Summary
Dieses Protokoll beschreibt, wie Zellen mit mitochondrialen-abgeleitete Peptide stimulieren und die Signalisierung Kaskade und Lokalisierung von Phospho-Proteine zu beurteilen.
Abstract
Mitochondriale-abgeleitete Peptide (MDPs) sind eine neue Klasse von Peptiden, die durch kleine offene Lesung Rahmen in anderen bekannten Genen des mitochondrialen Genoms kodiert sind. MDPs haben eine Vielzahl von biologischen Wirkungen wie Neuronen vor Apoptose zu schützen, Verbesserung der Stoffwechselmarker und schützt Zellen vor Chemotherapie. Humanin war der erste MDP, entdeckt zu werden und ist die am meisten untersuchte Peptid unter der MDP-Familie. Die Membranrezeptoren und nachgeschaltete Signalwege der Humanin wurden sorgfältig charakterisiert. Zusätzliche MDPs wie MOTS-c und SHLP1-6 haben vor kurzem entdeckt und die Signalisierung Mechanismen müssen noch geklärt werden. Hier beschreiben wir eine Zelle Kultur, die Methode, um die Funktion dieser Peptide bestimmen. Insbesondere erlauben Zelle Fraktionierung Techniken in Kombination mit westlichen beflecken für die quantitative Bestimmung der Aktivierung und Translokation von wichtiges Signalmolekül. Zwar gibt es andere Methoden der Zelle Fraktionierung, ist wie hier beschrieben eine einfache und unkomplizierte Methode. Diese Methoden können verwendet werden, den Wirkmechanismus dieser Peptide und andere Therapeutika weiter aufzuklären.
Introduction
Neue Studien zeigen, dass Mitochondrien-abgeleitete Peptide (MDPs) in Cytoprotection und Stoffwechsel1,2,3eine wichtige Rolle spielen. Verständnis der Signalweg Transduktion in Anwesenheit von MDPs gibt uns Einblick in den Mechanismus, durch den MDPs verschiedene Funktionen modulieren. Die erste identifizierte MDP, Humanin, wurde gezeigt, dass extrazelluläre Signal-regulierte Kinase 1/2 (ERK1/2) erhöhen Phosphorylierung durch seinen Rezeptor binden4,5. Die nachgeschaltete Wirkung von ERK1/2 Aktivierung ist jedoch immer noch unentdecktes.
Die Kaskade ERK1/2 dient als ein wesentlicher Vermittler in einer Vielzahl von zellulären Prozessen einschließlich Proliferation, Zellmigration, Zellstoffwechsel, überleben und Apoptose6,7,8. Um alle zu orchestrieren sind diese unterschiedliche zelluläre Prozesse, die Aktivität und subzelluläre Lokalisation der ERK1/2 durch Phosphatasen und Gerüst Proteine9,10streng reguliert. Neben Post-translationale Modifikation regelt dynamische pendelt von ERK1/2 auch die Signalisierung Funktion, Bewegung und Spezifität11,-12. ERK1/2 ist in erster Linie in der Zellflüssigkeit13lokalisiert. Eine Reihe von Ankern und Gerüst Proteine helfen ERK1/2 im Zellskelett Elemente auf der Oberfläche der Organellen oder diffuse im Zytoplasma13beibehalten. Nach Stimulation ERK1/2 ist phosphoryliert und wird aus seiner Verankerung Proteine dissoziiert, so dass die Translokation von ERK1/2 zu anderen subzelluläre Kompartimente, einschließlich der Zellkern, Mitochondrien, Golgi und Lysosomen14, 15 , 16.
Humanin ist zwar bekannt, die ERK1/2 Signalweg aktivieren, wird die Aktivierung von ERK1/2 nur in der Ergebniszelle Lysates beobachtet. Wie zuvor beschrieben, da ERK1/2 subzelluläre Lokalisation eine entscheidende Rolle für die nachgeschaltete Wirkung, die Analyse der subzellulären Lokalisierung und der gesamten spielt ist phosphorylierten ERK1/2 notwendig, ein umfassendes Verständnis der Humanin-induzierten ERK1/2 Aktivierung und die Aktivierung der nachgeschalteten Ziele.
Um das Ziel Organellen der aktivierten ERK1/2 zu verstehen, wurde subzellulären Fraktionierung gefolgt von westlichen beflecken für phosphorylierten ERK1/2 durchgeführt. Diese Methode kann leicht implementiert werden, da es standard Laborgeräten und Reagenzien verwendet. Die isolierten subzelluläre Kompartimente sind von hoher Reinheit, sodass die Ergebnisse unkompliziert auszulegen. Immunostaining ERK1/2 kann zu ähnliche Ergebnissen führen. Allerdings sind bestimmte subzelluläre Kompartimente relativ schwer zu visualisieren und erfordern besondere Fixierung und Permeabilisierung Methoden. ERK1/2 Ebenen subzelluläre Kompartimente sind unterschiedlich, und diese Variante könnte dazu führen, dass falsch positive und falsch negative Signale bei der Betrachtung der gesamten Zelle Lysates. Daher gibt ein Immunoblot mit isolierten subzelluläre Kompartimente uns ein besseres Verständnis der ERK1/2 Lokalisierung.
Die Vielseitigkeit der Methode ermöglicht Änderungen des Protokolls zum anderen Stimulanzien, einschließlich andere MDPs oder Translokation der andere Signalmoleküle wie STAT3 auswirkt. Vor kurzem sind entdeckten kleinen Humanin-wie Peptide (SHLPs) von 16 s rRNA Region codiert, wo Humanin codiert, und sie haben ähnliche aber unterschiedliche Eigenschaften im Vergleich zu HN17. Z. B. aktivieren SHLP2 und SHLP3 ERK1/2 nach 8 h obwohl Humanin ERK1/2 innerhalb von 5 min. Prüfungs-subzelluläre Lokalisation der ERK1/2 als Reaktion auf unterschiedliche Peptiden aktiviert uns ein besseres Verständnis für die Biologie dieser Peptide geben wird. Anzeichen dafür zeigte, dass die subzelluläre Lokalisation der Signalmoleküle in deren nachgelagerten Auswirkungen eine entscheidende Rolle spielt. Zum Beispiel STAT3 ist traditionell bekannt, vor allem in der Zellflüssigkeit in ruhende Zellen lokalisiert werden, und dann translocates es in den Zellkern, Genexpression in Reaktion auf Zytokine18zu aktivieren. STAT3 auch translocates zu Mitochondrien und regelt die TCA-Zyklus und ATP Produktion19. Zur Regelung der Autophagie moduliert verschiedene subzelluläre Lokalisation des STAT3 Autophagie in verschiedenen Weisen20. Z. B. nuklearen STAT3 transcriptionally Autophagie-Genen reguliert und fungiert als ein Autophagie-Modulator. Zytoplasmatischen STAT3 hemmt konstitutiv Autophagie durch Interaktion mit Autophagie Signalmoleküle. Mitochondriale STAT3 hemmt und verhindert Mitophagy durch oxidativen Stress induzierten Autophagie zu unterdrücken. Daher ist diese subzelluläre Fach Isolationsmethode entscheidend für das Verständnis der Rolle der anderen Signalisierung Moleküle sowie ERK1/2.
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Protocol
1. Peptid Behandlung Zellen
- Platte 2 Millionen SH-SY5Y oder HEK293 Zellen (2 x 10 6) in einem 10 cm-Speise- und wachsen sie für 2 Tage
- (Optional) den nächsten Tag, waschen Sie die Zellen mit serumfreien Dulbecco ' s geändert Medium (DMEM) Medien einmal Adler und inkubieren Sie mit Serum freie DMEM über Nacht, wenn die Behandlung im Serum freie Medien getan werden muss.
- Am 3. Tag, auflösen S14G-Humanin Peptide in 0,2 µm filtriert, destilliertes Wasser und rekonstruieren sie als Stammlösung 1mM.
Hinweis: Die Peptide sollte in dem entsprechenden Lösungsmittel aufgelöst werden, die durch die Sequenz Eigenschaften des Peptids (z. B. Gesamtladung) ermittelt werden und kann vom Hersteller bereitgestellt werden, wenn die Peptide im Handel erhältlich sind. Z. B. auflösen S14G-Humanin, SHLP2, und SHLP6 und MOTS-c in Wasser. Aliquoten die Peptide in einem entsprechenden Volumen (z. B. 50 μL) zu vermeiden, Einfrieren und Auftauen Zyklen. Einmal aufgetaut, verwenden Sie sie nicht wieder. - Aliquot der vorgewärmten Serum-haltigen oder serumfreie Medien in ein 50 mL konische Rohr und fügen Sie Raumtemperatur 1 mM Stammlösung zu machen, in eine arbeiten-Konzentration (z.B., 1 µM, 10 µM).
- Ersetzen Sie die Medien mit 6 mL Peptidlösung aus Schritt 1.4. und inkubieren Sie die Zellen für die entsprechende Menge an Zeit.
Hinweis: Wählen Sie die Inkubationszeit je nach Kondition die ERK aktiviert.
2. Subzellulären Fraktionierung Cytosol und Kern
- die Zellen zweimal mit 10 mL eiskaltem PBS waschen und kratzen Sie die Zellen aus der Platte in 5 mL eiskaltem PBS übertragen die Zellsuspension in ein 15 mL konische Röhrchen.
- Zentrifugieren der Zellen bei 500 X g für 5 min bei 4 ° c
- Aspirieren der PBS und wieder auszusetzen das Pellet in 200 µL eiskalt, Fraktionierung-Puffer (10 mM HEPES pH = 7,6, 3 mM MgCl 2, 10 mM KCl, 5 % (V/V) Glycerin, 1 % nicht-ionische Tenside (C 13 H 22 O (C 2 H 4 O) (n), Protease/Phosphatase-Inhibitoren).
Hinweis: Um die Proteine in ihrem Phosphorylierung-Status zu halten, mal die Phosphatase-Inhibitor sowie Protease Inhibitor frisch angefügt werden soll und Proben sollten auf Eis überhaupt gehalten werden. Einfrieren und Auftauen Wiederholung Zyklen der Proben sollte vermieden werden. Aliquoten Proben in kleinen Betrag (z.B. 50 μg) vor dem Einfrieren sie bei-80 ° c - Brüten wieder abgehängte Pellet für 15 min auf Eis und anschließend Zentrifugieren bei 250 X g für 5 min bei 4 ° c
- Den Überstand der zytoplasmatischen Bruch sammeln und halten Sie die Pellets für die nukleare Bruchteil.
- Zentrifugieren des Überstands um Zelltrümmer und andere Verunreinigungen bei 18.000 x g für 10 min bei 4 ° C zu entfernen und dann den Überstand zu einem neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen. Dies ist der Bruchteil Zytosol.
- Aufschwemmen das Pellet in 200 μL eiskaltem Waschpuffer (10 mM HEPES pH = 7,6, 1,5 mM MgCl 2, 420 mM NaCl, 25 % (V/V) Glycerin, 0,2 mM EDTA, Protease/Phosphatase-Hemmer) und Zentrifuge bei 250 X g für 5 min bei 4 ° C
- Den Überstand zu entfernen und das Pellet in 100 μl eiskalt, nukleare Extraktionspuffer Aufschwemmen (20 mM HEPES pH = 7,6, 1,5 mM MgCl 2, 420 mM NaCl, 25 % (V/V) Glycerin, 0,2 mM EDTA, Protease/Phosphatase-Hemmer) und beschallen 10 Mal (5 s auf 10 s ab 30 % amp.) auf Ice
- Zentrifuge bei 18.000 x g für 10 min bei 4 ° C.
- Den Überstand auf einen neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen. Dies ist die nukleare Bruchteil.
- QUANTIFY den Protein-Betrag mit einem BCA-Assay
3. Rohöl mitochondrialen Fraktion
- der Zellen in jedem 10 cm Teller mit 10 mL eiskaltem PBS waschen, fügen Sie 5 mL eiskaltem PBS und lösen die Zellen mit einem Schaber Zelle.
Hinweis: Verwenden Sie drei 10 cm Gerichte von Zellen zu einer guten Ausbeute von Mitochondrien für Western Blotting. - Die Zellsuspension auf eine 15 mL konische Rohr übertragen und kombinieren alle aus drei 10 cm Gerichte in einem 15 ml konische Röhrchen.
- Zentrifugieren der Zellen bei 600 X g für 10 min bei 4 ° c
- Aspirieren der PBS und wieder auszusetzen das Pellet in 1 mL eiskaltes Mitochondrien-Isolierung-Puffer (10 mM Tris-MOPS, 1 mM EGTA/Tris, 200 mM Saccharose, passen Sie auf pH = 7,4).
- Homogenisieren der Zellen mit 25 Schlägen von einer 2 mL-Homogenisator mit Polytetrafluorethylen beschichtet Stößel auf Ice
Hinweis: Dieser Schritt ist entscheidend für die mitochondriale Integrität und maximieren die Ausbeute der mitochondrialen Fraktion. Die Anzahl der Schläge sollte für jeden Zelltyp optimiert werden. Der Homogenisator vor Beginn des Verfahrens PreCool. - Übertragen die Homogenat zu einem Microcentrifuge Schlauch und 600 X g für 10 min bei 4 ° C, Kerne und ungebrochene Zellen entfernen zentrifugieren.
- Den Überstand zu sammeln, auf einen neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen und Zentrifugieren es 7.000 x g für 10 min bei 4 ° c
Hinweis: Das Pellet ist locker, den Überstand mit Sorgfalt sammeln und versuchen Sie nicht zu stören das Pellet. - Überstand entfernen, erneut aussetzen das Pellet mit 200 μL der eiskalte Mitochondrien Isolierung Puffer und die Lösung zu einem neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen. Zentrifugieren Sie das Rohr auf 7.000 x g für 10 min bei 4 ° c
- Wiederholen Sie Schritt 3.8 das Pellet zu waschen. Es ist nicht notwendig, einen neuen Microcentrifuge Schlauch in diesem Schritt des Überstands übertragen.
- Das gewaschene Pellet überstand entnehmen und wieder auszusetzen das Pellet mit Mitochondrien mit 50 μL der RIPA Puffer.
- Inkubation der Aussetzung auf Eis für 10 min.
- Zentrifugieren die Aussetzung bei 16.000 x g für 15 min bei 4 ° c
- Den Überstand auf einen neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen. Dies ist die mitochondriale Bruchteil.
- Quantifizieren den Protein-Betrag mit einem BCA-Assay.
4. Western Blot-Phospho-spezifische Proteine
- führen ein SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (8-16 % vorgefertigten Gel) und übertragen Sie das Protein mit einer PVDF Membran 4.
- Inkubieren Sie die Membran mit 5 % BSA in TBST (0,1 % Polysorbat 20) für 30 min bei Raumtemperatur Hintergrund unspezifischen Bindungsstellen blockieren.
Hinweis: Für die Erkennung von phosphorylierten Proteine blockieren Sie die Membran mit BSA keine Milch. Milch enthält Kasein, eine reichlich Phosphoprotein, führt zu hohen unspezifische Signal. - Die Membran mit dem primären Antikörper (Anti-Phospho-ERK1/2) bei 4 ° C über Nacht inkubieren.
- Am nächsten Tag, waschen Sie die Membran mit TBST (0,1 % Polysorbat 20) dreimal für 5 min bei Raumtemperatur.
- Die Membran mit sekundären Antikörper (Anti-Kaninchen-HRP) für 1 h bei Raumtemperatur inkubieren.
- Die Membran mit TBST waschen (0,1 % Polysorbat 20) dreimal für 5 min bei Raumtemperatur.
- Inkubieren Sie die Membran mit ECL-Lösung und die Membran im Image Analyzer Bild.
- Streifen der Membran mit stripping Puffer für 15 min bei Raumtemperatur und waschen die Membran mit TBST drei Mal für 5 min.
- Wiederholen Sie die Schritte 4.2 bis 4.7 mit dem Anti-insgesamt ERK1/2 Antikörper.
- Um die Reinheit der einzelnen Fraktionen zu überprüfen, führen Sie SDS-PAGE und führen Immunoblots mit Antikörpern erkennen Marker für jedes Fach (z.B. Lamin B1 für Kern, GAPDH für Zytosol und TOM20 für Mitochondrien).
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Representative Results
Bei der hier vorgestellten Verfahren behandelten wir HEK293 und SH-SY5Y Zellen mit 1 μm und 100 μm S14G-Humanin, ein potenter Humanin analoge21, jeweils in komplette Medien für die angegebenen Zeiträume (Abbildung 1A , Abbildung 1 B). wir dann total und phosphorylierten Form von ERK1/2 am Thr202/Tyr204 Gesamt-Protein Extrakte untersucht. S14G-Humanin Behandlung zeigten Zunahme Phosphorylierung von ERK1/2 an die regulatorischen Thr-202/Tyr204 Website. Die subzelluläre Lokalisation von ERK1/2 spielt eine wichtige Rolle in der Signaltechnik Funktion, vor allem in seiner Besonderheit bekommen. Um das Ziel der S14G-Humanin-vermittelten ERK1/2 Aktivierung zu verstehen, wir analysierten die subzelluläre Lokalisation von insgesamt und phosphoryliert ERK1/2 nach S14G-Humanin Behandlung. In HEK293 Zellen, erhöht der phosphorylierten ERK in den beiden Zytoplasma und Zellkern, aber nicht in den Mitochondrien (Abb. 2A). Interessanterweise ging phosphorylierten ERK im Zytoplasma, Zellkern und Mitochondrien in SH-SY5Y Zellen (Abbildung 2B). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass dieser S14G-Humanin-vermittelten ERK Phosphorylierung eine andere Rolle in verschiedenen Zelltypen und unterschiedlichen Bedingungen spielen kann. Daher weitere Studien sind erforderlich, um die Lokalisierung von S14G-Humanin-vermittelten Phosphorylierung von ERK1/2 in anderen subzelluläre Kompartimente zu analysieren wie phosphorylierten ERK1/2 in den Zellkern, Mitochondrien, Endosomen/Lysosomen translocates und verschiedene Membranen.
Abbildung 1: S14G-Humanin erhöht die Phosphorylierung von ERK1/2 in HEK293 und SH-SY5Y Zellen. Quantifizierung und Vertreter westlicher Flecken der ERK Aktivierung in HEK293 (A) und (B) SH-SY5Y Zellen. Insgesamt Zelle Lysates nach (A) 1 µM oder (B) 100 µM S14G-Humanin Behandlung in DMEM mit 10 % ergänzt FBS für die angegebenen Zeiträume wurden Immunoblotted mit Anti-Phospho - und Gesamt-ERK 1/2 (Thr202/Tyr204). Diese Zahl wurde von Kim Et Al. modifiziert 4 Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: Phosphoryliert ERK1/2 Zytosol, Zellkern und andere subzelluläre Kompartimente auf S14G-Humanin Behandlung in HEK293 und SH-SY5Y Zellen lokalisiert ist. Repräsentative western Blots zeigt ERK1/2 subzelluläre Lokalisation (n = 3). (A) HEK293 Zellen mit 1 µM behandelt wurden S14G-Humanin. Cytosolischen (15 µg), nukleare (15 µg und 50 µg) und Mitochondrien (15 μg) Lysates waren Immunoblotted mit Antikörper Phospho und Gesamt-ERK. (B) SH - SY5Y Zellen mit 100 µM behandelt wurden S14G-Humanin. Mitochondriale Fraktionen wurden 30 min nach S14G-Humanin Behandlung erhalten. Cytosolischen, nuklearen und Mitochondrien (15 µg) Lysates waren Immunoblotted mit Antikörper Phospho und Gesamt-ERK. Anti-GAPDH, Anti-Lamin B, Anti-Tom20 Antikörper wurden bzw. als der cytosolischen, nukleare, mitochondriale Bruchteil Marker verwendet. Diese Zahl wurde von Kim Et Al. modifiziert 4. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Tabelle 1: Puffer für Zytosol, nukleare, und mitochondriale Bruchteil.
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Discussion
Hier haben wir bewiesen, dass Humanin Peptid-vermittelten ERK1/2 Aktivierung in zwei verschiedenen Zelltypen tritt und die subzelluläre Lokalisation des aktivierten ERK1/2, je nach Bedingungen (z.B., Portion Peptid, Zeitpunkt und Zelle abweichen kann Typ). Es hat sich gezeigt, dass Humanin Signale durch zwei verschiedene Rezeptoren22,23, die die Unterschiede bei der Signalisierung zwischen den beiden Zelllinien sowie die Forderung nach verschiedenen Dosierungen von Humanin erklären kann. Die physiologischen Auswirkungen dieser nicht vollständig untersucht worden, aber es könnte darauf hindeuten, dass ein möglichen Mechanismus für Gewebe abhängigen Reaktionen auf HN.
Phosphorylierung von ERK1/2 spielt eine entscheidende Rolle bei der Signalisierung ERK1/2 und der Status der Phosphorylierung von ERK1/2 zeigt dynamische Veränderungen. Es ist wichtig, die Bedingungen zu finden, wenn unter einer bestimmten Bedingung/Reiz ERK1/2 phosphoryliert wird zu optimieren. Um dies zu erreichen, versuchen Sie die verschiedenen Bedingungen (z.B., Dosis und Medium) und Zeit Kurse zu finden, wenn das höchste Niveau der Phosphorylierung erreicht wird. Ein Großteil der Studien konzentrierten sich nur auf ERK1/2 Phosphorylierung im gesamten Zelle Lysates. Die Ergebnisse können jedoch nur begrenzte funktionale Informationen vorsehen, wie ERK1/2 können mit verschiedenen Zielen interagieren und verschiedenen nachgeschaltete Kaskaden in bestimmten subzelluläre Kompartimente modulieren. Daher gibt es ein besseres Verständnis der Rolle der ERK1/2 Aktivierung, untersuchen die subzelluläre Lokalisation der phosphorylierten ERK1/2.
Subzellulären Fraktionierung nach ERK1/2 Aktivierung kann verwendet werden als Quelle für weitere Untersuchungen (z.B. co-Immunopräzipitation), um Roman nachgelagerte Ziele zu identifizieren, weil die subzelluläre Fraktionierung für nachgelagerte Ziele von ERK1/2 bereichern kann. Diese Methode kann auf andere Signalmoleküle angewendet werden, die nach der Optimierung der Bedingungen in verschiedenen subzelluläre Kompartimente auf Reize umgesiedelt werden.
Obwohl in den vergangenen Jahrzehnten verschiedene Methoden, um die Mitochondrien isolieren vorgeschlagen wurden, gibt es teilweise Verunreinigungen durch andere subzelluläre Kompartimente. Die grobe mitochondriale Isolationsmethode hier vorgeschlagene enthält auch begrenzte Zytoplasma Verunreinigungen. Als die Belastung gering ist, sehen wir, dass es noch eine gültige Methode zum Nachweis von der Lokalisierung der ERK1/2 in Mitochondrien bei Aktivierung. Wie Peptide nicht unbedingt stabil in Lösung sind, ist es manchmal schwierig, die Konsistenz zwischen Experimenten beizubehalten. Achten Sie darauf, machen kleine aliquoten Peptidlösung, Frost-Tausalz-Effekte zu vermeiden und die Konsistenz der Peptid-Aktivität zu verbessern.
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Disclosures
Pinchas Cohen ist Gesellschafter und Berater für CohBar, Inc. Kelvin Yen diente als Berater für CohBar, Inc.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde unterstützt durch eine Ellison/AFAR Postdoctoral Fellowship in Aging Research Program, SJK und ein Glenn Foundation Award und NIH vergibt an PC (1P01AG034906, 1R01GM 090311, 1R01ES 020812). Alle Autoren erscheinen im Film.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| p44/42 MAPK (ERK1/2) | Cell signaling | 9102 | Dilution 1:1,000 |
| phospho-p44/42 MAPK (ERK1/2)(Thr202/Tyr204) | Cell signaling | 4370 | Dilution 1:1,000 |
| Lamin B1 | Cell signaling | 12586 | Nuclear Marker, Dilution 1:1,000 |
| GAPDH | Cell signaling | 5174 | Cytoplasmic marker, Dilution 1:2,000 |
| Tom20 | Santa cruz | SC-17764 | Mitochondria marker, Dilution 1:2,000 |
| anti-Rabbit-HRP conjugated | Cell signaling | 7074 | Dilution 1:30,000 |
| RIPA Lysis and Extraction Buffer | ThermoFisher SCIENTIFIC | 89900 | |
| 100 mm Culture Dish | ThermoFisher SCIENTIFIC | 12556002 | |
| HNG peptide | Genescript | ||
| 25mm sylinge filter | ThermoFisher SCIENTIFIC | 09-719A | |
| HEPES | Sigma | H3375 | |
| MgCl2 | Sigma | M8266 | |
| KCl | Sigma | P9333 | |
| Glycerol | Sigma | G9012 | |
| Triton X-100 | ThermoFisher SCIENTIFIC | BP151-100 | |
| EDTA | Sigma | 3609 | |
| MOPS | Sigma | M1254 | |
| EGTA | Sigma | E3889 | |
| Sucrose | Sigma | S7903 | |
| Tris-base | ThermoFisher SCIENTIFIC | BP152-1 | |
| HCL | Sigma | H1758 | |
| PBS | Lonza | 17-512F | |
| Cell Scraper | FALCON | 353085 | |
| Halt™ Protease and Phosphatase Inhibitor Cocktail (100X) | ThermoFisher SCIENTIFIC | 78440 | |
| Thomas Pestle Tissue Grinder Assemblies with Smooth Pestles | Thomas Scientific | 3432S90 | |
| Tween-20 | ThermoFisher SCIENTIFIC | BP337-500 | |
| BSA | ThermoFisher SCIENTIFIC | BP1600-100 | |
| 8-16% Mini-PROTEAN TGX Precast Protein Gels | BIO RAD | 4561104 | |
| Mini Trans-Blot Module | BIO RAD | 1658030 | |
| Trans-Blot Turbo Transfer System | BIO RAD | 1704150 | |
| Trans-Blot Turbo RTA Mini PVDF Transfer Kit | BIO RAD | 1704272 | |
| Clarity Western ECL Blotting Substrates | BIO RAD | 1705060 | |
| Restore Western blot stripping buffer | ThermoFisher SCIENTIFIC | 21059 | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium | ThermoFisher SCIENTIFIC | 11965-092 | |
| Sonicator, Medel: FB120 | ThermoFisher SCIENTIFIC | 695320-07-12 |
References
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