Summary

魚の精子の評価ソフトウェアを使用して、冷却装置

Published: July 28, 2018
doi:

Summary

この議定書は、精子のコンピューター支援型分析を使用して、デバイスを冷却魚精子評価の手順を説明します。ソフトウェアは、迅速、正確なと養殖業の再生の成功を改善するために便利なツールをすることができます、精子運動に基づく魚の精子の質の定量分析を与えます。

Abstract

配偶子品質評価のため養殖のための有用なデータを提供できる革新的な迅速かつ定量的な手法があります。精子分析のためのコンピューター化されたシステムは、いくつかのパラメーターを測定するため開発された測定する最も一般的の 1 つ、精子の運動です。

当初は、魚の精子分析のため使用することもできますが、このコンピューター技術は哺乳類種のため設計されました。魚は、精子評価など短い運動時間活性化した後と、場合によっては、温度を下げるための適応に影響を与えることができる特定の機能を持っています。したがって、運動解析を魚の精子分析のためより効率的にソフトウェアとハードウェアのコンポーネントを変更する必要は。哺乳動物の精子、精子の最適温度を維持するために加熱プレートを使用します。しかし、いくつかの魚種のため、以来、精子は 2 分以内にアクティブなまま、運動の持続時間を延ばすために低温を使用する便利です。したがって、冷却装置が分析、光学顕微鏡などの時間の経過とともに一定の温度でサンプルを冷蔵する必要です。このプロトコルでは、魚の精子の運動性の精子分析のためのソフトウェアを使用して、新しい結果を最適化するデバイスを冷却の分析について説明します。

Introduction

再現性は、両方の配偶子 (卵と精子)1,2の品質に依存します。これは、正常な受精の可能な子孫3,4の開発が可能に貢献する主要な要因です。配偶子の便利な評価は、標本の不妊の可能性を定義するための最良のツールです。

多くの水生商業種4の生産に一般的な方法は、複数の男性から精子を混合します。ただし、男性の精子変動が精子競争につながることができますそして、したがって、すべての男性は、同じように遺伝子プール5に貢献しています。この意味で、運動などの個々 の射精/精子機能の適切な評価は潜在的な個々 の男性不妊に関する差別的な情報を取得に不可欠です。それは時間と一貫性の欠如、結果67の非互換性につながる経験を必要と、精子の運動の直接観察は不正確で、主観的なデータを生成できます。ただし、信頼性の高い精子の品質分析2,4を提供することができます多くの革新的な迅速かつ定量的手法があります。

精子のコンピューター支援型分析は、精子品質8に関する正確なデータを提供する開発されました。この技術には、精子の運動性の評価をできる位相差顕微鏡に関連するソフトウェアの開発が含まれています。しかし、運動パラメーターの制限要因はビデオ カメラのフレーム レートです。軌道が精子に基づいている個々 の精子頭部重心位置の連続したフレームでビデオ録画の鞭毛運動パターン3,9,10,と相関している11. 測定するメインの速度論的パラメーターは直線速度 (VSL)、曲線速度 (VCL) 平均パス速度 (VAP)。VSL は、開始と精子を時間で割った値で撮影したエンドポイントとの間の距離です。VCL は、精子で撮影した正確な軌道に沿って実際の速度です。VAP は、軌道の派生平滑化されたパスに沿って速度です。これらのパラメーターは、直線性 (LIN)、真直度 (STR)、揺れ (一) 横方向のヘッドの動き (ALH) とビート クロス周波数 (BCF)4,10の振幅のような暴行測定など追加の運動情報を許可します。

哺乳類の精子分析システムがもともと、ドナー (約 37 ° C) の体温で動作するシステムの要件の 1 つです。このソフトウェアは魚種にも使えるとはいえ、精子分析結果の誤差を減らすためにいくつかの適応を作るべきです。サケやウナギの8,12など、いくつかの魚種で受精は低温 (およそ 4 ° C)2,4で発生します。したがって、不快な労働条件を避けるためには、冷却装置を開発する必要があります。また、魚類精子のいない精液の運動性、運動を有効に浸透衝撃を必要です。海洋生物の培地は、高張べき間淡水種のため活性化中低張性浸透圧が必要です。しかし、いくつかの種は、サケ科魚類、としてイオン濃度もかもしれない重要な3,4,9。活性化後の魚の精子は運動 (2 分以内)13,14高速で信頼性の高いデータ15を取得する最適なフレーム レートを決定することが重要されているの急速な減少によって特徴付けられます。

本研究の目的は、デザインし、魚精子サンプルの冷凍システムを適用です。さらに、このプロトコルは、種に応じて標準プロトコルの確立のための最適なフレーム レートを決定する方法を定義します。このプロトコルの使用は、モデルとしてヨーロッパのウナギを用いた魚精評価のコンテキストで新しい扉を開きます。

Protocol

含む動物対象としている手順は、農業生産や家畜、大学パラオレイ バレンシアでの一般的な方向性によって (2015/VSC/エンドウ/00064) を承認しました。 1. 捕われの身で精子を成熟したヨーロッパのウナギから収集します。 注: 使用ヨーロッパうなぎ男性海水と一定した温度 (20 ° C) での再循環システム タンクに保持されます。毎週の腹腔内注射 (ひと絨?…

Representative Results

精子の運動の時間効果の解析 15 から静的な精子の割合増加するヨーロッパのウナギの場合 120 s (36.9% 20.9%) から s (24.4% から 40.7%)、活性化とモバイルの進歩的な精子の割合が減少しました。(図 1 aと1 b)。速度に基づいて、精子細胞は時間 (図 1と1 D</…

Discussion

このプロトコルで使われる精子分析ソフトウェア使用されています研究者によって世界的な種、魚など。しかし、魚は精子の評価に影響を与えることができるいくつかの特定の機能にあります。魚の精子はすぐに低下し、活性化した後短時間の運動につながる活性化の瞬間に高速を示した。その上、再現の温度は種に依存し、いくつかのケースでは約 4 ° C2,<sup class=…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

このプロジェクトは、コストの協会から資金を受けている (食品と農業コスト アクション FA1205: インプレス (ジョージア州 No 642893) プロジェクト AQUAGAMETE と欧州連合のホライゾン 2020年研究と技術革新プログラムの下でマリー マリアスクウォドフスカ キュリー。具体的にはこのプロジェクトの記録ビデオで彼の積極的な参加の学生アルベルト ・ ヴェンドレル ベルナベウ、PROiSER の科学的なチームに感謝したいと思います。

Materials

Human Chorionic Gonadotropin Argent Chemical Laboratories hCG Hormone
Benzocaine Merck E1501 Sigma Anesthesia
sodium bicarbonate Merck S5761 Sigma  P1 medium
sodium chloride Merck 1.06406 EMD Millipore P1 medium
magnesium chloride Merck 1374248 USP P1 medium
potassium chloride Merck P3911-500G P1 medium
calcium chloride Merck C7902-500G P1 medium
commercial salt Aqua Medic  Meersalz Activator solution 
BSA Merck 05470 Sigma Activator solution 
Falcon tubes 15 ml Merck T1943-1000EA
Falcon tubes support Merck R5651-5EA
Eppendorfs Merck T9661-1000EA
Micropipet 20 µl Gilson PIPETMAN® Classic
Micropipet 10 µl Merck Z683787-1EA
Tips for micropipets 20 µl Merck Z740030-1000EA
Tips for micropipets 10 µl Merck Z740028-2000EA
Spermtrack PROiSER Counting chamber
TruMorph PROiSER TruMorph
Microscope UB 200i Serie PROiSER Microscope
Cooler plate PROiSER Prototype
Cooler block PROiSER Prototype
ISAS v1 PROiSER ISAS Software

References

  1. Kime, D. E., et al. Use of computer-assisted sperm analysis (CASA) for monitoring the effects of pollution on sperm quality of fish; application to the effects of heavy metals. Aquatic Toxicology. 36, 223-237 (1996).
  2. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology – Part C: Toxicology & Pharmacology. 130, 425-433 (2001).
  3. Bobe, J., Labbé, C. Egg and sperm quality in fish. General and Comparative Endocrinology. 165, 535-548 (2010).
  4. Rurangwa, E., Kime, D. E., Ollevier, F., Nash, J. P. The measurement of sperm motility and factors affecting sperm quality in cultured fish. Aquaculture. 234, 1-28 (2004).
  5. Bekkevold, D., Hansen, M. M., Loeschcke, V. Male reproductive competition in spawning aggregations of cod (Gadus morhua, L.). Molecular Ecology. 11, 91-102 (2002).
  6. Chong, A. P., Walters, C. A., Weinrieb, S. A. The neglected laboratory test: the semen analysis. Journal of Andrology. 4, 280-282 (1983).
  7. Overstreet, J. W., Katz, D. F., Hanson, F. W., Fonesca, J. R. Laboratory tests for human male reproductive risk assessment. Teratogenesis, Carcinogenesis, and Mutagenesis. 4, 67-82 (1984).
  8. Gallego, V., et al. Standardization of European eel (Anguilla anguilla) sperm motility evaluation by CASA software. Theriogenology. 79, 1034-1040 (2013).
  9. Fauvel, C., Suquet, M., Cosson, J. Evaluation of fish sperm quality. Journal of Applied Ichthyology. 26, 636-643 (2010).
  10. Mortimer, S. T., Schoëvaërt, D., Swan, M. A., Mortimer, D. Quantitative observations of flagellar motility of capacitating human spermatozoa. Human Reproduction. 12, 1006-1012 (1997).
  11. Bompart, D., et al. CASA-Mot technology: How results are affected by the frame rate and counting chamber. Reproduction, Fertility and Development. , (2018).
  12. Vladić, T., Järvi, T. Sperm motility and fertilization time span in Atlantic salmon and brown trout – the effect of water temperature. Journal of Fish Biology. 50, 1088-1093 (1997).
  13. Rurangwa, E., Volckaert, F. A. M., Huyskens, G., Kime, D. E., Ollevier, F. Quality control of refrigerated and cryopreserved semen using computer-assisted sperm analysis (CASA), viable staining and standardizes fertilisation in African catfish (Clarias gariepinus). Theriogenology. 55, 751-769 (2001).
  14. Cosson, J., et al. Marine fish spermatozoa: racing ephemeral swimmers. Reproduction. 136, 277-294 (2008).
  15. Castellini, C., Dal Bosco, A., Ruggeri, S., Collodel, G. What is the best frame rate for evaluation of sperm motility in different species by computer-assisted sperm analysis?. Fertility and Sterility. 96, 24-27 (2011).
  16. Soler, C., et al. A holographic solution for sperm motility analysis in boar samples. Effect of counting chamber depth. Reproduction, Fertility and Development. , (2018).
  17. Elliot, F. I., Sherman, J. K., Elliot, E. J., Sullivan, J. J. A photo method of measuring sperm motility. Journal of Animal Science. 37, 310 (1973).
  18. Katz, D. F., Dott, H. M. Methods of measuring swimming speed of spermatozoa. Journal of Reproduction and Fertility. 45, 263-272 (1975).
  19. Liu, Y. T., Warme, P. K. Computerized evaluation of sperm cell motility. Computers and Biomedical Research. 10, 127-138 (1977).
  20. Jecht, E. W., Russo, J. J. A system for the quantitative analysis of human sperm motility. Andrologia. 5, 215-221 (1973).
  21. Holt, W. V., Palomo, M. J. Optimization of a continuous real-time computerized semen analysis system for ram sperm motility assessment, and evaluation of four methods of semen preparation. Reproduction, Fertility and Development. 8, 219-230 (1996).
  22. Stephens, D. T., Hickman, R., Hoskins, D. D. Description, validation, and performance characteristics of a new computer-automated sperm motility analysis system. Biology of Reproduction. 38, 577-586 (1988).
  23. Mortimer, D., Goel, N., Shu, M. A. Evaluation of the CellSoft automated semen analysis system in a routine laboratory setting. Fertility and Sterility. 50, 960-968 (1988).
  24. Mortimer, S. T., Swan, M. A. Kinematics of capacitating human spermatozoa analysed at 60 Hz. Human Reproduction. 10, 873-879 (1995).
  25. Holt, W. V., O’Brien, J., Abaigar, T. Applications and interpretation of computer-assisted sperm analyses and sperm sorting methods in assisted breeding and comparative research. Reproduction, Fertility and Development. 19, 709-718 (2007).
  26. Gill, H. Y., Van Arsdalen, K., Hypolote, J., Levin, R., Ruzich, J. Comparative study of two computerized semen motility analyzers. Andrologia. 20, 433-440 (1988).
  27. Jasko, D. J., Lein, D. H., Foote, R. H. A comparison of two computer-assisted semen analysis instruments for the evaluation of sperm motion characteristics in the stallion. Journal of Andrology. 11, 453-459 (1990).
  28. Vantman, D., Koukoulis, G., Dennison, L., Zinaman, M., Sherins, R. Computer-assisted semen analysis: Evaluation of method and assessment of the influence of sperm concentration on linear velocity determination. Fertility and Sterility. 49, 510-515 (1988).
  29. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology – Part C: Toxicology & Pharmacology. 130, 425-433 (2001).
  30. Scherr, T., et al. Microfluidics and numerical simulation as methods for standardization of zebrafish sperm cell activation. Biomedical Microdevices. 17, 65-75 (2015).
  31. Mortimer, S. T., Swan, M. A. Effect of image sampling frequency on established and smoothing-independent kinematic values of capacitating human spermatozoa. Human Reproduction. 14, 997-1004 (1999).
  32. Hoogewijs, M. K., et al. Influence of counting chamber type on CASA outcomes of equine semen analysis. Equine Veterinary Journal. 44, 542-549 (2012).
  33. Soler, C., et al. Effect of counting chamber on seminal parameters, analyzing with the ISASv1®. Revista Internacional de Andrología. 10, 132-138 (2012).
  34. Didion, B. A. Computer-assisted semen analysis and its utility for profiling boar semen samples. Theriogenology. 70, 1374-1376 (2008).
  35. David, G., Serres, C., Jouannet, P. Kinematics of human spermatozoa. Gamete Research. 4, 83-95 (1981).
  36. Björndahl, L. What is normal semen quality? On the use and abuse of reference limits for the interpretation of semen results. Human Fertility (Cambridge). 14, 179-186 (2011).
  37. Verstegen, J., Iguer-ouada, M., Onclin, K. Computer-assisted semen analyzers in andrology research and veterinary practice. Theriogenology. 57, 149-179 (2002).
  38. Alavia, S. M. H., Cosson, J. Sperm motility in fishes. I. Effects of temperature and pH: a review. Cell Biology International. 29, 101-110 (2005).
  39. Islam, M. S., Akhter, T. Tale of Fish Sperm and Factors Affecting Sperm Motility: A Review. Advancements in Life Sciences. 1, 11-19 (2011).
  40. Dadras, H., et al. Analysis of common carp Cyprinus carpio sperm motility and lipid composition using different in vitro temperatures. Anim. Reprod. Sci. 180, 37-43 (2017).
  41. Soler, C., García, A., Contell, J., Segervall, J., Sancho, M. Kinematics and subpopulations’ structure definition of blue fox (Alopex lagopus) sperm motility using the ISASV1 CASA system. Reproduction in Domestic Animals. 49, 560-567 (2014).
  42. Vásquez, F., Soler, C., Camps, P., Valverde, A., GarcíaMolina, A. Spermiogram and sperm head morphometry assessed by multivariate cluster analysis results during adolescence (12-18 years) and the effect of varicocele. Asian Journal of Andrology. 18, 824-830 (2016).
  43. Soler, C., et al. Dog sperm head morphometry: its diversity and evolution. Asian Journal of Andrology. 19, 149-153 (2017).
  44. Valverde, A., et al. Morphometry and subpopulation structure of Holstein bull spermatozoa: variations in ejaculates and cryopreservation straws. Asian Journal of Andrology. 18, 851-857 (2016).
check_url/56823?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Caldeira, C., Soler, C. Fish Sperm Assessment Using Software and Cooling Devices. J. Vis. Exp. (137), e56823, doi:10.3791/56823 (2018).

View Video