Summary
Здесь мы описываем минимально инвазивной сингенных ортотопическая модель трансплантации клеток аденокарциномы легкого мыши как сокращение времени и стоимости модель для изучения немелкоклеточного рака легкого.
Abstract
Использование мыши модели необходимы для изучения патофизиологии различных заболеваний. Что касается рака легких несколько моделей доступны, включая генетически engineered моделей, а также трансплантация модели. Однако генетически модифицированные мыши модели являются длительным и дорогостоящим, тогда как некоторые модели трансплантации ортотопическая трудно воспроизвести. Здесь описан метод доставки неинвазивные трахею клеток опухоли легкого как альтернативного ортотопическая трансплантации модель. Использование мыши клеток аденокарциномы легкого и сингенных трансплантата получателей позволяет изучать tumorigenesis под наличие полностью активной иммунной системы. Кроме того генетические манипуляции опухолевых клеток до трансплантации делает эту модель привлекательной экономии времени подход для изучения влияния генетических факторов на рост опухоли и опухоли экспрессии генов в клетки профилей в физиологических условиях. С помощью этой модели, мы показываем, что легких аденокарциномы клетки Экспресс повышенного уровня Т-клеток супрессоров запрограммированных смерти лиганд 1 (PD-L1) при выращивании в их естественной среде по сравнению с выращиванием в пробирке.
Introduction
Рак легких является еще далеко большой связанных с раком убийца в1как мужчин, так и женщин. Действительно по данным американского общества рака, каждый год больше людей умирают от рака легких, чем груди, простаты и толстой кишки рак вместе1. До недавнего времени, большинство пациентов, страдающих от не-немелкоклеточного рака легкого (НМРЛ), который является наиболее распространенным подтипа немелкоклеточного рака, лечили химиотерапии на основе платины в обстановке первой линии, главным образом с добавлением ангиогенеза Ингибиторы2. Только подмножество пациентов гаваней онкогенных мутаций в рецептор эпидермального фактора роста (EGFR), Анапластическая лимфомы киназы (АЛК), или в ROS1 и можно лечить с помощью доступных таргетинга наркотиков3,4. С появлением ингибиторов иммунных контрольно-пропускной пункт возникла новая надежда для больных раком легкого, хотя до сих пор, только 20 – 40% пациентов реагировать иммунной терапии5. Таким образом дальнейшие исследования требуется улучшить этот результат доработки терапии иммунных контрольно-пропускной пункт и изучая комбинаторной лечения.
Для изучения рака легкого, широкий спектр доклинических моделей доступны, включая спонтанное модели вызваны химических веществ и канцерогенов и генетически модифицированные мыши модели (ГЭММ) где автохтонные опухоли возникают после условного активации Онкогены и/или инактивации опухолевые супрессоры гены6,7,8. Эти модели имеют особое значение для изучения основных процессов развития опухоли легких, но они также требуют обширной мышей разведения, и эксперименты времени. Таким образом многие исследования, оценку потенциальных ингибиторов воспользоваться подкожной Ксенотрансплантат (пациент производных) моделей где человеческих легких рак клеточных линий подкожно вводят в иммунодефицитных мышей9.
В этих моделях micromilieu опухоли не представлены соответственно; Таким образом исследователи также использовать модели ортотопическая трансплантации, где опухолевые клетки вводят внутривенно, intrabronchially или непосредственно в легких паренхимы10,11,12,13, 14,,1516,,1718,19,20. Некоторые из этих методов являются технически сложным, трудно быть воспроизведены и требуют интенсивной подготовки исследователей. 21 здесь мы адаптировали неинвазивной ортотопическая, метод трансплантации трахею иммунокомпетентных мышей, где опухоли развиваться в течение 3-5 недель и демонстрируют значительное сходство человека опухоли, чтобы побудить выражение Т-клеток подавитель запрограммированных смерти лиганд 1 (PD-L1) на опухолевые клетки. 11 , 12 , 20 использование мыши опухолевых клеток, полученных от ГЭММ модели и мышь сингенных получателей позволяет надлежащее изучение микроокружения опухоли, включая иммунные клетки. Кроме того гена, инструменты как ТРИФОСФАТЫ/Cas9 технологии22 редактирования может использоваться в лабораторных условиях до трансплантации, который облегчает изучение влияния генетических факторов в опухолей легких.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все экспериментальные протоколы изложенные ниже следовать этическим принципам и были одобрены австрийское федеральное министерство науки, исследований и экономики.
Примечание: Протокол описывает модель ортотопическая трансплантации клеток аденокарциномы легкого мыши в сингенных получателей. Клетки могут быть изолированы от опухоли подшипник легких красLSL-G12D: p53fl/fl (КП) мышах7,18, при наличии собственных и пересаженные в мышей же фон и секс. Если клетки были предоставлены из других исследовательских групп и точное фон остается неизвестным, мы рекомендуем использовать поколения F1 крест между мышей C57BL/6 и 129S как пересадка получателей для обеспечения максимальной терпимости.
1. Подготовка клетки
- Семя КП клетки 24 ч до пересадки на приблизительно 50% confluency в RPMI, дополненная плода теленка 10% сыворотки (FCS), глютамин и 100 ед/мл пенициллин и 100 мкг/мл стрептомицина (далее именуемые как стандартные питательной среды). Инкубировать клеточных культур при 37° C, 5% CO2и около 95% относительной влажности.
- На следующий день урожай клеток с использованием 1 мл трипсина-ЭДТА (0,05% в фосфат амортизированное saline [PBS]) для 5 минут за 10 см пластины и, впоследствии, Ресуспензируйте отдельные клетки с 9 мл стандартного питательной среды.
- Подсчитать ячейки в Горяева и передавать количество клеток, необходимых для экспериментов в 50-мл конические пластиковых пробирок.
Примечание: Мы рекомендуем пересадки между 2,5 x 105 и 1 x 10-6 КП ячеек на мыши, но это может быть адаптирована на основе потребностей исследователя. - Впоследствии, центрифуга клетки для 5 мин на 300 x g, аспирационная супернатанта и, с помощью пипетки, Ресуспензируйте клетки на плотность 2 x 107/мл (для вдыхания 1 х 106 клеток КП на мышь) в сыворотке и антибиотик бесплатно RPMI , дополненный 0,01 М Этилендиаминтетрауксусная кислота (ЭДТА).
- Держите клетки на льду до трансплантации.
2. ортотопическая трансплантация через трахею доставки
- Степенный мышь (8-12 недель возраста) подкожно смесь кетамин (100 мг/кг массы тела) и ксилазина (10 мг/кг веса тела).
- В то время как анестезии устанавливает в, подготовьте катетер для интубации. Таким образом тупым иглы катетера, просто резки конце ножницами. Потом задвиньте катетер на конце иглы.
- Подтверждения соответствующий уровень анестезии, педали рефлекс через фирмы мыс щипать и применять глазной мази в глаза.
- Исправьте мыши на платформе интубации (рис. 1A) путем ее верхних резцов над швом и подтверждают, что грудь вертикальный под шов.
- Место волоконно-оптического кабеля между передней ноги, чтобы осветить груди (рис. 1B).
- Осторожно открыть рот мыши и вытащить язык, с помощью вылеченных плоскими щипцами. Ищите выбросов белый свет для обнаружения гортани и визуализировать надгортанник и arytenoid хрящей (рис. 1 c).
- После открытия трахеи ясно видна, осторожно задвиньте катетер в трахею (рис. 1 d). Длина катетера для вставки зависит от возраста и размера животного, так как он не должен идти ниже бифуркации обеспечить равномерное распределение легких аденокарциномы клетки в легких. Быстро удалите иглу из катетера.
- Правильное размещение катетера в трахею обозначается белый свет, который светит через катетер (Рисунок 1E). Для подтверждения размещения катетера в трахею, приложите 1 мл шприц, содержащих воду в катетер. Вода в шприц будет быстро перемещаться вверх и вниз в соответствии с дыханием (Рисунок 1F).
Примечание: Этот шаг может быть опущен опытными исследователями. - Согреться суспензию клеток, держа трубку в руке и, впоследствии, Пипетка 50 мкл суспензии, содержащей 1 х 106 клеток (количество клеток может быть переменная) в центр катетер концентратора. Подвеска будет придыханием немедленно. Впоследствии приложите 1 мл шприц и отказаться от 300 мкл воздуха, чтобы обеспечить равномерное распределение в легких.
- Аккуратно удалите катетер, удалите мышь от платформы интубации и положил его на площадку тепла до тех пор, пока он восстанавливает от анестезии.
3. легких подготовка для проточной цитометрии
- В желаемой экспериментальной конечной точке степенный мыши подкожно смесь кетамин (100 мг/кг массы тела) и ксилазина (10 мг/кг массы тела) и усыпить, шейки матки дислокации.
- Замочите каркаса в 70% этанола и зафиксируйте мыши на доске рассечение, с помощью липкой ленты.
- Сделать разрез брюшной срединной и осторожно перевернуть кожи подвергать мышцы грудной стенки и органов брюшной полости. Прокол диафрагмы и вырезать ножницами подвергать грудной полости ребер.
- Perfuse легких 3 x с 6-8 мл ледяной PBS покинуть через правый желудочек, с помощью иглы 27 G после резки небольшое отверстие в левом желудочке, чтобы позволить крови. Легкие должны быть очищены от крови и очередь полностью белым.
- Возьмите легкие и фарш долей на мелкие кусочки с помощью ножниц. Передача части легких в 2-мл пробирку microcentrifuge и инкубировать в 1,5 мл легкого пищеварения буфера (RPMI, 5% FCS, 150 ед/мл коллагеназы я и 50 ед/мл DNase I).
- Инкубировать легких штук 30-60 минут при 37 ° C и постоянном встряхивании.
- Перенесите суспензию клеток легких через стрейнер ячейки 70 мкм в 50 мл трубки. Снимите сетчатый фильтр с задней части стерильный шприц 10 мл и промойте ситечко с 15 мл PBS с 2% FCS.
- Центрифуга клетки на 300 x g 5 минут при температуре 4 ° C и удалить супернатант. Ресуспензируйте клеток в 1 мл раствора аммония хлорид калия (ACK) лизировать буфер и проинкубируйте 5 мин при комнатной температуре для lysis остаточного эритроцитов.
- Центрифуга клетки на 300 x g 5 минут при температуре 4 ° C и Ресуспензируйте клеток в 1 мл PBS с 2% FCS и приступить к желаемой окрашивание протокол для потока цитометрии23.
Примечание: Кроме того, клетки могут быть высокомобильна в RPMI, содержащий 30% FCS и 10% ДМСО и замороженные, с использованием замораживания контейнер для последующего анализа.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Мы использовали модель трансплантации ортотопическая через трахею опухолевых клеток доставки для проверки ли микроокружения опухоли стимулирует выражение PD-L1. Таким образом мы изолированные клетки легких AC мыши из автохтонных модели КП (КП клетки), 10 недель после индукции опухоли через Cre рекомбиназа выражая доставки аденовирус (Ad.Cre)24. Впоследствии, мы помечены легких AC клеток с использованием зеленого флуоресцентного белка (ГПУП)-выражая человека25 и orthotopically engrafted их в иммунокомпетентных, сингенных мышей через трахею доставки. Чтобы проверить модель, мы трансплантированы различное количество опухолевых клеток и провели анализ выживаемости. Как и ожидалось, выживание получателей мышей коррелировалось на количество прижившимися клеток, и выживание время между 2 недели для получателей, 2 х 106 клеток и около 10 недель для получателей 2,5 x 105 клеток (рис. 2A). Когда легкие были расчленены после смерти мышей, используемые для анализа выживание, мы заметили, равномерное распределение конкреций опухоли на протяжении всех долей легких (рис. 2B). Что касается морфология опухолей, мы сравнили пересаженных опухоли с автохтонными красG12D-driven опухоли7 и не заметил каких-либо очевидной разницы (рис. 2 c).
Для изучения PD-L1 выражение пересаженных опухолевых клеток, мы умерщвлены получателей мышей 3 недели после пересадки 1 х 106 клеток и подготовил легких для анализа потока гранулярных. Зондирование для PD-L1 выражения и стробирования GFP+ клеток, мы определили значительный сдвиг в позитивных клеток PD-L1+ по сравнению с клетки культивировали в пробирке (Рисунок 2D). Следовательно мы проверить эту модель как модель экономии времени для проверки изменения выражения гена в опухолевых клетках в физиологических условиях, которые, например, могут быть использованы для изучения последствий генетических изменений или фармакологических препаратов на PD-L1 выражение в клетках легких AC.
Рисунок 1 : Трансплантация клеток опухоли легких трахею. (A) этой группы показывает, самодельные интубации платформы с помощью пенополистирола крышкой, две трубы 15 мл и 6.0 Шелковый шов. (B) волоконно оптические провода направлена на груди мыши и (C) после аккуратно потянув язык, можно увидеть белый свет, излучаемый открытия трахеи. (D и E) правильное размещение мыши обозначается света сияет через катетер и может быть проверено (F), вверх-вниз движения воды, помещен в 1 мл шприц. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2 : Морфология мыши легких после сингенных, трахею трансплантации клеток легких AC. (A) Эта группа показывает анализ Каплана-Мейера получателя мышей после трансплантации ортотопическая различное количество опухолевых клеток. Количество опухолевых клеток, используемый для доставки трахею указаны в легенде. (B) это представитель картина легкого опухолевые клетки мыши получателя. Показана легких мыши, который получил 5 x 105 клеток и покойный 43 дней после пересадки. (C) Эта группа показывает гематоксилином и эозином легких секции автохтонных опухолей 10 недель после родов Ad.Cre (левая панель) и 6 недель после пересадки ортотопическая 5 x 105 опухолевых клеток (правая панель), включая увеличение указанных областях (внизу). (D) PD-L1 выражение измерялась проточной цитометрии в GFP+ КП клеток после культивирования в пробирке в стандартных условиях (до трансплантации, красный) и после трансплантации ортотопическая и изоляции от мыши легких 3 недели следующие приживления (после трансплантации, синий). Крыса IgG2a PE-Cyanine7 был использован как элемент изотипа. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Для изучения легких физиологические и патологические события в легких, трахею инвазивные и неинвазивные методы интубации для инстилляций различных реагентов, широко используемых в26,27,28,29 ,30,,3132. В области рака, исследователи используют трахею (и интраназального) инстилляции Cre рекомбиназа выражая вирусов ввести соматические мутации в эпителиальных клетках легких. Администрация Ad.Cre или Лентивирусы позволяет условный активации онкогенных K-ras в крас-LSL-G12D мышей, сопутствующе обстоятельств с нокаут p53 в transduced клетках, когда мышей разводят с р53 floxed мышей7. Возможность изучения опухолей легких от самой ранней стадии до смерти животного, а также высокое сходство между мыши опухоли и человека, делает эти модели очень популярны. Однако с практической точки зрения, эта модель требует обширных мыши селекции для изучения различных генотипов, и в некоторых генотипов, экспериментов может занять до года от опухоли индукции до экспериментальной конечной точки. Это требует увеличения мыши пространство и, следовательно, расходы на мышь жилья.
Возможность легко манипулировать опухолевые клетки in vitro с использованием технологии ТРИФОСФАТЫ-Cas922 делает модели трансплантации ортотопическая быстрой альтернативой для изучения влияния отдельных генов на рост опухоли и опухоли выражение профили. Пометки, опухолевых клеток может использоваться для мониторинга в реальном времени роста опухоли, используя живые клетки тепловизоры или для сортировки опухолевых клеток по их Теги. Это также позволяет легко количественного определения опухолевых клеток (например, опухоль бремя) согласно их метки. После того, как установлено, этот способ доставки клеток опухоли высокую воспроизводимость. По сравнению с ортотопическая трансплантации через хвост вен доставки, опухолевые клетки доставляются непосредственно их природной среды в легких, в то время как воздействия на кровь и ее компоненты могут изменять свойства опухолевых клеток. Кроме того воздействие манипулировать генов на выживание клетки тумора в кровоток и кровоподтек в легкие остаются неясными и может привести к генотип зависимые изменения в количество клеток, доставлены в легкие.
В модели, описанные здесь опухоли симметрично распространилась в легких. Это позволяет отдельный сбор и анализ различных поражений, к примеру, одной доле может подвергаться cytometry анализ потока как описано выше, в то время как другой доли могут быть использованы для иммуногистохимии анализа, легких lysate подготовки, и т.д.. Рост опухоли результат в смерти получателя мыши в течение 3-10 недель после родов трахею, зависит количество ячеек, которые используются. Это позволяет исследователю адаптировать количество пересаженные клетки к индивидуальным потребностям, и меньшего числа клеток позволяют больше роста опухоли и опухоли клеток подверженности микроокружения. С другой стороны может потребоваться более высокий номер ячейки для фармакологических исследований сократить период доставки лекарств.
После того, как установлено, администрация трахею опухолевых клеток высокую воспроизводимость. Однако некоторые критические точки должны быть рассмотрены при выполнении этой процедуры. Во-первых следует проявлять осторожность во избежание повреждения тканей при вытесняя язык с щипцами и, в частности, когда катетер вводится. Для размещения катетера важно, что исследователь может ясно видеть белый свет, чтобы найти открытия трахеи. Тем не менее по ошибке, катетер может быть легко вставляется в совмещенных пищевода. Поэтому мы рекомендуем всегда для правильного размещения катетера в трахеи, как описано выше. Важно также, чтобы избежать размещения катетера для глубокой (т.е. катетер не должен располагаться ниже бифуркации бронхов). Это гарантирует равномерное распределение клеток легкого и, следовательно, опухолей в легких.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего сообщать.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить Сафии Zahma за помощь в подготовке разделов ткани.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| mouse lung adenocarcinoma cell line | isolated in house | ||
| C57Bl/6 mice | F1 of the cross of the two backgrounds may be used (8-12 weeks) | ||
| 129S mice | |||
| RPMI 1640 Medium | Life Technologies | 11544446 | |
| Fetal Calf Serum | Life Technologies | 11573397 | |
| Penicillin/Streptomycin Solution | Life Technologies | 11548876 | |
| L-Glutamine | Life Technologies | 11539876 | |
| Trypsin, 0.25% (1x) with EDTA | Life Technologies | 11560626 | |
| UltraPure 0.5 M EDTA, pH 8.0 | Thermo Fisher Scientific | 15575020 | |
| Ketasol (100 mg/mL Ketamine) | Ogris Pharma | 8-00173 | |
| Xylasol (20 mg/mL Xylazine) | Ogris Pharma | 8-00178 | |
| BD Insyste (22 GA 1.00 IN) | BD | 381223 | |
| Blunt forceps | Roboz | RS8260 | |
| Leica CLS150 LED | Leica | 30250004 | Fibre Light Illuminator |
| Student Iris Scissors | Fine Science Tools | 91460-11 | |
| DNase I (RNase-Free) | New England Biolabs | M0303S | |
| Collagenase Type I | Life Technologies | 17100017 | |
| ACK Lysing Buffer | Lonza | 10-548E | |
| CD274 (PD-L1, B7-H1) Monoclonal Antibody (MIH5), PE-Cyanine7 | eBioscience | 25-5982-82 | |
| Rat IgG2a kappa Isotype Control, PE-Cyanine7 | eBioscience | 25-4321-82 |
References
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2018. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 68 (1), 7-30 (2018).
- Zappa, C., Mousa, S. A. Non-small cell lung cancer: current treatment and future advances. Translational Lung Cancer Research. 5 (3), 288-300 (2016).
- Dolly, S. O., Collins, D. C., Sundar, R., Popat, S., Yap, T. A. Advances in the Development of Molecularly Targeted Agents in Non-Small-Cell Lung. Drugs. 77 (8), 813-827 (2017).
- Stinchcombe, T. E. Targeted Therapies for Lung Cancer. Cancer Treatment Research. 170, 165-182 (2016).
- Brody, R., et al. PD-L1 expression in advanced NSCLC: Insights into risk stratification and treatment selection from a systematic literature review. Lung Cancer. 112, 200-215 (2017).
- Safari, R., Meuwissen, R. Practical use of advanced mouse models for lung cancer. Methods in Molecular Biology. 1267, 93-124 (2015).
- DuPage, M., Dooley, A. L., Jacks, T. Conditional mouse lung cancer models using adenoviral or lentiviral delivery of Cre recombinase. Nature Protocols. 4 (7), 1064-1072 (2009).
- Kwon, M. C., Berns, A. Mouse models for lung cancer. Molecular Oncology. 7 (2), 165-177 (2013).
- Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
- Chen, X., et al. An orthotopic model of lung cancer to analyze primary and metastatic NSCLC growth in integrin alpha1-null mice. Clinical & Experiment Metastasis. 22 (2), 185-193 (2005).
- Kang, Y., et al. Development of an orthotopic transplantation model in nude mice that simulates the clinical features of human lung cancer. Cancer Science. 97 (10), 996-1001 (2006).
- Kang, Y., et al. Proliferation of human lung cancer in an orthotopic transplantation mouse model. Experimental and Therapeutic. 1 (3), 471-475 (2010).
- Kuo, T. H., et al. Orthotopic reconstitution of human small-cell lung carcinoma after intravenous transplantation in SCID mice. Anticancer Research. 12 (5), 1407-1410 (1992).
- Li, B., et al. A novel bioluminescence orthotopic mouse model for advanced lung cancer. Radiation Research. 176 (4), 486-493 (2011).
- Mase, K., et al. Intrabronchial orthotopic propagation of human lung adenocarcinoma--characterizations of tumorigenicity, invasion and metastasis. Lung Cancer. 36 (3), 271-276 (2002).
- McLemore, T. L., et al. Novel intrapulmonary model for orthotopic propagation of human lung cancers in athymic nude mice. Cancer Research. 47 (19), 5132-5140 (1987).
- Tsai, L. H., et al. The MZF1/c-MYC axis mediates lung adenocarcinoma progression caused by wild-type lkb1 loss. Oncogene. 34 (13), 1641-1649 (2015).
- Winslow, M. M., et al. Suppression of lung adenocarcinoma progression by Nkx2-1. Nature. 473 (7345), 101-104 (2011).
- Zou, Y., Fu, H., Ghosh, S., Farquhar, D., Klostergaard, J. Antitumor activity of hydrophilic Paclitaxel copolymer prodrug using locoregional delivery in human orthotopic non-small cell lung cancer xenograft models. Clinical Cancer Research. 10 (21), 7382-7391 (2004).
- Buckle, T., van Leeuwen, F. W. Validation of intratracheal instillation of lung tumour cells in mice using single photon emission computed tomography/computed tomography imaging. Lab Animal. 44 (1), 40-45 (2010).
- Berry-Pusey, B. N., et al. A semi-automated vascular access system for preclinical models. Physics in Medicine & Biology. 58 (16), 5351-5362 (2013).
- Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).
- Singer, B. D., et al. Flow-cytometric method for simultaneous analysis of mouse lung epithelial, endothelial, and hematopoietic lineage cells. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (9), L796-L801 (2016).
- Moll, H. P., et al. Afatinib restrains K-RAS-driven lung tumorigenesis. Science Translational Medicine. 10 (446), (2018).
- Campeau, E., et al. A versatile viral system for expression and depletion of proteins in mammalian cells. PLoS One. 4 (8), e6529 (2009).
- Gui, L., Qian, H., Rocco, K. A., Grecu, L., Niklason, L. E. Efficient intratracheal delivery of airway epithelial cells in mice and pigs. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 308 (2), L221-L228 (2015).
- Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (42), e1941 (2010).
- Lin, Y. W., et al. Pharmacokinetics/Pharmacodynamics of Pulmonary Delivery of Colistin against Pseudomonas aeruginosa in a Mouse Lung Infection Model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 61 (3), (2017).
- Wegesser, T. C., Last, J. A. Lung response to coarse PM: bioassay in mice. Toxicology and Applied Pharmacology. 230 (2), 159-166 (2008).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
