Summary
Diferentes recubrimientos de electrodos afectan al rendimiento de grabación neural a través de cambios en las propiedades electroquímicas, químicas y mecánicas. Comparación de los electrodos in vitro es relativamente simple, sin embargo la comparación de la respuesta in vivo típicamente se complica por las variaciones en la distancia de los electrodos / neurona y entre animales. Este artículo proporciona un método robusto para comparar electrodos de grabación neural.
Abstract
Los nuevos materiales y diseños para implantes neuronales se prueban típicamente por separado, con una demostración de rendimiento, pero sin referencia a otras características del implante. Esto se opone a una selección racional de un implante en particular como óptima para una aplicación en particular y el desarrollo de nuevos materiales basados en los parámetros más críticos de rendimiento. En este artículo se desarrolla un protocolo in vitro y en ensayos in vivo de electrodos de registro neuronales. Parámetros recomendados para la prueba electroquímica y electrofisiológico se documentan con los pasos clave y los posibles problemas discutidos. Este método elimina o reduce el impacto de muchos errores sistemáticos presentes in vivo paradigmas más simples en las pruebas, especialmente las variaciones en la distancia de los electrodos / neurona y entre los modelos animales. El resultado es una fuerte correlación entre el crítico in vitro e in vivo en las respuestas, tales como la impedancia y Sirelación gnal-ruido. Este protocolo se puede adaptar fácilmente para probar otros materiales de los electrodos y diseños. Las técnicas in vitro se pueden ampliar a cualquier otro método no destructivo para determinar los indicadores de rendimiento más importantes. Los principios utilizados para el abordaje quirúrgico en la vía auditiva también pueden ser modificados para otras regiones neurales o tejido.
Introduction
Implantes neuronales se están utilizando cada vez más para la investigación, el control de prótesis y tratamiento de trastornos tales como la enfermedad de Parkinson, la epilepsia, y 1,2 pérdida sensorial. La medición y / o control tanto de la composición química y eléctrica del cerebro es la base para todos los implantes neuronales. Sin embargo, es importante para administrar un tratamiento sólo cuando el tejido neural está en el estado aberrante a reducir los efectos secundarios 3. Por ejemplo, los estimuladores cerebrales profundos para el tratamiento de la epilepsia se deben aplicar únicamente un impulso eléctrico al cerebro durante una convulsión. Algunos efectos secundarios pueden ser distonía, pérdida de memoria, desorientación, alteración de la función cognitiva, las alucinaciones inducidas, la depresión o la lucha contra la depresión 3,4. En muchos dispositivos, un sistema de bucle cerrado, por tanto, es necesario registrar la actividad eléctrica y para activar la estimulación cuando se detecta un estado anormal. Los electrodos de registro también se utilizan para controlar Prodispositivos STHETIC. Es crítico para registrar la actividad neuronal objetivo con la mayor proporción posible de señal a ruido para lograr la activación más precisa y control del dispositivo. Una gran relación señal a ruido es también muy deseable para aplicaciones de investigación, como los datos más fiables se pueden obtener, lo que resulta en un menor número de sujetos de prueba requeridos. Esto también permitirá una mayor comprensión de los mecanismos y las vías implicadas en la estimulación de los nervios y la grabación.
Después de un implante neural ha sido colocado en el cerebro, una respuesta inmune se activa 5,6. El curso temporal de la respuesta se divide generalmente en las fases agudas y crónicas, cada uno formado por diferentes procesos biológicos 7. La respuesta inmune puede tener efectos dramáticos sobre el rendimiento del implante, tales como el aislamiento de los electrodos de las neuronas diana por encapsulación en una cicatriz glial o degradación química de los materiales de implante 8.Esto puede reducir la relación señal a ruido de un electrodo de registro y la potencia de salida de un electrodo de estimulación, y el plomo al electrodo insuficiencia 9. Selección cuidadosa del diseño y los materiales de implante son necesarios para evitar el fracaso durante la vida útil del implante.
Muchos diferentes materiales y diseños de implantes se han desarrollado recientemente para mejorar la relación señal-ruido y la estabilidad de los implantes para la grabación neural. Materiales de los electrodos han incluido platino, iridio, tungsteno, óxido de iridio, óxido de tántalo, el grafeno, nanotubos de carbono, polímeros conductores dopados, y, más recientemente, los hidrogeles. Materiales de sustrato ensayadas también incluye silicio, óxido de silicio, nitruro de silicio, de seda, de teflón, poliimida, y silicona. Diversas modificaciones de electrodos también se han investigado, usando recubrimientos tales como laminina, neurotrofinas, o monocapas y tratamientos auto-ensambladas utilizando electroquímica, plasma y técnicas ópticas. Diseño de implantess podría ser 1 -, 2 - o 3-dimensional con los electrodos generalmente en la punta de una sonda aislante o a lo largo del borde de un vástago para penetrar en los electrodos o en una matriz de 2 dimensiones para implantes de superficie de la corteza. Independientemente del diseño del electrodo o material, la literatura anterior ha demostrado típicamente el rendimiento del nuevo implante sin referencia a otras construcciones de implante. Esto impide una evaluación sistemática de sus propiedades.
Este protocolo proporciona un método para comparar diferentes materiales de los electrodos a través de una gama de técnicas analíticas y electrofisiológicos. Se basa en un artículo recientemente publicado que comparó 4 dopado diferente la realización de recubrimientos de polímeros (de polipirrol (Ppy) y poli-3 ,4-etilenodioxitiofeno (PEDOT) dopado con sulfato (SO 4) o para-tolueno-sulfonato (PTS)) y 4 diferentes espesores de recubrimiento 10. En este artículo se encuentra un material, PEDOT-PTS con un tiempo de deposición de 45 segundos,tenido el recuento más alta de señal a ruido y espiga con el ruido de fondo más pequeño y que estos parámetros eran dependientes de la impedancia del electrodo. PEDOT-PTS también se muestra bioestabilidad aguda superior en comparación con los otros polímeros dopados realización y electrodos de iridio desnudas. El protocolo permite que los parámetros críticos controlando la relación de señal a ruido y la estabilidad que se determine y se utiliza para mejorar aún más el rendimiento de electrodos de registro neuronales.
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Protocol
El protocolo ha sido aprobado por la Universidad de La Trobe (09-28P) y Comités de ética animal RMIT University (1315).
1. Preparación del electrodo y Pruebas preliminares in vitro
- Preparar soluciones de deposición de recubrimiento del electrodo, por ejemplo 10 mM de 3,4-etilenodioxitiofeno (EDOT) y 0,1 M de sodio-tolueno-sulfonato (Na 2 pts) para formar poli-3 ,4-etilenodioxitiofeno-PTS (PEDOT-PTS).
- Conecte el sistema de electrodos a un potenciostato.
- Coloque con cuidado la matriz de electrodos en la solución de deposición y la abrazadera en su lugar.
- Coloque un contador de electrodo de malla de platino y el electrodo de referencia de Ag / AgCl en la solución de deposición y conectar a un potenciostato.
- Uso de los potenciostato, revestimientos de depósito sobre los electrodos deseados. Las condiciones de deposición (potencial, corriente y tiempo) pueden variar dependiendo de los recubrimientos deseados. Para revestimientos PEDOT-PTS, un pote aplicadontial de 1 V para 15, 30, 45, o 60 seg se ha utilizado. Cuatro electrodos en la matriz deben ser recubiertas con el recubrimiento en una configuración escalonada (Figura 1).
- Retire la guía de electrodos de la solución de depósito y enjuague suavemente con agua desionizada.
- Repita el procedimiento de recubrimiento con otros materiales si lo deseas.
- Preparar la solución de pruebas in vitro (fosfato disódico 0,3 M (Na 2 HPO 4) en agua desionizada).
- Conecte el sistema de electrodos a un potenciostato.
- Coloque con cuidado la matriz de electrodos en la solución de la prueba y la abrazadera en su lugar.
- Coloque un contador de electrodo de malla de platino y el electrodo de referencia de Ag / AgCl en la solución de prueba y conectar a un potenciostato.
- Usando el potenciostato, realice secuencial espectroscopia de impedancia electroquímica (EIS) (potencial de compensación de 0 V, amplitud de 10 mV, rango de frecuencia 10-100.000 Hz) y voltametría cíclica (ciclo 1 º, rango potencial 00,8 a -0,8 V, velocidad de exploración de 100 mV / seg) en todos los electrodos. Electrodos no probados se mantienen a potencial de circuito abierto y un tiempo de silencio de 1 segundo se utiliza entre cada prueba. Todos los electrodos 32 están en contacto con la solución para la sesión de prueba completa de 1 hr.
- Retire la guía de electrodos de la solución de prueba y enjuague suavemente con agua desionizada.
- Realizar las demás análisis deseados tales como la microscopía óptica.
- Sondas de la tienda en un recipiente protector seco para evitar daños y el deterioro de las superficies de los electrodos.
2. La implantación de electrodos
- Pesar la rata.
- Inyectar de uretano (20% w / v en agua destilada, 1,3 g / kg ip) para la anestesia no recuperación.
- Asegurar inicio anestesia probando durante un reflejo de retirada pizca dedo del pie. Si la anestesia no es suficiente, dosis suplementarias de uretano deben ser administradas (0,3 g / kg ip).
- Aplicar lubricante ocular y, a continuación, afeitarse la cabeza de la unaIMAL.
- Colocar el animal en decúbito prono sobre una placa homeotérmico e inserte una sonda rectal (37,5 ° C).
- Coloque una barra de la oreja en la posición final de aproximadamente esperada dentro del marco estereotáxico, y luego ajustar el animal para colocar la barra de oído en el conducto auditivo externo.
- Alinear la segunda barra de oído en el conducto auditivo externo contralateral. Desplazar el animal en las barras de oído para alinearse con el titular de los dientes.
- El uso de pinzas de rata de dientes, abrir la mandíbula del animal, enganchar los incisivos superiores sobre el soporte del diente y la abrazadera de la nariz en su lugar.
- Crear una incisión en la piel de la cabeza, de aproximadamente 1 mm a la derecha de la línea media y de 10 mm rostral a 10 mm caudal de lambda.
- Retraer la piel y el músculo lateralmente desde la incisión para exponer los huesos parietal y interparietal Uso de solución de peróxido de hidrógeno 20% y una almohadilla de gasa, fregar la superficie del hueso expuesto.
- Perforar un agujero de aproximadamente3 mm 2 en la médula interparietal tan cerca de lambda y la línea media de lo posible y quitar el tapón de hueso. El uso de una solución salina estéril, enjuague el agujero para quitar el polvo de huesos o fragmentos de lo que puede dañar el electrodo.
- Con unas tijeras romas-romo, diseccionar por debajo de la piel del cuello y crear una cavidad. Envuelva un alambre de Ag / AgCl en algodón, saturarlo con solución salina y luego insertar el electrodo de referencia dentro de la cavidad.
- Hacer una incisión en la duramadre en el plano sagital con la punta de una aguja.
- Coloque la guía de electrodos al manipulador electrodo y ajustar su posición sobre la abertura con un ángulo de rostro-caudal 19 °. Inserte manualmente el electrodo de aproximadamente 2 mm en el cerebro hacia el colículo inferior.
- Conecte el altavoz a la barra hueca oreja izquierda.
- Asegúrese de que el amplificador está encendido. A continuación, compruebe la anestesia de los animales antes de sellar la cámara de grabación.
3.Los ensayos in vivo
- Entregar blancas ráfagas de ruido, (ruido gaussiano distribuido, 1-44 kHz, el tiempo de 10 ms subida del otoño) y vigilar la actividad en cada electrodo. La velocidad máxima a la que estalla fuera entregado es una explosión cada 200 ms.
- Usando el microdrive motorizado, introduzca lentamente el conjunto de electrodos hasta que la actividad acústica impulsado se registra en los 3 electrodos más distales de cada vástago (el número y la posición de la actividad de grabación de electrodos pueden variar con la colocación de los electrodos o el diseño del electrodo).
- Lleve a cabo el protocolo de estimulación acústica utilizando 300 repeticiones de 50 ms de ruido blanco ráfagas (ruido gaussiano distribuido, 1-44 kHz, 10 ms tiempo de subida-bajada) con una tasa de repetición de 1 seg a 70 dB, y registrar la actividad de múltiples unidades en cada electrodo ( velocidad de muestreo de 24,4 kHz).
- Inserte lentamente la matriz de electrodos que otros 200 μ m en el IC de posicionar cada electrodo aproximadamente en la misma posición que el electrodo más distal de the la posición inicial de la grabación.
- Repetir la estimulación acústica y el protocolo de grabación neural.
- Continuar la inserción de la matriz de electrodos en 200 μ m pasos y la realización de la estimulación acústica y protocolo de grabación neuronal hasta que todos los electrodos han registrado actividad acústicamente expulsados de por lo menos 3 posiciones (típicamente 8-12 posiciones de los electrodos en total).
- Retraer la matriz de electrodos en 200 μ m pasos y continuar realizando la estimulación acústica y protocolo de grabación neuronal hasta que se alcanza la posición inicial matriz de electrodos.
- Retraer con cuidado el conjunto de electrodos de forma manual.
- Inyectar una sobredosis de pentobarbital sódico (Lethobarb; 200 mg / kg ip) para sacrificar al animal.
- Enjuague suavemente la matriz de electrodos con agua destilada. Luego almacenar sondas en un recipiente protector seco para evitar daños y el deterioro de las superficies de los electrodos.
4. Post-implantación en vitPruebas ro
- Enjuague suavemente la matriz de electrodos con agua destilada para eliminar cualquier contaminación.
- Conecte el sistema de electrodos a un potenciostato.
- Coloque con cuidado la matriz de electrodos en la solución de la prueba y la abrazadera en su lugar.
- Coloque un contraelectrodo de malla de platino y un electrodo de referencia de Ag / AgCl en la solución de prueba y conecte con el potenciostato.
- Usando el potenciostato, realice secuencial espectroscopia de impedancia electroquímica (EIS) (potencial de compensación de 0 V, amplitud de 10 mV, rango de frecuencia 10-100.000 Hz) y voltametría cíclica (ciclo 1, el potencial entre 0,8 y -0,8 V, velocidad de exploración de 100 mV / s ) en todos los electrodos. Electrodos no probados se mantienen a potencial de circuito abierto y un tiempo de silencio de 1 segundo se utiliza entre cada prueba. Todos los electrodos 32 están en contacto con la solución para la sesión de prueba completa de 1 hr.
- Retire la guía de electrodos de la solución de prueba y enjuague suavemente con agua desionizada.
- Pencaje de la matriz de electrodos en una solución de limpieza enzimática durante 24 horas.
- Retire la guía de electrodos de la solución y enjuagar con agua destilada.
- Conecte el sistema de electrodos a un potenciostato.
- Coloque con cuidado la matriz de electrodos en la solución de la prueba y la abrazadera en su lugar.
- Coloque un contraelectrodo de malla de platino y un electrodo de referencia de Ag / AgCl en la solución de prueba y conecte con el potenciostato.
- Usando el potenciostato, realice secuencial espectroscopia de impedancia electroquímica (EIS) (potencial de compensación de 0 V, amplitud de 10 mV, rango de frecuencia 10-100.000 Hz) y voltametría cíclica (ciclo 1, el potencial entre 0,8 y -0,8 V, velocidad de exploración de 100 mV / s ) en todos los electrodos. Electrodos no probados se mantienen a potencial de circuito abierto y un tiempo de silencio de 1 segundo se utiliza entre cada prueba. Todos los electrodos 32 están en contacto con la solución para la sesión de prueba completa de 1 hr.
- Retire la guía de electrodos de la solución de prueba yenjuague suavemente con agua desionizada.
- Sondas de la tienda en un recipiente protector seco para evitar daños y el deterioro de las superficies de los electrodos.
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Representative Results
Un conjunto de electrodos típico utilizado para este protocolo experimental se muestra en la Figura 1. Hay 32 electrodos de iridio en 4 mangos con 413 μ m 2 área geométrica nominal y un 200 μ m de paso. Cada segundo electrodo en la matriz se ha recubierto con uno de los cuatro recubrimientos de electrodos diferentes, etiquetados 1-4. Los materiales de revestimiento han sido cuidadosamente seleccionados por sus propiedades químicas, mecánicas y electroquímicas. Como se ha mencionado anteriormente 10, aumento de los tiempos de deposición se incrementará el área del electrodo y el espesor de recubrimiento, mientras más grande aplicada actual o potencial también puede aumentar la velocidad de deposición, reacciones de competencia pueden ocurrir que afectan el proceso de deposición. El protocolo de deposición ha sido optimizado previamente para este polímero conductor particular, para asegurar que se logra un recubrimiento reproducible y por lo que se limita al electrodo (es decir, no se extiende a un adjacent electrodo) 10.
Después de la matriz de electrodos se ha modificado, debe llevarse a cabo una serie de análisis ópticos y electroquímicos. En este ejemplo, voltametría cíclica (Figura 2) y espectroscopia de impedancia electroquímica (Figura 3) se han utilizado. Este protocolo utiliza voltametría cíclica en un gran rango potencial, a partir de la dirección de exploración reductora. Si se requiere la densidad de carga del electrodo, los datos de voltametría cíclica deberían transformarse en una parcela de tiempo actual y, o bien las regiones reductoras u oxidativos integrados (Figura 2b). La impedancia se obtiene en un amplio rango de frecuencia con una pequeña amplitud en 0 V. Los datos de impedancia se pueden representar en una variedad de formatos, incluyendo impedancia (Figura 3a) o fase vs frecuencia (Figura 3b) o como una parcela de Nyquist (Figura 3c ).
Laguía de electrodos se debe insertar manualmente para que las puntas de vástago son sólo a través de la superficie del cerebro. El ruido blanco se utiliza para conducir la actividad de múltiples unidades, mientras que el Microdrive inserta lentamente la matriz en el colículo inferior (IC) en 200 μ m pasos. La respuesta del electrodo debe ser monitoreado medida que se inserta la matriz, y una vez más o menos las inferiores 3 electrodos en cada vástago estás viendo actividad acústicamente Driven (Figura 4a), el ruido blanco se puede apagar. A continuación, se lleva a cabo el protocolo de estimulación acústica vivo en. Datos de flujo típicos de la matriz de electrodos se mostrará un gran aumento de RMS en sincronía con el pulso de ruido a través de una línea de base estable (Figura 5). Es importante reducir al mínimo todo el ruido eléctrico y acústico externo para reducir la actividad de línea de base. Al finalizar el protocolo de estimulación acústica, se inserta la matriz de electrodos y se retrae en 200 μ m pasos. El acoactividad ustically impulsado representa como un histograma peristimulus tiempo (PSTH) o flujo de datos en bruto en diferentes posiciones de la matriz de electrodos en el CI se muestra en las figuras 4 y 5.
Después de la inserción de matriz completa y el proceso de retracción, los electrodos se enjuagan y se volvieron a ensayar con el protocolo in vitro para determinar la estabilidad del revestimiento suavemente. Para más detalles sobre los efectos de las incrustaciones de proteínas se pueden obtener a partir de un artículo anterior 10.
Los datos in vivo se pueden analizar exhaustivamente. Un parámetro crucial para la grabación neural es la relación señal-ruido (SNR) 10. Dos electrodos de la misma matriz, una recubierta y uno sin recubrir, no estaban inicialmente en el IC (Figura 6a). Después de 400 μ m de inserción, el electrodo revestido muestra un aumento en la SNR mientras que el electrodo sin recubrimiento requiere 1200 μ m de inserción.; La SNR a ambos electrodos fluctúa en diferentes posiciones en el CI, pero no se degrada con el tiempo (posición). Esto indica que las neuronas siguen siendo viables durante el transcurso del experimento y que los recubrimientos de electrodos son estables cuando se usa este protocolo. La variación de SNR con la posición se ha atribuido al ruido biológica (número diferente y la posición de las neuronas en la vecindad de los electrodos) 10.
Los diferentes niveles de presión de sonido (SPL) se puede utilizar para la estimulación acústica, siempre y cuando están por encima del umbral acústico y no ensordecen el animal. El SNR varía con SPL y por lo tanto debe ser consistente (Figura 6b). Se recomienda un alto SPL para la generación de un multi-unidad accionada respuesta más grande, como se estimuló una mayor área de la IC, lo que hace más fácil la colocación de electrodos y la reducción del ruido biológica mientras que también proporciona un mayor número de posiciones de los electrodos para Analys estadísticoses.
Tablas y Figuras:
Figura 1. Micrografía óptica de un polímero modificado matriz de electrodo conductor. Las etiquetas (1-4) representan cuatro revestimientos diferentes, lo que permite un análisis estadístico de cada revestimiento dentro de un solo experimento. Un electrodo sin recubrir es también la etiqueta. En este ejemplo, 1-4 son 15, 30, 45 y 60 tiempos de deposición seg de PEDOT-PTS. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
Figura 3. (A) Impedancia, (b) la fase y (c) Rango de alta frecuencia de un diagrama de Nyquist para representante sin recubrimiento (discontinua) y la realización de polímero recubierto electrodos (sólido). Haz click aquí para ver la imagen más grande.
. Figura 4 Peristimulus histograma de tiempo medido en cada electrodo, un promedio de más de 300 repeticiones al 70 dB de ruido blanco a dos profundidades diferentes en el IC, (a) 0 μ m, y (b) profundidades de 800 μ m de inserción. Los asteriscos indican los electrodos recubiertos. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
Figura 5. Transmisión de datos medidos en cada electrodo con 70 dB blancas ráfagas de ruido a dos profundidades diferentes en tél IC; (a) 0 μ m, y (b) profundidades 800 μ m de inserción. Los asteriscos indican los electrodos recubiertos. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
Figura 6. S ignal ruido a durante la inserción y retracción de la matriz de electrodos en el IC. (A) 70 dB de ruido blanco en el representante no recubierto (discontinua) y la realización de polímero recubierto de electrodos (sólidos) y (b) niveles diferentes de presión de sonido ( 40-70 dB) sobre un electrodo recubierto de polímero conductor. Haz clic aquí para ver más grande image.
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Discussion
Este protocolo proporciona un método para comparar los recubrimientos de electrodos neurales de registro dentro de un animal. El diseño del electrodo utilizado es ideal para la implantación en una rata colículo inferior (CI), con dimensiones de una escala similar. Variaciones de este electrodo como más espacio entre vástagos impedirían que todos los vástagos de estar en la rata IC al mismo tiempo, mientras que los mangos más largos y un paso mayor entre los electrodos aumentan el riesgo de que las puntas de vástago entrarán en contacto con la base del cráneo durante la inserción. Más pequeño brea para electrodos aumenta el riesgo del recubrimiento de un electrodo de contacto con un electrodo adyacente. El área del electrodo se afecta la respuesta neural de grabación, y por lo tanto debe ser consistente a través de experimentos. La zona elegida es ideal para medir la actividad de varias unidades, lo que resulta en datos más consistentes con las distancias de electrodos neuronales variables. El uso de 4 electrodos con el mismo recubrimiento permite un análisis estadístico fROM dentro de los datos de uno de los animales y suficientes puede obtenerse a partir de 2 animales con 2 conjuntos de electrodos diferentes (tamaño de muestra 8 para cada material). Los recubrimientos de electrodos también han sido escalonadas en cada vástago para minimizar el error, tales como la muerte de la neurona, mientras que la inserción de la matriz de electrodos en el transcurso del experimento de campo eléctrico o los efectos de la variación de la anchura del vástago desde la punta a la base. Estos tipos de errores darían una respuesta electrofisiológica diferente en electrodos en la punta de la caña en comparación con aquellos en la base. Se ha encontrado que entre lotes variaciones electroquímicas y electrofisiológicos de las matrices de electrodos; por lo tanto, se recomienda que una serie de experimentos se llevan a cabo con matrices de electrodos del mismo lote. Un conjunto de electrodos 3D también podría ser utilizado para recoger más datos de la Un animal, aunque se debe tener cuidado para asegurar electrodos se recubren consistentemente como transporte de masa puede ser diferente a los electrodos en el borde vs CEvástagos NTER.
Los experimentos in vitro se han realizado en una solución tampón nondegassed para representar mejor las condiciones in vivo. Aunque esto no es crítico, debe ser consistente a través de experimentos para evitar variaciones asociadas a la reducción de oxígeno. La composición específica de la solución de prueba se basó en las recomendaciones de NeuroNexus (comunicaciones privadas) pero las variaciones son posibles, tales como la adición de electrolito o ajustar el pH. En última instancia, se requiere una solución altamente conductor, no reactivo para asegurar la respuesta in vitro está dominado por el comportamiento del electrodo, pero debe ser consistente entre experimentos. Más detalles acerca de la realización de análisis electroquímico deben obtenerse de fuentes adecuadas 11. El revestimiento del electrodo o protocolo voltamétrica cíclica al utilizar electrodos de iridio deben elegirse cuidadosamente, ya que la aplicación de los potenciales muy positivos para el largo periodos de tiempo formarán óxido de iridio y alterar las propiedades del electrodo. Alternativamente, electrodos de platino se pueden utilizar, eliminando la posibilidad de la formación de óxido. La velocidad de barrido y el rango potencial se basa en la literatura anterior y deben ser consistentes a través de experimentos, aunque no hay correlación entre la densidad de carga y la respuesta de la grabación neural se observaron 10, más detalles sobre estos parámetros se abordarán en futuras publicaciones. También es importante mantener los parámetros de EIS coherente, como grandes amplitudes, diferentes potenciales de compensación y configuraciones de células electroquímicas alterará la respuesta de impedancia.
El rango de frecuencia utilizado para el estudio de impacto ambiental se discutió en el artículo anterior 10. La impedancia del electrodo para implantes neuronales se miden sólo mide a 1 kHz. Esto puede resultar en una pérdida de información significativa. Por ejemplo un electrodo sin recubrir y recubierto puede generar impedancia similaresvalores a 1 kHz (Figura 3a). Sin embargo en las frecuencias más bajas, este electrodo revestido posee impedancia significativamente menor. De manera similar para la fase (Figura 3b), a 1 kHz los electrodos con y sin revestimiento tienen una fase muy diferente, pero a frecuencias más bajas y más altas que son similares. Esta diferencia de propiedades es muy evidente en el diagrama de Nyquist (Figura 3c), donde el electrodo sin recubrir es lineal mientras que el electrodo recubierto posee un semi-círculo a altas frecuencias y una respuesta vertical en las frecuencias bajas.
El núcleo central de la IC de un modelo animal de rata fue elegido como un lugar adecuado para la comparación de electrodos de registro debido a su fácil accesibilidad, el tamaño relativamente grande, y la inervación monoaural directa a través del núcleo coclear contralateral. La disposición tonotópica permite el posicionamiento inicial fácil de la sonda y la entrega de las frecuencias de tonos puros también se puede utilizar para ayudar concolocación de la sonda. Durante la inserción de electrodos en el IC, la actividad neuronal al ruido blanco se controla. Dependiendo del ángulo y la posición precisa de la matriz de electrodos, uno para la caña lateral puede registrar una respuesta acústicamente impulsado sólo en el electrodo más distal mientras que el vástago contralateral muestra la actividad en 3 o 4 electrodos. El patrón específico de actividad en la matriz de electrodos no es crítica, ya que sólo se necesitan una serie de respuestas de grabación en cada electrodo con diferentes distancias de electrodos neuronales. Si la actividad no se ve en todos los mangos 4, la matriz de electrodos puede estar en la posición correcta. En esta situación, la matriz debe estar completamente retraído, su posición relativa a la línea media lambda y ajusta ligeramente y, a continuación, vuelve a insertar. Si hay varios lugares en el un animal se han implantado sin éxito, las barras de los oídos se deben comprobar para un posicionamiento correcto. La inspección de los datos de la secuencia puede indicar problemas de ingenioh un electrodo, por ejemplo un electrodo en la Figura 5 sólo muestra una gran ruido en comparación con los otros electrodos, este se remonta a un conector defectuoso y explica la ausencia de respuesta en el PSTH (Figura 4).
La cirugía se describe en este protocolo accede al colículo inferior derecha con el altavoz en la barra de la oreja izquierda. Esto podría ser fácilmente modificado para poner el altavoz en la barra de la oreja derecha y la matriz de electrodos en la IC izquierda.
Este protocolo ha sido diseñado para su uso con recubrimientos de electrodos en matrices de electrodos disponibles comercialmente (NeuroNexus). Este protocolo de pruebas específico puede no ser adecuado para diferentes configuraciones de electrodos. Por ejemplo, la inserción de las matrices de sustrato de poliimida flexible y comparación con las matrices de estilo de Utah puede ser difícil. Los materiales también deben ser compatibles con estas matrices, como ciertos materiales o sus métodos de recubrimiento pueden degradar lasondas. Algunos problemas potenciales son que un método de deposición de vacío debe asegurar que sólo los electrodos están recubiertos; disolventes utilizados no deben disuelven o graban el metal, silicio o cable de unión encapsulante, y temperaturas de procesamiento no deben ser demasiado alta. Este protocolo también no probar el rendimiento crónica del implante como se demuestra en Ludwig et al. 12 Sin embargo, este protocolo se puede ampliar para incluir muchas otras configuraciones de electrodos, tipos de material y protocolos de ensayo. Por ejemplo otras técnicas analíticas pueden utilizarse para la prueba in vitro. El limpiador enzimático puede ser modificado para otros tratamientos para comprender mejor el electrodo de ensuciamiento que ocurren durante la implantación aguda. Otros métodos de deposición se pueden utilizar también para modificar los electrodos. Sin embargo, los electrodos sin recubrir deben incluirse siempre como referencia a los electrodos de prueba.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores agradecen el apoyo del Consejo de Investigación Australiano a través del Centro de Excelencia para Electromaterials Ciencia.Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Programmable Attenuator | TDT | PA5 | Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies |
| Electrostatic speaker driver | TDT | ED1 | Drives the electrostatic speakers (EC1) |
| Coupled electrostatic speaker | TDT | EC1 | Delivers sound to the animal |
| Processing base station | TDT | RZ2 | Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier) |
| Preamplifier | TDT | PZ2-256 | 256-channel high impedance preamplifier |
| Multifunction Processor | TDT | RX6 | Used to generate acoustic stimuli |
| Multichannel electrode | NeuroNexus Technologies | A4 × 8–5mm-200-200-413 | 4-shank 32-channel electrode array |
| Potentiostat | CH Instruments | CHI660B | Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684) |
| Multiplexer | CH Instruments | CHI684 | Switches between electrodes on the potentiostat |
| Disodium phosphate | Fluka | 71644 | Used in the test solution |
| 3,4-Ethylenedioxythiophene (EDOT) | Sigma Aldrich | 483028 | An electrode coating material |
| para-Toluene sulfonate (Na2pTS) | Sigma Aldrich | 152536 | An electrode coating material |
| Urethane | Sigma Aldrich | U2500 | Used to anesthetize the animal |
| Silver/Silver chloride electrode | CH Instruments | CHI111 | Used for testing the electrode in vitro |
| Platinum electrode | CH Instruments | MW4130 | Used for testing the electrode in vitro |
| Motorized microdrive | Sutter Instruments | DR1000 | To control the electrode array position during surgery |
| Enzymatic cleaner | Advanced Medical Optics | Ultrazyme | Cleans the protein off the electrode array after implantation |
| Acoustic enclosure | TMC Ametek | 83-501 | Isolates the animal from acoustic and electrical noise |
| Stereotaxic frame | David Kopf Instruments | 1430 | Secures and positions the animal |
| Temperature controller | World Precision Instruments | ATC1000 | Controls the animal temperature |
| Bone drill | KaVo Dental | K5Plus | Used to perform the craniectomy |
| Aspirator | Flaem | Suction pro | Used to perform the craniectomy |
References
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