Metode til Systematic Elektrokemisk og Elektrofysiologiske Evaluering af Neural Recording elektroder

Summary

Forskellige elektrode belægninger påvirker neurale optagelse præstation gennem ændringer i elektrokemiske, kemiske og mekaniske egenskaber. Sammenligning af elektroder in vitro er relativt enkel, men en sammenligning af in vivo-reaktion er typisk kompliceres af variationer i elektrode / neuron afstand og mellem dyr. Denne artikel giver en robust metode til at sammenligne neurale optagelse elektroder.

Abstract

Nye materialer og design til neurale implantater testes typisk separat, med en demonstration af ydeevne, men uden henvisning til andre implantat egenskaber. Dette udelukker en rationel udvælgelse af en bestemt implantat være optimal for en bestemt anvendelse og udvikling af nye materialer baseret på de mest kritiske måleparametre. Denne artikel udvikler en protokol for in vitro og in vivo-testning af neurale optagelse elektroder. Anbefalede parametre for elektrokemisk og elektrofysiologiske tests dokumenteres med de vigtigste skridt og potentielle emner, der drøftes. Denne metode eliminerer eller reducerer effekten af mange systematiske fejl til stede i enklere in vivo-test paradigmer, især variationer i elektrode / neuron distance og mellem dyremodeller. Resultatet er en stærk korrelation mellem den kritiske in vitro og in vivo reaktioner, såsom impedans og signal-til-støj-forhold. Denne protokol kan nemt tilpasses til at teste anden elektrode materialer og design. In vitro-teknikker kan udvides til enhver anden ikke-destruktiv fremgangsmåde til at bestemme yderligere vigtige indikatorer. Principperne, der anvendes til kirurgiske metode i den auditive vej kan også ændres til andre neurale områder eller væv.

Introduction

Neurale implantater bliver brugt mere og mere til forskning, kontrol proteser og behandling af lidelser, såsom Parkinsons sygdom, epilepsi, og sensorisk tab ^1,2. Måling og / eller styring af både kemiske og elektriske sammensætning af hjernen er grundlaget for alle neurale implantater. Det er imidlertid vigtigt at administrere en behandling, når neuralt væv er i afvigende tilstand for at reducere bivirkninger ^3. For eksempel bør Deep brain stimulatorer til behandling af epilepsi kun anvende en elektrisk impuls til hjernen under et anfald. Nogle bivirkninger kan være dystoni, hukommelsestab, desorientering, nedsat kognitiv funktion, inducerede hallucinationer, depression eller anti-depression ^3,4. I mange enheder, er derfor nødvendigt et lukket kredsløb til at registrere elektrisk aktivitet og til at udløse stimulation, når der registreres en unormal tilstand. Optagelse elektroder også bruges til at styre prosthetic enheder. Det er vigtigt at registrere målet neurale aktivitet med den højest mulige signal-støj-forhold for at opnå den mest nøjagtige udløsning og udstyr kontrol. Et stort signal-til-støj-forholdet er også meget ønskeligt, at forskning applikationer, som mere pålidelige data kan opnås, hvilket resulterer i færre krævede forsøgspersoner. Det vil også give en større forståelse af de mekanismer og veje er involveret i neural stimulation og optagelse.

Efter et neuralt implantatet er blevet placeret i hjernen, er et immunrespons udløst ^5,6. Tidsforløbet af reaktionen er generelt opdelt i akutte og kroniske faser, hver bestående af forskellige biologiske processer ^7. Det immunrespons kan have dramatiske konsekvenser for udførelsen af implantatet, såsom isolering af elektroderne fra målet neuroner ved indkapsling i en glial ar eller kemisk nedbrydning af implantat materialer ^8.Dette kan reducere signal-til-støj-forholdet for en elektrode og udgangseffekten fra en stimulerende elektrode og bly til elektrode svigt ^9. Omhyggeligt valg af implantat design og materialer er nødvendige for at forhindre svigt over implantatet levetid.

Mange forskellige materialer og implantat designs er blevet udviklet for nylig for at forbedre signal-til-støj-forhold og implantat stabilitet for neurale optagelse. Elektrode materialer har inkluderet platin, iridium, wolfram, iridiumoxid, tantal oxid, graphene, kulstof-nanorør, doteret ledende polymerer, og mere for nylig hydrogeler. Substrat afprøvede materialer omfatter også silicium, siliciumoxid, siliciumnitrid, silke, Teflon, polyimid og silikone. Forskellige elektrode ændringer er også blevet undersøgt ved hjælp af belægninger såsom laminin, neurotrophins, eller selvstændige samlet monolag og behandlinger ved hjælp af elektrokemiske, plasma og optiske teknikker. Implant designs kan være 1 -, 2 - eller 3-dimensionelle med elektroderne generelt ved spidsen af ​​et isolerende probe eller langs kanten af ​​et skaft til penetrering elektroder eller i en 2-dimensional array til cortex overflade implantater. Uanset elektrode design eller materiale, der er tidligere litteratur typisk demonstreret udførelsen af ​​nyt implantat uden henvisning til andre implantat konstruktioner. Dette forhindrer en systematisk evaluering af deres egenskaber.

Denne protokol giver en metode til at sammenligne forskellige elektrode materialer via en række analytiske og elektrofysiologiske teknikker. Den er baseret på en nyligt offentliggjort artikel, der sammenlignet 4 forskellige doteret ledende polymer belægninger (polypyrrol (PpY) og poly-3 ,4-ethylenedioxythiophene (PEDOT), doteret med sulfat (SO ₄₎ eller para-toluen-sulfonat (PTS)) og 4 forskellige coatingtykkelser ^10. Denne artikel fundet et materiale, PEDOT-PTS med en 45 sek deposition tid,havde den højeste signal-støjforhold og spike tælle med den mindste baggrundsstøj og at disse parametre var afhængige elektrode impedans. PEDOT-PTS vises også overlegen akut biostabilitet sammenlignet med de andre dopede ledende polymerer og nøgne iridium elektroder. Protokollen tillader de kritiske parametre styrer signal-til-støj-forhold og stabilitet skal bestemmes og anvendes til yderligere at forbedre ydeevnen af ​​neurale optagelse elektroder.

Protocol

Protokollen er blevet godkendt af La Trobe University (09-28P) og RMIT University dyreetik udvalg (1315).

1.. Elektrode Forberedelse og Indledende in vitro Test

1. Forbered elektrodeovertrækning deposition løsninger, for eksempel 10 mM 3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT) og 0,1 M natrium-para-toluensulfonat (Na ₂ patienter) til dannelse af poly-3 ,4-ethylenedioxythiophene-PTS (PEDOT-PTS).
2. Forbind elektrode array til en potentiostat.
3. Placer forsigtigt elektroden array i deposition løsning og klemme på plads.
4. Placer en platin mesh tæller elektrode og Ag / AgCl referenceelektrode i deposition løsning og oprette forbindelse til en potentiostat.
5. Brug potentiostaten, depositum belægninger på den ønskede elektroder. Depositionsbetingelser (potentielle, nuværende og tid) vil variere afhængigt af de ønskede overtræk. For PEDOT-PTS belægninger, anvendt en potential på 1 V til 15, 30, 45 eller 60 sek er blevet anvendt. Fire elektroder på array skal overtrækkes med overtrækket i en forskudt konfiguration (figur 1).
6. Fjern elektrode-array fra belægningsopløsning og forsigtigt skylle med deioniseret vand.
7. Gentag overtrækningsproceduren med andre materialer som ønsket.
8. Forbered in vitro test-opløsning (0,3 M di-natriumphosphat (Na ₂ HPO ₄₎ i deioniseret vand).
9. Forbind elektrode array til en potentiostat.
10. Placer forsigtigt elektroden array i test løsning og klemme på plads.
11. Placer en platin mesh tæller elektrode og Ag / AgCl referenceelektrode ind i test løsning og oprette forbindelse til en potentiostat.
12. Ved hjælp af potentiostat, udføre sekventiel elektrokemisk impedans spektroskopi (EIS) (potentiel forskydning 0 V, amplitude 10 mV, frekvensområde 10-100,000 Hz) og cyklisk voltammetri (1 cyklus, potentielle område 0.8 Til -0.8 V, scan rate 100 mV / sek) på alle elektroder. Uafprøvede elektroder holdes på åbne muligheder kredsløb og en stille tid på 1 sek bruges mellem hver test. Alle 32 elektroder er i kontakt med opløsningen i den fulde test session af 1 time.
13. Fjern elektrode-array fra test opløsningen og forsigtigt skylle med deioniseret vand.
14. Udfør eventuelle andre ønskede analyser såsom optisk mikroskopi.
15. Opbevar sonder i en tør beskyttende container for at forebygge skader og nedbrydning af elektroden overflader.

2. Elektrode Implantation

1. Rotten nøjagtighed.
2. Injicer urethan (20% w / v i destilleret vand, 1,3 g / kg ip) til nonrecovery anæstesi.
3. Sørg for anæstesi debut ved at teste for en tilbagetrækning tå knivspids refleks. Hvis anæstesi ikke er tilstrækkelig, skal administreres supplerende doser af urethan (0,3 g / kg ip).
4. Påfør øje smøremiddel og derefter barbere hovedet af enimal.
5. Placer dyret i bugleje på en homeotermisk plade og indsætte en rektal sonde (37,5 ° C).
6. Placer en øre bar i ca forventede endelige stilling i stereotaktisk ramme, og derefter justere dyret at placere øret bar i den ydre øregang.
7. Juster det andet øre bar ind i den kontralaterale ydre øregang. Skift dyret i øret barer til at flugte med tand holder.
8. Brug rotte-tand pincet åbne dyrets kæbe, krog de øverste fortænder over tanden indehaveren og klemme næsen på plads.
9. Skabe et indsnit i huden af ​​hovedet, omkring 1 mm til højre for midterlinjen og fra 10 mm rostralt til 10 mm caudale lambda.
10. Træk huden og musklen sideværts fra indsnit for at blotlægge parietale og interparietal knogler ved hjælp af 20% hydrogenperoxidopløsning og en gaze, skrubbe overfladen af ​​den eksponerede knogle.
11. Bor et hul omtrent3 mm ² i interparietal knogle så tæt på lambda og midterlinjen som muligt og fjerne knogle stik. Ved hjælp af sterilt saltvand, skylle hullet for at fjerne enhver knogle støv eller fragmenter, der kan beskadige elektroden.
12. Ved stump-stump saks, dissekere under nakkeskindet og skabe et hulrum. Wrap en Ag / AgCl wire i vat, mætte det med saltvand og derefter indsætte reference elektrode ind i hulrummet.
13. Lave et snit i dura mater på sagittalplanet med spidsen af ​​en nål.
14. Fastgør elektrode array til elektroden manipulatoren og justere dets position over åbningen med en 19 ° Rostro-caudale vinkel. Indsætte manuelt elektroden cirka 2 mm ind i hjernen mod ringere colliculus.
15. Fastgør højttaleren til venstre hul øre bar.
16. Sørg for, at forstærkeren er tændt. Derefter kontrollere dyr anæstesi før forsegling optagelsen kammeret.

3.In vivo-test

1. Lever hvid støj brister, (Gauss fordelt støj, 1-44 kHz 10 msek stigning-fald tid), og overvåge aktiviteten på hver elektrode. Den maksimale hastighed, som sprænger skal leveres er en burst hver 200 msek.
2. Ved hjælp af motoriserede mikrodrevet langsomt indsætte elektrode-array indtil akustisk drevet aktivitet er optaget på de 3 mest distale elektroder på hver skaft (antal og placering af elektroder optagelse aktivitet kan variere med placering af elektroder eller elektrode design).
3. Udfør den akustiske stimulation protokol hjælp 300 gentagelser af 50 msek Hvid støj brister (Gauss fordelt støj, 1-44 kHz 10 msek stigning-fald tid) med en 1 sek gentagelse sats på 70 dB, og optag multiunit aktivitet ved hver elektrode ( 24,4 kHz sampling rate).
4. Sæt langsomt elektrode-array yderligere 200 μ m ind i IC at placere hver elektrode i nogenlunde samme position som den mere distale elektrode fra the indledende optagelse position.
5. Gentag den akustiske stimulation og neurale optagelse protokol.
6. Fortsæt indsætte elektroden array i 200 μ m trin og udføre den akustiske stimulation og neurale registreringsprotokol indtil alle elektroder har optaget akustisk drevet aktivitet fra mindst tre positioner (typisk 8-12 elektrode positioner overordnede).
7. Træk elektroden array i 200 μ m trin og fortsætte udføre den akustiske stimulation og neurale registreringsprotokol indtil det første elektrodesæt position er opnået.
8. Trække forsigtigt elektrodeformationen manuelt.
9. Injicere en overdosis af natriumpentobarbiton (Lethobarb, 200 mg / kg ip) for at aflive dyret.
10. Forsigtigt skylles elektroden array med destilleret vand. Derefter gemme sonder i en tør beskyttende container for at forebygge skader og nedbrydning af elektrode overflader.

4.. Post-implantation i vitro Testing

1. Forsigtigt skylles elektroden array med destilleret vand for at fjerne eventuel forurening.
2. Forbind elektrode array til en potentiostat.
3. Placer forsigtigt elektroden array i test løsning og klemme på plads.
4. Placer en platin mesh tæller elektrode og Ag / AgCl referenceelektrode ind i test løsning og oprette forbindelse til potentiostaten.
5. Ved hjælp af potentiostat, udføre sekventiel elektrokemisk impedans spektroskopi (EIS) (potentiel forskydning 0 V, amplitude 10 mV, frekvensområde 10-100,000 Hz) og cyklisk voltammetri (1 cyklus, potentiel rækkevidde 0,8 til -0.8 V, scan rate 100 mV / sek ) på alle elektroder. Uafprøvede elektroder holdes på åbne muligheder kredsløb og en stille tid på 1 sek bruges mellem hver test. Alle 32 elektroder er i kontakt med opløsningen i den fulde test session af 1 time.
6. Fjern elektrode-array fra test opløsningen og forsigtigt skylle med deioniseret vand.
7. Psnøre elektroden array i en enzymatisk rengøringsmiddel i 24 timer.
8. Fjern elektrode-array fra opløsningen og skylles med destilleret vand.
9. Forbind elektrode array til en potentiostat.
10. Placer forsigtigt elektroden array i test løsning og klemme på plads.
11. Placer en platin mesh tæller elektrode og Ag / AgCl referenceelektrode ind i test løsning og oprette forbindelse til potentiostaten.
12. Ved hjælp af potentiostat, udføre sekventiel elektrokemisk impedans spektroskopi (EIS) (potentiel forskydning 0 V, amplitude 10 mV, frekvensområde 10-100,000 Hz) og cyklisk voltammetri (1 cyklus, potentiel rækkevidde 0,8 til -0.8 V, scan rate 100 mV / sek ) på alle elektroder. Uafprøvede elektroder holdes på åbne muligheder kredsløb og en stille tid på 1 sek bruges mellem hver test. Alle 32 elektroder er i kontakt med opløsningen i den fulde test session af 1 time.
13. Fjern elektrode-array fra test-opløsning ogforsigtigt skylles med deioniseret vand.
14. Opbevar sonder i en tør beskyttende container for at forebygge skader og nedbrydning af elektroden overflader.

Representative Results

En typisk elektrode-array, der anvendes til denne eksperimentelle protokol er vist i figur 1.. Der er 32 iridium elektroder på 4 skafter med 413 μ m ² nominel geometriske område og en 200 μ m banen. Hver anden elektrode på arrayet er blevet belagt med en af ​​fire forskellige elektrode belægninger, mærket 1-4. De belægningsmaterialer er blevet nøje udvalgt for deres kemiske, mekaniske og elektrokemiske egenskaber. Som tidligere ¹⁰ nævnt vil øget deposition gange stigning elektroden område og lagtykkelse, mens større anvendt aktuel eller potentiel kan også øge nedsmeltningsydelse, konkurrerende reaktioner kan forekomme, at påvirke deposition proces. Depositionen protokol er blevet optimeret tidligere for denne særlige ledende polymer for at sikre en reproducerbar belægning er nået, og så det er begrænset til elektroden (dvs. ikke spredes til en adjacent elektrode) ^10..

Efter elektrode array er blevet ændret, bør der foretages en række optiske og elektrokemiske analyser. I dette eksempel har cyklisk voltammetri (figur 2) og elektrokemiske impedans spektroskopi (figur 3) er blevet udnyttet. Denne protokol anvender cyklisk voltammetri over et stort potentiel rækkevidde, der begynder i den reduktive scan retning. Hvis elektroden ladningstæthed er nødvendig, bør de cykliske voltametriske data blive omdannet til en aktuel tid plot og enten reduktiv eller oxidative regioner integreret (figur 2b). Impedans opnås over et frekvensområde med en lille amplitude på 0 V. impedansdata kan repræsenteres i en række forskellige formater, herunder impedans (figur 3a) eller fase vs frekvens (figur 3b), eller som et Nyquist plot (figur 3c bred ).

Denelektrode array skal indsættes manuelt så shank tips er bare gennem hjernen overflade. Hvid støj anvendes til at drive flere enheder aktivitet, mens mikrodrevet langsomt indsætter matrixen i inferior colliculus (IC) i 200 μ m trin. Bør overvåges elektrode respons som array er indsat, og når omkring de nederste 3 elektroder på hver skaft får vist akustisk driven aktivitet (figur 4a), kan hvid støj være slukket. In vivo akustisk stimulation protokol derefter udføres. Typiske streame data fra elektroden array vil vise en stor stigning i RMS i sync med støj puls over en stabil baseline (figur 5). Det er vigtigt at minimere al ekstern elektrisk og akustisk støj for at reducere baseline aktivitet. Ved afslutningen af det akustiske stimulation protokol, er elektrode-array indsat og tilbagetrukket i 200 μ m trin. ACOustically drevet aktivitet repræsenteret som en peristimulus time histogram (PSTH) eller rå datastrøm ved forskellige elektrode-array positioner i IC er vist i figur 4 og 5.

Efter den fulde vifte indsættelse og tilbagetrækning proces er elektroderne skylles forsigtigt og testes igen med in vitro-protokol til at bestemme coatingen stabilitet. Yderligere oplysninger om virkningerne af protein begroning kan fås fra en tidligere artikel ^10.

In vivo data kan omfattende analyse. Et afgørende parameter for neurale optagelsen er den signal-til-støj-forhold (SNR) ^10.. To elektroder fra samme array, en belagt og en belagt, var oprindeligt ikke i IC (figur 6a). Efter 400 μ m insertion den belagte elektrode viser en stigning i SNR, mens den ubelagte elektrode kræver 1.200 μ m indsættelse.; SNR ved begge elektroder svinger på forskellige positioner i IC, men ikke nedbrydes over tid (position). Dette indikerer, at neuroner stadig er levedygtige i løbet af forsøget, og at elektroderne belægninger er stabile ved hjælp af denne protokol. Variationen i SNR med position er blevet tilskrevet biologisk støj (forskelligt antal og placering af neuroner i nærheden af elektroderne) ^10..

Forskellige lydtrykniveau (SPL) kan anvendes til akustisk stimulering, så længe de er over akustisk tærskel og ikke deafen dyret. SNR varierer med SPL og skal derfor være i overensstemmelse (figur 6b). En høj SPL anbefales til generering af en større multi-enhed drevet reaktion, som et større område af IC vil blive stimuleret, hvilket gør elektrodeplacering lettere og reducerer den biologiske støj giver samtidig et større antal elektroder positioner til statistiske analyser.

Tabeller og figurer:

Fig. 1. Optisk mikrograf af en ledende polymer modificeret elektrode-array. Etiketterne (1-4) repræsenterer fire forskellige belægninger, der muliggør en statistisk analyse af hvert overtræk inden for et enkelt eksperiment. En ikke-overtrukket elektrode også er mærket. I dette eksempel 1-4 er 15, 30, 45 og 60 sek deposition tidspunkter af PEDOT-pt. Klik her for at se større billede.

Cyklisk voltammogram af en ledende polymer belagt elektrode (fuldt optrukket linie), der vises versus (a) potentiale og (b) tidspunktet med oxidation og reduktion afgift skygge for målinger elektrode ladningstæthed. En uovertrukket elektrode (stiplet linie) er vist for sammenligning. Klik her for at se større billede.

Figur 3. (A) Impedans, (b) fase og (c), høj frekvens rækkevidde af et Nyquist plot for repræsentative ubestrøget (stiplet) og ledende polymer belagt (faste) elektroder. Klik her for at se større billede.

. Figur 4 Peristimulus tid histogram målt ved hver elektrode, i gennemsnit over 300 gentagelser på 70 dB hvid støj på to forskellige dybder i IC; (a) 0 μ m og (b) 800 μ m indsættelse dybder. Stjerner angiver de beklædte elektroder. Klik her for at se større billede.

Figur 5.. Streaming data målt ved hver elektrode med 70 dB hvid støj brister på to forskellige dybder i than IC; (a) 0 μ m og (b) 800 μ m indsættelse dybder. Stjerner angiver de beklædte elektroder. Klik her for at se større billede.

Figur 6.. S ignal støjforhold under indføring og tilbagetrækning af elektrode array i IC. (A) 70 dB hvid støj på repræsentativt ubestrøget (stiplet) og ledende polymer belagt (faste) elektroder og (b) forskellige lydtrykniveauer ( 40-70 dB) på en ledende polymer belagt elektrode. Klik her for at se større image.

Discussion

Denne protokol giver en metode til at sammenligne neurale optagelse elektrode belægninger inden for et dyr. Elektroden design anvendes, er ideel til implantering i en rotte ringere colliculus (IC), med dimensioner på et lignende omfang. Variationer af denne elektrode, såsom mere plads mellem skafterne ville forhindre alle skafter være i rotte-IC på samme tid, mens længere skafter og en større afstanden mellem elektroder øger risikoen for, at skaft tips vil komme i kontakt med bunden af ​​kraniet under indføring. Mindre beg øger risikoen for belægningen fra den ene elektrode i kontakt en tilstødende elektrode. Elektroden område vil påvirke neurale optagelse respons, og skal derfor være konsistent på tværs af eksperimenter. Området er valgt er ideel til måling af multi-enhed aktivitet, hvilket resulterer i mere konsistente data med variable elektrode-neuron afstande. Med 4 elektroder med den samme belægning giver statistisk analyse from inden for de data, et dyr og tilstrækkelige kan fås fra 2 dyr med 2 forskellige elektrode arrays (stikprøvestørrelse 8 for hvert materiale). De elektrode belægninger er også blevet forskudt på hver skaft til at minimere fejl som neuron død, mens du indsætter elektrode-array i løbet af forsøget eller elektrisk felt effekter fra ændringen i skaft bredde fra spids til basen. Disse typer af fejl ville give en anden elektrofysiologiske respons ved elektroder på spidsen af ​​skaftet i forhold til dem på basen. Inter-batch elektrokemiske og elektrofysiologiske variationer fra elektroden arrays er blevet fundet, og det anbefales derfor, at en række forsøg udføres med elektrode arrays fra samme parti. En 3D elektrode-array kan også bruges til at indsamle flere data fra et dyr, selv om der skal drages omsorg for at sikre, at elektroderne er konsekvent belagt som massetransport kan være anderledes til elektroderne på kanten vs center skafter.

De in vitro-forsøg er udført i en nondegassed bufferopløsning bedre repræsentere betingelser in vivo. Selv om dette ikke er kritisk, bør det være konsistent på tværs af eksperimenter for at forhindre variationer forbundet med reduktion af ilt. Den specifikke sammensætning af de test-løsning er baseret på anbefalinger fra NeuroNexus (privat kommunikation), men variationer er mulige, såsom tilsætning af elektrolyt eller justering pH. I sidste ende, er en stærkt ledende, ikke-reaktivt løsning nødvendig for at sikre in vitro respons er domineret af elektroden adfærd, men det bør være i overensstemmelse mellem eksperimenter. Flere detaljer om udførelse af elektrokemisk analyse bør indhentes fra egnede kilder ^11. Elektroden belægning eller cyklisk voltametriske protokol, når du bruger iridium elektroder skal vælges med omhu, da anvendelse af meget positive potentialer for lang periodes tid vil danne iridiumoxid og ændre elektrodestrukturerne egenskaber. Alternativt kan platinelektroder anvendes, fjerne muligheden for oxiddannelse. Scanningen sats og potentielle række er baseret på tidligere litteratur og skal være konsistent på tværs af eksperimenter, selvom ingen korrelationer mellem ladningstæthed og neurale optagelse respons blev set ^10, yderligere oplysninger om disse parametre vil blive behandlet i fremtidige udgivelser. Det er også vigtigt at holde EIS parametre konsekvent, da store amplituder, forskellige offset potentialer og elektrokemiske celle konfigurationer vil ændre impedans respons.

Frekvensområdet bruges til EIS blev drøftet i den foregående artikel ^10. Den elektrode impedans for neurale implantater rutinemæssigt kun måles ved 1 kHz. Dette kan resultere i tab af vigtige oplysninger. For eksempel kan et ikke-coatede og coatede elektrode kan generere tilsvarende impedansværdier ved 1 kHz (figur 3a). Men ved lavere frekvenser, dette beklædt elektrode besidder betydeligt lavere impedans. Tilsvarende for fase (figur 3b), ved 1 kHz de uovertrukne og overtrukne elektroder har en meget forskellig fase, men lavere og højere frekvenser, de er ens. Denne forskel i egenskaber er meget tydeligt på Nyquist plot (fig. 3c), hvor det ikke-coatede elektrode er lineær, mens den belagte elektrode har en halvcirkel ved høje frekvenser og en lodret respons ved lave frekvenser.

Den centrale kerne af IC af en rotte dyremodel blev valgt som et passende sted til at sammenligne registreringselektroder på grund af sin let tilgængelighed, relativt store størrelse, og direkte mono innervation via den kontralaterale cochlear kerne. Den tonotopic arrangement tillader nem indledende positionering af sonden og levering af rene toner frekvenser kan også anvendes til at hjælpe medprobe placering. Under elektrode-array indsættelse i IC, er den neurale aktivitet hvid støj overvåges. Afhængig af vinklen og præcis placering af elektroden array, kan man lateral skaft registrere en akustisk drevet reaktion i den mest distale elektrode, mens den kontralaterale skaft viser aktivitet på 3 eller 4 elektroder. Den specifikke mønster af aktivitet på elektroden array er ikke kritisk, da kun en række optagelse svar på hver elektrode er påkrævet med forskellige elektrode-neuron afstande. Hvis aktiviteten ikke ses på alle 4 skafter, kan elektrode-array ikke er i den korrekte position. I denne situation bør array fuldt tilbagetrukket, sin position i forhold til lambda og midterlinjen justeret en smule, og derefter sættes i igen. Hvis flere steder i et dyr har været forgæves implanteret, bør øre barer kontrolleres for korrekt positionering. Inspektion af streame data kan indikere problemer witT en elektrode, for eksempel en elektrode i figur 5 viser kun store støj i forhold til de andre elektroder, var dette spores til en defekt stik og forklarer den manglende respons i PSTH (figur 4).

Beskrevet i denne protokol kirurgi adgang til højre ringere colliculus med højttaleren i venstre øre bar. Dette kunne let ændres til at sætte højttaleren på højre øre bar og elektroden array i venstre IC.

Denne protokol er blevet designet til brug med elektrode belægninger på kommercielt tilgængelige elektrode arrays (NeuroNexus). Denne specifikke prøvningsprotokol kan ikke være egnet til forskellige elektrodekonfigurationer. For eksempel kan indsættelse af fleksible polyimid substrat arrays og sammenligning med Utah stil arrays være svært. Materialerne skal også være forenelige med disse arrays, som visse materialer eller deres coating metoder kan forringeprober. Nogle potentielle problemer er, at en vakuumafsætning metode skal sikre kun elektroderne er belagt, opløsningsmidler må ikke opløse eller ætse metal, silicium eller trådsamling indkapslingsmiddel og bearbejdningstemperaturer må ikke være for høj. Denne protokol heller ikke teste kronisk præstation af implantatet som påvist i Ludwig et al. ^12. Ikke desto mindre kan denne protokol udvides til at omfatte mange andre elektrodekonfigurationer, materialetyper og test protokoller. For eksempel andre analytiske teknikker kan anvendes til in vitro testning. Den enzymatiske renere kan ændres til andre behandlinger til bedre at forstå elektroden begroning opstår under akut implantation. Andre deposition fremgangsmåder kan også anvendes til at modificere elektroderne. Men ubestrøget elektroder skal altid indgå som en henvisning til de test-elektroder.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Programmable Attenuator	TDT	PA5	Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies
Electrostatic speaker driver	TDT	ED1	Drives the electrostatic speakers (EC1)
Coupled electrostatic speaker	TDT	EC1	Delivers sound to the animal
Processing base station	TDT	RZ2	Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)
Preamplifier	TDT	PZ2-256	256-channel high impedance preamplifier
Multifunction Processor	TDT	RX6	Used to generate acoustic stimuli
Multichannel electrode	NeuroNexus Technologies	A4 × 8–5mm-200-200-413	4-shank 32-channel electrode array
Potentiostat	CH Instruments	CHI660B	Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)
Multiplexer	CH Instruments	CHI684	Switches between electrodes on the potentiostat
Disodium phosphate	Fluka	71644	Used in the test solution
3,4-Ethylenedioxythiophene (EDOT)	Sigma Aldrich	483028	An electrode coating material
para-Toluene sulfonate (Na2pTS)	Sigma Aldrich	152536	An electrode coating material
Urethane	Sigma Aldrich	U2500	Used to anesthetize the animal
Silver/Silver chloride electrode	CH Instruments	CHI111	Used for testing the electrode in vitro
Platinum electrode	CH Instruments	MW4130	Used for testing the electrode in vitro
Motorized microdrive	Sutter Instruments	DR1000	To control the electrode array position during surgery
Enzymatic cleaner	Advanced Medical Optics	Ultrazyme	Cleans the protein off the electrode array after implantation
Acoustic enclosure	TMC Ametek	83-501	Isolates the animal from acoustic and electrical noise
Stereotaxic frame	David Kopf Instruments	1430	Secures and positions the animal
Temperature controller	World Precision Instruments	ATC1000	Controls the animal temperature
Bone drill	KaVo Dental	K5Plus	Used to perform the craniectomy
Aspirator	Flaem	Suction pro	Used to perform the craniectomy