Summary
Verschillende elektrode coatings invloed neurale opname prestaties door veranderingen in elektrochemische, chemische en mechanische eigenschappen. Vergelijking van elektroden in vitro is relatief eenvoudig, maar vergelijken in vivo reactie wordt typisch gecompliceerd door variaties in elektrode / neuron afstand en tussen dieren. Dit artikel geeft een robuuste methode om neurale registrerende elektroden vergelijken.
Abstract
Nieuwe materialen en ontwerpen voor neurale implantaten zijn meestal afzonderlijk getest, met een demonstratie van prestaties, maar zonder verwijzing naar andere implantaat kenmerken. Dit voorkomt een rationele selectie van een bepaald implantaat als optimaal voor een bepaalde toepassing en de ontwikkeling van nieuwe materialen gebaseerd op de belangrijkste prestatieparameters. Dit artikel ontwikkelt een protocol voor in vitro en in vivo testen van neurale registrerende elektroden. Aanbevolen parameters voor elektrochemische en elektrofysiologische tests worden gedocumenteerd met de belangrijkste stappen en mogelijke problemen besproken. Deze methode elimineert of vermindert de impact van de vele systematische fouten aanwezig in eenvoudiger in vivo testen paradigma's, vooral variaties in elektrode / neuron afstand en tussen diermodellen. Het resultaat is een sterke correlatie tussen de kritische in vitro en in vivo reacties zoals impedantie en signaal-tot-ruisverhouding. Dit protocol kan gemakkelijk worden aangepast aan andere elektrode materialen en ontwerpen testen. De in vitro technieken kunnen worden uitgebreid naar andere destructieve methode verdere belangrijke indicatoren bepalen. De principes voor de chirurgische benadering in het auditieve pad kan ook worden aangepast om andere neurale gebieden of weefsel.
Introduction
Neurale implantaten worden steeds meer gebruikt voor onderzoek, controle prothesen en behandeling van aandoeningen zoals de ziekte van Parkinson, epilepsie, en sensorische verlies 1,2. Meten en / of regelen van zowel de chemische en elektrische samenstelling van de hersenen is de basis voor alle neurale implantaten. Het is echter belangrijk om een behandeling wanneer het zenuwweefsel in de afwijkende toestand bijwerkingen 3 verminderen beheren. Zo moet deep brain stimulator voor de behandeling van epilepsie alleen een elektrische puls van toepassing op de hersenen tijdens een aanval. Sommige bijwerkingen kunnen dystonie, geheugenverlies, desoriëntatie, verminderde cognitieve functie, hallucinaties, depressie of anti-depressie 3,4 zijn. In veel apparaten, een gesloten lussysteem is derhalve elektrische activiteit registreren en stimulatie activeren wanneer een abnormale toestand wordt gedetecteerd. Opnemen elektroden worden ook gebruikt om controleproceduressthetic apparaten. Het is cruciaal om het doel neurale activiteit opneemt met de hoogste signaal-ruisverhouding voor de meest accurate triggering en apparaat controle. Een grote signaal-ruisverhouding is zeer wenselijk voor onderzoek toepassingen, meer betrouwbare gegevens kunnen worden verkregen, wat resulteert in minder benodigde proefpersonen. Dit zal ook toelaten een beter begrip van de mechanismen en wegen betrokken bij neurale stimulatie en opnemen.
Na een neuraal implantaat is geplaatst in de hersenen, wordt een immuunrespons veroorzaakt 5,6. Het tijdsverloop van de reactie wordt in het algemeen onderverdeeld in acute en chronische fasen, elk uit verschillende biologische processen 7. De immuunrespons kan dramatische gevolgen voor de prestaties van het implantaat, zoals isolatie van de elektroden van het doel neuronen door inkapseling in een gliale litteken of chemische afbraak van het implantaat materiaal 8 hebben.Dit kan de signaal-ruisverhouding van een registratie-elektrode en het vermogen van een stimulerende elektrode, en leiden tot falen 9 elektrode verminderen. Zorgvuldige keuze van het implantaat ontwerp en de materialen zijn nodig om storing boven het implantaat mensenleven voorkomen.
Veel verschillende materialen en implantaten ontwerpen zijn recentelijk ontwikkeld om de signaal-ruisverhouding en stabiliteit implantaat voor neurale opname verbeteren. Elektrode materialen hebben opgenomen platina, iridium, wolfraam, iridium-oxide, tantaal oxide, grafeen, koolstof nanobuisjes, gedoteerde geleidende polymeren, en meer recent hydrogels. Substraatmaterialen getest ook silicium, siliciumoxide, siliciumnitride, zijde, teflon, polyimide en siliconen. Verschillende elektrode modificaties zijn ook onderzocht, met coatings zoals laminine, neurotrofinen, of zelf-geassembleerde monolagen en behandelingen elektrochemische, plasma en optische technieken. Implantaatontwerps kan 1 -, 2 - of 3-dimensionale met de elektroden gewoonlijk aan het uiteinde van een isolerende probe of langs de rand van een schacht voor doordringende elektroden of een 2-dimensionale array voor cortex oppervlak implantaten. Ongeacht elektrodeontwerp of materialen is bestaande literatuur algemeen toonde de prestaties van het nieuwe implantaat zonder verwijzing naar andere implantaatsystemen constructen. Dit voorkomt dat een systematische evaluatie van hun eigenschappen.
Dit protocol verschaft een werkwijze voor het vergelijken van verschillende elektrodematerialen via diverse analytische en elektrofysiologische technieken. Het is gebaseerd op een recent gepubliceerd artikel waarin 4 verschillende gedoteerde geleidende polymeer coatings (polypyrrool (Ppy) en poly-3 ,4-ethyleendioxythiofeen (PEDOT) gedoteerd met sulfaat (SO 4) of para-tolueensulfonaat (PTS)) en 4 vergeleken verschillende laagdikten 10. In dit artikel wordt een gevonden materiaal, PEDOT-pTS met een 45 sec depositie tijd,de hoogste signaal-ruisverhouding en spike tellen met de kleinste achtergrondgeluid en dat deze parameters afhankelijk elektrode impedantie waren. PEDOT-pTS weergegeven ook superieur acute biologische stabiliteit vergeleken met de andere gedoteerde geleidende polymeren en blote iridium elektroden. Het protocol kan de kritische parameters die de signaal-ruisverhouding en stabiliteit worden bepaald en gebruikt om de prestaties van neurale registratie-elektroden te verbeteren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Het protocol is goedgekeurd door de Universiteit van La Trobe (09-28P) en RMIT University Animal Ethics commissies (1315).
1. Elektrode Voorbereiding en voorlopige in vitro testen
- Bereid elektrode coating opbrengsten oplossingen, bijvoorbeeld 10 mM 3,4-ethyleendioxythiofeen (EDOT) en 0,1 M natrium-para-tolueensulfonaat (Na 2 delen) poly-3 ,4-ethyleendioxythiofeen-pt (PEDOT-delen) te vormen.
- Sluit de elektrode array een potentiostaat.
- Plaats voorzichtig de elektrode array naar de depositie oplossing en klem op zijn plaats.
- Plaats een platina mesh tegenelektrode en Ag / AgCl referentie-elektrode in de depositie oplossing en verbinding maken met een potentiostaat.
- Met behulp van de potentiostaat, borg coatings op de gewenste elektroden. Afzettingsomstandigheden (potentieel, stroom en tijd) zal variëren afhankelijk van de gewenste bekledingen. Voor PEDOT-pTS coatings, een toegepaste potential van 1 V 15, 30, 45 of 60 seconden is gebruikt. Vier elektroden in de array worden gecoat met de coating in een versprongen configuratie (figuur 1).
- Verwijder de elektrode-reeks van de neerslagoplossing en voorzichtig spoelen met gedeïoniseerd water.
- Herhaal de coating procedure met andere materialen zoals gewenst.
- Bereid in vitro testen oplossing (0,3 M di-natriumfosfaat (Na 2 HPO 4) in gedeïoniseerd water).
- Sluit de elektrode array een potentiostaat.
- Plaats voorzichtig de elektrode-array in de testoplossing en klem op zijn plaats.
- Plaats een platina mesh tegenelektrode en Ag / AgCl referentie-elektrode in de oplossing voor het testen en aan te sluiten op een potentiostaat.
- Met behulp van de potentiostaat, voeren sequentiële elektrochemische impedantie spectroscopie (EIS) (potentiële offset 0 V, amplitude 10 mV, frequentiebereik 10-100.000 Hz) en cyclische voltammetrie (1 cyclus, potentieel bereik 00,8 tot -0,8 V, scansnelheid van 100 mV / sec) op alle elektroden. Ongeteste elektroden worden gehouden op open circuit potentieel en een rustige tijd van 1 seconde wordt gebruikt tussen elke test. Alle 32 elektroden in contact met de oplossing voor de volledige testsessie van 1 uur.
- Verwijder de elektrode-array van de testoplossing en voorzichtig spoelen met gedemineraliseerd water.
- Desgewenst andere analyses zoals optische microscopie.
- Bewaren sondes in een droge opvanginrichting schade en degradatie van de elektrode oppervlakken te voorkomen.
2. Elektrode Implantatie
- Weeg de rat.
- Injecteer urethaan (20% w / v in gedestilleerd water, 1,3 g / kg ip) voor nonrecovery anesthesie.
- Zorgen anesthesie begin door het testen van een teen knijpen terugtrekking reflex. Indien verdoving niet voldoende is, moeten aanvullende doses van urethaan worden toegediend (0,3 g / kg ip).
- Solliciteer oog smeermiddel, en dan scheren het hoofd van de eeniMAL.
- Plaats het dier in buikligging op een homeothermic plaat en plaats een rectale sonde (37,5 ° C).
- Plaats een oor bar in de ongeveer verwachte uiteindelijke positie binnen de stereotaxisch frame, en pas vervolgens het dier aan het oor bar in de externe akoestische gehoorgang positioneren.
- Lijn de tweede oor bar in de contralaterale externe akoestische gehoorgang. Verschuiving van het dier in het oor bars aan te passen aan de tand houder.
- Met behulp van rat-tand tang, opent kaak van het dier, haak de bovenste snijtanden over de tand houder en klem de neus op zijn plaats.
- Een incisie in de huid van de kop ongeveer 1 mm rechts van de middellijn en 10 mm rostraal 10 mm caudaal van lambda.
- Trek de huid en spieren lateraal van de incisie en de pariëtale botten interparietal gebruiken 20% waterstofperoxideoplossing en een gaasje bloot, schrobben het oppervlak van de blootgestelde bot.
- Boor een gat ongeveer3 mm 2 in de interparietal bot zo dicht mogelijk bij lambda en de middellijn mogelijk en verwijder het bot stekker. Met behulp van steriele zoutoplossing, spoelen het gat met elk bot stof of fragmenten die de elektrode te beschadigen.
- Met stompe botte schaar, ontleden onder het nekvel en een holte. Wikkel een Ag / AgCl draad in watten, verzadigen met een zoutoplossing en steek vervolgens de referentie-elektrode in de holte.
- Maak een insnijding in de dura mater op het sagittale vlak met de punt van een naald.
- Bevestig de elektrode array om de elektrode manipulator en haar positie over de opening aan te passen met een 19 ° rostro-caudale hoek. Handmatig invoegen de elektrode ongeveer 2 mm in de hersenen naar de colliculus inferior.
- Bevestig de luidspreker aan de linker holle oor bar.
- Zorg ervoor dat de versterker aan staat. Controleer dier verdoving vóór het afdichten van de opname kamer.
3.In vivo testen
- Leveren witte ruis uitbarstingen, (Gaussian verdeelde ruis, 1-44 kHz, 10 msec opkomst-val tijd) en de activiteit op elke elektrode. De maximale snelheid waarmee barst moet worden geleverd is een burst elke 200 msec.
- Met behulp van de gemotoriseerde microdrive, en steek langzaam de elektrode-array totdat akoestisch gedreven activiteit wordt opgenomen op de 3 meest distale elektroden op elke schacht (het aantal en de positie van de elektroden opname-activiteit kan variëren met de plaatsing van de elektroden of elektrode design).
- Voer de akoestische stimulatie protocol met behulp van 300 herhalingen van 50 msec witte ruis uitbarstingen (Gaussian verdeelde ruis, 1-44 kHz, 10 msec opkomst-val tijd) met een 1 sec herhaling snelheid 70 dB, en noteer de meervoudige activiteit bij elke elektrode ( 24,4 kHz sampling rate).
- Langzaam steek de elektrode-reeks een 200 μ m in de IC bij elke elektrode positie in ongeveer dezelfde positie als de meest distale elektrode van ee eerste opname stand.
- Herhaal de akoestische stimulatie en neurale opnameprotocol.
- Ga verder inbrengen van de elektrode array in 200 μ m stappen en het uitvoeren van de akoestische stimulatie en neurale opnameprotocol totdat alle elektroden hebben opgenomen akoestisch gedreven activiteit van minstens 3 posities (typisch 8-12 elektrode posities overall).
- Trek de elektrode-reeks in 200 μ m stappen en verder uitvoeren van de akoestische stimulatie en neurale opnameprotocol totdat de eerste elektrode-reeks positie bereikt.
- Trek de elektrode-array zorgvuldig handmatig.
- Injecteer een overdosis natrium pentobarbiton (Lethobarb; 200 mg / kg ip) om het dier te laten inslapen.
- Voorzichtig Spoel de elektrode met gedestilleerd water. Dan sondes op een droge beschermende verpakking om schade en aantasting van het elektrode-oppervlakken te voorkomen.
4. Post-implantatie in vitro Testen
- Voorzichtig Spoel de elektrode met gedestilleerd water om eventuele verontreinigingen te verwijderen.
- Sluit de elektrode array een potentiostaat.
- Plaats voorzichtig de elektrode-array in de testoplossing en klem op zijn plaats.
- Plaats een platina mesh tegenelektrode en Ag / AgCl referentie-elektrode in de oplossing voor het testen en aan te sluiten op de potentiostaat.
- Met behulp van de potentiostaat, voeren sequentiële elektrochemische impedantie spectroscopie (EIS) (potentiële offset 0 V, amplitude 10 mV, frequentiebereik 10-100.000 Hz) en cyclische voltammetrie (1 cyclus, potentieel bereik 0,8 tot -0,8 V, scansnelheid van 100 mV / sec ) voor alle elektroden. Ongeteste elektroden worden gehouden op open circuit potentieel en een rustige tijd van 1 seconde wordt gebruikt tussen elke test. Alle 32 elektroden in contact met de oplossing voor de volledige testsessie van 1 uur.
- Verwijder de elektrode-array van de testoplossing en voorzichtig spoelen met gedemineraliseerd water.
- Pkant de elektrode-reeks in een enzymatische reinigingsoplossing gedurende 24 uur.
- Verwijder de elektrode-reeks uit de oplossing en spoelen met gedestilleerd water.
- Sluit de elektrode array een potentiostaat.
- Plaats voorzichtig de elektrode-array in de testoplossing en klem op zijn plaats.
- Plaats een platina mesh tegenelektrode en Ag / AgCl referentie-elektrode in de oplossing voor het testen en aan te sluiten op de potentiostaat.
- Met behulp van de potentiostaat, voeren sequentiële elektrochemische impedantie spectroscopie (EIS) (potentiële offset 0 V, amplitude 10 mV, frequentiebereik 10-100.000 Hz) en cyclische voltammetrie (1 cyclus, potentieel bereik 0,8 tot -0,8 V, scansnelheid van 100 mV / sec ) voor alle elektroden. Ongeteste elektroden worden gehouden op open circuit potentieel en een rustige tijd van 1 seconde wordt gebruikt tussen elke test. Alle 32 elektroden in contact met de oplossing voor de volledige testsessie van 1 uur.
- Verwijder de elektrode-reeks uit de testoplossing envoorzichtig afspoelen met gedemineraliseerd water.
- Bewaren sondes in een droge opvanginrichting schade en degradatie van de elektrode oppervlakken te voorkomen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Een typische elektrode-array voor deze experimentele protocol wordt getoond in figuur 1. Er zijn 32 iridium elektroden op 4 schachten met 413 μ m 2 nominale geometrisch oppervlak en een 200 μ m hoogte. Elke tweede elektrode op de matrix is bekleed met een van vier verschillende elektrode coatings, gelabeld 1-4. De coating materialen zijn zorgvuldig uitgekozen voor hun chemische, mechanische en elektrochemische eigenschappen. Zoals eerder 10 vermeld, zal verhoogde afzetting keer de elektrode gebied en laagdikte te verhogen, terwijl de grotere toegepast huidige of potentiële kan ook toenemen neersmeltsnelheid concurrerende reacties kunnen optreden die invloed hebben op de depositie proces. De afzetting protocol is eerder geoptimaliseerd voor deze geleidende polymeer te zorgen voor een reproduceerbare bekleding wordt bereikt en dus beperkt tot de elektrode (dus niet verspreiden naar een adjacent elektrode) 10.
Nadat de elektrode-reeks is gewijzigd, moet een serie optische en elektrochemische analyses worden uitgevoerd. In dit geval hebben cyclische voltammetrie (figuur 2) en elektrochemische impedantiespectroscopie (figuur 3) is gebruikt. Dit protocol maakt gebruik van cyclische voltametrie over een groot potentieel bereik, te beginnen in de reductieve scan richting. Als de elektrode ladingsdichtheid nodig is, moet de cyclische voltammetrische gegevens worden omgezet naar een stroom-tijd plot en ofwel de reductieve of oxidatieve regio geïntegreerd (Figuur 2b). De impedantie wordt verkregen over een breed frequentiebereik met een kleine amplitude op 0 V. De impedantie gegevens kan in verschillende formaten zoals impedantie (figuur 3a) of fase versus frequentie (figuur 3b) of een Nyquist plot (Figuur 3c vertegenwoordigd ).
Deelektrode-array moet handmatig worden ingebracht, zodat de schacht tips zijn slechts door de hersenen oppervlak. Witte ruis wordt gebruikt om multi-eenheid activiteit rijden tijdens de microdrive langzaam voegt de array in de colliculus inferior (IC) in 200 μ m stappen. De elektrode respons moet worden gecontroleerd als de array is geplaatst, en eenmaal ruwweg de bodem 3 elektroden op elke schacht weergeeft akoestisch gedreven activiteit (figuur 4a), kan de witte ruis worden uitgeschakeld. De in vivo akoestische stimulatie protocol wordt vervolgens uitgevoerd. Typische stromende gegevens van de elektrode-reeks een grote toename RMS synchroon met het geluid schommelingen een stabiele basislijn (figuur 5) weergegeven. Het is belangrijk dat alle externe elektrische en akoestische ruis minimalisering basislijnactiviteit verminderen. Na afloop van de akoestische stimulatie protocol, wordt de elektrode-reeks ingebracht en teruggetrokken in 200 μ m stappen. De acoustically gedreven activiteit weergegeven als een peristimulus time histogram (PSTH) of ruwe gegevensstroom bij verschillende elektrode-reeks posities in de IC wordt getoond in figuren 4 en 5.
Na de volledige reeks inbrengen en terugtrekken werkwijze worden de elektroden voorzichtig gespoeld en opnieuw getest met het in vitro protocol voor de bekleding stabiliteit bepalen. Verdere details over de effecten van eiwit vervuiling kan worden verkregen uit een vorig artikel 10.
De in-vivo gegevens kunnen uitgebreid worden geanalyseerd. Een zeer belangrijke factor voor neurale opname signaal-ruisverhouding (SNR) 10. Twee elektroden van dezelfde matrix, een gecoat en ongecoat een, aanvankelijk niet in de IC (figuur 6a). Na 400 μ m insertie, de staafelektrode toont een toename SNR terwijl de onbeklede elektrode vereist 1200 μ m inbrengen.; De SNR van beide elektroden varieert op verschillende plaatsen in de IC, maar niet na verloop van tijd (positie). Dit geeft aan dat de neuronen nog levensvatbaar in de loop van het experiment en de elektrode coatings stabiel bij gebruik van dit protocol. De variatie in SNR met positie toegeschreven aan biologische ruis (verschillend aantal en plaats van neuronen in de nabijheid van de elektroden) 10.
Verschillende geluidsdrukniveaus (SPL) kan worden gebruikt voor de akoestische stimulatie zolang ze boven akoestische drempel en kan het dier niet verdoven. De SNR varieert met SPL en moet derhalve in overeenstemming (figuur 6b). Een hoge SPL wordt aanbevolen voor het genereren van een grotere multi-eenheid aangedreven respons, een groter oppervlak van de IC wordt gestimuleerd, waardoor plaatsing van de elektroden gemakkelijker en verminderen de biologische geluid en ook een groter aantal elektroden posities voor statistische analysis.
Tabellen en figuren:
Figuur 1. Optische microfoto van een geleidend polymeer gemodificeerd elektrodebundel. De labels (1-4) zijn vier verschillende coatings, waardoor een statistische analyse van elke bekleding in een enkel experiment. Een onbeklede elektrode wordt ook het label. In dit voorbeeld, 1-4 zijn 15, 30, 45, en 60 sec depositie tijden van PEDOT-ptn. Klik hier voor grotere afbeelding.
Figuur 3. (A) Impedantie, (b) fase en (c) hoge frequentie bereik van een Nyquist plot voor representatieve ongecoat (onderbroken) en geleidende polymeer coating (vast) elektroden. Klik hier voor grotere afbeelding.
. Figuur 4 Peristimulus time histogram gemeten bij elke elektrode, gemiddeld over 300 herhalingen bij 70 dB witte ruis op twee verschillende dieptes in de IC (a) 0 μ m en (b) 800 μ m. insteekdieptes. Sterretjes geven de beklede elektroden. Klik hier voor grotere afbeelding.
Figuur 5. Streaming data gemeten bij elke elektrode met 70 dB witte ruis uitbarstingen op twee verschillende dieptes in tHij IC (a) 0 μ m en (b) 800 μ m. insteekdieptes. Sterretjes geven de beklede elektroden. Klik hier voor grotere afbeelding.
Figuur 6. S ignal ruisverhouding gedurende het inbrengen en terugtrekken van de elektrode-reeks in de IC. (A) 70 dB witte ruis op representatieve ongecoat (onderbroken) en geleidende polymeer beklede (vast) elektroden en (b) verschillende geluidsdrukniveaus ( 40-70 dB) op een geleidend polymeer beklede elektrode. Klik hier om een grotere imag bekijkene.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dit protocol verschaft een werkwijze voor het vergelijken neurale registratie-elektrode coatings binnen een dier. Het ontwerp elektrode die is ideaal voor implantatie in een rat inferior colliculus (IC), met afmetingen die schaal. Variaties van deze elektrode zoals meer ruimte tussen schachten zou voorkomen dat alle schachten zijn bij ratten IC tegelijkertijd, terwijl langere stelen en een grotere steek tussen elektroden het risico dat de schacht uiteinden in contact met de basis van de schedel komt tijdens het inbrengen. Kleinere elektrode toonhoogte verhoogt het risico van de bekleding ve elektrode contact brengen van een aangrenzende elektrode. De elektrode gebied zal de neurale opname respons beïnvloeden en moet daarom consistent experimenten. Het gekozen gebied is ideaal voor het meten van multi-unit activiteit, wat resulteert in meer consistente gegevens met variabele elektrode-neuron afstanden. Met behulp van 4 elektroden met dezelfde coating maakt statistische analyse from binnen het ene dier en voldoende gegevens kunnen worden verkregen bij 2 dieren met 2 verschillende elektrode arrays (steekproefgrootte 8 voor elk materiaal). De elektrode coatings eveneens gespreid op elke schacht om fouten te beperken zoals neuronendood het plaatsen van de elektrode-reeks in de loop van het experiment of elektrisch veld gevolgen van de verandering van schacht breedte van top tot bodem. Deze soorten fouten zou een ander elektrofysiologische respons op elektroden geven aan het uiteinde van de schacht van die op de basis. Inter-batch elektrochemische en elektrofysiologische afwijkingen van de elektrode arrays zijn gevonden, daarom wordt aanbevolen dat een reeks experimenten uitgevoerd met elektrode arrays uit dezelfde partij. Een 3D elektrode-array kan ook worden gebruikt om gegevens van het ene dier te verzamelen, hoewel ervoor moet worden gezorgd elektroden zijn consistent bekleed als massatransport verschilt van de elektroden op de rand versus center schachten.
De in vitro experimenten zijn uitgevoerd in een nondegassed bufferoplossing betere omstandigheden in vivo vertegenwoordigen. Hoewel dit niet kritisch is, moet het consistent experimenten variaties geassocieerd met zuurstof reductie voorkomen. De specifieke samenstelling van de testoplossing werd gebaseerd op aanbevelingen van NeuroNexus (prive communicatie) maar variaties mogelijk zijn, zoals toevoeging van elektrolyt en de pH. Uiteindelijk wordt een goed geleidend, reactieve oplossing moeten zorgen voor de in vitro reactie wordt gedomineerd door het gedrag elektrode, maar moet samenvallen tussen experimenten. Meer details over het uitvoeren van elektrochemische analyse moet worden verkregen uit geschikte bronnen 11. De elektrode coating of cyclische voltammetrische protocol bij het gebruik van iridium elektroden moeten zorgvuldig worden gekozen, als de toepassing van zeer positieve mogelijkheden voor lange periodes van de tijd zal iridiumoxide vormen en de elektrode eigenschappen veranderen. Alternatief kan platina elektroden worden gebruikt, waardoor de mogelijkheid van oxidevorming. De scansnelheid en potentiële bereik is gebaseerd op bestaande literatuur en moet consistent experimenten, hoewel er geen correlaties tussen ladingsdichtheid en neurale opname respons werden gezien 10, meer informatie over deze parameters zullen in de toekomst publicaties worden aangepakt. Het is ook belangrijk om de EIS parameters houden consequent, als grote amplitudes, verschillende offset mogelijkheden en elektrochemische cel configuraties zullen de impedantie reactie te veranderen.
Het frequentiebereik wordt gebruikt voor het EIS werd besproken in het voorgaande artikel 10. De impedantie van de elektrode voor neurale implantaten wordt routinematig alleen gemeten bij 1 kHz. Dit kan resulteren in een verlies van belangrijke informatie. Zo kan een ongestreken en beklede elektrode soortgelijke impedantie genererenWaarden bij 1 kHz (figuur 3a). Maar bij lagere frequenties, dit beklede elektrode bezit beduidend lagere impedantie. Ook voor de fase (figuur 3b), 1 kHz de onbeklede en beklede elektroden een andere fase, maar bij lagere en hogere frequenties ze vergelijkbaar. Dit verschil in eigenschappen is zeer duidelijk op de Nyquist grafiek (figuur 3c) waarbij de onbeklede elektrode lineair terwijl de beklede elektrode bezit een halve cirkel bij hoge frequenties en een verticale respons bij lage frequenties.
De centrale kern van de IC van een rat diermodel werd gekozen als een geschikte plaats voor het vergelijken registrerende elektroden vanwege de goede bereikbaarheid, relatief grote omvang en directe mono innervatie via de contralaterale cochleaire kern. De tonotopische regeling maakt een eenvoudige initiële positionering van de sonde en de levering van zuivere toon frequenties kunnen ook worden gebruikt om te helpen metsonde plaatsing. Tijdens elektrode-array inbrengen in het IC, is de neurale activiteit aan witte ruis gecontroleerd. Afhankelijk van de hoek en exacte positionering van de elektrode-reeks kan een laterale schacht een akoestisch aangedreven respons alleen de meest distale elektrode registreren terwijl het contralaterale been toont de activiteit op 3 of 4 elektroden. Het specifieke patroon van de activiteit op de elektrode-reeks is niet kritisch, aangezien slechts een reeks opname responsen op elke elektrode nodig met verschillende elektrode-neuron afstanden. Als activiteit wordt gezien op alle 4 schachten, kan de elektrode-reeks niet in de juiste positie. In deze situatie moet de array volledig zijn ingeschoven, haar positie ten opzichte van lambda en de middellijn enigszins aangepast, en vervolgens opnieuw installeren. Indien meerdere locaties in een dier zijn zonder succes geïmplanteerd moet het oor staven worden gecontroleerd voor een juiste positionering. Inspectie van de stroom gegevens kunnen wijzen op problemen with een elektrode, bijvoorbeeld een elektrode in figuur 5 toont alleen grote ruis in vergelijking met de andere elektroden, dit werd herleid tot een defecte connector en verklaart de afwezigheid van respons in de PSTH (figuur 4).
De in dit protocol beschreven operatie toegang tot de rechter inferieure colliculus met de spreker in het linkeroor bar. Dit kan gemakkelijk worden gewijzigd volgens de luidspreker op het rechteroor bar en de elektrode-reeks steken in de linker IC.
Dit protocol is ontworpen voor gebruik met elektrode coatings op commercieel verkrijgbare elektrode arrays (NeuroNexus). Deze specifieke testprotocol mogelijk niet geschikt voor verschillende elektrode configuraties. Bijvoorbeeld kan het inbrengen van flexibele polyimide substraat arrays en vergelijking met Utah stijl arrays moeilijk. De materialen moeten ook compatibel met deze arrays, zoals bepaalde materialen of hun coating methoden kunnen degraderen deprobes. Sommige mogelijke problemen zijn die een vacuüm depositie methode moet garanderen dat alleen de elektroden zijn bekleed; oplosmiddelen niet oplossen of etsen metaal, silicium of draadverbinding inkapselingsmiddel, en verwerkingstemperaturen mag niet te hoog zijn. Dit protocol ook geen chronische uitvoering van het implantaat zoals aangetoond in testen Ludwig et al.. 12 Niettemin kan dit protocol worden uitgebreid naar vele andere elektrode configuraties materiaalsoorten en testprotocollen omvatten. Bijvoorbeeld andere analytische technieken kunnen worden gebruikt voor de in vitro testen. De enzymatische reiniger kan worden gewijzigd om andere behandelingen te beter de elektrode vervuiling optreedt tijdens acute implantatie. Andere depositie werkwijzen kunnen ook worden gebruikt om de elektroden te wijzigen. Toch moet ongecoat elektroden altijd opgenomen als referentie voor de test elektroden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs erkennen de steun van de Australian Research Council door het Centre of Excellence voor Electromaterials Science.Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Programmable Attenuator | TDT | PA5 | Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies |
| Electrostatic speaker driver | TDT | ED1 | Drives the electrostatic speakers (EC1) |
| Coupled electrostatic speaker | TDT | EC1 | Delivers sound to the animal |
| Processing base station | TDT | RZ2 | Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier) |
| Preamplifier | TDT | PZ2-256 | 256-channel high impedance preamplifier |
| Multifunction Processor | TDT | RX6 | Used to generate acoustic stimuli |
| Multichannel electrode | NeuroNexus Technologies | A4 × 8–5mm-200-200-413 | 4-shank 32-channel electrode array |
| Potentiostat | CH Instruments | CHI660B | Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684) |
| Multiplexer | CH Instruments | CHI684 | Switches between electrodes on the potentiostat |
| Disodium phosphate | Fluka | 71644 | Used in the test solution |
| 3,4-Ethylenedioxythiophene (EDOT) | Sigma Aldrich | 483028 | An electrode coating material |
| para-Toluene sulfonate (Na2pTS) | Sigma Aldrich | 152536 | An electrode coating material |
| Urethane | Sigma Aldrich | U2500 | Used to anesthetize the animal |
| Silver/Silver chloride electrode | CH Instruments | CHI111 | Used for testing the electrode in vitro |
| Platinum electrode | CH Instruments | MW4130 | Used for testing the electrode in vitro |
| Motorized microdrive | Sutter Instruments | DR1000 | To control the electrode array position during surgery |
| Enzymatic cleaner | Advanced Medical Optics | Ultrazyme | Cleans the protein off the electrode array after implantation |
| Acoustic enclosure | TMC Ametek | 83-501 | Isolates the animal from acoustic and electrical noise |
| Stereotaxic frame | David Kopf Instruments | 1430 | Secures and positions the animal |
| Temperature controller | World Precision Instruments | ATC1000 | Controls the animal temperature |
| Bone drill | KaVo Dental | K5Plus | Used to perform the craniectomy |
| Aspirator | Flaem | Suction pro | Used to perform the craniectomy |
References
- Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).
- Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants. J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).
- Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep Brain Stimulation. Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).
- Weaver, F. M., et al. Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease. J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).
- Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).
- McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. J. Neural Eng. 6, (2009).
- Liu, X., et al. Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes. IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).
- Rousche, P. J., Normann, R. A. Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex. J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).
- Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex. Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).
- Harris, A. R., et al. Conducting polymer coated neural recording electrodes. J. Neural Eng. 10, (2013).
- Bard, A. J., Faulkner, L. R. Electrochemical Methods. , Wiley. (2001).
- Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. J. Neural Eng. 3, 59 (2006).
