Summary
Hier beschreiben wir eine minimalinvasive Phänomen orthotopen Transplantation Modell der Lunge Adenokarzinom Mauszellen als Zeit und kostensenkende Modell, nicht-kleinzelligem Lungenkrebs zu studieren.
Abstract
Die Nutzung von Maus-Modellen ist unverzichtbar für die Erforschung der Pathophysiologie von verschiedenen Krankheiten. In Bezug auf Lungenkrebs gibt es mehrere Modelle, einschließlich gentechnisch Modelle sowie Transplantation Modelle entwickelt. Gentechnisch veränderte Mausmodelle sind jedoch aufwändig und teuer, während einige orthotopen Transplantation Modelle schwer zu reproduzieren sind. Hier ist eine nicht-invasive intratrachealen Übermittlungsmethode der Lunge Tumorzellen als alternative orthotopen Transplantation Modell beschrieben. Die Nutzung von Maus Lungenzellen Adenokarzinom und Phänomen Transplantat-Empfänger ermöglicht Studium der Tumorgenese unter Anwesenheit eines voll aktiven Immunsystems. Darüber hinaus genetische Manipulationen der Tumor Zellen vor Transplantation macht dieses Modell eine attraktive zeitsparende Ansatz zur Untersuchung der Auswirkungen von genetischen Faktoren auf Tumorwachstum und Tumor Zelle Genexpression unter physiologischen Bedingungen Profile. Mit Hilfe dieses Modells zeigen wir diese Lunge Adenokarzinom Zellen programmiert express erhöhte Spiegel von der T-Zell-Suppressor Tod-Liganden 1 (PD-L1) Wenn Sie in ihrer natürlichen Umgebung im Vergleich zum Anbau in-vitro-angebaut.
Introduction
Lungenkrebs ist nach wie vor bei weitem die krebsbedingte Todesursache bei Männern und Frauen1. In der Tat, nach der American Cancer Society, Menschen Sie jedes Jahr sterben mehr an Lungenkrebs zu erkranken als der Brust-, Prostata- und Darmkrebs Krebs zusammen1. Bis vor kurzem wurden die Mehrheit der Patienten mit nicht-kleinzelligem Lungenkrebs (NSCLC), die am häufigsten vorkommende Subtyp an Lungenkrebs zu erkranken, mit Platin-basierten Chemotherapie in einer Erstlinien Umgebung, meist mit dem Zusatz von Angiogenese behandelt. Inhibitoren2. Nur eine Teilmenge der Patienten birgt Onkogene Mutationen in den epidermalen Wachstumsfaktor-Rezeptor (EGFR), anaplastische Lymphom Kinase (ALK) oder ROS1, und mit verfügbaren targeting Drogen3,4behandelt werden kann. Mit dem Aufkommen von immun Checkpoint-Inhibitoren entstanden neuer Hoffnung für Patienten mit Lungenkrebs, obwohl bis jetzt nur 20 – 40 % der Patienten reagieren auf Immuntherapie5. Daher ist weitere Forschung erforderlich, um dieses Ergebnis zu verbessern, indem Sie Feinabstimmung immun Checkpoint Therapie und Untersuchung von kombinatorischen Behandlungsmöglichkeiten.
Um Lungenkrebs zu studieren, eine breite Palette von präklinischen Modellen stehen zur Verfügung, einschließlich spontane Modelle ausgelöst durch Chemikalien und Karzinogene und gentechnisch Maus Modelle (GEMM) wo autochthone Tumoren im Anschluss an die bedingte Aktivierung des entstehen Onkogene und/oder die Inaktivierung von Tumorsuppressor Gene6,7,8. Diese Modelle sind von besonderem Wert zu untersuchen, grundlegende Prozesse in der Entwicklung von Lungen-Tumoren, aber sie erfordern auch umfangreiches Mäuse züchten, und Experimente sind zeitaufwendig. Deshalb nutzen viele Studien bewerten potentielle Inhibitoren subkutane (Patienten-abgeleitet) Xenograft Modelle menschlichen Lunge-Krebs-Zell-Linien werden wo in immungeschwächte Mäuse9subkutan injiziert.
In diesen Modellen wird die Micromilieu von Tumoren nicht entsprechend dargestellt. Daher verwenden die Forscher auch orthotopen Transplantation Modelle, wo werden Tumorzellen intravenös, intrabronchially oder direkt in die Lunge Parenchym10,11,12,13injiziert, 14,15,16,17,18,19,20. Einige dieser Methoden sind technisch anspruchsvoll, schwer reproduziert werden und erfordern intensive Ausbildung der Forscher. 21 hier angepasst wir eine nicht-invasive orthotopen, intratrachealen Haartransplantation Methode bei immunkompetenten Mäusen, denen Tumoren entwickeln sich innerhalb 3-5 Wochen und weisen deutliche Ähnlichkeiten zum menschlichen Tumoren induzieren die Expression von der T-Zell Suppressor programmierten Tod-Liganden 1 (PD-L1) auf Tumorzellen. 11 , 12 , 20 die Nutzung von Maus Tumorzellen von GEMM Modellen abgeleitet und Phänomen Empfänger Mäuse ermöglicht ordnungsgemäßen Studium der der Tumor Mikroumgebung einschließlich Immunzellen. Darüber hinaus kann gen Bearbeitungstools wie CRISPR/Cas9 Technologie22 in vitro vor der Transplantation verwendet werden, die die Untersuchung der Auswirkungen der genetischen Faktoren bei der Lunge Tumorgenese erleichtert.
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Protocol
Alle experimentelle Protokolle wie unten ethischen Richtlinien und wurden genehmigt durch das Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Wirtschaft.
Hinweis: Das Protokoll hier beschreibt eine Orthotopic Transplantation Modell der Lunge Adenokarzinom Mauszellen in Phänomen Empfänger. Zellen können isoliert von Tumor-tragenden Lungen von KrasLSL-G12Dwerden: p53fl/fl (KP) Mäuse7,18, falls vorhanden Inhouse und transplantierten in Mäuse von den gleichen Hintergrund und Sex. Wenn Zellen aus anderen Arbeitsgruppen zur Verfügung gestellt wurden und die genaue Hintergründe unbekannt bleibt, empfehlen wir die Verwendung der F1-Generation eine Kreuzung zwischen C57BL/6 und 129S Mäuse wie Empfänger garantieren maximale Toleranz zu verpflanzen.
1. Zelle-Vorbereitung
- Samen KP Zellen 24 h vor der Transplantation bei ca. 50 % Konfluenz in RPMI mit 10 % fetalen Kälberserum (FCS), Glutamin, 100 U/mL Penicillin und 100 μg/mL Streptomycin (nachfolgend standard Kulturmedium) ergänzt. Inkubieren Sie die Zellkulturen bei 37° C, 5 % CO2und rund 95 % Relative Luftfeuchtigkeit.
- Am nächsten Tag mit 1 mL Trypsin-EDTA (0,05 % Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung [PBS]) für 5 min pro 10 cm Platte Zellen zu ernten Sie und anschließend Aufschwemmen Sie freistehende Zellen mit 9 mL standard Kulturmedium.
- Zählen der Zellen in einem Hemocytometer und übertragen Sie die Anzahl der Zellen, die für die Versuche in einer konischen Zentrifugenröhrchen 50 mL benötigt.
Hinweis: Wir empfehlen Transplantation von Zellen per Mausklick zwischen 2,5 x 10,5 und 1 x 106 KP, aber dies könnte anhand des Forschers Anforderungen angepasst werden. - Anschließend Zentrifugieren der Zellen für 5 min bei 300 X g, den Überstand abgesaugt und mit einer Pipette, die Zellen bei einer Dichte von 2 x 107/mL (für die Inhalation von 1 x 106 KP Zellen pro Maus) im Serum und antibiotikafreien RPMI Aufschwemmen , ergänzt mit 0,01 M Ethylenediaminetetraacetic Acid (EDTA).
- Halten Sie die Zellen auf dem Eis bis zur Transplantation.
(2) orthotopen Transplantation über intratrachealen Lieferung
- Beruhigen Sie eine Maus (8-12 Wochen alt) durch eine subkutane Injektion einer Mischung von Ketamin (100 mg/kg Körpergewicht) und Xylazin (10 mg/kg Körpergewicht).
- Während die Narkose einstellt, bereiten Sie den Katheter für Intubation. Daher, stumpfe Nadel eines Katheters durch einfaches Ende mit einer Schere abschneiden. Danach schieben Sie den Katheter komplett über das Ende der Nadel.
- Bestätigen Sie die angemessene Höhe der Anästhesie durch Pedal reflex über feste Zeh kneifen und gelten Sie ophthalmologische Salbe für die Augen.
- Beheben Sie die Maus auf die Intubation Plattform (Abbildung 1A) durch Einhaken der oberen Schneidezähne über eine Naht zu und bestätigen Sie, dass die Brust unterhalb der Naht senkrecht steht.
- Legen Sie ein LWL-Kabel zwischen den Vorderbeinen, die Brust (Abbildung 1 b) zu beleuchten.
- Vorsichtig das Maul der Maus und ziehen Sie die Zunge mit desinfizierten flache Pinzette. Suchen Sie nach der Emission des weißen Lichts zu lokalisieren den Kehlkopf und visualisieren die Epiglottis und Arytenoid Knorpel (Abbildung 1).
- Sobald die Öffnung der Luftröhre deutlich sichtbar ist, schieben Sie den Katheter in die Luftröhre (Abbildung 1). Die Länge des Katheters einzufügende richtet sich nach Alter und Größe des Tieres, da es unterhalb der Bifurkation, eine gleichmäßige Verteilung der Lunge Adenokarzinom Zellen in der Lunge garantieren nicht gehen sollte. Schnell entfernen Sie die Nadel aus dem Katheter.
- Die richtige Platzierung des Katheters in der Luftröhre wird durch das weiße Licht durch den Katheter (Abb. 1E) angezeigt. Um die Platzierung des Katheters in der Luftröhre zu bestätigen, befestigen Sie eine 1-mL-Spritze mit Wasser, um den Katheter. Das Wasser in der Spritze wird im Einklang mit der Atmung (Abb. 1F) schnell rauf und runter bewegen.
Hinweis: Dieser Schritt kann von erfahrenen Forschern weggelassen werden. - Warm up die Zellsuspension durch das Rohr in der hand halten und anschließend pipette 50 µL der Suspension mit 1 x 106 Zellen (die Anzahl der Zellen kann variabel sein) in der Mitte des Katheters Hubs. Die Suspension wird sofort abgesaugt werden. Anschließend fügen Sie eine 1 mL Spritze und Spenden Sie 300 µL der Luft um eine einheitliche Verteilung innerhalb der Lungen zu gewährleisten.
- Sanft entfernen Sie den Katheter, entfernen Sie die Maus von der Intubation-Plattform, und legen Sie es auf einem Wärmekissen, bis es aus der Narkose erholt.
(3) Lunge Vorbereitung für Durchflusszytometrie
- Am gewünschten Endpunkt experimentelle beruhigen Sie die Maus durch eine subkutane Injektion einer Mischung von Ketamin (100 mg/kg Körpergewicht) und Xylazin (10 mg/kg Körpergewicht) und durch zervikale Dislokation einschläfern.
- Genießen Sie den Kadaver in 70 % igem Ethanol und sichern Sie die Maus auf eine Dissektion Brett mit Klebeband zu.
- Machen Sie einen ventralen Mittellinie Einschnitt und invertieren Sie sanft die Haut, die Muskeln der Brustwand und der Bauchorgane aussetzen. Punktion des Zwerchfells und schneiden Sie die Rippen mit der Schere die Brusthöhle aussetzen.
- Durchspülen der Lunge 3 X mit 6-8 mL eiskaltem PBS durch die rechte Herzkammer mit einer 27 G Nadel nach dem Schneiden einer kleinen Öffnung in der linken Herzkammer, Blut zu verlassen. Die Lunge sollte Blut und Turn komplett weiß geklärt werden.
- Nehmen Sie die Lunge und hacken Sie die Lappen mit einer Schere in kleine Stücke. Die Lunge-Stücke zu einem 2 mL Microcentrifuge Schlauch zu übertragen und in 1,5 mL Lunge Verdauung Puffer inkubieren (RPMI, 5 % FCS, 150 U/mL Kollagenase ich und 50 U/mL DNase ich).
- Inkubieren Sie die Lunge Stück 30-60 min bei 37 ° C und mit konstanter schütteln.
- Übertragen Sie die Lunge Zellsuspension durch ein 70 µm Zelle Sieb in ein 50 mL-Tube. Deaktivieren Sie das Sieb mit der Rückseite des eine sterile 10-mL-Spritze und spülen Sie das Sieb mit 15 mL PBS mit 2 % FCS.
- Zentrifugieren der Zellen bei 300 X g für 5 min bei 4 ° C und den Überstand abgesaugt. Aufschwemmen Sie die Zellen in 1 mL der Ammonium-Chlorid-Kalium (ACK) Lysiereinrichtung Puffer und inkubieren sie 5 min bei Raumtemperatur für die lyse der verbleibenden Erythrozyten.
- Zentrifugieren der Zellen bei 300 X g für 5 min bei 4 ° C und die Zellen in 1 mL PBS mit 2 % FCS Aufschwemmen und fahren Sie mit dem gewünschten Färbung Protokoll für Flow Cytometry23.
Hinweis: Alternativ können die Zellen in RPMI, enthält 30 % FCS und 10 % DMSO Nukleinsäuretablette werden und mit einem eiskalten Container für die spätere Analyse eingefroren.
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Representative Results
Der orthotopen Transplantation Modell über intratrachealen Tumor Zelle Lieferung verwendet, um zu testen, ob der Tumor Mikroumgebung PD-L1 Ausdruck stimuliert. Daher isoliert wir Maus AC Lungenzellen aus dem autochthonen KP-Modell (KP-Zellen), 10 Wochen nach Tumor-Induktion über Cre-Rekombinase mit dem Ausdruck Adenovirus (Ad.Cre) Lieferung24. Anschließend wir die Lunge AC Zellen unter Verwendung eines grünen fluoreszierenden Proteins (GFP) beschriftet-Lentivirus25 und Orthotopically zum Ausdruck bringen sie in immunkompetenten, Phänomen Mäuse über intratrachealen Lieferung aufgeprägt. Um das Modell zu überprüfen, haben wir unterschiedliche Mengen an Tumorzellen transplantiert und Überlebensanalyse durchgeführt. Wie erwartet, war das Überleben des Empfängers Mäuse, die Anzahl der Zellen eingepflanzt korreliert, und die Überlebenszeit betrug zwischen 2 Wochen für Empfänger von 2 x 106 Zellen und rund 10 Wochen für Empfänger von 2,5 x 105 Zellen (Abbildung 2A). Wenn die Lunge nach dem Tod der Mäuse verwendet für Überlebensanalyse seziert wurden, bemerkten wir eine gleichmäßige Verteilung des Tumors Knötchen in allen Lappen der Lunge (Abb. 2 b). Über die Morphologie der Tumoren, verglichen wir transplantierten Tumoren mit autochthonen KRAS-G12D-Tumoren7 angetrieben und bemerkte nicht, keinen offensichtlichen Unterschied (Abbildung 2).
Um die PD-L1-Expression von transplantierten Tumorzellen zu untersuchen, wir eingeschläfert Empfänger Mäuse 3 Wochen nach der Transplantation von 1 x 106 Zellen und die Lunge für durchflusszytometrischen Analyse vorbereitet. Für PD-L1 Ausdruck sondieren und gating für GFP+ Zellen, wir identifiziert eine deutliche Verschiebung in PD-L1+ positive Zellen im Vergleich zu Zellen kultiviert in-vitro-(Abb. 2D). Daher validiert wir dieses Modell als eine Zeit sparende Modell für gen Ausdruck Änderungen in Tumorzellen unter physiologischen Bedingungen zu testen, die beispielsweise verwendet werden können, zu untersuchen, die Auswirkungen der genetischen Veränderungen oder pharmakologische Behandlungen auf der PD-L1 Ausdruck in Lungenzellen AC.
Abbildung 1 : Intratrachealen Tumor Zelle Lungentransplantation. (A) dieses Panel zeigt die hausgemachte Intubation Plattform mit Polystyrol Deckel, zwei 15 mL-Tuben und 6.0 Seide Naht. (B) der Fiber optic Draht richtet sich an die Brust der Maus und (C) nach der Zunge vorsichtig herausziehen, weißes Licht emittiert von der Öffnung der Luftröhre gesehen werden kann. (D und E) die richtige Platzierung der Maus wird durch Licht, das durch den Katheter und kann in eine 1 mL Spritze überprüft (F) durch die auf-und Abbewegung des Wassers platziert werden. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2 : Morphologie der Maus Lungen nach dem Phänomen intratrachealen Transplantation von Lungenzellen AC. (A) dieses Panel zeigt eine Kaplan-Meier-Analyse der Empfänger Mäuse nach der orthotopen Transplantation unterschiedliche Mengen von Tumorzellen. Die Mengen an Tumorzellen verwendet für die intratracheale Lieferung entnehmen Sie bitte derLegende. (B) Dies ist ein repräsentatives Bild der Lunge einer Tumorzelle Empfänger Maus. Gezeigt ist die Lunge eine Maus, die 5 x 105 Zellen empfangen und 43 Tage nach der Transplantation verstorben. (C) dieses Panel zeigt eine Hämatoxylin und Eosin Färbung des Abschnitts Lunge von autochthonen Tumoren 10 Wochen nach Ad.Cre Lieferung (links) und 6 Wochen nach der orthotopen Transplantation von 5 x 105 Tumorzellen (rechte Abbildung), einschließlich einer höheren Vergrößerung von den angegebenen Bereichen (unten). (D) der PD-L1 Ausdruck, indem Durchflusszytometrie im GFP+ KP gemessen wurde Zellen nach Anbau in-vitro-unter Standardbedingungen (vor der Transplantation, rot) und nach orthotopen Transplantation und Isolation von Lungen 3 Wochen Maus folgenden Engraftment (nach der Transplantation, blau). Ratte IgG2a PE-Cyanine7 wurde als ein Isotype-Steuerelement verwendet. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
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Discussion
Um die Lunge physiologische und pathologische Ereignisse in der Lunge zu untersuchen, sind invasive und nicht-invasive intratracheale Intubation Methoden für die Instillation von verschiedenen Reagenzien weit verbreiteten26,27,28,29 ,30,31,32. Im Bereich Krebs Forscher nutzen die intratracheale (und intranasale) Instillation von Cre-Rekombinase mit dem Ausdruck Viren, somatische Mutationen in Epithelzellen der Lunge einzuführen. Die Verwaltung eines Ad.Cre oder einer Lentivirus ermöglicht die bedingte Aktivierung von onkogenen K-Ras in KRAS-LSL-G12D Mäuse, begleitend mit den Knockout von p53 in Zellen ausgestrahlt, wenn Mäuse mit p53-Floxed Mäuse7gezüchtet werden. Die Möglichkeit, Lunge Tumorgenese von früh bis zum Tod des Tieres, sowie eine hohe Ähnlichkeit zwischen Maus Tumoren und menschlichen Tumoren zu studieren macht diese Modelle sehr beliebt. Jedoch von einem praktischen Gesichtspunkt dieses Modell erfordert umfangreiche Maus Zucht, verschiedene Genotypen zu studieren, und in einige Genotypen Experimente können bis zu einem Jahr dauern von Tumor-Induktion bis der experimentellen Endpunkt. Dies erfordert erhöhte Maus Platz und somit Kosten für Maus Gehäuse.
Die Möglichkeit leicht manipulieren Tumorzellen in vitro mithilfe CRISPR-Cas9 Technologie22 macht orthotopen Transplantation Modelle eine schnelle Alternative zur Untersuchung der Auswirkungen von ausgewählter Gene auf Tumorwachstum und Tumor-Expressionsprofile. Die Kennzeichnung der Tumorzellen kann verwendet werden, für die Echtzeit-Überwachung des Tumorwachstums mit live Zelle Imager oder Tumorzellen nach ihren Tags zu sortieren. Dies ermöglicht auch eine einfache Quantifizierung von Tumorzellen (d. h. Tumorlast) nach ihrer Etiketten. Einmal etabliert, ist diese Methode der Tumor Zelle Lieferung sehr reproduzierbar. Im Vergleich zur orthotopen Transplantation über Heck Vene Lieferung, die Tumorzellen werden in ihrer natürlichen Umgebung in der Lunge direkt geliefert, während Einwirkung von Blut und Blutbestandteilen Tumor Zelleneigenschaften verändern kann. Darüber hinaus die Auswirkungen der manipulierten Gene auf Überleben der Tumor-Zellen in die Blutbahn und Extravasation in die Lunge sind unklar und Genotyp-abhängige Änderungen in der Menge der Zellen geliefert zu den Lungen verursachen.
In dem hier beschriebenen Modell Tumoren symmetrisch in der Lunge zu verbreiten. Dadurch können die eigene Ernte und Analyse der verschiedenen Läsionen, beispielsweise einem Lappen kann unterworfen werden Flow Cytometry Analyse wie oben beschrieben, während ein anderes Lappen für immunhistochemische Analyse, Lunge lysate Vorbereitung verwendet werden kann etc.. Wachsenden Tumoren Ergebnis in den Tod der Empfänger Maus innerhalb von 3 bis 10 Wochen nach intratrachealen Lieferung, hängt von der Anzahl der verwendeten Zellen. Dies ermöglicht des Forschers, die Anzahl der transplantierten Zellen an individuelle Bedürfnisse anzupassen, und kleinere Zellzahlen ermöglichen längere Tumorwachstum und Tumor Zelle Exposition gegenüber der Mikroumgebung. Auf der anderen Seite kann eine höhere Zellzahl für pharmakologische Studien, die Medikamentenabgabe verkürzen erwünscht sein.
Einmal etabliert, ist die intratracheale Verwaltung von Tumorzellen sehr reproduzierbar. Jedoch haben einige kritische Punkte bei der Durchführung dieses Verfahrens berücksichtigt werden. Erstens sollte Vorsicht genommen werden, um Gewebeschäden zu vermeiden, wenn verdrängen die Zunge mit der Zange und vor allem, wenn der Katheter eingeführt wird. Für die Platzierung des Katheters ist es wichtig, dass die Forscher das weiße Licht, die Öffnung der Luftröhre zu finden deutlich sehen kann. Dennoch kann der Katheter aus versehen leicht in die nebeneinander angeordnete Speiseröhre eingefügt werden. Wir empfehlen daher, immer für die richtige Platzierung des Katheters in der Luftröhre wie oben beschrieben überprüft. Es ist auch wichtig zu vermeiden, dass des Katheters zu tief (d. h. der Katheter nicht gelegt werden unterhalb der Bronchien Bifurkation). Dies garantiert eine gleichmäßige Verteilung der Lungenzellen und damit Tumore in der Lunge.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Die Autoren möchten Safia Zahma Danke für ihre Hilfe bei der Vorbereitung von Gewebeschnitten.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| mouse lung adenocarcinoma cell line | isolated in house | ||
| C57Bl/6 mice | F1 of the cross of the two backgrounds may be used (8-12 weeks) | ||
| 129S mice | |||
| RPMI 1640 Medium | Life Technologies | 11544446 | |
| Fetal Calf Serum | Life Technologies | 11573397 | |
| Penicillin/Streptomycin Solution | Life Technologies | 11548876 | |
| L-Glutamine | Life Technologies | 11539876 | |
| Trypsin, 0.25% (1x) with EDTA | Life Technologies | 11560626 | |
| UltraPure 0.5 M EDTA, pH 8.0 | Thermo Fisher Scientific | 15575020 | |
| Ketasol (100 mg/mL Ketamine) | Ogris Pharma | 8-00173 | |
| Xylasol (20 mg/mL Xylazine) | Ogris Pharma | 8-00178 | |
| BD Insyste (22 GA 1.00 IN) | BD | 381223 | |
| Blunt forceps | Roboz | RS8260 | |
| Leica CLS150 LED | Leica | 30250004 | Fibre Light Illuminator |
| Student Iris Scissors | Fine Science Tools | 91460-11 | |
| DNase I (RNase-Free) | New England Biolabs | M0303S | |
| Collagenase Type I | Life Technologies | 17100017 | |
| ACK Lysing Buffer | Lonza | 10-548E | |
| CD274 (PD-L1, B7-H1) Monoclonal Antibody (MIH5), PE-Cyanine7 | eBioscience | 25-5982-82 | |
| Rat IgG2a kappa Isotype Control, PE-Cyanine7 | eBioscience | 25-4321-82 |
References
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2018. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 68 (1), 7-30 (2018).
- Zappa, C., Mousa, S. A. Non-small cell lung cancer: current treatment and future advances. Translational Lung Cancer Research. 5 (3), 288-300 (2016).
- Dolly, S. O., Collins, D. C., Sundar, R., Popat, S., Yap, T. A. Advances in the Development of Molecularly Targeted Agents in Non-Small-Cell Lung. Drugs. 77 (8), 813-827 (2017).
- Stinchcombe, T. E. Targeted Therapies for Lung Cancer. Cancer Treatment Research. 170, 165-182 (2016).
- Brody, R., et al. PD-L1 expression in advanced NSCLC: Insights into risk stratification and treatment selection from a systematic literature review. Lung Cancer. 112, 200-215 (2017).
- Safari, R., Meuwissen, R. Practical use of advanced mouse models for lung cancer. Methods in Molecular Biology. 1267, 93-124 (2015).
- DuPage, M., Dooley, A. L., Jacks, T. Conditional mouse lung cancer models using adenoviral or lentiviral delivery of Cre recombinase. Nature Protocols. 4 (7), 1064-1072 (2009).
- Kwon, M. C., Berns, A. Mouse models for lung cancer. Molecular Oncology. 7 (2), 165-177 (2013).
- Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
- Chen, X., et al. An orthotopic model of lung cancer to analyze primary and metastatic NSCLC growth in integrin alpha1-null mice. Clinical & Experiment Metastasis. 22 (2), 185-193 (2005).
- Kang, Y., et al. Development of an orthotopic transplantation model in nude mice that simulates the clinical features of human lung cancer. Cancer Science. 97 (10), 996-1001 (2006).
- Kang, Y., et al. Proliferation of human lung cancer in an orthotopic transplantation mouse model. Experimental and Therapeutic. 1 (3), 471-475 (2010).
- Kuo, T. H., et al. Orthotopic reconstitution of human small-cell lung carcinoma after intravenous transplantation in SCID mice. Anticancer Research. 12 (5), 1407-1410 (1992).
- Li, B., et al. A novel bioluminescence orthotopic mouse model for advanced lung cancer. Radiation Research. 176 (4), 486-493 (2011).
- Mase, K., et al. Intrabronchial orthotopic propagation of human lung adenocarcinoma--characterizations of tumorigenicity, invasion and metastasis. Lung Cancer. 36 (3), 271-276 (2002).
- McLemore, T. L., et al. Novel intrapulmonary model for orthotopic propagation of human lung cancers in athymic nude mice. Cancer Research. 47 (19), 5132-5140 (1987).
- Tsai, L. H., et al. The MZF1/c-MYC axis mediates lung adenocarcinoma progression caused by wild-type lkb1 loss. Oncogene. 34 (13), 1641-1649 (2015).
- Winslow, M. M., et al. Suppression of lung adenocarcinoma progression by Nkx2-1. Nature. 473 (7345), 101-104 (2011).
- Zou, Y., Fu, H., Ghosh, S., Farquhar, D., Klostergaard, J. Antitumor activity of hydrophilic Paclitaxel copolymer prodrug using locoregional delivery in human orthotopic non-small cell lung cancer xenograft models. Clinical Cancer Research. 10 (21), 7382-7391 (2004).
- Buckle, T., van Leeuwen, F. W. Validation of intratracheal instillation of lung tumour cells in mice using single photon emission computed tomography/computed tomography imaging. Lab Animal. 44 (1), 40-45 (2010).
- Berry-Pusey, B. N., et al. A semi-automated vascular access system for preclinical models. Physics in Medicine & Biology. 58 (16), 5351-5362 (2013).
- Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).
- Singer, B. D., et al. Flow-cytometric method for simultaneous analysis of mouse lung epithelial, endothelial, and hematopoietic lineage cells. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (9), L796-L801 (2016).
- Moll, H. P., et al. Afatinib restrains K-RAS-driven lung tumorigenesis. Science Translational Medicine. 10 (446), (2018).
- Campeau, E., et al. A versatile viral system for expression and depletion of proteins in mammalian cells. PLoS One. 4 (8), e6529 (2009).
- Gui, L., Qian, H., Rocco, K. A., Grecu, L., Niklason, L. E. Efficient intratracheal delivery of airway epithelial cells in mice and pigs. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 308 (2), L221-L228 (2015).
- Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (42), e1941 (2010).
- Lin, Y. W., et al. Pharmacokinetics/Pharmacodynamics of Pulmonary Delivery of Colistin against Pseudomonas aeruginosa in a Mouse Lung Infection Model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 61 (3), (2017).
- Wegesser, T. C., Last, J. A. Lung response to coarse PM: bioassay in mice. Toxicology and Applied Pharmacology. 230 (2), 159-166 (2008).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
