Eine Methode zur systematischen Elektrochemische und elektrophysiologische Bewertung der Neural Aufzeichnungselektroden

Summary

Verschiedene Elektrodenbeschichtungen beeinflussen neuronale Aufnahmeleistung durch Änderungen an elektrochemischen, chemischen und mechanischen Eigenschaften. Vergleich der in vitro-Elektroden ist relativ einfach, jedoch Vergleich der in vivo-Reaktion wird typischerweise durch Variationen Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tieren und kompliziert. Dieser Artikel bietet eine robuste Methode, um neuronale Aufzeichnungselektroden vergleichen.

Abstract

Neue Materialien und Designs für Neuroimplantate werden in der Regel getrennt geprüft werden, mit einer Demonstration von Leistung, aber ohne Bezug auf andere Implantateigenschaften. Dies verhindert eine rationale Auswahl eines bestimmten Implantats als optimal für eine bestimmte Anwendung und der Entwicklung von neuen Materialien auf der Basis der kritischen Leistungsparameter. Dieser Artikel entwickelt ein Protokoll für die in vitro-und in vivo-Tests von neuralen Aufzeichnungselektroden. Empfohlene Parameter für elektrochemische und elektrophysiologische Tests sind mit die wichtigsten Schritte und mögliche Probleme diskutiert dokumentiert. Diese Methode eliminiert oder reduziert die Auswirkungen von vielen in einfacher in-vivo-Tests Paradigmen, vor allem Schwankungen in Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tier und Modellen vorhanden systematische Fehler. Das Ergebnis ist eine starke Korrelation zwischen der kritischen in vitro-und in vivo-Reaktionen, wie z. B. Impedanz und signal-Rausch-Verhältnis. Dieses Protokoll kann leicht an andere Elektrode Materialien und Designs zu testen. Die in-vitro-Techniken können zu jedem anderen zerstörungsfreien Methode erweitert, um weitere wichtige Leistungsindikatoren zu bestimmen. Die zur chirurgischen Ansatz in der Hörbahn verwendeten Prinzipien können auch auf andere Regionen oder neuralen Gewebes verändert werden.

Introduction

Nervenimplantate werden zunehmend für die Forschung verwendet werden, die Steuerung der Prothetik und der Behandlung von Erkrankungen, wie Parkinson-Krankheit, Epilepsie und sensorischen Verlust ^1,2. Messen und / oder Steuern sowohl der chemischen und elektrischen Zusammensetzung des Gehirns ist die Basis für alle Nervenimplantate. Jedoch ist es wichtig, eine Behandlung, nur wenn das neuronale Gewebe in aberranten Zustand Nebenwirkungen reduzieren ³ verabreichen. Zum Beispiel Gehirnstimulatoren für Epilepsie-Behandlung sollte nur einen elektrischen Impuls an das Gehirn während einer Beschlagnahme gelten. Einige Nebenwirkungen können Dystonie, Gedächtnisverlust, Verwirrtheit, Beeinträchtigung der kognitiven Funktion, induziert Halluzinationen, Depressionen oder Anti-Depression ^3,4 sein. In vielen Geräten ist ein geschlossenes Kreislaufsystem daher erforderlich, die elektrische Aktivität zu erfassen und Stimulation ausgelöst wird, wenn ein anormaler Zustand festgestellt wird. Aufnahme Elektroden werden auch verwendet, um zu steuern proprothetischen Geräte. Es ist kritisch, um die Ziel neuronale Aktivität mit der höchstmöglichen Signal-zu-Rausch-Verhältnis, um die genaueste Auslösung und Gerätesteuerung zu erreichen aufzuzeichnen. Ein großes Signal-zu-Rausch-Verhältnis ist auch für Forschungsanwendungen sehr wünschenswert, da mehr zuverlässige Daten erhalten werden können, was zu weniger Testpersonen erforderlich. Dies ermöglicht auch ein besseres Verständnis der Mechanismen und Signalwege in neuronalen Stimulation und Aufzeichnung beteiligt.

Nach ein neuronales Implantat in das Gehirn platziert worden sind, wird eine Immunantwort ausgelöst ^5,6. Der Zeitverlauf der Reaktion ist im allgemeinen in akuten und chronischen Phasen unterteilt, die jeweils aus verschiedenen biologischen Prozessen ^7. Die Immunantwort kann dramatische Auswirkungen auf die Leistung des Implantats, wie z. B. Isolierung von den Elektroden von den Zielneuronen durch Einkapselung in einer glialen Narbe oder chemischen Abbau der Implantatmaterialien ⁸ haben.Dies kann das Signal-zu-Rausch-Verhältnis eines Aufzeichnungselektrode und die Ausgangsleistung einer Stimulationselektrode und zum Ausfall der Elektrode ⁹ zu reduzieren. Die sorgfältige Auswahl der Implantat-Design und Materialien sind notwendig, um über die Implantatversagen Lebenszeit zu verhindern.

Viele verschiedene Materialien und Implantat-Designs sind kürzlich entwickelt worden, um das Signal-zu-Rausch-Verhältnis und Stabilität des Implantats für neuronale Aufnahme zu verbessern. Elektrodenmaterialien sind Platin, Iridium, Wolfram, Iridiumoxid, Tantaloxid, Graphen, Kohlenstoff-Nanoröhren, dotierte leitende Polymere und kürzlich Hydrogele enthalten. Getestet Substratmaterialien gehören auch Silizium, Siliziumoxid, Siliziumnitrid, Seide, Teflon, Polyimid und Silikon. Verschiedene Modifikationen Elektrode wurden ebenfalls untersucht, unter Verwendung von Beschichtungen, wie Laminin, Neurotrophine oder selbstorganisierte Monolagen und Anwendungen mit elektrochemischen, Plasma und optische Techniken. Implantatdesign-, 2 - oder 3-dimensional mit den Elektroden in der Regel an der Spitze eines isolierenden Sonde oder an der Kante eines Schaftes zum Durchdringen von Elektroden oder in einem 2-dimensionalen Array für Kortexoberfläche Implantate s könnte 1 sein. Unabhängig von Elektroden-Design oder Material hat typischerweise bisherigen Literatur demonstriert die Leistungsfähigkeit des neuen Implantats ohne Bezugnahme auf andere Implantat-Konstrukte. Dies verhindert, dass eine systematische Bewertung ihrer Eigenschaften.

Dieses Protokoll liefert ein Verfahren für den Vergleich verschiedener Elektrodenmaterialien über eine Reihe von analytischen und elektrophysiologischen Techniken. Es ist auf einem kürzlich erschienenen Artikel, die 4 verschiedene dotierte leitende Polymerbeschichtungen (Polypyrrol (ppy) und Poly-3 ,4-ethylendioxythiophen (PEDOT) mit Sulfat-dotierte (SO ₄₎ oder p-Toluolsulfonat (PTS)) und 4 verglichen basierend unterschiedliche Beschichtungsdicken ^10. Dieser Artikel gefunden, ein Material, PEDOT-pTS mit einem 45 sec Abscheidungszeitden höchsten Signal-zu-Rausch-Verhältnis und Spike Zahl mit der kleinsten Grundrauschen und dass diese Parameter waren abhängig von der Elektrodenimpedanz. PEDOT-pTS angezeigt auch überlegen akuten Biostabilität Vergleich zu den anderen dotierten leitenden Polymeren und nackten Iridium-Elektroden. Das Protokoll ermöglicht die kritischen Parameter, die die Signal-zu-Rausch-Verhältnis und die Stabilität bestimmt und verwendet, um die Leistung der neuronalen Aufnahme Elektroden weiter zu verbessern.

Protocol

Das Protokoll wurde von der La Trobe University (09-28P) und RMIT University Tierethikkommissionen (1315) genehmigt worden.

1. Vorbereitung der Elektrode und Vorläufige in vitro Test

1. Bereiten Elektrodenbeschichtung Ablagerung Lösungen, zum Beispiel 10 mM 3,4-Ethylendioxythiophen (EDOT) und 0,1 M Natrium-para-Toluensulfonat (Na ₂ Punkte) zu Poly-3 ,4-ethylendioxythiophen-PTS (PEDOT-Punkte) zu bilden.
2. Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten.
3. Legen Sie das Elektrodenarray in die Beschichtungslösung und festklemmen.
4. Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Beschichtungslösung und die Verbindung zu einem Potentiostaten.
5. Mit den Potentiostaten Kaution Beschichtungen auf den gewünschten Elektroden. Abscheidungsbedingungen (Potential, Strom und Zeit) werden in Abhängigkeit von den gewünschten Beschichtungen variieren. Für PEDOT-pTS Beschichtungen, eine angewandte potential von 1 V für 15, 30, 45 oder 60 Sekunden verwendet wurde. Vier Elektroden, die auf das Array mit der Beschichtung in einer versetzten Konfiguration (Fig. 1) aufgetragen werden.
6. Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Abscheidungslösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen.
7. Wiederholen Sie den Beschichtungsverfahren mit anderen Materialien, wie gewünscht.
8. Bereiten In-vitro-Testlösung (0,3 M Di-Natriumphosphat (Na ₂ HPO ₄₎ in VE-Wasser).
9. Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten.
10. Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen.
11. Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und eine Verbindung zu einem Potentiostaten.
12. Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 00,8 auf -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec) auf allen Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde.
13. Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen.
14. Führen Sie bei Bedarf weitere Analysen wie optische Mikroskopie.
15. Speicher-Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um eine Beschädigung und Verschlechterung der Elektrodenoberflächen zu verhindern.

2. Elektrodenimplantations

1. Wiegen Sie die Ratte.
2. Injizieren Urethan (20% w / v in destilliertem Wasser, 1,3 g / kg ip) bei Nichtrück Anästhesie.
3. Stellen Sie sicher, Anästhesie Beginn durch Testen auf einer Zehe Prise Rückzug Reflex. Wenn Anästhesie nicht ausreichen, sollten zusätzliche Dosen verabreicht werden Urethan (0,3 g / kg ip).
4. Bewerben Auge Schmiermittel und dann rasieren den Kopf des einimal.
5. Legen Sie das Tier in Bauchlage auf einem homöothermen Platte und legen Sie eine rektale Sonde (37,5 ° C).
6. Legen Sie ein Ohr bar in die etwa erwarteten endgültigen Position innerhalb der stereotaktischen Rahmen, und stellen Sie dann das Tier, um das Ohr Bar im äußeren Gehörgang zu positionieren.
7. Richten Sie den zweiten Ohrbügel in der kontralateralen äußeren Gehörgang. Verschieben des Tieres in den Ohrstangen mit dem Zahnhalter auszurichten.
8. Mit Rattenzahnzange, öffnen Sie das Tier Kiefer, haken die oberen Schneidezähne über die Zahnhalter und klemmen Sie die Nase an Ort und Stelle.
9. Erstelle einen Einschnitt in der Haut des Kopfes, etwa 1 mm nach rechts von der Mittellinie und von 10 mm bis 10 mm rostral Schwanz von Lambda.
10. Fahren Sie die Haut und Muskeln seitlich aus dem Einschnitt, den parietalen und interparietal Knochen Mit 20% iger Wasserstoffperoxidlösung und eine Gaze aussetzen, reiben Sie die Oberfläche des freigelegten Knochen.
11. Bohren Sie ein Loch von etwa3 mm ² in der interparietal Knochen nahe Lambda und der Mittellinie wie möglich und entfernen Sie die Knochen-Stecker. Mit einer sterilen Kochsalzlösung, spülen Sie das Loch, um jeden Knochen Staub oder Fragmente, die die Elektrode zu beschädigen, zu entfernen.
12. Mit stumpfen Schere stumpf, sezieren unter dem Genick und schaffen einen Hohlraum. Wickeln Sie ein Ag / AgCl-Draht in Watte, sättigen sie mit Kochsalzlösung und legen Sie dann die Referenzelektrode in den Hohlraum.
13. Einen Einschnitt in der Dura mater auf der Sagittalebene mit der Spitze einer Nadel.
14. Bringen Sie die Elektroden-Array an die Elektrode Manipulator und mit einem 19 ° Winkel rostro-kaudale stellen Sie ihre Position über der Öffnung. Fügen Sie manuell die Elektrode ca. 2 mm in das Gehirn in Richtung des Colliculus inferior.
15. Befestigen Sie den Lautsprecher an der linken Hohl Ohr-Bar.
16. Sicherstellen, dass der Verstärker eingeschaltet ist. Dann überprüfen Tier Anästhesie vor der Versiegelung die Aufnahmekammer.

3.In-vivo-Tests

1. Geben Sie weißes Rauschen Bursts (Gaussian verteilt Lärm, 1-44 kHz, 10 ms Anstiegs-Abfallzeit) und überwachen die Aktivitäten auf jeder Elektrode. Die maximale Geschwindigkeit, mit der platzt geliefert werden sollte ist eine Burst alle 200 msec.
2. Mit dem motorisierten Microdrive, langsam legen Sie die Elektroden-Array, bis akustisch getragene Tätigkeit basiert auf den drei am meisten distalen Elektroden auf jeder Schaft aufgezeichnet (die Anzahl und Position der Elektroden Aufzeichnungsaktivität kann mit Platzierung der Elektroden oder Elektroden-Design variieren).
3. Führen Sie die akustische Stimulation-Protokoll mit 300 Wiederholungen von 50 msec weißes Rauschen Bursts (Gauß-verteiltem Rauschen, 1-44 kHz, 10 ms Anstiegs-Abfallzeit) mit einer 1 Sek. Wiederholungsrate bei 70 dB, und notieren Sie die Mehrfach-Aktivität an jeder Elektrode ( 24,4 kHz Samplingrate).
4. Langsam legen Sie die Elektrodenanordnung weitere 200 μ m in den IC, um jede Elektrode in etwa die gleiche Position wie die mehr distalen Elektrode von th positionierenE anfänglichen Aufnahmeposition.
5. Wiederholen Sie die akustische Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll.
6. Weiterhin Einsetzen der Elektrodenanordnung in 200 μ m und Durchführen der Schritte akustische Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll, bis alle Elektroden akustisch angetrieben Aktivität von mindestens 3 Stufen (typischerweise 8-12 Elektrodenpositionen insgesamt) aufgezeichnet.
7. Fahren Sie das Elektrodenarray in 200 μ m-Schritte und weiter die Durchführung der akustischen Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll, bis der erste Elektrodenarray Position erreicht ist.
8. Das Elektrodenarray vorsichtig von Hand zurückzuziehen.
9. Spritzen Sie eine Überdosis Natrium-Pentobarbital (Lethobarb, 200 mg / kg ip), das Tier einschläfern.
10. Vorsichtig spülen Sie die Elektrodenarray mit destilliertem Wasser. Dann speichern Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um Schäden und Abbau der Elektrodenoberflächen zu verhindern.

4. Post-Implantation in vitro Testing

1. Vorsichtig spülen Sie die Elektrodenarray mit destilliertem Wasser, um Verunreinigungen zu entfernen.
2. Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten.
3. Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen.
4. Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und die Verbindung zum Potentiostaten.
5. Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 0,8 bis -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec ) für alle Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde.
6. Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen.
7. Pschnüren das Elektrodenarray in einer enzymatischen Reinigungslösung für 24 Stunden.
8. Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Lösung und spülen mit destilliertem Wasser.
9. Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten.
10. Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen.
11. Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und die Verbindung zum Potentiostaten.
12. Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 0,8 bis -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec ) für alle Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde.
13. Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung undsanft mit deionisiertem Wasser abspülen.
14. Speicher-Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um eine Beschädigung und Verschlechterung der Elektrodenoberflächen zu verhindern.

Representative Results

Eine typische Elektrodenanordnung für diese verwendete Experimentalprotokoll ist in Fig. 1 gezeigt. Es gibt 32 Iridium-Elektroden auf 4 Schäfte mit 413 μ m ² Nenn geometrische Fläche und einem 200 μ m Steigung. Jede zweite Elektrode auf dem Array ist mit einem von vier unterschiedlichen Elektrodenbeschichtungen mit 1-4 beschichtet wurde. Die Lacke wurden im Hinblick auf ihre chemische, mechanische und elektrochemische Eigenschaften gewählt. Wie bereits erwähnt, ^10, erhöht Abscheidungszeiten der Elektrodenfläche und der Beschichtungsdicke zu erhöhen, während größere angewendet aktuellen oder potenziellen kann auch die Abscheidungsrate, Konkurrenzreaktionen können auftreten, die den Herstellungsprozess beeinflussen. Die Abscheidungsprotokoll zuvor für diesen bestimmten leitenden Polymer optimiert, um sicherzustellen, eine reproduzierbare Beschichtung erreicht wird und so mit der Elektrode beschränkt ist (dh nicht zu einer Adjace verbreitennt-Elektrode) ^10.

Nachdem die Elektrodenanordnung modifiziert wurde, sollte eine Reihe von optischen und elektrochemische Analysen durchgeführt werden. In diesem Fall zyklische Voltammetrie (Fig. 2) und die elektrochemische Impedanzspektroskopie (Fig. 3) eingesetzt wurden. Dieses Protokoll verwendet Cyclovoltammetrie über einen großen Potentialbereich, beginnend bei der reduktiven Abtastrichtung. Wenn die Elektrode Ladungsdichte erforderlich ist, sollten die cyclovoltammetrische Daten zu einem Strom-Zeit-Diagramm umgewandelt werden und entweder die reduktive oder oxidative Regionen integriert (Bild 2b). Die Impedanz über einen breiten Frequenzbereich mit einer kleinen Amplitude auf 0 V. Die Impedanzdaten können in einer Vielzahl von Formaten, einschließlich Impedanz (3a) gegenüber der Frequenz oder der Phase (3b) oder als Ortskurve (Fig. 3c dargestellt werden erhalten ).

DieElektrodenarray manuell eingefügt werden, so die Schaft Tipps sind nur durch die Hirnoberfläche. Weißes Rauschen wird zum Multi-Unit-Aktivität zu fahren, während die Microdrive fügt sich langsam das Array in der Colliculus inferior (IC) in 200 μ m Schritten. Die Elektrodenreaktion zu überwachen, wie die Anordnung eingefügt werden, und wenn etwa die unteren Elektroden 3 sind an jedem Schaft Anzeige akustisch angetriebenen Aktivität (Fig. 4a), kann das weiße Rauschen ausgeschaltet werden. Die akustische Stimulation in vivo-Protokoll wird dann durchgeführt. Typische Stromdaten von der Elektrodenanordnung wird eine große Zunahme der RMS synchron mit dem Rauschimpuls über eine stabile Basislinie (Fig. 5) angezeigt. Es ist wichtig, alle externe elektrische und akustische Rauschen zu minimieren, um die Grundaktivität zu verringern. Nach Beendigung des akustischen Stimulationsprotokoll wird die Elektrodenanordnung eingesetzt und in 200 μ m Stufen zurückgezogen. Die acoustically angetrieben Aktivität als peristimulus Histogramm (PSTH) oder Rohdatenstrom bei verschiedenen Elektrodenanordnungspositionen in der IC dargestellt ist in den 4 und 5 gezeigt.

Nach dem vollständigen Array Ein-und Ausfahren Verfahren werden die Elektroden sanft gespült und mit dem in vitro-Protokoll erneut getestet, um die Beschichtungsstabilität zu bestimmen. Weitere Einzelheiten zu den Wirkungen von Proteinrückstände aus einem früheren Artikel ¹⁰ erhalten werden.

Die in vivo Daten umfassend analysiert werden. Ein wesentlicher Parameter für die neuronale Aufnahme ist das Signal-zu-Rausch-Verhältnis (SNR) ^10. Zwei Elektroden aus dem gleichen Array, einer beschichteten und einer unbeschichteten, waren anfänglich nicht in der IC (Fig. 6a). Nach 400 μ m Insertion, zeigt das beschichtete Elektrode eine Erhöhung der SNR, während der unbeschichteten Elektrode erfordert 1.200 μ m Insertion.; Das SNR an beiden Elektroden schwankt bei verschiedenen Positionen in der IC, aber nicht über die Zeit (Position) zu verschlechtern. Dies zeigt, daß die Neuronen noch lebensfähig über den Verlauf des Experiments und die Elektrodenbeschichtungen bei Verwendung dieses Protokolls sind stabil. Die Variation der SNR mit Position auf biologische Rauschen (unterschiedliche Anzahl und Position der Neuronen in der Nähe der Elektroden) ¹⁰ zurückgeführt.

Verschiedene Schalldruckpegel (SPL) für die akustische Stimulation, solange sie über akustische Schwelle und nicht das Tier zu betäuben verwendet werden. Der SNR variiert mit SPL und muss daher im Einklang (Abbildung 6b) sein. Ein hoher SPL zur Erzeugung eines größeren Mehreinheit angetrieben Reaktion zu empfehlen, da eine grßere Fläche des IC wird angeregt, so dass die Elektrodenplatzierung leichter und reduziert die biologische Rauschen während auch eine größere Anzahl von Elektrodenpositionen für statistische analysist.

Tabellen und Abbildungen:

1. Lichtmikroskopische Aufnahme eines leitenden Polymer modifizierten Elektroden-Array. Die Etiketten (1-4) stellen vier unterschiedliche Beschichtungen, so dass eine statistische Analyse einer jeden Beschichtung in einem einzigen Experiment. Einer unbeschichteten Elektrode ist ebenfalls markiert. In diesem Beispiel 4.1 sind 15, 30, 45, und 60 sec Abscheidungszeiten von PEDOT-Pkt. Klicken Sie hier für eine größere Ansicht.

Cyclovoltammogramm von einem leitenden Polymer beschichtete Elektrode (durchgezogene Linie) angezeigt gegenüber (a) Potential und (b) Zeit mit Oxidation und Reduktion Aufpreis für Elektrode Ladungsdichte-Messungen beschattet. Eine unbeschichtete Elektrode (gestrichelte Linie) ist für gezeigt Vergleich. Klicken Sie hier für eine größere Ansicht.

3. (A) Impedanz, (b) Phase und (c) Hochfrequenzbereich einer Ortskurve für repräsentative unbeschichteten (gestrichelt) und leitenden Polymer beschichtet (fest)-Elektroden. Klicken Sie hier für eine größere Ansicht.

. 4 Peristimulus Zeit-Histogramm gemessen an jeder Elektrode, gemittelt über 300 Wiederholungen von 70 dB weißes Rauschen in zwei unterschiedlichen Tiefen in der IC (a) 0 μ m und (b) 800 μ m Eintauchtiefen. Sternchen zeigen die beschichteten Elektroden. Klicken Sie hier für eine größere Ansicht.

5. Streaming-Daten, gemessen bei jeder Elektrode mit 70 dB weißes Rauschen Bursts in zwei unterschiedlichen Tiefen in ter IC; (a) 0 μ m und (b) 800 μ m Eintauchtiefen. Sternchen zeigen die beschichteten Elektroden. Klicken Sie hier für eine größere Ansicht.

6. S ignal-Rausch-Verhältnis beim Einsetzen und Zurückziehen der Elektrodenanordnung in der IC. (A) von 70 dB weißes Rauschen an repräsentativen unbeschichteten (gestrichelt) und leitenden Polymer beschichtet (fest) Elektroden und (b) verschiedenen Schalldruckpegel ( 40-70 dB) auf einem leitfähigen Polymer beschichtete Elektrode. Klicken Sie hier, um größere imag ansehenE.

Discussion

Dieses Protokoll liefert ein Verfahren für den Vergleich von neuralen Aufzeichnungselektrodenbeschichtungen in einem Tier. Die Elektrodenkonstruktion verwendet wird, ist ideal für die Implantation in einem Ratten Colliculus inferior (IC), mit Abmessungen von einer ähnlichen Größenordnung. Variationen dieses Elektrode, wie mehr Platz zwischen Schäfte würde verhindern, dass alle Schäfte in der Ratte IC in der gleichen Zeit, während längere Schenkel und einen größeren Abstand zwischen den Elektroden zu erhöhen das Risiko, dass die Schaft Tipps werden in Kontakt mit der Basis des Schädels kommen während der Einführung. Kleiner Elektrodenabstand erhöht die Gefahr der Beschichtung von einer Elektrode einer benachbarten Elektrode in Kontakt. Die Elektrodenfläche wird auf die neuronale Aufnahme Antwort und ist daher konsistent Versuche. Die gewählte Gebiet ist ideal für die Messung Multi-Unit-Aktivität, was zu mehr konsistenter Daten mit variabler Elektrode-Neuron-Distanzen. Mit vier Elektroden mit der gleichen Beschichtung ermöglicht eine statistische Analyse fROM innerhalb der ein Tier und ausreichende Daten von 2 Tieren mit 2 verschiedenen Elektrodenanordnungen (8 Probengröße für jedes Material) erhalten werden. Die Elektrodenbeschichtungen auch auf jeder Schaft versetzt worden, um Fehler wie Neuron Tod zu minimieren, während Sie die Elektrodenanordnung über den Verlauf des Experiments oder elektrische Feldeffekte aus der Veränderung der Schaftbreite von der Spitze zur Basis. Diese Art von Fehler würde eine andere elektro Reaktion an den Elektroden an der Spitze des Schaftes im Vergleich zu denen an der Basis zu geben. Zwischenstapelelektrochemische und elektrophysiologische Veränderungen von den Elektrodenanordnungen gefunden, es wird daher empfohlen, daß eine Reihe von Experimenten mit Elektrodenanordnungen aus der gleichen Charge durchgeführt. Ein 3D-Elektroden-Array könnte auch verwendet werden, um weitere Daten aus dem ein Tier zu sammeln, obwohl darauf zu achten, um zu gewährleisten, werden konsequent Elektroden beschichtet werden, wie Massentransport kann unterschiedlich zu den Elektroden werden am Rand vs ceGünter Schenkel.

Die in vitro Experimente wurden in einer Pufferlösung nichtentgasten Bedingungen in vivo besser darstellen geführt. Obwohl dies nicht kritisch ist, sollte es konsistent Experimente Variationen mit Sauerstoffreduktion zugeordnet verhindern. Die spezifische Zusammensetzung der Testlösung wurde auf den Empfehlungen Neuronexus (private Kommunikation) beruht, sondern Abwandlungen möglich sind, wie die Zugabe von Elektrolyten oder der pH-Wert. Schließlich wird ein hochleitfähigen, nichtreaktiven Lösung erforderlich, um sicherzustellen, dass die in vitro-Reaktion wird durch die Elektrode Verhalten dominiert, sollte aber konsistent Versuche. Weitere Einzelheiten zur Durchführung der elektrochemischen Analyse sollte von geeigneten Quellen ¹¹ erhalten werden. Die Elektrodenbeschichtung oder cyclovoltammetrische Protokoll bei Verwendung Iridium Elektroden müssen sorgfältig hinsichtlich der Anwendung der sehr positiven Potentialen für längere Zeit gewählt werden,s der Zeit wird Iridium-Oxid zu bilden und die Elektrodeneigenschaften zu verändern. Alternativ können Platinelektroden verwendet werden, wodurch die Möglichkeit der Oxidbildung. Die Abtastrate und Potentialbereich wird auf früheren Literatur und muss in der gesamten Experimente sein, obwohl keine Zusammenhänge zwischen Ladungsdichte und neuronale Aufnahme Reaktion wurden gesehen, ^10, weitere Details über diese Parameter in Zukunft Publikationen angesprochen werden. Es ist auch wichtig, um die EIS-Parameter konsistent zu halten, als große Amplituden, unterschiedliche Offsetpotentiale und elektrochemische Zelle Konfigurationen werden die Impedanzgang ändern.

Der für die EIS verwendeten Frequenzbereich wurde in der vorhergehenden Artikel ¹⁰ diskutiert. Die Elektrodenimpedanz für neuronale Implantate routinemäßig nur bei 1 kHz gemessen. Dies kann zu einem signifikanten Verlust von Daten führen kann. Zum Beispiel kann ein unbeschichteten und beschichteten Elektrode ähnlich Impedanz erzeugen-Werte bei 1 kHz (Fig. 3a). Jedoch bei niedrigeren Frequenzen, diese beschichtete Elektrode besitzt deutlich niedriger Impedanz. Ähnlich der Phase (3b), bei 1 kHz die unbeschichteten und beschichteten Elektroden haben eine sehr unterschiedliche Phase bei niedrigeren und höheren Frequenzen sie ähnlich sind. Dieser Unterschied in den Eigenschaften auf der Ortskurve (Fig. 3c), wobei die unbeschichtete Elektrode ist linear, während die beschichtete Elektrode besitzt einen Halbkreis bei hohen Frequenzen und eine vertikale Reaktion bei niedrigen Frequenzen sehr deutlich.

Der zentrale Kern der IC eines Rattentiermodell wurde als geeigneter Standort für den Vergleich von Aufzeichnungselektroden durch seine gute Erreichbarkeit, relativ groß und Direkt Mono Innervation über der kontralateralen Cochlea-Kern gewählt. Die Anordnung ermöglicht eine einfache tonotopen anfängliche Positionierung der Sonde und Lieferung von reinen Ton-Frequenzen kann auch verwendet werden, um mit HilfeSonde Platzierung. Während Elektrodenanordnung Einsetzen in die IC wird die neuronale Aktivität zu weißem Rauschen verfolgt. Je nach Winkel und präzise Positionierung der Elektrodenanordnung kann eine seitliche Schaft eine akustisch angetrieben Antwort nur auf die distale Elektrode zu registrieren, während die kontralaterale Schenkel zeigt Aktivität auf 3 oder 4 Elektroden. Die spezifische Aktivitätsmuster über der Elektrodenanordnung ist nicht kritisch, da nur eine Reihe von Aufnahme Antworten auf jede Elektrode mit unterschiedlichen Elektroden Neuron Entfernungen erforderlich. Wenn Aktivität wird nicht von allen Schäften 4 zu sehen, kann die Elektrodenanordnung nicht in der richtigen Position befinden. In diesem Fall sollte die Anordnung vollständig zurückgezogen wird, seine Position relativ zu der Mittellinie und Lambda leicht eingestellt und dann wieder eingesetzt. Wenn mehrere Stellen in dem ein Tier implantiert wurden erfolglos, sollte die Ohrstäbe für die korrekte Positionierung überprüft werden. Die Untersuchung der Datenstrom kann Probleme geben with eine Elektrode, beispielsweise eine Elektrode in Fig. 5 zeigt nur die großen Lärm im Vergleich zu den anderen Elektroden, wurde dieses zu einem fehlerhaften Verbinder zurückzuführen und erklärt die Abwesenheit der Antwort in der PSTH (Abbildung 4).

Die in diesem Protokoll beschriebenen Operation greift auf den rechten inferioren Colliculus mit dem Lautsprecher im linken Ohr-Bar. Dies könnte leicht geändert werden, um den Lautsprecher auf der rechten Ohr-Bar und der Elektrodenanordnung in die linke IC setzen.

Dieses Protokoll wurde für die Verwendung mit Elektrodenbeschichtungen auf handelsüblichen Elektrodenarrays (Neuronexus) ausgelegt. Diese spezifische Testprotokoll nicht geeignet für verschiedene Elektrodenkonfigurationen sein. Zum Beispiel kann der flexible Einführungs Polyimidsubstrat Arrays und Vergleich mit Utah Stil Arrays schwierig sein. Die Materialien müssen auch mit dieser Arrays kompatibel sein, da bestimmte Materialien oder deren Beschichtungsverfahren kann sich verschlechtern, dieSonden. Einige potentielle Probleme sind, dass ein Vakuumabscheidungsverfahren muss gewährleisten, dass nur die Elektroden beschichtet sind, Lösungsmittel verwendet werden, müssen nicht auflösen oder Ätzen der Metall-, Silizium-oder Drahtbond-Einkapselung und Verarbeitungstemperaturen dürfen nicht zu hoch sein. Dieses Protokoll ist auch die chronische Leistung des Implantats, wie in gezeigt, nicht testen Ludwig et al. ¹² Dennoch kann dieses Protokoll erweitert, um viele andere Elektrodenkonfigurationen, Materialarten und Testprotokolle werden. Zum Beispiel können andere analytische Techniken für die in vitro-Tests verwendet werden. Die enzymatische Reiniger kann auf andere Behandlungen modifiziert, um die Elektrodenverschmutzung während akuter Implantation auftreten, besser zu verstehen sein. Andere Abscheidungsverfahren können ebenfalls verwendet werden, um die Elektroden zu modifizieren. Jedoch sollte unbeschichteten Elektroden stets als Bezugnahme auf die Testelektroden enthalten sein.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Programmable Attenuator	TDT	PA5	Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies
Electrostatic speaker driver	TDT	ED1	Drives the electrostatic speakers (EC1)
Coupled electrostatic speaker	TDT	EC1	Delivers sound to the animal
Processing base station	TDT	RZ2	Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)
Preamplifier	TDT	PZ2-256	256-channel high impedance preamplifier
Multifunction Processor	TDT	RX6	Used to generate acoustic stimuli
Multichannel electrode	NeuroNexus Technologies	A4 × 8–5mm-200-200-413	4-shank 32-channel electrode array
Potentiostat	CH Instruments	CHI660B	Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)
Multiplexer	CH Instruments	CHI684	Switches between electrodes on the potentiostat
Disodium phosphate	Fluka	71644	Used in the test solution
3,4-Ethylenedioxythiophene (EDOT)	Sigma Aldrich	483028	An electrode coating material
para-Toluene sulfonate (Na2pTS)	Sigma Aldrich	152536	An electrode coating material
Urethane	Sigma Aldrich	U2500	Used to anesthetize the animal
Silver/Silver chloride electrode	CH Instruments	CHI111	Used for testing the electrode in vitro
Platinum electrode	CH Instruments	MW4130	Used for testing the electrode in vitro
Motorized microdrive	Sutter Instruments	DR1000	To control the electrode array position during surgery
Enzymatic cleaner	Advanced Medical Optics	Ultrazyme	Cleans the protein off the electrode array after implantation
Acoustic enclosure	TMC Ametek	83-501	Isolates the animal from acoustic and electrical noise
Stereotaxic frame	David Kopf Instruments	1430	Secures and positions the animal
Temperature controller	World Precision Instruments	ATC1000	Controls the animal temperature
Bone drill	KaVo Dental	K5Plus	Used to perform the craniectomy
Aspirator	Flaem	Suction pro	Used to perform the craniectomy