Summary

Light-Sheet gebaseerd fluorescentiemicroscopie van de levens- of gefixeerd en gekleurd<em> Tribolium castaneum</em> Embryo's

Published: April 28, 2017
doi:

Summary

Afbeelden van de morfogenese van insecten embryo met licht-sheet based fluorescentiemicroscopie is state of the art worden. Dit protocol beschrijft en vergelijkt drie montagetechnieken geschikt voor Tribolium castaneum embryo, worden twee nieuwe op maat gemaakte transgene lijnen geschikt voor levende imaging bespreekt essentiële kwaliteitscontroles en geeft de huidige experimentele beperkingen.

Abstract

De rode Tribolium castaneum is uitgegroeid tot een belangrijke insect modelorganisme in ontwikkelings-genetica en de evolutionaire ontwikkelingsbiologie. De waarneming van Tribolium embryo met licht-sheet based fluorescentiemicroscopie heeft meerdere voordelen ten opzichte van conventionele groothoek en confocale fluorescentiemicroscopie. Vanwege de unieke eigenschappen van een licht-sheet based microscoop, kunnen driedimensionale beelden van levende exemplaren worden opgenomen met hoge signaal-ruisverhouding en een aanzienlijk verlaagde foto-bleking en foto- toxiciteit langs meerdere richtingen gedurende perioden dat verschillende duren dagen. Met meer dan vier jaar van ontwikkeling van de methodiek en een continue toename van data, lijkt het geschikt moment in standard operating procedures vast te stellen voor het gebruik van licht plaat technologie in de Tribolium gemeenschap als in het insect gemeenschap in het algemeen. Dit protocol beschrijft drie bevestigingstechnieken geschof andere doeleinden, presenteert twee nieuwe op maat gemaakte transgene lijnen Tribolium geschikt voor langdurige levende beeldvorming, stelt vijf fluorescerende kleurstoffen intracellulaire structuren vaste embryo label verschaft informatie aangaande data naverwerking voor de tijdige evaluatie van de geregistreerde gegevens. Representatieve resultaten concentreren op de lange termijn live-imaging, optische sectie en de observatie van dezelfde embryo langs meerdere richtingen. De respectieve datasets worden geleverd als downloadbare bron. Tenslotte beschrijft het protocol kwaliteitscontroles voor levende beeldvormende assays huidige beperkingen en de toepasbaarheid van de beschreven procedures met andere insectensoorten.

Dit protocol is vooral bedoeld voor ontwikkelingsstoornissen biologen die imaging oplossingen die standaard laboratoriumapparatuur overtreffen zoeken. Het bevordert de continue poging om de kloof tussen de technisch georiënteerde laboratoria / gemeenschappen, die zich ontwikkelen en verfijnen micro sluitenkopiëren methodologisch, en de life science laboratoria / gemeenschappen, die 'plug-and-play' oplossingen voor technische uitdagingen vereisen. Bovendien ondersteunt een axiomatische benadering die de biologische vraagstukken in het middelpunt van de aandacht beweegt.

Introduction

De rode Tribolium castaneum, die behoort tot de grote familie van zwartlijfkevers (Tenebrionidae), heeft een lange geschiedenis binnen de landbouw- en biowetenschappen en is het tweede best bestudeerde model insect modelorganisme na de vrucht Drosophila melanogaster vliegen. Gedurende de laatste vier decennia, het werd een krachtige en populaire insect modelorganisme in ontwikkelingsstoornissen genetica, in de evolutionaire ontwikkelingsbiologie en tijdens de laatste twintig jaar, in embryonale morfogenese voor een verscheidenheid van redenen:

Drosophila en Tribolium behoren beide tot de Holometabola, maar gedivergeerd ongeveer 300 miljoen jaar geleden 1, 2, 3, 4. Terwijl de embryonale ontwikkeling van Drosophila algemeen wordt beschouwd als zeer afgeleid, Tribolium toont een voorouderlijke vorm van ontling die in een aanzienlijk groter deel van insectensoorten 5, 6, 7, 8, 9. Enerzijds, Tribolium vertoont niet-involutie head ontwikkeling, namelijk de monddelen en antennes reeds ontstaan tijdens embryogenese 10, 11, 12, 13, 14, 15. Ten tweede, Tribolium de beginselen van korte kiem ontwikkeling, namelijk buiksegmenten worden achtereenvolgens een achterste groeizone tijdens germband rek 16, 17, 18, 19. Ten derde, Tribolium ontwikkelt en later degradeerttwee extra-embryonale membranen dwz het amnion, die het embryo enige ventraal bedekt en de serosa, waarbij het embryo volledig omhult 20, 21, 22. Beide membranen spelen een cruciale morfogenetische 23 en de beschermende rol tegen micro-organismen 24, 25 en 26 uitdroging. Ten vierde, de embryonale ontwikkeling benen volledig functioneel tijdens het larvale levensfase en dienen als primordia voor de volwassen benen tijdens pupal metamorfose 27, 28, 29, 30, 31.

Door hun geringe omvang en bescheiden eisen, de teelt van Tribolium in het laboratorium is vrij eenvoudig. Culturen van wildtype (WT) stammen of transgene lijnen gewoonlijk uit ongeveer 100-300 volwassenen en kan binnen één liter glazen flessen (footprint 80 cm2) gevuld 3-4 cm hoog (ongeveer 50 g) met groeimedium dat uit volledige korreltarwe bewaard meel aangevuld met actieve droge gist. Een watertoevoer is niet nodig. Dit maakt het mogelijk zelfs kleine laboratoria om tientallen kever culturen binnen kleine of middelgrote handel verkrijgbaar insect incubators te houden. Later ontwikkelingsstadia van Tribolium (larven na ongeveer het vierde stadium, poppen en volwassenen) zijn gemakkelijk gescheiden van het groeimedium door zeven. Gesynchroniseerde embryo's worden verkregen door het incuberen volwassenen kortstondig op eierleggende medium. Voor snelle ontwikkeling, worden kever kweken bij 32 ° C (ongeveer vier weken per generatie) gehouden, terwijl voorraadbeheer typisch uitgevoerd bij 22-25 ° C (ongeveer tien weken per generatie).

In de afgelopen tien jaar veel standaard techniques zijn geleidelijk aangepast en geoptimaliseerd voor Tribolium, zoals samengevat in de Emerging Modelorganismen boeken 32. Van groot belang voortbewogen genetische werkwijzen zoals embryonale 33, larvale 34, 35 of ouderlijke 36, 37 RNA-interferentie genexpressie knockdown kiemlijn transformatie met ofwel de piggyBac 38, 39 of Minos 40 transposase systeem CRISPR / Cas9 gebaseerde genoom 41 techniek. Voorts is de Tribolium genoom gesequenced ongeveer tien jaar geleden 42, en is nu in de derde ronde van genoom samenstel los 43, die efficiënt en genoom-brede identificatie en systematische analyse van genen mogelijk maakt 44 </sup> of andere genetische elementen 45, 46. Bovendien, de genomen van vier andere soorten coleoptera zijn vergelijkende genetische benaderingen 47, 48, 49, 50. In samenwerking met de gesequenced genoom, hebben twee grote genetische analyses uitgevoerd, namelijk een insertie mutagenese scherm 51 en een systematische RNA interferentie-genexpressie knockdown scherm 52, 53.

Fluorescentie levende beeldvorming met groothoek, confocale of lichte vel gebaseerde microscopie (LSFM) maakt het mogelijk om de morfologie van embryonale Tribolium acht als functie van de tijd (de morfogenese) in een multi-dimensionele context (tabel 1). In groothoek en confocale fluorescentie microscopie, de Excitatie en emissie licht wordt geleid door dezelfde objectieflens. In beide benaderingen wordt het gehele monster verlicht elke geregistreerde tweedimensionale vlak. Derhalve worden de monsters onderworpen aan zeer hoge energieniveaus. In LSFM alleen de fluoroforen in het brandvlak worden geëxciteerd door een ontkoppeling van belichting en detectie door twee loodrecht objectieflenzen (figuur 1). LSFM komt in twee canonieke implementaties – de enkel vlak belichting microscoop (SPIM) en de digitale gescande laserlicht vel basis fluorescentiemicroscoop (DSLM figuur 2) – en biedt een aantal belangrijke voordelen ten opzichte van traditionele werkwijzen: (i) intrinsieke optische sectie vermogen, (ii) goede axiale resolutie, (iii) sterk verlaagd niveau van foto-bleken, (iv) lage foto-toxiciteit, (v) een hoge signaal-ruisverhouding, (vi) een relatief hoge meetsnelheid, (vii) beeldvorming langs meerdere richtingen en (viii) diepere penetratie dankzij het gebruik van lage numerieke apertuur verlichtingsobjektiefstelsel lenzen 54, 55, 56.

LSFM is al met succes toegepast in Tribolium tot bijna het gehele embryonale morfogenese 57 te documenteren en aan de principes van extra-embryonale membraan breuk aan het begin van dorsale sluiting 23 te analyseren. Om de aantrekkelijkheid van LSFM verhogen in de Tribolium gemeenschap en voor insecten wetenschap in het algemeen, is het van groot belang is voor standard operating procedures vast te stellen en de methoden, protocollen en het zwembad van de middelen om een niveau te verbeteren waar de microscoop wordt een gemak-of -gebruik standaard instrument in ontwikkelingsbiologie laboratoria, en de biologische vragen verblijven in het centrum van de belangstelling.

Dit protocol begint met de basisprincipes van Tribolium </ em> teelt, dwz het onderhoud, de voortplanting en embryo collectie. Vervolgens worden twee experimentele strategieën toegelicht: (i) levende beeldvorming van op maat gemaakte transgene lijnen en (ii) beeldvorming vaste embryo's die werden gekleurd met fluorescente kleurstoffen (Tabel 2). Vervolgens drie bevestigingstechnieken met lichtjes verschillende doeleinden worden toegelicht (figuur 3 en tabel 3): (i) het agarosekolom, (ii) de agarose halfrond en (iii) het nieuwe spinnenweb houder. Het protocol legt vervolgens de data acquisitie procedure LSFM. Beeldvormende modaliteiten en de belangrijkste overwegingen zijn geschetst. Tenslotte wordt embryo retrieval uitgelegd en suggesties voor basisgegevens transformatie worden geleverd. In de representatieve resultaten, actuele beeldgegevens van twee nieuwe maat en Glia-blauwe 58 transgene lijnen weergegeven en de bijbehorende datasets beeldvorming verschaft als downloadbare bron. Bovendien, imagegegevens van vaste embryo's die werden gekleurd met verschillende fluorescentie kleurstoffen worden gepresenteerd. De discussie richt zich op de kwaliteitscontrole, de huidige beperkingen van de live-imaging benadering en de aanpassing van het protocol bij andere soorten.

Het protocol is bestemd voor lichte plaat gebaseerde fluorescentie microscopen die zijn voorzien van een monsterkamer en een draaibaar klemmechanisme gestandaardiseerde monsterhouders 54, 59, 60, die typisch cilindervormige elementen van metaal, kunststof of glas met een diameter in het millimeterbereik. Het protocol is geschikt voor canonische implementaties, namelijk SPIM en DSLM, alsmede voor opstellingen met twee of meer belichting en detectie armen 61, 62, 63. De representatieve resultaten tonen gegevens in twee spektraalkanalen, groen (illumination met een 488 nm laser detectie door een 525/50 banddoorlaatfilter) en rode (belichting met een 561 nm laser detectie door een 607/70 banddoorlaatfilter), maar het protocol kan worden uitgebreid tot drie of vier spektraalkanalen.

Protocol

1. Veehouderij van Tribolium Cultures OPMERKING: Standaard omstandigheden worden gedefinieerd als een incubatietemperatuur van 25 ° C en 70% relatieve vochtigheid in een 12 uur licht / 12 uur donker cyclus. Voor meer informatie over Tribolium en veeteelt, de respectieve richtlijnen beschikbaar 64. Dit protocol vereist twee verschillende op meel gebaseerde media, dat kan worden bereid kilogramhoeveelheden en houdbaarheid van meerdere maanden. <…

Representative Results

Dit protocol beschrijft een experimenteel kader voor fluorescentie beeldvorming van levende of gefixeerd en gekleurd Tribolium embryo's met LSFM. Vanwege de lage foto-bleken en foto-toxiciteit, een direct gevolg van de optische sectie vermogen, LSFM bijzonder geschikt voor langdurig leven beeldvorming. De nieuwe AGOC {ATub'H2B-mEmerald} nr.1 transgene lijn brengt een histone2B mEmerald-fusie-eiwit onder contro…

Discussion

Kwaliteitscontrole

In levende beeldvormende assays, moet het preparaat en registratieprocedure niet-invasief, dat wil zeggen noch de mechanische en chemische hanteren (verzamelen, dechorionation, montage op de monsterhouder) noch de geïntegreerde lading energie tijdens de waarneming de levensvatbaarheid van het preparaat moeten beïnvloeden. Voor studies die kenmerkend WT ontwikkeling, is het raadzaam om alleen gegevens uit experimenten waarin het embryo overleeft …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wij danken Sven Plath voor technische ondersteuning. De Glia-blauwe transgene lijn was een soort geschenk van Gregor Bucher (Göttingen, Duitsland). Het onderzoek werd gefinancierd door de Cluster of Excellence Frankfurt am Main voor macromoleculaire complexen (CEF-MC, EXC 115, spreker Volker Dötsch) gedeeltelijk toegekend aan EHKS bij de Buchmann Institute for Molecular Life Sciences (BMLS, directeur Enrico Schleiff) bij het Goethe Universität Frankfurt am Main door de Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG).

Materials

full grain wheat flour Demeter e.V. 1.13E+08 US: whole wheat flour, UK: whole meal flour
405 fine wheat flour Demeter e.V. 1.13E+08 US: pastry flour, UK: soft flour
inactive dry yeast Flystuff / Genesee Scientific 62-106
phosphate-buffered saline (PBS), pH 7.4 Thermo Fisher Scientific 10010-023
sodium hypochlorite, ~12% active Cl Sigma Aldrich 425044-250ML Caution: sodium hypochlorite is corrosive
low-melt agarose Carl Roth 6351.2
6-well plate Orange Scientific 4430500
24-well plate Orange Scientific 4430300
glass capillaries, internal Ø 0.46 mm Brand GmbH + Co KG 7087 09
SYTOX Green Thermo Fisher Scientific 57020 Staining solution preparation is explained in Table 2
YOYO-1 Iodide Thermo Fisher Scientific Y3601 Staining solution preparation is explained in Table 2
BOBO-3 Iodide Thermo Fisher Scientific B3586 Staining solution preparation is explained in Table 2
Alexa Fluor 488 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A12379 Staining solution preparation is explained in Table 2
Alexa Fluor 546 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A22283 Staining solution preparation is explained in Table 2
sieve, 800 µm mesh size VWR International 200.025.222-051
sieve, 710 µm mesh size VWR International 200.025.222-050 for growth medium preparation (step 1.1)
sieve, 300 µm mesh size VWR International 200.025.222-040
sieve, 250 µm mesh size VWR International 200.025.222-038 for egg laying medium preparation (step 1.2)
glass dish, Ø 100 mm × 20 mm Sigma Aldrich CLS70165102
cell strainer, 100 µm mesh size BD Biosciences 352360
paint brush, head Ø 2 mm VWR International 149-2121
syringe, 1.0 ml B. Braun Medical AG 9166017V
scintillation vials Sigma Aldrich M1152-1000EA
paraformaldehyde Sigma Aldrich 158127 Caution: paraformaldehyde is toxic and corrosive
n-heptane ≥ 99% Carl Roth 8654.1 Caution: n-heptane is flammable and toxic
Triton X-100 Sigma Aldrich X100-100ML Caution: Trition X-100 is corrosive

References

  1. Brown, S. J., Denell, R. E., Beeman, R. W. Beetling around the genome. Genet. Res. 82, 155-161 (2003).
  2. Misof, B., et al. Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 346, 763-767 (2014).
  3. Tong, K. J., Duchêne, S., Ho, S. Y. W., Lo, N. INSECT PHYLOGENOMICS. Comment on “Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 349, 487 (2015).
  4. Kjer, K. M., et al. INSECT PHYLOGENOMICS. Response to Comment on “Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 349, 487 (2015).
  5. Klingler, M. Tribolium. Curr Biol. 14, 639-640 (2004).
  6. Savard, J., Marques-Souza, H., Aranda, M., Tautz, D. A segmentation gene in tribolium produces a polycistronic mRNA that codes for multiple conserved peptides. Cell. 126, 559-569 (2006).
  7. Yang, X., Zarinkamar, N., Bao, R., Friedrich, M. Probing the Drosophila retinal determination gene network in Tribolium (I): The early retinal genes dachshund, eyes absent and sine oculis. Dev. Biol. 333, 202-214 (2009).
  8. Peel, A. D. Forward genetics in Tribolium castaneum: opening new avenues of research in arthropod biology. J. Biol. 8, 106 (2009).
  9. Lynch, J. A., El-Sherif, E., Brown, S. J. Comparisons of the embryonic development of Drosophila, Nasonia, and Tribolium. Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol. 1, 16-39 (2012).
  10. Schröder, R., Jay, D. G., Tautz, D. Elimination of EVE protein by CALI in the short germ band insect Tribolium suggests a conserved pair-rule function for even skipped. Mech. Dev. 80, 191-195 (1999).
  11. Posnien, N., Schinko, J. B., Kittelmann, S., Bucher, G. Genetics, development and composition of the insect head–a beetle’s view. Arthropod Struct. Dev. 39, 399-410 (2010).
  12. Posnien, N., Koniszewski, N. D. B., Hein, H. J., Bucher, G. Candidate gene screen in the red flour beetle Tribolium reveals six3 as ancient regulator of anterior median head and central complex development. PLoS Genet. 7, 1002416 (2011).
  13. Angelini, D. R., Smith, F. W., Aspiras, A. C., Kikuchi, M., Jockusch, E. L. Patterning of the adult mandibulate mouthparts in the red flour beetle, Tribolium castaneum. Genetics. 190, 639-654 (2012).
  14. Coulcher, J. F., Telford, M. J. Cap’n’collar differentiates the mandible from the maxilla in the beetle Tribolium castaneum. Evodevo. 3, 25 (2012).
  15. Peel, A. D., et al. Tc-knirps plays different roles in the specification of antennal and mandibular parasegment boundaries and is regulated by a pair-rule gene in the beetle Tribolium castaneum. BMC Dev. Biol. 13, 25 (2013).
  16. Bucher, G., Klingler, M. Divergent segmentation mechanism in the short germ insect Tribolium revealed by giant expression and function. Development. 131, 1729-1740 (2004).
  17. Handel, K., Basal, A., Fan, X., Roth, S. Tribolium castaneum twist: gastrulation and mesoderm formation in a short-germ beetle. Dev. Genes Evol. 215, 13-31 (2005).
  18. Roth, S., Hartenstein, V. Development of Tribolium castaneum. Development Genes and Evolution. 218, 115-118 (2008).
  19. Schröder, R., Beermann, A., Wittkopp, N., Lutz, R. From development to biodiversity–Tribolium castaneum, an insect model organism for short germband development. Dev. Genes Evol. 218, 119-126 (2008).
  20. Sharma, R., Beermann, A., Schröder, R. The dynamic expression of extraembryonic marker genes in the beetle Tribolium castaneum reveals the complexity of serosa and amnion formation in a short germ insect. Gene Expr. Patterns. 13, 362-371 (2013).
  21. Benton, M. A., Pavlopoulos, A. Tribolium embryo morphogenesis: may the force be with you. Bioarchitecture. 4, 16-21 (2014).
  22. Horn, T., Hilbrant, M., Panfilio, K. A. Evolution of epithelial morphogenesis: phenotypic integration across multiple levels of biological organization. Front. Genet. 6, 303 (2015).
  23. Hilbrant, M., Horn, T., Koelzer, S., Panfilio, K. A. The beetle amnion and serosa functionally interact as apposed epithelia. Elife. 5, (2016).
  24. Jacobs, C. G. C. C., vander Zee, M. Immune competence in insect eggs depends on the extraembryonic serosa. Dev. Comp. Immunol. 41, 263-269 (2013).
  25. Jacobs, C. G. C., Spaink, H. P., vander Zee, M. The extraembryonic serosa is a frontier epithelium providing the insect egg with a full-range innate immune response. Elife. 3, (2014).
  26. Jacobs, C. G. C., Rezende, G. L., Lamers, G. E. M., vander Zee, M. The extraembryonic serosa protects the insect egg against desiccation. Proc. Biol. Sci. 280, 20131082 (2013).
  27. Lewis, D. L., DeCamillis, M., Bennett, R. L. Distinct roles of the homeotic genes Ubx and abd-A in beetle embryonic abdominal appendage development. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4504-4509 (2000).
  28. Beermann, A., et al. The Short antennae gene of Tribolium is required for limb development and encodes the orthologue of the Drosophila Distal-less protein. Development. , 287-297 (2001).
  29. Grossmann, D., Scholten, J., Prpic, N. -. M. Separable functions of wingless in distal and ventral patterning of the Tribolium leg. Dev. Genes Evol. 219, 469-479 (2009).
  30. Angelini, D. R., Smith, F. W., Jockusch, E. L. Extent With Modification: Leg Patterning in the Beetle Tribolium castaneum and the Evolution of Serial Homologs. G3. 2, 235-248 (2012).
  31. Grossmann, D., Prpic, N. -. M. Egfr signaling regulates distal as well as medial fate in the embryonic leg of Tribolium castaneum. Dev. Biol. 370, 264-272 (2012).
  32. . . Emerging Model Organisms: A Laboratory Manual, Volume 2. , (2010).
  33. Brown, S. J., Mahaffey, J. P., Lorenzen, M. D., Denell, R. E., Mahaffey, J. W. Using RNAi to investigate orthologous homeotic gene function during development of distantly related insects. Evol. Dev. 1, 11-15 (1999).
  34. Tomoyasu, Y., Denell, R. E. Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development. Dev. Genes Evol. 214, 575-578 (2004).
  35. Linz, D. M., Clark-Hachtel, C. M., Borràs-Castells, F., Tomoyasu, Y. Larval RNA interference in the red flour beetle, Tribolium castaneum. J. Vis. Exp. , e52059 (2014).
  36. Bucher, G., Scholten, J., Klingler, M. Parental RNAi in Tribolium (Coleoptera). Curr. Biol. 12, 85-86 (2002).
  37. Posnien, N., et al. RNAi in the red flour beetle (Tribolium). Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  38. Lorenzen, M. D., et al. piggyBac-mediated germline transformation in the beetle Tribolium castaneum. Insect Mol. Biol. 12, 433-440 (2003).
  39. Berghammer, A. J., Weber, M., Trauner, J., Klingler, M. Red flour beetle (Tribolium) germline transformation and insertional mutagenesis. Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  40. Pavlopoulos, A., Berghammer, A. J., Averof, M., Klingler, M. Efficient transformation of the beetle Tribolium castaneum using the Minos transposable element: quantitative and qualitative analysis of genomic integration events. Genetics. 167, 737-746 (2004).
  41. Gilles, A. F., Schinko, J. B., Averof, M. Efficient CRISPR-mediated gene targeting and transgene replacement in the beetle Tribolium castaneum. Development. 142, 2832-2839 (2015).
  42. Richards, S., et al. The genome of the model beetle and pest Tribolium castaneum. Nature. 452, 949-955 (2008).
  43. Kim, H. S., et al. BeetleBase in 2010: revisions to provide comprehensive genomic information for Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 38, 437-442 (2010).
  44. Stappert, D., Frey, N., von Levetzow, C., Roth, S. Genome-wide identification of Tribolium dorsoventral patterning genes. Development. 143, 2443-2454 (2016).
  45. Pavlek, M., Gelfand, Y., Plohl, M., Meštrović, N. Genome-wide analysis of tandem repeats in Tribolium castaneum genome reveals abundant and highly dynamic tandem repeat families with satellite DNA features in euchromatic chromosomal arms. DNA Res. 22, 387-401 (2015).
  46. Vlahović, I., Glunčić, M., Rosandić, M., Ugarković, &. #. 2. 7. 2. ;., Paar, V. Regular higher order repeat structures in beetle Tribolium castaneum genome. Genome Biol. Evol. , (2016).
  47. Keeling, C. I., et al. Draft genome of the mountain pine beetle, Dendroctonus ponderosae Hopkins, a major forest pest. Genome Biol. 14, 27 (2013).
  48. Vega, F. E., et al. Draft genome of the most devastating insect pest of coffee worldwide: the coffee berry borer, Hypothenemus hampei. Sci. Rep. 5, 12525 (2015).
  49. Cunningham, C. B., et al. The Genome and Methylome of a Beetle with Complex Social Behavior, Nicrophorus vespilloides (Coleoptera: Silphidae). Genome Biol. Evol. 7, 3383-3396 (2015).
  50. Meyer, J. M., et al. Draft Genome of the Scarab Beetle Oryctes borbonicus on La Réunion Island. Genome Biol. Evol. 8, 2093-2105 (2016).
  51. Trauner, J., et al. Large-scale insertional mutagenesis of a coleopteran stored grain pest, the red flour beetle Tribolium castaneum, identifies embryonic lethal mutations and enhancer traps. BMC Biol. 7, 73 (2009).
  52. Schmitt-Engel, C., et al. The iBeetle large-scale RNAi screen reveals gene functions for insect development and physiology. Nat. Commun. 6, 7822 (2015).
  53. Dönitz, J., et al. iBeetle-Base: a database for RNAi phenotypes in the red flour beetle Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 43, 720-725 (2015).
  54. Keller, P. J., Stelzer, E. H. K. Digital scanned laser light sheet fluorescence microscopy. Cold Spring Harb. Protoc. 2010, (2010).
  55. Weber, M., Huisken, J. Light sheet microscopy for real-time developmental biology. Curr. Opin. Genet. Dev. 21, 566-572 (2011).
  56. Stelzer, E. H. K. Light-sheet fluorescence microscopy for quantitative biology. Nat. Methods. 12, 23-26 (2015).
  57. Strobl, F., Stelzer, E. H. K. Non-invasive long-term fluorescence live imaging of Tribolium castaneum embryos. Development. , 1-8 (2014).
  58. Koniszewski, N. D. B., et al. The insect central complex as model for heterochronic brain development-background, concepts, and tools. Dev. Genes Evol. , (2016).
  59. Gualda, E. J., et al. OpenSpinMicroscopy: an open-source integrated microscopy platform. Nat. Methods. 10, 599-600 (2013).
  60. Pitrone, P. G., et al. OpenSPIM: an open-access light-sheet microscopy platform. Nat. Methods. 10, 598-599 (2013).
  61. Tomer, R., Khairy, K., Amat, F., Keller, P. J. Quantitative high-speed imaging of entire developing embryos with simultaneous multiview light-sheet microscopy. Nat. Methods. 9, 755-763 (2012).
  62. Krzic, U., Gunther, S., Saunders, T. E., Streichan, S. J., Hufnagel, L. Multiview light-sheet microscope for rapid in toto imaging. Nat. Methods. 9, 730-733 (2012).
  63. Chhetri, R. K., et al. Whole-animal functional and developmental imaging with isotropic spatial resolution. Nat. Methods. 12, 1171-1178 (2015).
  64. Brown, S. J., et al. The red flour beetle, Tribolium castaneum (Coleoptera): a model for studies of development and pest biology. Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  65. Strobl, F., Schmitz, A., Stelzer, E. H. K. Live imaging of Tribolium castaneum embryonic development using light-sheet-based fluorescence microscopy. Nat. Protoc. 10, 1486-1507 (2015).
  66. Engelbrecht, C. J., Stelzer, E. H. Resolution enhancement in a light-sheet-based microscope (SPIM). Opt. Lett. 31, 1477-1479 (2006).
  67. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).
  68. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).
  69. Pietzsch, T., Saalfeld, S., Preibisch, S., Tomancak, P. BigDataViewer: visualization and processing for large image data sets. Nat. Methods. 12, 481-483 (2015).
  70. Preibisch, S., Saalfeld, S., Schindelin, J., Tomancak, P. Software for bead-based registration of selective plane illumination microscopy data. Nat. Methods. 7, 418-419 (2010).
  71. Preibisch, S., et al. Efficient Bayesian-based multiview deconvolution. Nat. Methods. 11, 645-648 (2014).
  72. Amat, F., et al. Fast, accurate reconstruction of cell lineages from large-scale fluorescence microscopy data. Nat. Methods. 11, 951-958 (2014).
  73. Stegmaier, J., et al. Real-Time Three-Dimensional Cell Segmentation in Large-Scale Microscopy Data of Developing Embryos. Dev. Cell. 36, 225-240 (2016).
  74. Siebert, K. S., Lorenzen, M. D., Brown, S. J., Park, Y., Beeman, R. W. Tubulin superfamily genes in Tribolium castaneum and the use of a Tubulin promoter to drive transgene expression. Insect Biochem. Mol. Biol. 38, 749-755 (2008).
  75. Greger, K., Swoger, J., Stelzer, E. H. K. Basic building units and properties of a fluorescence single plane illumination microscope. Rev. Sci. Instrum. 78, 23705 (2007).
  76. El-Sherif, E., Averof, M., Brown, S. J. A segmentation clock operating in blastoderm and germband stages of Tribolium development. Development. , (2012).
  77. Panfilio, K. a., Oberhofer, G., Roth, S. High plasticity in epithelial morphogenesis during insect dorsal closure. Biol. Open. 2, 1108-1118 (2013).
  78. Koelzer, S., Kölsch, Y., Panfilio, K. A. Visualizing late insect embryogenesis: extraembryonic and mesodermal enhancer trap expression in the beetle Tribolium castaneum. PLoS One. 9, 103967 (2014).
  79. Nakamoto, A., et al. Changing cell behaviours during beetle embryogenesis correlates with slowing of segmentation. Nat. Commun. 6, 6635 (2015).
  80. Horn, T., Panfilio, K. A. Novel functions for Dorsocross in epithelial morphogenesis in the beetle Tribolium castaneum. Development. 143, 3002-3011 (2016).
  81. Benton, M. A., Akam, M., Pavlopoulos, A. Cell and tissue dynamics during Tribolium embryogenesis revealed by versatile fluorescence labeling approaches. Development. 140, 3210-3220 (2013).
  82. van der Zee, M., et al. Innexin7a forms junctions that stabilize the basal membrane during cellularization of the blastoderm in Tribolium castaneum. Development. 142, 2173-2183 (2015).
  83. Macaya, C. C., Saavedra, P. E., Cepeda, R. E., Nuñez, V. A., Sarrazin, A. F. A Tribolium castaneum whole-embryo culture protocol for studying the molecular mechanisms and morphogenetic movements involved in insect development. Dev. Genes Evol. 226, 53-61 (2016).
  84. Sarrazin, A. F., Peel, A. D., Averof, M. A Segmentation Clock with Two-Segment Periodicity in Insects. Science. 336, 338-341 (2012).
  85. Nollmann, F. I., et al. A photorhabdus natural product inhibits insect juvenile hormone epoxide hydrolase. Chembiochem. 16, 766-771 (2015).
  86. Strobl, F., Stelzer, E. H. Long-term fluorescence live imaging of Tribolium castaneum embryos: principles, resources, scientific challenges and the comparative approach. Curr. Opin. Insect Sci. 18, 17-26 (2016).
  87. Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Digital scanned laser light-sheet fluorescence microscopy (DSLM) of zebrafish and Drosophila embryonic development. Cold Spring Harb. Protoc. 2011, 1235-1243 (2011).
  88. Reynaud, E. G., Peychl, J., Huisken, J., Tomancak, P. Guide to light-sheet microscopy for adventurous biologists. Nat. Methods. 12, 30-34 (2015).
  89. Cerny, A. C., Bucher, G., Schröder, R., Klingler, M. Breakdown of abdominal patterning in the Tribolium Krüppel mutant jaws. Development. 132, (2005).
  90. Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Reconstruction of zebrafish early embryonic development by scanned light sheet microscopy. Science. 322, 1065-1069 (2008).
  91. Sulston, I. A., Anderson, K. V. Embryonic patterning mutants of Tribolium castaneum. Development. 122, (1996).
  92. Berghammer, A., Bucher, G., Maderspacher, F., Klingler, M. A system to efficiently maintain embryonic lethal mutations in the flour beetle Tribolium castaneum. Dev. Genes Evol. 209, 382-389 (1999).
  93. Brown, S., et al. Implications of the Tribolium Deformed mutant phenotype for the evolution of Hox gene function. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4510 (2000).
  94. Wu, Y., et al. Inverted selective plane illumination microscopy (iSPIM) enables coupled cell identity lineaging and neurodevelopmental imaging in Caenorhabditis elegans. Proc. Natl. Acad. Sci. 108, 17708-17713 (2011).
  95. Kumar, A., et al. Dual-view plane illumination microscopy for rapid and spatially isotropic imaging. Nat. Protoc. 9, 2555 (2014).
  96. McGorty, R., et al. Open-top selective plane illumination microscope for conventionally mounted specimens. Opt. Express. 23, 16142-16153 (2015).
  97. Amat, F., et al. Efficient processing and analysis of large-scale light-sheet microscopy data. Nat. Protoc. 10, 1679-1696 (2015).
  98. Shcherbakova, D. M., Verkhusha, V. V. Near-infrared fluorescent proteins for multicolor in vivo imaging. Nat. Methods. 10, 751-754 (2013).
  99. Supatto, W., McMahon, A., Fraser, S. E., Stathopoulos, A. Quantitative imaging of collective cell migration during Drosophila gastrulation: multiphoton microscopy and computational analysis. Nat. Protoc. 4, 1397-1412 (2009).
  100. Royer, L. A., et al. Adaptive light-sheet microscopy for long-term, high-resolution imaging in living organisms. Nat. Biotechnol. , (2016).
  101. Keller, P. J., et al. Fast, high-contrast imaging of animal development with scanned light sheet-based structured-illumination microscopy. Nat. Methods. 7, 637-642 (2010).
  102. Caroti, F., Urbansky, S., Wosch, M., Lemke, S. Germ line transformation and in vivo labeling of nuclei in Diptera: report on Megaselia abdita (Phoridae) and Chironomus riparius (Chironomidae). Dev. Genes Evol. 225, 179-186 (2015).
  103. Handler, A. M. Use of the piggyBac transposon for germ-line transformation of insects. Insect Biochem. Mol. Biol. 32, 1211-1220 (2002).
  104. Schulte, C., Theilenberg, E., Müller-Borg, M., Gempe, T., Beye, M. Highly efficient integration and expression of piggyBac-derived cassettes in the honeybee (Apis mellifera). Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111, 9003-9008 (2014).
  105. Tamura, T., et al. Germline transformation of the silkworm Bombyx mori L. using a piggyBac transposon-derived vector. Nat. Biotechnol. 18, 81-84 (2000).
  106. Marcus, J. M., Ramos, D. M., Monteiro, A. Germline transformation of the butterfly Bicyclus anynana. Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 271, 263-265 (2004).
  107. Catteruccia, F., et al. Stable germline transformation of the malaria mosquito Anopheles stephensi. Nature. 405, 959-962 (2000).
  108. Grossman, G. L., et al. Germline transformation of the malaria vector, Anopheles gambiae, with the piggyBac transposable element. Insect Mol. Biol. 10, 597-604 (2001).
  109. Labbé, G. M. C., Nimmo, D. D., Alphey, L. piggybac- and PhiC31-mediated genetic transformation of the Asian tiger mosquito Aedes albopictus (Skuse). PLoS Negl. Trop. Dis. 4, 788 (2010).
  110. Patel, N. H. It’s a bug’s life. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4442-4444 (2000).

Play Video

Cite This Article
Strobl, F., Klees, S., Stelzer, E. H. K. Light Sheet-based Fluorescence Microscopy of Living or Fixed and Stained Tribolium castaneum Embryos. J. Vis. Exp. (122), e55629, doi:10.3791/55629 (2017).

View Video