 ±5	123 ±10
Ph	7.39 ±0.09 uur	7.14 ±0.05 uur	7.17 ±0.08 uur	7.26 ±0.06 uur	7.11 ±0.04 uur	7.14 ±0.04 uur	7.04 ±0.03 uur
Lactaat (mg/dl)	4 ±3,9	6 ±5,0	6 ±5,9	4 ±3,6	4 ±3,5	4 ±3,6	6 ±5,3
hartslag (beats/min)	86 ±8	90 ±11	92 ±12	104 ±18	129 ±30	147 ±13	149 ±5
CO (L/min)	4 ±0,8		3.7 ±1,4	3.6 ±0,8	5.2 ±0,8	5.1 ±0,8	6.9 ±1.0
kaart (mmHg)	93 ±4	101 ±21	108 ±31	78 ±8	96 ±31	65 ±12	72 ±9
SVR (dyn. sec. cm-5)	1856 ±302		2552 ±777	1624 ±468	1179 ±237	903 ±292	711 ±166
mPAP (mmHg)	14 ±1	27 ±2	22 ±2	33 ±10	33 ±8	29 ±3	30 ±3
PVR (dyn. sec. cm-5)	106 ±170		267 ±442	170 ±258	92 ±126	108 ±160	66 ±88
PCWP	6 ±2		10 ±2	8 ±2	9 ±1	10 ±4	11 ±5
Cdyn (ml/mbar)	33 ±4	12 ±2	21 ±4	23 ±8	20 ±2	26 ±8	24 ±5

Tabel 1: Arteriële bloedgassen, hemodynamische gegevens en longnaleving. De tabel toont de respectieve arteriële bloedgassen en hemodynamische gegevens. RM: rekruteringsmanoeuvre, P_aO₂: arteriële partiële zuurstofdruk, P_aCO₂: arteriële partiële druk van kooldioxide, CO: cardiale output, MAP: gemiddelde arteriële druk, SRV: systemische vasculaire weerstand, mPAP: gemiddelde pulmonale arteriële druk, PVR: pulmonale vasculaire weerstand, PCWP: pulmonale capillaire wigdruk. Gegevens gepresenteerd als gemiddelde ± SD.

		basislijn	na lavage	MICROMETER
Ik	PaO2 (mmHg)	540	81.3	270	21.9	-de rekruteringsmanoeuvre na oppervlakteactieve depletie werd voorgevormd zonder voorafgaande injectie van een spierverslaner -de rekruteringsmanoeuvre (RM) resulteerde in een spanningspneumothorax met snelle cardiopulmonale verslechtering (grijze achtergrond) ondanks onmiddellijke invoeging van de borstafvoer - volgende dieren kregen een bolusinjectie van een spierverslaverduner voorafgaand aan een RM en het probleem werd niet opnieuw waargenomen
	PaCO2 (mmHg)	42.6	69.4	84.9	93.9
	Ph	7.44	7.17	7.01	6.99
	Lactaat (mmol/L)	11	17	67	56
	hartslag (beats/min)	138	155	141	221
	CO (L/min)	7.7		3.6	1.6
	mAP (mmHg)	82	60	143	53
	mPAP (mmHg)	26	18	22	22
	PCWP (mmHg)	10	12	12	17
	Cdyn (mbar/ml)	35	11	19	13
	PCWP (mmHg)	10	12	12	17
	Cdyn (mbar/ml)	35	11	19	13
		basislijn	na lavage	MICROMETER	na schadelijke ventilatie	MICROMETER
II	PaO2 (mmHg)	638	60	84	83.2	61.4	82.7	-gewonde ventilatie werd uitgevoerd met getijde een volume van 17 ml/kg lichaamsgewicht gedurende 3 uur -na schadelijke ventilatie verslechterde het dier snel en kon het niet worden gestabiliseerd met bijvoorbeeld bolusinjecties van epinefrine -de laatste bloedgasanalyse werd verkregen onder ventilatie met PEEP: 20 mbar. Ppeak: 35 mbar. resulterend in een getijdenvolume van slechts 187 ml (4 ml/kg lichaamsgewicht) - vermindering van de schadeveroorzakende ventilatieperiode was noodzakelijk bij de volgende experimenten
	PaCO2 (mmHg)	41	78	77	85.1	120	183
	Ph	7.37	7.17	7.16	7.13	7.02	6.81
	Lactaat (mg/dl)	16	18	20	17	30	65
	hartslag (beats/min)	86	64	109	133	150	185
	CO (L/min)	4.3		3.3	3.7	5.6	2.4
	mAP (mmHg)	77	82	61	53	77	40
	mPAP (mmHg)	15	30	24	35	35	32
	PCWP (mmHg)	7	8	9	8	9
	Cdyn (mbar/ml)	34	9	12	17	14	13

Tabel 2: Arteriële bloedgassen en hemodynamische gegevens tijdens de uitvoering van het protocol. De tabel toont de respectieve arteriële bloedgassen en hemodynamische gegevens van twee dieren, die voortijdig stierven tijdens de implementatie van het protocol. Grijze achtergrond benadrukt de laatste resultaten voor de dood. RM: rekruteringsmanoeuvre, P_aO₂: arteriële partiële zuurstofdruk, P_aCO₂: arteriële partiële druk van kooldioxide, CO: cardiale output, mAP: gemiddelde arteriële druk, mPAP: gemiddelde pulmonale arteriële druk, PCWP: pulmonale capillaire wigdruk, PEEP: positieve eind-expiratoire druk, Ppeak: piek inspiratoire druk.

Discussion

Dit artikel beschrijft de inductie van experimentele ARDS bij varkens die oppervlakteactieve depletie combineren door herhaalde longspoeling en ventilatie met hoge getijdenvolumes, lage PEEP en volledige inflatie / deflatie van de longen. Deze combinatie veroorzaakt een reproduceerbare en vergelijkbare verslechtering van de gasuitwisseling en het daaruit voortvloeiende hemodynamische compromis, maar beperkt de rekruteerbaarheid van de longen. Dit model bootst dus klinische ARDS na met een lage rekrutering en maakt het mogelijk om nieuwe ventilatieregimes te onderzoeken.

Er zijn een paar beperkingen van het protocol. Ten eerste resulteren herhaalde lavas in enkele van de histopathologische eigenschappen van klinische (menselijke) ARDS, waaronder de vorming van grote atelectasis, perivasculaire oedeemvorming en een toename van de dikte van het alveolaire capillaire membraan. Hoge tv / lage PEEP-ventilatie voegt enkele eigenschappen toe, zoals diffuse alveolaire bloedingen, die niet kwetsbaar zijn voor rekrutering. Niettemin kunnen belangrijke kenmerken van menselijke ARDS, zoals de vorming van hyalinemembranen, niet binnen enkele uren worden geïnduceerd en ontbreken daarom in dit model^2,3. Ten tweede is de structurele schade van de longen urenlang of mogelijk dagen onomkeerbaar. Maar er moet voor worden gezorgd dat een overmatige baro-, volu- en atelectrauma van de longen wordt vermeden, wat het volgende experiment onmogelijk zou maken. Met behulp van de beademingsinstellingen die in het artikel worden beschreven, begon het protocol met aanvankelijk 3 uur VILI om geautomatiseerde ventilatiemodi te testen, die recent klinisch bewijs met betrekking tot de beademing van ARDS-patiënten integreren. Helaas verslechterden sommige dieren in de loop van het experiment en werd één geval van een ernstige pneumothorax (tabel 2) waargenomen. Het verkorten van de VILI-periode tot 2 uur was geschikt voor het experimentele ontwerp, maar deze periode kan worden aangepast in andere experimentele omgevingen. Ten derde kunnen longspoeling leiden tot abrupt hartfalen en de dood van het dier. Ongeveer 10%-15% van de dieren kan sterven tijdens de inductieperiode. Dit aantal kan worden verminderd naar aanleiding van de eerder gepubliceerde aanbevelingen⁵. Ten slotte presenteerde de studie alleen de resultaten van vier dieren en twee andere dieren, die voortijdig stierven tijdens de implementatie van het model. Strenge lokale dierenbeschermingswetten ondersteunen experimenten bij andere dieren niet zodra het model voldoende is geïmplementeerd, maar andere onderzoeksgroepen hebben gebruik gemaakt van twee-hitmodellen bestaande uit uitputting van oppervlakteactieve stoffen en schadelijke ventilatie⁷.

Van belang is dat de verergering van longletsel door ventilatie met hoge Tv/lage PEEP-ventilatie kan leiden tot oncontroleerbare structurele schade van de longen of hemodynamische decompensatie. Daarom moeten de getijdenvolumes in stappen over meerdere minuten worden verhoogd en moet een bovengrens voor piekinspiratoire druk worden ingesteld om pneumothorax en hemodynamische instabiliteit te voorkomen. Er werd vastgesteld dat een bovengrens van 60 mbar het meest geschikt was om VILI te veroorzaken zonder dieren voortijdig te verliezen.

De cyclische rekrutering met hoge getijdenvolumes zal resulteren in voldoende oxygenatie ondanks een lage PEEP. Na de longspoeling werd de PEEP stapsgewijs verlaagd tot 2 mbar, parallel aan het verhogen van het getijdenvolume om ondraaglijke hypoxemie te voorkomen.

Sommige onderzoekers gebruiken hogere ademhalingssnelheden om VILI⁷ te genereren als gevolg van een sneller begin van VILI, maar hoge ademhalingssnelheden kunnen leiden tot luchtopvang als de stroomcurve van de beademing niet nauwlettend wordt gevolgd. Luchtvang kan VILI verminderen als gevolg van onvolledige deflatie van de longen voor één ding, terwijl het ook hemodynamische instabiliteit bevordert veroorzaakt door aanhoudende hoge intrathoracale druk. Zo werd een langzamere ademhalingsfrequentie gebruikt met een gegarandeerde deflatie van de longen en een langere VILI-periode in het beschreven model.

Van belang, markers van longontsteking zoals interleukine 8 in de brochoalveolaire vloeistof werden niet gemeten, omdat langdurige ventilatie in een reproduceerbaar model van lage rekruteerbaarheid de belangrijkste toepassing van het model is. Voor onderzoek naar specifieke ontstekingspatronen (zoals het hyper-inflammatoire subfenotype ARDS) kan een multiple hit-model dat een inflammatoire eerste hit combineert, zoals i.v. lipopolysaccharide-infusie met schadelijke ventilatie, gunstig zijn¹².

De combinatie van oppervlakteactieve stof washout en hoge Tv/lage PEEP ventilatie resulteert in een tijdsefficiënt en reproduceerbaar model van menselijke ARDS met betrekking tot gasuitwisseling en hemodynamische veranderingen. De longschade veroorzaakt in dit model presenteert lage rekrutering en maakt het experimenteel onderzoek van therapeutische strategieën, waaronder mechanische ventilatie, mogelijk.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Eve	Fritz Stephan GmbH		emergency ventilator
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
Leader Cath Set	Vygon	1,15,805	arterial catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	1,57,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
urinary catheter			no specific model requiered
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Vigilance I	Edwards		monitor