Summary
El presente Protocolo describe un procedimiento de evaluación del esperma de pescado utilizando el análisis de los espermatozoides asistido por ordenador y equipos de refrigeración. El software ofrece una rápida, precisa y análisis cuantitativo de la calidad del esperma de pescado basada en motilidad de espermatozoides, que puede ser una herramienta útil en la acuicultura para mejorar el éxito de la reproducción.
Abstract
Para la evaluación de la calidad de gametos, hay técnicas innovadoras, rápidas y cuantitativas que pueden proporcionar datos útiles para la acuicultura. Sistemas computarizados para el análisis de la esperma se desarrollaron para medir varios parámetros y uno de los más comúnmente medido es la movilidad de los espermatozoides.
Inicialmente, esta tecnología fue diseñada para especies de mamíferos, aunque también puede ser utilizado para el análisis de esperma de peces. Peces tienen características específicas que pueden afectar el esperma evaluación como un momento de poca motilidad después de la activación y, en algunos casos, adaptación a temperaturas más. Por lo tanto, es necesario modificar los componentes tanto de software como de hardware para hacer análisis de motilidad más eficientes para el análisis de esperma de peces. Mamíferos de los espermatozoides, la placa de calefacción se utiliza para mantener temperaturas óptimas de los espermatozoides. Sin embargo, para algunas especies de peces, es ventajoso utilizar una temperatura más baja para prolongar la duración de la movilidad, ya que los espermatozoides permanecen activos por menos de 2 min. Por lo tanto, dispositivos de enfriamiento están necesarios refrigerar las muestras a temperatura constante durante el tiempo de análisis, incluyendo en el microscopio óptico. Este protocolo describe el análisis de la motilidad del esperma de pescado utilizando el software para el análisis de la esperma y refrigeración nuevos dispositivos para optimizar los resultados.
Introduction
La eficacia de la reproducción depende de la calidad de ambos gametos (óvulos y espermatozoides)1,2. Este es el principal factor que contribuye a la fertilización exitosa, permitiendo el desarrollo de crías viables3,4. La conveniente evaluación de la calidad de gametos es la mejor herramienta para definir el potencial de fertilidad de una muestra.
Mezclando la esperma de varios machos es una práctica común en la producción de muchas especies comerciales4. Sin embargo, la variabilidad de esperma entre los hombres puede conducir a la competencia de esperma y, en consecuencia, no todos los varones están contribuyendo igualmente a la piscina de gene5. En este sentido, la correcta evaluación de características de eyaculado/espermatozoides individuales, tales como movilidad, es fundamental obtener información discriminatoria con respecto a la fertilidad masculina individual posibles. Observación directa de la motilidad espermática puede producir datos imprecisos y subjetivos ya que requiere tiempo y experiencia, que conduce a una falta de coherencia e incompatibilidad de resultados6,7. Sin embargo, hay muchas técnicas innovadoras, rápidas y cuantitativas que pueden proporcionar una calidad de esperma confiable análisis2,4.
Análisis de los espermatozoides asistido por ordenador fue desarrollado para ofrecer datos precisos sobre esperma calidad8. Esta tecnología incluye el desarrollo de software asociado con un microscopio de contraste de fase que permite la evaluación de la motilidad espermática. Sin embargo, un factor limitante del parámetro de movilidad es la velocidad de fotogramas de la cámara. Los espermatozoides trayectorias se basan en espermatozoides cabeza posición centroide en fotogramas consecutivos de grabaciones de vídeo, que se correlaciona con el movimiento flagelar patrones3,9,10, 11. los principales parámetros cinéticos medidos son la velocidad de línea recta (VSL), velocidad curvilínea (VCL) y velocidad promedio ruta (VAP). VSL es la distancia entre el inicio y el punto final de los espermatozoides divididos por tiempo. VCL es la velocidad real a lo largo de la trayectoria exacta tomada por los espermatozoides. VAP es la velocidad a lo largo de una trayectoria suavizada derivada de trayectoria. Estos parámetros permiten obtener información cinética adicional, incluyendo linealidad (LIN), rectitud (STR), bamboleo (WOB) y mediciones de golpeo como amplitud del movimiento lateral de la cabeza (ALH) y frecuencia de ritmo-Cruz (BCF)4,10.
El sistema de análisis de esperma se utilizó originalmente para especies de mamíferos, y uno de los requisitos para el sistema debe funcionar a la temperatura del cuerpo del donante (unos 37 ° C). Este software también podría ser utilizado para especies de peces; Aunque, es necesario hacer algunas adaptaciones para reducir el error de los resultados de análisis de esperma. En algunas especies de peces como los salmónidos y anguila8,12, la fertilización se produce a baja temperatura (alrededor de 4 ° C)2,4. Así, equipos de refrigeración deben ser desarrollado para evitar las condiciones de trabajo incómodas. Además, fish de espermatozoides son fijos en el líquido seminal y requieren un choque osmótico para activar la motilidad. Para especies de agua dulce, el medio activador debe tener osmolalidad hipotónica, mientras que para especies marinas, el medio debe ser hipertónico. Sin embargo, para algunas especies, como los salmónidos, la concentración del ion también podría ser importante3,4,9. Después de la activación, esperma de pez se caracteriza por una rápida disminución de motilidad (menos de 2 min)13,14 y alta velocidad, siendo vital para determinar la velocidad de fotogramas óptima para obtener datos confiables15.
Los objetivos de este estudio están diseñar y aplicar sistemas de refrigeración para las muestras de esperma de peces. Además, este protocolo define cómo determinar las tarifas de marco óptimo para el establecimiento de los protocolos dependiendo de la especie. El uso de este protocolo abre nuevas puertas en el contexto de la evaluación seminal de peces, utilizando la anguila europea como modelo.
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Protocol
Procedimientos relacionados con temas de animales han sido aprobados (2015/VSC/guisante/00064) por la Dirección General de producción agrícola y ganadera en la Universitat Politècnica de València.
1. recoger esperma de anguilas europeas maduras en cautiverio
Nota: Uso anguila europea los machos mantenidos en tanques con agua de mar y un sistema de recirculación a temperatura constante (20 ° C). Tratar con hormonas por inyección intraperitoneal semanal (gonadotropina coriónica humana (hCG); 1,5 UI / g de peso de pescado). Aclimatarse gradualmente a partir de 3 días en agua dulce peces seguido del reemplazo con agua de mar (1/3 del agua total en el tanque) cada 2 días hasta llegar a una salinidad de 37,0 g/mL.
- Anestesiar la anguila 24 h después de la inyección de hormonas para obtener muestras de mejor calidad de esperma.
- Preparar previamente la anestesia: Añadir 300 mg de benzocaína a 100 mL de etanol al 70%. Mezclar bien y guardar a 4 ° C.
- Diluir la benzocaína en una cubeta flexible con 5 L de agua del sistema para obtener una concentración final de 60 mg/L y mezclar correctamente.
- Transferencia de los peces al cubo con agua del sistema y benzocaína. Espere unos minutos hasta que el pescado calma abajo.
- Limpiar el área genital con agua y secar con papel absorbente para evitar la contaminación de las muestras de esperma por las heces, orina o agua de mar.
- Aplique presión suave en la zona abdominal y recoger las muestras de esperma en tubos de plástico de 15 mL con la bomba de vacío. Volumen de esperma hasta 6-7 mL, dependiendo el hombre.
- Mantener muestras de esperma a 4 ° C durante al menos 1 h hasta que se realizan el análisis de la motilidad.
2. refrigerar y diluir las muestras de esperma
- Preparar previamente la solución diluyente.
Nota: Las muestras de esperma deben ser diluidas en la solución diluyente específica para cada especie.- Prepare el soporte no activador para las muestras de esperma de anguila (medio de P1). Añadir 0,42 g de bicarbonato de sodio, 1,828 g de cloruro de sodio, 0,127 g de cloruro de magnesio, 0,56 g de cloruro de potasio y 0,037 g de cloruro de calcio a 250 mL de agua destilada. Mezclar bien para disolver. Almacenar a 4 ° C.
- Establecer el bloque refrigerador a 4 ° C para mantener las muestras a una temperatura constante. Espere hasta que la temperatura se estabilice.
- Diluir las muestras de semen con el diluyente específico de la solución para cada especie.
Nota: La relación de dilución es especie específica y debe ser definida para estandarizar el protocolo. En primer lugar, estimar la concentración espermática basada en la concentración obtenida en el análisis previo de la motilidad, utilizando el software, como se explica en los pasos 3 y 4. Con este análisis, también es posible seleccionar las mejores muestras de esperma, basadas en el porcentaje de motilidad. Después de esto, el investigador puede comenzar a recopilar datos para el experimento con las mejores muestras de la concentración correcta.- Diluir las muestras de esperma de la anguila en el medio de P1 con una proporción de 1:50. Para preparar 500 μl de semen diluido de Anguila, añada 50 μl de la muestra de semen fresco y 450 μl de P1. Mezclar bien.
3. evaluar los parámetros de motilidad de espermatozoides
-
Configuración del módulo de movilidad del Software
- Establecer la etapa de refrigerador a 4 ° C y esperar hasta que se estabilice.
- Abra el software y seleccione Módulo motilidad. Crear nombre de usuario y contraseña si es necesario.
- Seleccione propiedades y elija los parámetros deseados antes de iniciar el análisis de esperma.
- Haga clic en especies | Pescado.
- Seleccionar los Cuadros por segundo y el Número de imágenes, según las mejores condiciones técnicas para cada especie. Configurar ambas opciones en 120 imágenes por segundo.
- Elegir el contraste negativo. Es obligatorio para la reconstrucción exacta de los espermatozoides trayectorias16.
- Seleccione la correspondiente Cámara de recuento y escala de la cámara. Calibrar la cámara para la lente de aumento utilizado en el experimento. Establezca SpermTrack10 como cámara de recuento y la escala X 10.
Nota: en general, una profundidad de 10 μm en la cámara de recuento y una lente de 10 X son las condiciones recomendadas ya que proporcionan la mejor focalización de los espermatozoides y capturar el mayor número de células. Sin embargo, se recomienda hacer un estudio previo de las condiciones óptimas para el análisis de la motilidad de cada especie. - Ajustar el Área de la partícula y la Conectividad para cada especie. Establecer el área de la partícula mínimo en conectividad a 7 μm y μm2 2.
Nota: Para los peces, el valor mínimo de rangos de área de partículas entre 2-5 μm y la conectividad depende de la velocidad de los espermatozoides y la velocidad de fotogramas. - Guardar la configuración.
- Seleccione capturar.
-
Analizar el esperma de la anguila europea con Software
- Preparar la solución de activador (agua de mar artificial) mediante la adición de 0,946 g de sal comercial a 25 mL de agua destilada con 2% BSA.
- Tomar 500 mL de solución de activador (agua de mar artificial) y en el bloque frío.
Nota: en general, esperma de pez es activada por un evento de choque osmótico, aunque para algunas especies la concentración del ion también podría ser importante. Para especies de agua dulce, el medio activador debe tener osmolalidad hipotónica, mientras que para especies marinas, el medio debe ser hipertónico. - Coloque la cámara cuenta en la etapa de enfriamiento y espere hasta que se estabilice la temperatura a 4 ° C.
- Mezcle el activador y activar espermatozoides y empezar el grabación entre 5-10 s después de la activación de vídeo motilidad esperma diluida.
- Tomar 4 μL de solución de activador y lugar en la cámara de conteo.
- Homogeneizar suavemente el esperma diluido agitando la microcentrífuga 3 veces para evitar daños en las células de espermatozoides.
- Tomar 0,5 μl de semen diluido, mezclar con el activador y poner la tapa de la cámara de conteo rápido.
Nota: Este paso no debe tomar más de 5 s para iniciar el análisis tan pronto como sea posible. - En las células de espermatozoides y encontrar la mejor zona visual, que se define por un número bajo de espermatozoides (150-200 células) para evitar la intercepción entre las células (suplementario Figura 1A). Seleccionar Captura de Video para obtener las pistas de espermatozoides, que están separadas según la velocidad.
- Seleccione capturar para obtener campos de 3 a 7, que son el intervalo óptimo para obtener una menor variabilidad en los resultados y proceder como antes. Grabar videos de hasta 120 activación posterior de s con el fin de evitar la condensación en la tapa de la cámara de conteo.
- Seleccione salir para tener una visión general de todos los campos.
4. obtener los datos de motilidad
- Seleccionar campos de | Parcial | Guardar y elegir un nombre de archivo. Haga clic en Guardar.
Nota: La hoja de cálculo proporciona valores medios de datos, gráficos e imágenes de pistas de espermatozoides. - Seleccione datos generales | Nombre de archivo | Guardar.
Nota: Los datos proporcionan valores cinéticos para espermatozoides individuales de todos los campos.
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Representative Results
Análisis del efecto de tiempo en la motilidad del esperma
En el caso de la anguila europea, el porcentaje de espermatozoides estáticos aumentó de 15 s a 120 s después de la activación (de 24,4% a 40,7%) y el porcentaje de espermatozoides móviles de progresivas disminución (de 36,9% a 20,9%) (Figura 1A y 1B). Basada en la velocidad, las células espermatozoides demostraron una disminución en la velocidad con el tiempo (figura 1C y 1D) disminuido. El porcentaje de espermatozoides con velocidad rápida disminuyó alrededor del 23% (de 49.4% a 26.6%) y el porcentaje de espermatozoides con velocidad medio aumentó alrededor 7%.
El efecto de la velocidad de fotogramas y la cámara de conteo
Diferentes especies requieren velocidades de fotogramas diferentes para obtener resultados óptimos. Esturión ruso requiere 150 fotogramas por segundo (fps; Figura 2A); carpa común requiere 100 fps (figura 2B); y para el grayling, 200 fps no fue suficiente para obtener resultados óptimos de cinéticos (figura 2). Estos resultados no eran dependientes en la profundidad de la cuenta cámara de prueba (figura 2A-2 C).
Estructura de las subpoblaciones de espermatozoides
La identificación de la subpoblación de espermatozoides se basa en el análisis estadístico. El primer paso es la determinación de los principales componentes (análisis de componentes principales; PCA) desde el conjunto completo de datos de la movilidad. Luego, se realizan los procedimientos de agrupamiento con los índices derivados del esperma obtenidos después del PCA.
Para este estudio, se utilizó esperma de salmón del Atlántico que mostró cuatro subpoblaciones diferentes, llamadas: lenta no lineal (baja LIN, STR y VCL), rápido no lineal (baja STR, VCL alta), rápido lineal (LIN, STR y VCL) y más rápido lineal (LIN más alta STR y VCL). La distribución de estas subpoblaciones variada a lo largo de generaciones de animales silvestres a cultivadas unos (figura 3).
Figura 1 : Efecto de la activación después de tiempo en la progresividad y la motilidad de los espermatozoides de la anguila europea. A y B) porcentaje de progresividad a s 15 y 120, respectivamente; y C y D) el porcentaje de motilidad basada en la velocidad con el tiempo (15 y 120 s tras la activación, respectivamente). La progresividad se dividió en tres grupos: células móviles progresivas (blanco; VCL media ± SD de valor: 114,5 ± 18.2 y 101,4 ± 34.5 μm/s s 15 y 120, respectivamente), sin células móviles progresivas (gris; VCL media ± SD de valor: 84,8 ± 17,4 μm/s, 15 s y 84.6 ± 16.5 μm/s por 120 s) y los espermatozoides estáticos (negro). La velocidad de los espermatozoides se dividió en 4 grupos: rápido (VCL media ± SD de valor: 119.3 ± 13,7 μm/s, 15 s y 118,9 ± 13.3 μm/s por 120 s; blanco), medio (VCL media ± SD de valor: 79,7 ± 15.5 μm/s, 15 s y 120 μm/s 79.6 ± 15.5 s; gris claro) , lento (VCL media ± SD de valor: 32,9 ± 6.5 μm/s, 15 s y 32,6 ± 6.6 μm/s por 120 s; gris oscuro) y estática (negro). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : El efecto de la velocidad de fotogramas y la cámara de conteo en tres especies de peces de agua dulce: (A) esturión ruso (B) carpa y (C) tímalo. Análisis de la esperma se hizo en 50, 100, 150 y 200 fps, con cuenta comercial dos cámaras con distintas profundidades (10 y 20 μm). El círculo negro representa la mejor velocidad de fotogramas para cada especie. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Estructura de las subpoblaciones de espermatozoides de tres generaciones de salmón del Atlántico: los machos salvajes (F0) y las dos primeras generaciones en cautiverio (F1 y F2). Después de análisis de conglomerados, se observaron cuatro subpoblaciones: lento espermatozoides no lineales (baja de LIN, STR y VCL; cluster 1; negro), rápido espermatozoides no lineales (STR inferior, VCL alta cluster 2; gris oscuro), rápido espermatozoides lineares (LIN alta STR y VCL; cluster 3; intermedios de gris) y más rápidos lineales espermatozoides (mayor LIN STR y VCL; grupo 4, gris claro). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Suplementario figura 1. Diferentes áreas visuales a partir del análisis de la motilidad de espermatozoides de anguila europea definidas como mejor (A) y (B) el peor celular concentración. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
El software de análisis de esperma utilizado en este protocolo ha sido utilizado por investigadores en todo el mundo para diferentes especies, incluyendo peces. Sin embargo, los peces tienen algunas características específicas que pueden afectar la evaluación de espermatozoides. Espermatozoides de peces mostraron alta velocidad en el momento de la activación que declina rápidamente y conduce a un corto plazo de la movilidad después de la activación. Además, la temperatura de la reproducción depende de la especie y, en algunos casos, podría ser alrededor de 4 ° C2,4,8,12. Por lo tanto, es necesario hacer algunas adaptaciones para mejorar la eficiencia de un sistema computarizado para análisis de la esperma de peces. El principio básico de los parámetros de motilidad es la adquisición y análisis de imágenes sucesivas de espermatozoides móviles. Mayoría de los sistemas utiliza velocidades de fotogramas estándar (16, 25, 30, 50 o 60 fps) debido a limitaciones de hardware y software17,18,19,20,21,22. Sin embargo, algunos estudios mostraron que una mayor velocidad aumenta algunos parámetros de velocidad, como VCL, STR, FBC15,23,24. Esto es particularmente importante cuando es necesario evaluar el hyperactivation de espermatozoides y la velocidad máxima de espermatozoides11,17,18,19, 25. en relación con la temperatura de análisis, una placa de enfriamiento para el microscopio óptico y una nueva tecnología para refrigerar las muestras a temperatura constante también podría mejorar el análisis en el tiempo. El presente trabajo ofrece un acercamiento para resolver dos de los principales problemas asociados con el pescado esperma motilidad temperatura y análisis de sensibilidad. A pesar de los resultados centrándose en algunas especies de agua dulce, esta metodología podría utilizarse para especies marinas, aunque el medio de la activación debe ser adaptado para cada especie.
En el mercado, hay una gama de productos o incluso diferentes versiones de un mismo producto. Aunque los sistemas tengan el mismo principio, cada uno tiene diferentes detalles que resulta de la incompatibilidad de resultados26,27,28. Además, la evaluación de la calidad del esperma de pescado todavía podría tener limitaciones metodológicas y técnicas. La técnica de activación del espermatozoide y el momento del análisis después de la activación son dos factores esenciales que afectan esperma calidad evaluación29,30. El tiempo entre la activación de muestras de esperma y la estabilización de imagen para grabaciones de vídeo debe ser alrededor 5 s desde los primeros segundos (intervalo de tiempo de 5-20 s) proporciona los datos más útiles2,4. El tiempo de análisis de la esperma puede ser limitado debido a problemas de condensación en el portaobjetos de cristal. Sin embargo, espermatozoides de peces permanecen activos con un movimiento vigoroso por menos de dos minutos2. A nivel técnico, es necesario conocer la velocidad de fotogramas «óptimo» para obtener información de detalle que da una reconstrucción exacta de los espermatozoides trayectorias15. En menores tasas de marco, los detalles de la trayectoria se pierden, particularmente para espermatozoides rápidas y no lineales, mientras que a tasas más altas de la estructura, la información se convierte en redundante15,31. Para algunas especies de peces, el marco de la tarifa (hasta 250 fps) no sería suficiente para encontrar la velocidad máxima de los espermatozoides de algunas especies de peces, como tímalo y salmón. Esta variación es especie específica y debe definirse para que cada especie estandarizar el protocolo y obtener resultados confiables15,23,24. La profundidad de la cámara de conteo puede limitar el movimiento del flagelo grande de los peces y los espermatozoides no podían alcanzar la velocidad máxima11,32,33. Además, el software puede tener algunas limitaciones en la detección de espermatozoides real cuando hay una intersección de las células.
Clásica evaluación de la calidad del esperma es un análisis subjetivo basado en la estimación de la concentración y el porcentaje de motilidad, que puede producir variabilidad en los resultados. Sin embargo, un sistema computarizado proporciona mediciones rápidas, exactas y cuantitativas de los parámetros de motilidad. Este análisis objetivo da una gran cantidad de datos y reduce la variabilidad de resultados34,35,36,37. La respuesta de comportamiento de la motilidad del esperma depende de la temperatura del análisis y varía entre especies38,39,40. Temperatura óptima de los análisis de esperma podría proporcionar esperma velocidad y duración del periodo de movilidad similar a las condiciones naturales de reproducción38,40. Por lo tanto, software de análisis de esperma con dispositivos de refrigeración mejora la evaluación de la calidad del esperma de pescado.
Los resultados de análisis de calidad de la esperma podrían mejorar el conocimiento sobre características del esperma de pescado y calidad basada en subpoblaciones de espermatozoides, que puede ser el futuro de la evaluación de semen en todas las especies animales41,42. En un nivel práctico, esta técnica podría ser un indicador de los ganaderos de alta calidad y ayuda a obtener más información sobre espermatozoides proceso de selección, cálculo de dosis seminales para inseminación artificial, competición espermática basada en la velocidad y progresividad y fertilidad potencial. Todo este conocimiento se puede aplicar a los campos de investigación, incluyendo programas de acuicultura y la conservación, lo que estimuló el interés en el almacenamiento de esperma de peces y criopreservación en las últimas décadas2,13. Efectos toxicológicos también están recibiendo especial interés debido a los problemas ambientales, así como estudios el desarrollo de estudios filogenético basado en esperma motilidad características43,44.
Este trabajo ha mostrado cómo la optimización de un software automático para análisis de motilidad de la esperma de pescado mejora los resultados. Estandarización del protocolo debe tener en cuenta la temperatura de análisis y de la velocidad de fotogramas, que podría ser diferente dependiendo de la especie. Sin embargo, el análisis de la motilidad del esperma de pescado tiene dos pasos críticos que el investigador debe prestar atención. Recogida de esperma es el primer paso crítico que puede destruir la muestra debido a la contaminación por heces, orina y agua (agua de mar o agua dulce). El otro punto crítico se asocia con el momento de la activación de la esperma y el inicio de grabaciones de vídeo. Este paso debe realizarse tan pronto como sea posible recolectar datos cuando los espermatozoides tienen movimiento vigoroso.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este proyecto ha recibido financiación de la Asociación de costos (alimentación y agricultura costo acción FA1205: AQUAGAMETE y programa de investigación e innovación a los horizonte 2020 de la Unión Europea bajo la Marie Sklodowska-Curie proyecto IMPRESS (GA n 642893). Nos gustaría agradecer al equipo de científico de PROiSER, específicamente para el estudiante Alberto Vendrell Bernabéu, para su participación activa en la grabación de vídeo de este proyecto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Human Chorionic Gonadotropin | Argent Chemical Laboratories | hCG | Hormone |
| Benzocaine | Merck | E1501 Sigma | Anesthesia |
| sodium bicarbonate | Merck | S5761 Sigma | P1 medium |
| sodium chloride | Merck | 1.06406 EMD Millipore | P1 medium |
| magnesium chloride | Merck | 1374248 USP | P1 medium |
| potassium chloride | Merck | P3911-500G | P1 medium |
| calcium chloride | Merck | C7902-500G | P1 medium |
| commercial salt | Aqua Medic | Meersalz | Activator solution |
| BSA | Merck | 05470 Sigma | Activator solution |
| Falcon tubes 15 ml | Merck | T1943-1000EA | |
| Falcon tubes support | Merck | R5651-5EA | |
| Eppendorfs | Merck | T9661-1000EA | |
| Micropipet 20 µl | Gilson | PIPETMAN® Classic | |
| Micropipet 10 µl | Merck | Z683787-1EA | |
| Tips for micropipets 20 µl | Merck | Z740030-1000EA | |
| Tips for micropipets 10 µl | Merck | Z740028-2000EA | |
| Spermtrack | PROiSER | Counting chamber | |
| TruMorph | PROiSER | TruMorph | |
| Microscope UB 200i Serie | PROiSER | Microscope | |
| Cooler plate | PROiSER | Prototype | |
| Cooler block | PROiSER | Prototype | |
| ISAS v1 | PROiSER | ISAS | Software |
References
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