Summary
Différents revêtements d'électrodes affectent les performances d'enregistrement de neurones par des changements aux propriétés électrochimiques, chimiques et mécaniques. Comparaison des électrodes in vitro est relativement simple, mais la comparaison de la réponse in vivo est généralement compliquée par les variations de la distance électrode / des neurones et entre les animaux. Cet article fournit une méthode robuste de comparer les électrodes d'enregistrement de neurones.
Abstract
Les nouveaux matériaux et designs pour les implants neuronaux sont généralement testés séparément, avec une démonstration de performance, mais sans référence à d'autres caractéristiques des implants. Ceci s'oppose à une sélection rationnelle d'un implant particulier comme optimale pour une application particulière et le développement de nouveaux matériaux à base de paramètres de performance les plus critiques. Cet article développe un protocole pour in vitro et in vivo de dépistage d'électrodes d'enregistrement neural. Paramètres recommandés pour le test électrochimique et électrophysiologique sont documentés avec les étapes clés et les problèmes potentiels évoqués. Cette méthode élimine ou réduit l'incidence de nombreuses erreurs systématiques présentes dans plus simples vivo dans des paradigmes de test, en particulier les variations de la distance électrode / de neurones et entre les modèles animaux. Il en résulte une forte corrélation entre la critique in vitro et in vivo des réponses, telles que l'impédance et sirapport gnal sur bruit. Ce protocole peut être facilement adapté pour tester d'autres matériaux d'électrode et des dessins. Les techniques in vitro peuvent être étendus à toute autre méthode non destructive pour déterminer les indicateurs de performance encore importants. Les principes retenus pour l'approche chirurgicale dans la voie auditive peuvent également être modifiés à d'autres régions ou de tissus neuronaux.
Introduction
Implants neuronaux sont utilisés de plus en plus pour la recherche, le contrôle des prothèses et le traitement des troubles tels que la maladie de Parkinson, l'épilepsie et perte sensorielle 1,2. Mesurer et / ou contrôler à la fois la composition électrique du cerveau chimique et constitue la base de tous les implants neuronaux. Cependant, il est important d'administrer un traitement uniquement lorsque le tissu neural est dans l'état anormal pour réduire les effets secondaires 3. Par exemple, les stimulateurs cérébraux profonds pour traitement de l'épilepsie ne devraient s'appliquer qu'à une impulsion électrique au cerveau pendant une crise. Certains effets secondaires peuvent être dystonie, perte de mémoire, désorientation, altération des fonctions cognitives, hallucinations induites, la dépression ou anti-dépression 3,4. Dans de nombreux dispositifs, un système en boucle fermée est donc nécessaire d'enregistrer l'activité électrique et de déclencher une stimulation quand un état anormal est détecté. Électrodes d'enregistrement sont également utilisés pour contrôler prodispositifs Sthetic. Il est essentiel d'enregistrer l'activité neuronale cible avec le plus haut rapport signal-sur-bruit pour réaliser le déclenchement le plus précis et le contrôle de l'appareil. Un grand rapport signal sur bruit est également très souhaitable pour des applications de recherche, que des données plus fiables peuvent être obtenus, ce qui entraîne moins de sujets de test requises. Cela permettra également une meilleure compréhension des mécanismes et des voies de signalisation impliquées dans la stimulation et l'enregistrement de neurones.
Après un implant neural a été placé dans le cerveau, une réponse immunitaire est déclenchée 5,6. L'évolution dans le temps de la réaction est généralement divisé en phases aiguë et chronique, chacun étant constitué de différents processus biologiques 7. La réponse immunitaire peut avoir des effets dramatiques sur la performance de l'implant, telles que l'isolement des électrodes à partir des neurones cibles par encapsulation dans une cicatrice gliale ou de la dégradation chimique des matériaux d'implant 8.Cela peut réduire le rapport signal-sur-bruit d'une électrode d'enregistrement et de la puissance de sortie d'une électrode de stimulation, et le plomb à l'électrode 9 défaillance. Un choix judicieux de la conception et des matériaux implant sont nécessaires pour prévenir l'échec sur la durée de vie de l'implant.
Beaucoup différents matériaux et modèles d'implants ont été développés récemment pour améliorer le rapport signal-sur-bruit et la stabilité de l'implant pour l'enregistrement de neurones. matériaux d'électrode ont inclus le platine, l'iridium, le tungstène, l'oxyde d'iridium, l'oxyde de tantale, de graphène, nanotubes de carbone, les polymères conducteurs dopés, et plus récemment, des hydrogels. matériaux de substrats testés comprend également du silicium, de l'oxyde de silicium, nitrure de silicium, la soie, le téflon, un polyimide, et de silicone. Diverses modifications d'électrodes ont également été étudiés, en utilisant des revêtements tels que la laminine, les neurotrophines, ou monocouches et des traitements auto-assemblées à l'aide électrochimique, le plasma et des techniques optiques. Conception de l'implants peut être de 1 -, 2 - ou 3-dimensionnelle avec les électrodes généralement à l'extrémité d'une sonde ou d'isolant le long du bord d'une tige pour pénétrer dans les électrodes ou dans un tableau à 2 dimensions de cortex implants de surface. Indépendamment de la conception ou de matériau électrode, la littérature antérieure a généralement démontré la performance du nouvel implant sans référence à d'autres constructions d'implants. Cela empêche une évaluation systématique de leurs propriétés.
Ce protocole fournit un procédé pour la comparaison de différents matériaux d'électrode par l'intermédiaire d'une gamme de techniques analytiques et électrophysiologiques. Il est basé sur un article récemment publié qui compare 4 dopé différente conduite revêtements de polymère (de polypyrrole (Ppy) et le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène (PEDOT) dopé avec du sulfate (SO 4) ou para-toluène sulfonate (PTS)) et 4 revêtement différentes épaisseurs 10. Cet article a trouvé un matériau, PEDOT-pts avec un temps de dépôt de 45 sec,eu le rapport le plus élevé et le pic comptage signal-sur-bruit avec le bruit de fond le plus petit et que ces paramètres étaient dépendants de l'impédance d'électrode. PEDOT-PTS également affiché biostabilité aigu supérieur comparé aux autres polymères dopées conductrice et les électrodes d'iridium nues. Le protocole permet aux paramètres critiques commander le rapport et la stabilité de signal-sur-bruit doit être déterminée et utilisée pour améliorer encore les performances d'électrodes d'enregistrement neural.
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Protocol
Le protocole a été approuvé par l'Université La Trobe (09-28P) et de l'Université RMIT comités d'éthique des animaux (1315).
Une. Préparation de l'électrode et les tests préliminaires in vitro
- Préparer des solutions de dépôt de revêtement de l'électrode, par exemple 10 mM de 3,4-éthylènedioxythiophène (EDOT) et de sodium 0,1 M para-toluène sulfonate (Na 2 pts) pour former le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène-PTS (PEDOT-pts).
- Connectez le réseau d'électrodes à un potentiostat.
- Placez délicatement le réseau d'électrodes dans la solution de dépôt et serrer en place.
- Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans une solution de dépôt, et se connecter à un potentiostat.
- En utilisant le potentiostat, des revêtements de dépôt sur les électrodes souhaités. Les conditions de dépôt (potentiel, courant et de temps) sera variable en fonction de revêtements désirés. Pour les revêtements PEDOT-pts, un pote appliquéential de 1 V à 15, 30, 45, ou 60 sec a été utilisé. Quatre électrodes sur le réseau doivent être revêtus avec le revêtement en quinconce (Figure 1).
- Enlever la matrice d'électrodes à partir de la solution de dépôt et rincer doucement avec de l'eau désionisée.
- Répétez la procédure de revêtement avec d'autres matériaux comme souhaité.
- Préparer une solution d'essai in vitro (phosphate di-sodique 0,3 M (Na 2 HPO 4) dans de l'eau désionisée).
- Connectez le réseau d'électrodes à un potentiostat.
- Placez délicatement le réseau d'électrodes dans la solution d'essai et serrer en place.
- Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d'essai et de se connecter à un potentiostat.
- Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d'impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, plage de potentiel 00,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h.
- Enlever la matrice d'électrodes à partir de la solution d'essai et rincer doucement avec de l'eau désionisée.
- Exécuter toutes autres analyses souhaitées telles que la microscopie optique.
- sondes dans un contenant protecteur sec pour éviter les dommages et la dégradation de la surface des électrodes.
2. Electrode Implantation
- Peser le rat.
- Injecter uréthane (20% p / v dans de l'eau distillée, 1,3 g / kg ip) pour l'anesthésie sans récupération.
- Assurer début anesthésie en testant un réflexe de retrait orteil de pincement. Si l'anesthésie est insuffisante, des doses supplémentaires d'uréthane doivent être administrées (0,3 g / kg ip).
- Appliquer du lubrifiant de l'oeil, et puis raser la tête de l'uniMAL.
- Placez l'animal dans la position couchée sur une plaque homéothermes et insérer une sonde rectale (37,5 ° C).
- Placez une barre de l'oreille dans la position finale d'environ prévu dans le cadre stéréotaxique, puis ajuster l'animal pour positionner la barre de l'oreille dans le conduit auditif externe.
- Aligner la deuxième barre de l'oreille dans le méat acoustique externe controlatéral. Déplacer l'animal dans les barres d'oreilles pour s'aligner avec le porte-dent.
- En utilisant des pinces rat-dents, ouvrir la mâchoire de l'animal, accrocher les incisives supérieures sur le support de la dent et serrer le nez en place.
- Créer une incision dans la peau de la tête, à environ 1 mm vers la droite de la ligne médiane et de 10 mm à 10 mm rostrale caudale du lambda.
- Rétracter la peau et le muscle latéral de l'incision pour exposer le pariétal et interpariétales Grâce à la solution de peroxyde d'hydrogène à 20% et un tampon de gaze, nettoyer la surface de l'os exposé.
- Percez un trou d'environ3 mm 2 dans l'os interparietal aussi près lambda et la ligne médiane que possible et retirer le bouchon de l'os. En utilisant une solution saline stérile, rincer le trou pour enlever la poussière d'os ou de fragments qui peuvent endommager l'électrode.
- Avec des ciseaux émoussés-franc, disséquer en dessous de la peau du cou et de créer une cavité. Enrouler un fil Ag / AgCl dans du coton, le saturer avec une solution saline, puis insérer l'électrode de référence dans la cavité.
- Faire une incision dans la dure-mère dans le plan sagittal en utilisant la pointe d'une aiguille.
- Attacher l'ensemble d'électrodes à l'électrode de manipulateur et d'ajuster sa position au-dessus de l'ouverture avec un angle de rostro-caudal 19 °. Insérer manuellement l'électrode environ 2 mm dans le cerveau vers le colliculus inférieur.
- Fixez le haut-parleur de la barre creuse gauche de l'oreille.
- Assurer l'amplificateur est sous tension. Puis vérifier l'anesthésie de l'animal avant de sceller la chambre d'enregistrement.
3.Dans les essais in vivo
- Fournir des salves de bruit blanc, (bruit distribution gaussienne, 1-44 kHz, 10 ms temps de montée-descente) et de surveiller l'activité sur chaque électrode. La vitesse maximale à laquelle éclate devrait être livré est une salve toutes les 200 ms.
- Utilisation du microdrive motorisé, insérez doucement le réseau d'électrodes que l'activité acoustique entraînée est enregistré sur les trois électrodes plus distale de chaque tige (le nombre et la position de l'activité d'enregistrement des électrodes peuvent varier avec le placement de l'électrode ou de la conception de l'électrode).
- Effectuer le protocole de stimulation acoustique par 300 répétitions de 50 ms rafales de bruit blanc (bruit distribution gaussienne, 1-44 kHz, 10 ms temps de montée-descente) avec un taux de répétition de 1 sec à 70 dB, et enregistrer l'activité à plusieurs unités à chaque électrode ( 24,4 kHz taux d'échantillonnage).
- Insérez délicatement le réseau d'électrodes autre 200 μ m dans le IC à positionner chaque électrode à peu près la même position que l'électrode plus distale de ee position initiale d'enregistrement.
- Répétez la stimulation acoustique et le protocole d'enregistrement de neurones.
- Continuer l'insertion du réseau d'électrodes dans 200 μ m et l'exécution des étapes de la stimulation acoustique et un protocole d'enregistrement de neurones jusqu'à ce que toutes les électrodes ont enregistré l'activité acoustique entraînée à partir d'au moins trois positions (typiquement 8 à 12 positions d'électrodes en tout).
- Rétracter l'ensemble d'électrodes dans 200 μ m et de poursuivre l'exécution des étapes de la stimulation acoustique et un protocole d'enregistrement de neurones jusqu'à ce que la position initiale de l'ensemble d'électrodes est réalisé.
- Rétracter délicatement le réseau d'électrodes manuellement.
- Injecter un surdosage de pentobarbital de sodium (Lethobarb; 200 mg / kg ip) pour euthanasier l'animal.
- Rincer délicatement le réseau d'électrodes à l'eau distillée. Puis sondes de magasins dans un conteneur de protection sec pour prévenir les dommages et la dégradation de la surface des électrodes.
4. Post-implantation en vitTest ro
- Rincer délicatement le réseau d'électrodes avec de l'eau distillée pour éliminer toute contamination.
- Connectez le réseau d'électrodes à un potentiostat.
- Placez délicatement le réseau d'électrodes dans la solution d'essai et serrer en place.
- Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d'essai et de se connecter au potentiostat.
- Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d'impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, portée potentielle de 0,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s ) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h.
- Enlever la matrice d'électrodes à partir de la solution d'essai et rincer doucement avec de l'eau désionisée.
- Placer le réseau d'électrodes dans une solution de nettoyage enzymatique pendant 24 heures.
- Enlever la matrice d'électrodes à partir de la solution et rincer avec de l'eau distillée.
- Connectez le réseau d'électrodes à un potentiostat.
- Placez délicatement le réseau d'électrodes dans la solution d'essai et serrer en place.
- Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d'essai et de se connecter au potentiostat.
- Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d'impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, portée potentielle de 0,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s ) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h.
- Enlever la matrice d'électrodes à partir de la solution d'essai etrincer délicatement avec de l'eau déminéralisée.
- sondes dans un contenant protecteur sec pour éviter les dommages et la dégradation de la surface des électrodes.
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Representative Results
Un réseau typique d'électrode utilisé pour ce protocole expérimental est représenté sur la figure 1. Il ya 32 électrodes en iridium sur 4 tiges avec 413 μ m 2 de surface géométrique nominale et un μ m hauteur 200. Chaque seconde électrode sur la matrice a été revêtue d'un des quatre revêtements d'électrodes différents, marqués 1 à 4. Les matériaux de revêtement ont été soigneusement choisis pour leurs propriétés chimiques, mécaniques et électrochimiques. Comme mentionné précédemment 10, l'augmentation des temps de dépôt augmentera la surface de l'électrode et l'épaisseur du revêtement, alors que les grandes appliqué actuel ou potentiel peut aussi augmenter le taux de dépôt, des réactions concurrentes peuvent se produire qui affectent le processus de dépôt. Le protocole de dépôt a été optimisé précédemment pour ce polymère conducteur particulier, pour assurer un revêtement reproductible est atteint et il est donc limitée à l'électrode (c'est à dire ne se propage pas à une adjacent électrode) 10.
Après que le réseau d'électrodes a été modifiée, une série d'analyses électrochimiques et optiques doit être entreprise. Dans ce cas, la voltamétrie cyclique (figure 2) et la spectroscopie d'impédance électrochimique (figure 3) ont été utilisés. Ce protocole utilise voltamétrie cyclique sur une grande gamme de potentiel, à partir de la direction de balayage réductrice. Si la densité de charge de l'électrode est nécessaire, les données de voltampérométrie cyclique doivent être transformés en un terrain-heure et soit les régions réductrices ou oxydantes intégrés (Figure 2b). L'impédance est obtenue sur une large plage de fréquence avec une faible amplitude à 0 V. Les données d'impédance peuvent être représentés dans une variété de formats, y compris l'impédance (Figure 3a) ou d'une phase fonction de la fréquence (figure 3b), ou sous forme de Nyquist plot (Figure 3c ).
Laréseau d'électrodes doit être inséré manuellement pour les conseils de queue sont juste à travers la surface du cerveau. Le bruit blanc est utilisé pour stimuler l'activité multi-unité tandis que le microdrive insère lentement le tableau dans le colliculus inférieur (IC) à 200 μ m étapes. La réponse de l'électrode doit être surveillée comme le tableau est inséré, et une fois à peu près les 3 dernières électrodes sur chaque tige affichent activité acoustiquement (figure 4a), le bruit blanc peut être désactivée. Le vivo protocole de stimulation acoustique est alors entreprise. Données de flux typiques de la matrice d'électrodes affiche une forte augmentation de RMS en phase avec l'impulsion de bruit sur une ligne de base stable (figure 5). Il est important de réduire au minimum tout le bruit électrique et acoustique externe pour réduire l'activité de base. A la fin du protocole de stimulation acoustique, le réseau d'électrodes est inséré et rétracté à 200 μ m étapes. L'acoactivité ustically entraîné représenté sous forme d'histogramme peristimulus de temps (PSTH) ou un flux de données brutes à différents postes de réseau d'électrodes dans le CI est représenté dans les figures 4 et 5.
Après l'insertion de la matrice pleine et le processus de rétraction, les électrodes sont rincées avec douceur et testés à nouveau avec le protocole in vitro pour déterminer la stabilité du revêtement. Plus de détails sur les effets de la protéine encrassement peuvent être obtenus à partir d'un article précédent 10.
Les données in vivo peuvent être analysées en détail. Un paramètre crucial pour l'enregistrement neural est le rapport signal-sur-bruit (SNR) 10. Deux électrodes de la même gamme, un enduit et un non couché, étaient initialement pas dans le CI (figure 6a). Après 400 μ m insertion, l'électrode revêtue affiche une augmentation de SNR tandis que l'électrode non revêtue nécessite 1200 μ m insertion.; Le SNR au niveau des deux électrodes varie en différentes positions dans le circuit intégré, mais ne se dégrade pas dans le temps (position). Ceci indique que les neurones sont encore viables au cours de la durée de l'expérience et que les revêtements d'électrode sont stables pour l'utilisation de ce protocole. La variation de SNR de position a été attribué au bruit biologique (nombre et la position des différents neurones au voisinage des électrodes) 10.
Différents niveaux de pression sonore (SPL) peuvent être utilisées pour la stimulation acoustique, tant qu'ils sont au-dessus de seuil acoustique et ne assourdissent l'animal. Le SNR varie en fonction de SPL et doit donc être conforme (figure 6b). Un haut niveau SPL est recommandé pour générer une réponse multi-unité entraînée plus grande, comme une plus grande surface de l'IC sera stimulée, ce qui rend plus facile le placement des électrodes et réduire le bruit biologique, tout en offrant un plus grand nombre de positions d'électrodes pour analys statistiquesest.
Tableaux et figures:
Figure 1. Micrographie optique d'un polymère modifié conductrice réseau d'électrodes. Les étiquettes (1-4) représentent quatre couches différentes, ce qui permet une analyse statistique de chaque revêtement à l'intérieur d'une seule expérience. Une électrode non couché est également marqué. Dans cet exemple, 1-4 sont 15, 30, 45, et 60 fois de dépôt sec de PEDOT-pts. Cliquez ici pour agrandir l'image.
Figure 3. (A) Impédance, (b) de phase et (c) la gamme de haute fréquence d'une parcelle de Nyquist pour le polymère non couché (en pointillés) et la réalisation représentant électrodes enrobées (solides). Cliquez ici pour agrandir l'image.
. Figure 4 Peristimulus histogramme de temps mesuré à chaque électrode, en moyenne plus de 300 répétitions à 70 dB de bruit blanc à deux profondeurs différentes dans le IC; (a) 0 μ m et (b) des profondeurs de 800 μ m d'insertion. Les astérisques indiquent les électrodes enrobées. Cliquez ici pour agrandir l'image.
Figure 5. Données en streaming mesurés à chaque électrode avec 70 dB rafales de bruit blanc à deux profondeurs différentes en til IC, (a) 0 μ m et (b) des profondeurs de 800 μ m d'insertion. Les astérisques indiquent les électrodes enrobées. Cliquez ici pour agrandir l'image.
Figure 6. S ignal à bruit lors de l'insertion et la rétraction de l'ensemble d'électrodes dans l'IC. (A) de 70 dB le bruit blanc au polymère non revêtu (en pointillés) et la conduite représentatif revêtu électrodes (solides) et (b) les niveaux de pression acoustique différente ( 40-70 dB) sur un polymère revêtu électrode conductrice. Cliquez ici pour agrandir l'image.
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Discussion
Ce protocole fournit une méthode de comparaison de neurones revêtements d'électrode d'enregistrement à l'intérieur d'un animal. La conception de l'électrode utilisée est idéal pour l'implantation dans un rat colliculus inférieur (IC), avec des dimensions de même ordre de grandeur. Des variantes de cette électrode tels que plus d'espace entre tiges empêcheraient tous les tiges étant chez le rat IC en même temps, alors que plus des tiges et un pas plus grand entre les électrodes augmentent le risque que les conseils de queue viendra en contact avec la base du crâne pendant l'insertion. Plus petit pas d'électrode augmente le risque de revêtement d'une électrode de contact à une électrode adjacente. La surface de l'électrode aura une incidence sur la réponse d'enregistrement de neurones, et doit donc être conforme à travers des expériences. La zone choisie est idéal pour mesurer l'activité multi-unité, résultant en des données plus cohérentes avec variables distances électrode de neurones. Utilisation de 4 électrodes avec le même revêtement permet une analyse statistique from dans les un les données animales et suffisante peut être obtenue à partir de deux animaux avec 2 matrices d'électrodes différentes (taille de l'échantillon 8 pour chaque matériau). Les revêtements d'électrode ont également été décalés sur chaque tige afin de minimiser l'erreur tel que la mort des neurones lors de l'insertion du réseau d'électrodes au cours de l'expérience ou des effets de champ électrique à partir de la variation de la largeur de la tige de la pointe à la base. Ces types d'erreur donneraient une réponse électrophysiologique différent au niveau des électrodes à l'extrémité de la tige par rapport à celles de la base. Inter-lots variations électrochimiques et électrophysiologiques des réseaux d'électrodes ont été trouvés, par conséquent, il est recommandé une série d'expériences sont réalisées avec des matrices d'électrodes d'un même lot. Un réseau d'électrodes 3D pourrait aussi être utilisée pour recueillir plus de données à partir de l'un animal, même si les soins doivent être prises pour assurer électrodes sont toujours recouverts de transport de masse peut être différent pour les électrodes sur le bord vs CEtiges de Nter.
Les expériences in vitro ont été réalisées dans une solution tampon nondegassed pour mieux représenter les conditions in vivo. Bien que ce ne soit pas critique, il devrait être uniforme dans des expériences pour éviter des variations liées à la réduction de l'oxygène. La composition spécifique de la solution d'essai était basé sur les recommandations du NeuroNexus (communications privées) mais des variations sont possibles, telles que l'addition de l'électrolyte ou l'ajustement du pH. En fin de compte, une solution non réactif hautement conducteur est nécessaire pour s'assurer de la réponse in vitro est dominée par le comportement de l'électrode, mais il doit être compatible entre les expériences. Plus de détails sur l'exécution de l'analyse électrochimique doivent être obtenus à partir de sources appropriées 11. Le revêtement de l'électrode ou de protocole de voltampérométrie cyclique lors de l'utilisation des électrodes à l'iridium doivent être choisis avec soin, comme l'application de potentiels très positifs pour une longue périodes de temps vont former de l'oxyde d'iridium et de modifier les propriétés de l'électrode. En variante, des électrodes de platine peuvent être utilisés, ce qui élimine la possibilité de formation d'oxyde. La vitesse de balayage et la portée potentielle est basée sur la littérature précédente et doivent être cohérentes expériences, même si aucune corrélation entre la densité de charge et la réponse d'enregistrement de neurones ont été vus 10, plus de détails sur ces paramètres seront abordés dans de futures publications. Il est également important de garder les paramètres de l'EIE conforme, que les grandes amplitudes différentes, décalées potentiels et configurations de cellules électrochimiques va modifier la réponse d'impédance.
La gamme de fréquence utilisée pour l'EIE a été discuté dans l'article précédent 10. L'impédance d'électrode pour les implants neuronaux est régulièrement mesurée seulement à 1 kHz. Il peut en résulter une perte d'information significative. Par exemple, une électrode couchés et non couchés peut générer impédance similairevaleurs à 1 kHz (Figure 3a). Cependant, à des fréquences plus basses, ce électrode enrobée possède impédance nettement inférieur. De même pour la phase (Figure 3b), à 1 kHz électrodes couchés et non couchés ont une phase très différents, mais à des fréquences inférieures et supérieures, ils sont similaires. Cette différence dans les propriétés est très apparente sur le diagramme de Nyquist (figure 3c), où l'électrode non revêtu est linéaire alors que l'électrode enduite possède un demi-cercle à hautes fréquences et une réponse verticale à basse fréquence.
Le noyau central du circuit intégré d'un modèle animal de rat a été choisi comme site approprié pour comparer les électrodes d'enregistrement en raison de sa facilité d'accès, de taille relativement importante, et l'innervation monaural directe via le noyau cochléaire controlatéral. L'arrangement tonotopique permet un positionnement initial facile de la sonde et la livraison de fréquences des sons purs peut également être utilisé pour aider àplacement de la sonde. Pendant électrode insertion de tableau dans le CI, l'activité neuronale au bruit blanc est surveillée. En fonction de l'angle et le positionnement précis de l'ensemble d'électrodes, une tige latérale peut enregistrer une réponse acoustique entraînée uniquement sur l'électrode la plus distale pendant que la tige présente une activité controlatérale sur trois ou quatre électrodes. La configuration spécifique de l'activité sur le réseau d'électrodes n'est pas critique, car seule une série de réponses d'enregistrement sur chaque électrode sont tenus avec différentes distances électrode-neuronales. Si l'activité n'est pas visible sur l'ensemble des quatre branches, le réseau d'électrodes peut ne pas être dans la position correcte. Dans cette situation, la matrice doit être complètement rétracté, sa position par rapport à la ligne médiane et lambda ajustée légèrement, puis réinséré. Si plusieurs endroits dans le seul animal ont été sans succès implanté, les barres d'oreilles doivent être vérifiées pour un positionnement correct. Inspection des données de flux peut indiquer des problèmes d'esprith d'une électrode, par exemple une électrode sur la figure 5 ne montre grand bruit par rapport aux autres électrodes, ceci a été attribuée à un connecteur défaillant, et explique l'absence de réponse dans l'PSTH (Figure 4).
La chirurgie décrite dans ce protocole accède au colliculus inférieur droit avec le haut-parleur dans la barre de l'oreille gauche. Cela pourrait facilement être modifié pour mettre le haut-parleur sur la barre de l'oreille droite et le réseau d'électrodes dans le IC gauche.
Ce protocole a été conçu pour une utilisation avec des revêtements d'électrodes sur disponibles dans le commerce matrices d'électrodes (NeuroNexus). Ce protocole d'essai spécifique peut ne pas convenir à différentes configurations d'électrodes. Par exemple, l'insertion des matrices de substrat souple de polyimide et de la comparaison avec les tableaux de style Utah peut être difficile. Les matériaux doivent aussi être compatibles avec ces tableaux, que certaines matières ou leurs méthodes de revêtement peuvent dégrader lasondes. Certains problèmes potentiels sont qu'une méthode de dépôt sous vide doit s'assurer que les électrodes sont revêtues; solvants utilisés ne doivent pas se dissolvent ou etch le métal, le silicium ou le fil liaison encapsulation, et des températures de traitement ne doit pas être trop élevé. Ce protocole aussi ne teste pas la performance chronique de l'implant comme le montre Ludwig et al. 12 Néanmoins, ce protocole peut être étendu pour inclure de nombreux autres configurations d'électrodes, les types de matériels et les protocoles de test. Par exemple d'autres techniques analytiques peuvent être utilisées pour les essais in vitro. Le nettoyeur enzymatique peut être modifié à d'autres traitements pour mieux comprendre l'électrode encrassement se produisant lors de l'implantation aiguë. D'autres procédés de dépôt peuvent aussi être utilisés pour modifier les électrodes. Cependant, les électrodes non couchés devraient toujours être inclus comme une référence à des électrodes de test.
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Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
Les auteurs reconnaissent le soutien de l'Australian Research Council à travers le Centre d'excellence pour Electromaterials science.Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Programmable Attenuator | TDT | PA5 | Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies |
| Electrostatic speaker driver | TDT | ED1 | Drives the electrostatic speakers (EC1) |
| Coupled electrostatic speaker | TDT | EC1 | Delivers sound to the animal |
| Processing base station | TDT | RZ2 | Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier) |
| Preamplifier | TDT | PZ2-256 | 256-channel high impedance preamplifier |
| Multifunction Processor | TDT | RX6 | Used to generate acoustic stimuli |
| Multichannel electrode | NeuroNexus Technologies | A4 × 8–5mm-200-200-413 | 4-shank 32-channel electrode array |
| Potentiostat | CH Instruments | CHI660B | Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684) |
| Multiplexer | CH Instruments | CHI684 | Switches between electrodes on the potentiostat |
| Disodium phosphate | Fluka | 71644 | Used in the test solution |
| 3,4-Ethylenedioxythiophene (EDOT) | Sigma Aldrich | 483028 | An electrode coating material |
| para-Toluene sulfonate (Na2pTS) | Sigma Aldrich | 152536 | An electrode coating material |
| Urethane | Sigma Aldrich | U2500 | Used to anesthetize the animal |
| Silver/Silver chloride electrode | CH Instruments | CHI111 | Used for testing the electrode in vitro |
| Platinum electrode | CH Instruments | MW4130 | Used for testing the electrode in vitro |
| Motorized microdrive | Sutter Instruments | DR1000 | To control the electrode array position during surgery |
| Enzymatic cleaner | Advanced Medical Optics | Ultrazyme | Cleans the protein off the electrode array after implantation |
| Acoustic enclosure | TMC Ametek | 83-501 | Isolates the animal from acoustic and electrical noise |
| Stereotaxic frame | David Kopf Instruments | 1430 | Secures and positions the animal |
| Temperature controller | World Precision Instruments | ATC1000 | Controls the animal temperature |
| Bone drill | KaVo Dental | K5Plus | Used to perform the craniectomy |
| Aspirator | Flaem | Suction pro | Used to perform the craniectomy |
References
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- Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. J. Neural Eng. 3, 59 (2006).
