Summary
Aqui, apresentamos um protocolo demonstrando um modelo de choque hemorrágico em suínos que usa a oclusão da aorta como uma ponte para tratamento definitivo no trauma. Este modelo tem aplicação em testar uma ampla gama de estratégias terapêuticas farmacológicas e cirúrgicas.
Abstract
Hemorragia continua a ser a principal causa de mortes evitáveis no trauma. Endovascular gestão de hemorragia do tronco não-compressível tem sido na vanguarda do atendimento nos últimos anos. Uma vez completa oclusão aórtica apresenta sérias preocupações, o conceito de oclusão da aorta parcial tem ganhado uma atenção crescente. Aqui, apresentamos um modelo animal grande do choque hemorrágico, para investigar os efeitos de um romance parcial da aorta oclusão do cateter de balão e compará-lo com um cateter que trabalha sobre os princípios da completa oclusão da aorta. Suína é anestesiadas e instrumentadas para a condução de hemorragia controlada de volume fixo, e os parâmetros hemodinâmicos e fisiológicos são monitorados. Após hemorragia, cateteres de balão de oclusão são inseridos e inflados na aorta supraceliac para 60 min, durante o qual os animais recebem sangue total ressuscitação como 20% do volume total de sangue (TBV). Na sequência de deflação do balão, os animais são monitorados em um ambiente de cuidados críticos para 4 h, durante o qual recebem ressuscitação com fluidos e vasopressores conforme necessário. A oclusão parcial da aorta balão demonstrou melhoria pressões arteriais médios distais (mapas) durante a insuflação do balão, diminuiu marcadores de isquemia e diminuição da ressuscitação com fluidos e uso de vasopressor. Como suína fisiologia e respostas homeostáticas após hemorragia têm sido bem documentadas e são como os humanos, um porco hemorrágica choque modelo pode ser usado para testar várias estratégias de tratamento. Além de tratar a hemorragia, cateteres de balão de oclusão tornaram-se populares para seu papel em parada cardíaca, cirurgia cardíaca e vascular e outros procedimentos cirúrgicos eletivos de alto risco.
Introduction
Hemorragia continua a ser a dominante causa de mortes evitáveis em pacientes submetidos a eventos traumáticos, representando 90% das mortes por trauma no cenário militar e 40% das mortes pós-traumáticos na população civil1, 2. embora pressão direta pode tratar a hemorragia compressível, hemorragia do tronco não-compressível continua difícil de tratar e pode ser letal sem prompt controle hemostático. A abordagem histórica de cristaloides toracotomia ou laparotomia com cruz-aperto da aorta provou para ser extremamente invasiva3,4. Esta intervenção requer também um algoritmo de seleção complexa para determinar a candidatura de pacientes que sofreram insultos traumáticos5.
Nos últimos anos, tem havido um ressurgimento do interesse em uma abordagem descrita anteriormente — oclusão de balão ressuscitadoras endovascular da aorta (REBOA)6,7,8. Embora REBOA conferiu uma vantagens de sobrevivência a curto prazo em hemorragia, uma prolongada oclusão completa da aorta durante a insuflação do balão levanta sérias preocupações que incluem irreversível fim-órgão isquemia9,10. Na tentativa de superar esta morbidade potencial, estão sendo concebeu endovascular alternativo estratégias para gerenciar a hemorragia. Uma tal estratégia que tem visto uma crescente atenção é uma oclusão parcial da aorta11,12. A ideia de oclusão parcial da aorta balão permite a perfusão dos leitos vasculares distais ao site da oclusão, melhoria fisiológicos proximal da aorta mapas e uma redução gradual pós-carga seguindo a deflação do balão. Essas alterações nos parâmetros são modificações desejadas para as características fisiológicas de um animal sangrando. Antes da tradução do método para os seres humanos, completar e cateteres de oclusão parcial da aorta balão pesadamente testados em modelos suína de choque hemorrágico11,12,13.
Porcos têm sido utilizados em estudos que impliquem choque hemorrágico por muitos anos. A maioria do atual entendimento da fisiopatologia do choque hemorrágico é derivado de estudos que utilizaram modelos animais, incluindo a suína. Sua fisiologia e respostas homeostáticas no cenário de depleção de volume patológica seguinte hemorragia, especialmente aquelas relacionadas às respostas cardiovasculares e coagulação de sangue, têm sido bem documentados e é como os seres humanos14. Modelos de suína do choque hemorrágico também oferecem oportunidades para investigar estratégias de tratamento de choque hemorrágico e outras lesões traumáticas.
Neste estudo, demonstramos um modelo clinicamente realista do choque hemorrágico em suínos para avaliar estratégias de tratamento endovascular, incluindo oclusão total e parcial da aorta de balão. Nós hypothesize que uma oclusão parcial da aorta resulta em um melhor fisiológica e perfil de laboratório em comparação com uma oclusão completa da aorta em suínos submetidos a uma hemorragia controlada do volume fixo.
Objetivo comparar os efeitos fisiológicos da oclusão da aorta parcial e completa como um tratamento de choque hemorrágico em um modelo de suíno. Oclusão da aorta parcial foi conseguido usando uma oclusão seletiva aórtica balão no cateter de trauma (SABOT) (Figura 1). O cateter SABOT é um sistema de dois-balão que permite o fluxo sanguíneo intra luminal, proporcionando assim uma parcial do fluxo da aorta para as camas vasculares distais para a oclusão. Completa oclusão da aorta foi conseguido usando um cateter de único-balão de oclusão da aorta (por exemplo,CODA) (Figura 1). Grupos de tratamento foram randomizados para se submeter a ressuscitação oclusão da aorta com o completo ou com os cateteres de oclusão parcial da aorta balão (n = 2/grupo).
As principais etapas do modelo incluem a indução da anestesia e intubação, a manutenção da anestesia, instrumentação, hemorragia TBV 35% (total de 20 min; metade sobre o primeiro 7 min e metade sobre o restante 13 min), oclusão aórtica balão e reanimação de sangue total (60 min de oclusão; reanimação de sangue total 20% durante o último 20 min de oclusão), cuidados críticos, monitoramento (240 min) com observação hemodinâmica e eutanásia com tecido da colheita. A Figura 2 demonstra o modelo utilizado neste experimento.
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Protocol
Na realização de pesquisas com animais, os investigadores se adere aos regulamentos Animal Welfare Act e outros estatutos federais relativos aos animais e experimentos envolvendo animais e os princípios estabelecidos na versão atual do guia para uso e cuidados de animais de laboratório, do Conselho Nacional de pesquisa. Este protocolo de estudo foi aprovado pela Universidade de Michigan institucional Animal Care e Comissão de utilização (IACUC). Os experimentos foram conduzidos em conformidade com todos os regulamentos e orientações em matéria de bem-estar dos animal na pesquisa.
1. aclimatação e seleção animal
- Uso feminino Yorkshire-Landrace mestiços suína (n = 2/grupo, faixa etária: 5-6 meses, intervalo de peso: 40-60 kg) para o experimento.
- Após a sua chegada na instalação, casa dos animais individualmente em gaiolas, mas certifique-se de que há uma ampla interação entre os animais em gaiolas de vizinhos.
- Os animais de pelo menos 5 d da casa para que eles são completamente aclimatados antes de realizar o experimento. Durante este período, alimentar os animais com uma dieta padrão e observá-los para verificar que eles estão em bom estado de saúde.
- Manter os animais de comer e beber depois da meia-noite antes da cirurgia para evitar o risco de aspiração durante a intubação.
2. anestesia e intubação
- Sede o animal com 5 mg/kg tiletamina/eficiente dada por via intramuscular (IM) no músculo glúteo enquanto o animal está na área de habitação. Simultaneamente, dar atropina 0,05 mg/kg IM como um agente anticolinérgico para minimizar as secreções durante a intubação.
- O animal da área de habitação para a sala de operações de transporte e colocá-lo na posição supina na mesa de operações.
- Uso inalado isoflurano (2% - 5%) para induzir anestesia. Use o 21% de oxigênio (0,4 L/min) misturado com o ar (4 L/min) como os gases do portador para entregar o gás anestésico inalado.
- Enquanto está sendo alcançada a profundidade desejada da anestesia, lugar periférico intravenosa (IV) cateter 20G na veia da orelha para a administração IV de fluidos, drogas ou anestesia, conforme necessário.
- Como o animal adquire a profundidade desejada da anestesia, lave suavemente todos os resíduos e detritos de sites operacionais, incluindo as regiões inguinais direita e esquerdas, lados esquerdo e direito do pescoço e o abdômen. Use um aparador de cabelo elétrico para remover todos os pelos de sites operativos. Avalie a profundidade da anestesia por beliscar o membro posterior do animal e observar sua resposta (falta de).
- Fixe o animal para a mesa de operações utilizando cordas de algodão cirúrgico ao redor de cada extremidade, antes da intubação.
- Utilize um pequeno pedaço de corda de algodão cirúrgico para levantar a mandíbula juntamente com a língua para abrir o orifício oral. Use outro pedaço de corda de algodão para puxar a maxila para baixo. No caso do relaxamento da mandíbula é insuficiente ou pregas vocais estão recolhidas, aumentar o nível de isoflurano brevemente e repita este passo.
- Use a mão não-dominante para segurar o cabo de um laringoscópio convencional equipado com um 12 na lâmina de Miller iluminada. Passe a ponta da lâmina Miller através da orofaringe. Prática de cuidado para preservar os dentes e a mucosa oral enquanto manobra a lâmina na cavidade oral. Avance lentamente a ponta da lâmina até a epiglote pode ser claramente visualizada e avanço passado a entrada da laringe. Usando o pulso, levante a lâmina, elevando a epiglote, que é obtida uma visão clara da laringe.
- Lugar por 6.5 Fr ou 7 Fr tubo endotraqueal (ETT) com um estilete entre as pregas vocais na traqueia. Em caso de laringoespasmo, devido à irritação da mucosa, aplicar lidocaína a 2% das pregas vocais e o campo glosso-epiglottic mediano e reavaliar.
- Retire o estilete antes de avançar totalmente o tubo na traqueia, mantendo um aperto firme no tubo. Insufle a braçadeira de balão com 10-15 cm3 de ar para evitar qualquer vazamento de ar em torno do punho e aspiração do conteúdo gástrico.
- Conecte o ETT o ventilador mecânico através de um filtro de respiração (trocador de calor e umidade). Fixe o ETT, amarrando a fita de algodão em torno do focinho (maxilar).
- No caso de uma falha intubação, deixe o animal oxigenados e ventilar brevemente antes de qualquer tentativa adicional.
- Verifique as configurações do ventilador mecânico adequado: uma mistura de 21% de oxigênio e ar; um volume corrente de 7-10 mL/kg de peso corporal; uma frequência respiratória de 10 a 15 respirações por minuto para manter um end-tidal pCO2 de 40 mmHg ± 2 mmHg.
- Coloque um oxímetro de pulso na orelha, língua ou cauda para medir a oxigenação do sangue e frequência cardíaca. Avança uma sonda rectal através do orifício anal para monitoramento contínuo da temperatura.
Nota: A temperatura do animal está a ser mantida entre 38 ° C a 40 ° C, usando uma tabela de funcionamento temperatura regulada aquecida, esteira de calor ou cobertor. - Use o isoflurano (1-3%) para a manutenção da anestesia durante o procedimento. Durante este tempo, avalie a profundidade da anestesia por meio de testes de reflexos de dor usando uma pitada do membro posterior. Além disso, monitore a frequência respiratória do ventilador para ver se ela coincide com a taxa de ventilação programado.
Nota: Excesso de respiração indica uma profundidade inadequada da anestesia.
3. local cirurgia de esterilização (preparação e drapeados)
- Prepare os locais de incisão, bem como uma extensa área ao seu redor para os procedimentos experimentais. Os locais de incisão para o experimento incluem regiões inguinais bilaterais, bilateral pescoço e parte inferior do abdome. Desinfecte os sites operativos esfregando-os com uma quantidade abundante de povidone-iodo por 5 min.
- Use gaze seca e estéril para remover o sabão povidone-iodo da pele.
- Coloca toalhas cirúrgicas estéreis em torno de sites operativas a preservar os campos cirúrgicos estéreis. Use pinça de toalha para proteger as toalhas no lugar. Cubra o animal com um pano estéril para evitar qualquer contaminação dos sítios cirúrgicos.
4. canulação
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Artéria femoral e cateterização da veia
Nota: Uma canulação da artéria femoral direita, artéria femoral esquerda e esquerda veia femoral é executada. Artéria femoral direita é canulada usando uma bainha de introdução 14 Fr para a inserção de cateter balão oclusão. A artéria femoral esquerda é canulada usando um cateter Fr 5 para monitoramento de mapa distal. Um cateter de Fr 8 é colocado na veia femoral esquerda para a retirada de administração e o sangue fluida. Foi utilizada a técnica de Seldinger a aberta para obter acesso vascular por todas as cânulas15.- Antes de fazer a incisão, avalie a profundidade da anestesia por beliscar o membro posterior do animal.
- Usar um bisturi munido de uma lâmina cirúrgica estéril de número 10, faça uma incisão vertical de 8 cm na parte direita da virilha 4 cm acima e abaixo da prega inguinal direita de 4 cm.
- Dissecar através do tecido subcutâneo e muscular e usar dois afastadores Weitlaner para ganhar a exposição apropriada. Use um afastador de militares para a retração adicional se necessário.
- Use fórceps do ângulo direito de Mixter e eletrocautério para dissecar através de tecidos conjuntivos, até que o feixe vasculonervoso é claramente exposto.
- Cautelosamente disse a artéria. Preserve o nervo, que é a estrutura mais lateral.
- Disse cuidadosamente a veia, que está localizada mais medialmente, longe da artéria.
- Ganhe o controle proximal e distal da artéria usando gravatas de seda 2-0.
- Use uma agulha introdutora angulado de 20g para punção da artéria. Certifique-se de uma posição apropriada no lúmen do vaso, observando o pulsátil fluxo de sangue através da outra extremidade da agulha.
- Avançar um 0.35 com ponta redonda em fio-guia através do lúmen da agulha em ângulo.
- Retire a agulha sobre o fio-guia. Certifique-se de não migração de fio-guia, segurando-o no lugar.
- Passe um dilatador de Fr 10 sobre o fio-guia para dilatar a abertura na artéria. Retire o dilatador de Fr a 10. Inserir uma bainha de introdução 14 Fr sobre o fio-guia.
- Retire cuidadosamente o dilatador da bainha de introdução, juntamente com o fio-guia, mantendo a cânula dentro da artéria.
- Descarga da bainha de introdução para garantir a sua posição dentro do lúmen do vaso.
- Prenda a extremidade do cateter no lugar com uma sutura de Poliglactina 3-0.
- Use uma sutura de nylon 3-0 para executar um encerramento execução temporário da pele sobrejacente.
- Repita os passos acima mencionados para a canulação da artéria femoral esquerda usando um cateter 5 Fr (sem dilatação inicial). Isolar a veia femoral esquerda em uma forma similar e Canule-lo usando um cateter Fr 8. Use uma sutura de nylon 3-0 para executar um encerramento execução temporário da pele sobrejacente.
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Artéria carótida e a cateterização da veia jugular externa
Nota: Uma canulação do bilaterais externa as veias jugular e carótida comum esquerda é executada. Um cateter de Fr 5 é colocado na artéria carótida comum esquerda para monitoramento de mapa proximal e um cateter de Fr 8 na veia jugular externa esquerda para acesso venoso central adicional para administração de fluidos e infusão vasopressor. Um cateter de Fr 9 é colocado na veia jugular externa direita para cateterização da artéria pulmonar com uma artéria pulmonar (por exemplo, Swan-Ganz) cateter, enquanto uma sonda de fluxo da carótida é colocada ao redor da artéria carótida comum direita para taxa de fluxo da carótida monitoramento. A abordagem de Seldinger é usada para obter acesso vascular para todas as cânulas.- Usando um bisturi de lâmina 10, fazer uma incisão vertical de 6 cm aproximadamente 2cm lateral a mediana do lado esquerdo do pescoço.
- Use o eletrocautério para dissecar através do tecido subcutâneo até músculo esternocleidomastoideo (SCM) é exposto.
- Coloque afastadores Weitlaner os aspectos proximais e distais da incisão para uma completa retratação.
- Disse ao longo da borda lateral do músculo do SCM para expor a veia jugular externa esquerda.
- Cateterização da embarcação pode ser alcançada seguindo as etapas 4.1.8 - 4.1.14. Inserir, dar descarga e fixar um 8 Fr cateter na veia.
- Para a exposição de artéria carótida comum esquerda, disse a borda medial do músculo do SCM. Coloque um afastador Weitlaner para aumentar a exposição.
- Disse através do tecido conjuntivo longitudinalmente ao longo da borda lateral da traqueia. Preserve as glândulas Timo se eles são encontrados.
- Expor o triângulo da carótida, que contém a artéria carótida, veia jugular interna e nervo vago. Palpe a artéria carótida comum para determinar a sua trajetória.
- Disse cuidadosamente a artéria carótida comum longe da veia e o nervo.
- Realizar a cateterização da carótida seguindo as etapas 4.1.8 - 4.1.14. Inserir, dar descarga e fixar um 5 Fr cateter na artéria, conforme descrito anteriormente.
- Repita os passos de 4.1. para a dissecção e o isolamento da veia jugular externa direita e artéria carótida comum direita.
- Coloque uma sonda de fluxo da artéria carótida 4 mm ao redor da artéria carótida comum direita. Aplicar o gel transdutor entre a sonda de fluxo e do navio para um fluxo ideal de sinalização e capturar.
- Seguindo os passos 4.1.8-4.1.14, Canule veia jugular externa direita usando uma bainha de introdução 9 Fr. Lave e fixar o cateter no lugar. Use uma sutura de nylon 3-0 para executar um encerramento execução temporário da pele sobrejacente.
5. inserção de cateter PA
- Irrigue o orifício de injecção, o porto proximal e o porto distal do cateter com soro fisiológico normal (NS) e conectá-los para o tubo do transdutor. O porto distal é designado como o porto de artéria pulmonar (PA), enquanto o porto proximal é designado como o porto de pressão venosa central (CVP).
- Seleção para rastreamento de artefato no monitor, movendo o cateter. Isso é feito para certificar-se de que o cateter está funcionando.
- Avance o cateter PA através da luva estéril.
- Utilizando uma seringa de3 cm 3, insufle o balão do cateter de PA com não mais do que 1,5 cm3 de ar para testar para a inflação. Esvazie o balão para inserir o cateter da bainha de introdução.
- Inserir o cateter PA através da bainha de introdução 9 Fr. Uma vez que o cateter de PA é inserido para pelo menos 18 cm, insufle o balão com não mais do que 1,5 cm3 de ar.
- Lentamente, avance o cateter de PA e verifique o monitor para arritmias durante a inserção. No caso de ectopia ventricular, insuflar e desinsuflar o balão para evitar a progressão. Se a inserção torna-se difícil de qualquer maneira, o balão deve ser desinsuflado e o cateter deve ser retraído e reinserido.
- Observe o monitor para avaliar a transição do átrio direito (RA) para o ventrículo direito (RV) para o PA a pressão de cunha da artéria pulmonar (GTP).
- Esvazie o balão e confirmar que um rastreamento PA retorna ao monitor.
Nota: O tamanho apropriado do cateter do local da inserção na veia jugular externa direita é de cerca de 45-55 cm. - Ligue a extremidade da luva estéril da bainha de introdução para assegurar a posição do cateter dentro de PA.
- Conecte as portas de inserção do cateter PA para a unidade de captura para obter o débito cardíaco (CO) e a saturação de oxigênio venoso (SVO2).
- Calibre o cateter PA sistema de monitoramento. Usando o comprimento do corpo e o peso do animal, realizar uma calibração na vivo do cateter PA sistema de monitoramento para o animal. Use um gás de sangue venoso para uma calibração mais usando os níveis de saturação e hemoglobina oxigênio.
6. Cistostomia colocação de tubo
- Fazer uma incisão abdominal inferior de 5cm na linha média usando um bisturi de lâmina 10.
- Utilizando o eletrocautério, dissecar através do tecido subcutâneo e a linea alba. Visualize cada camada durante a dissecção.
- Extracorporealize a bexiga urinária.
- Com duas pinças de DeBakey, segure a bexiga urinária na superfície ventral longe das aberturas ureterais.
- Usando o eletrocautério, faça uma pequena abertura na bexiga, expondo o lúmen interno.
- Use sucção para remover qualquer urina de dentro do lúmen da bexiga. Esponjas cirúrgicas podem ser usadas para qualquer derrame acidental de urina fora da bexiga.
- Use uma sutura de polipropileno 4-0 para executar um encerramento temporário bolsa-sequência da bexiga.
- Coloque um cateter de Fr Foley 18 dentro do lúmen da bexiga e use uma seringa de3 de 10 cm para inflar o balão. Conectar o cateter de Foley com uma bolsa de drenagem urinária e fixá-lo ao lado da mesa de operações.
- Amarre a sutura de polipropileno 4-0 para fixar o cateter de Foley no lúmen da bexiga.
- Use uma sutura de nylon 3-0 para executar um encerramento execução temporário da pele sobrejacente da parede abdominal.
7. inserção do cateter de balão total e parcial
- Randomize animais para receber ambos os cateteres de oclusão completa ou parcial da aorta balão.
- Inserir um 0,035 em, 260cm Amplatz duro fio-guia através da inserção de Fr 14 bainha na artéria femoral direita e guiá-lo para a aorta supraceliac (zona 1) usando ultrasonografia da aorta torácica e abdominal.
- Insira o cateter balão para oclusão sobre o guia no zona 1 da aorta para realizar a oclusão após a hemorragia.
- Confirme o posicionamento final do cateter balão de oclusão na zona 1 da aorta com ultra-sonografia.
8. intra-operatória hemodinâmica e monitoramento de laboratório
- Assegure a conexão dos cateteres invasivos para o sistema de monitoramento usando tubos, Transdutores de pressão e tubulação para os monitores hemodinâmicos. Sistemas de monitoramento invasivos devem ser 'zerados' no nível do coração do animal, para assegurar o controlo rigoroso.
- Gravar dados fisiológicos durante todo o experimento, incluindo proximal e o distal mapa, frequência cardíaca (FC), o CVP, o CO, a pressão PA, o SVO2, end-tidal CO2e a temperatura do corpo.
- Grave essas variáveis a cada 5min durante a hemorragia e a fase de inflação de balão, bem como como a cada 15 minutos durante o resto do experimento.
- Coletar amostras de sangue em vez de 4-pontos: linha de base (BL), pós-choque (PS), pós-ressuscitação (PR) e no final do experimento (E). 10 mL de sangue é coletada para análise tanto plasma e soro em cada ponto de tempo.
- Realizar amostragem de gás (ABG) sangue arterial através da recolha de até 1 mL de sangue na seringa gasometria arterial. Realizar amostragem de ABG em cada um dos pontos de tempo acima mencionadas e também quando necessário durante o experimento. Use um analisador de gás de sangue para análise.
Nota: Cada amostra deve ser analisada dentro de 10 min de desenho o sangue porque os atrasos de mais de 10 min podem diminuir a eficiência dos resultados16.
9. hemorragia
- Calcule o TBV.
TBV em mL = peso em g × 0,06 + 0,77 - Hemorragia de 35% do TBV usando uma bomba de automatizados durante um período de 20 min. remover metade sobre o primeiro 7 min e a outra metade sobre o próximo 13 min.
- Colete o sangue em sacos de coleta de sangue padrão. Armazená-los em 4 ° C, em antecipação de uma futura transfusão.
- Se o mapa diminui abaixo de 30 mmHg, parar a hemorragia, desligue o isoflurano e administrar bolus de 50-100 mL de NS.
- Reinicie a hemorragia quando o mapa retorna a 30 mmHg.
10. balão oclusão cateter inflação e reanimação de sangue total
- Infle o cateter de oclusão aórtica balão com 9-12 cm3 de ar ou até não mais diminuição no seguinte mapa distal que uma inflação do balão adicional é notável.
- Retire o fio do cateter balão parcial oclusão para facilitar o fluxo da aorta distal, deixando para o cateter de oclusão completa da aorta de balão. Confirme a colocação do cateter balão oclusão na zona 1 usando a ultra-sonografia para descartar a migração do cateter.
- Fixe o cateter à pele usando uma sutura de nylon 3-0 interrompido.
- Após 40 min de oclusão da aorta, ressuscite o animal com todo sangue igual em volume a 20% da TBV através do cateter da veia femoral esquerda durante um período de 20 min usando a bomba automatizada. Use um aquecedor de sangue para transfusão, visando a uma temperatura de 40 ° C.
- Após a ressuscitação, esvazie o balão incrementalmente mais 5 min.
- Remova o cateter de oclusão aórtica balão da bainha de introdução 14 Fr.
- Monitore a hemodinâmica estreitamente durante este tempo, dado o conhecido risco de lesões de isquémia-reperfusão com a hipotensão associada.
11. critical Care, observação e recuperação
- Observe os animais para 4 h com um acompanhamento contínuo dos seus parâmetros fisiológicos e laboratoriais.
- Providenciar a manutenção fluidos intravenosos (infusão de NS a 50 ml/h).
- Alvo um CVP de 6 mmHg ao administrar 30 ml/kg bolus de NS seguido de bolus de 20 ml/kg quando o CVP cai abaixo do alvo. Avalie a capacidade de resposta de fluido por hora.
- Alvo um mapa de 60 mmHg, usando uma infusão de noradrenalina (0,024 mg/ml).
- Manter a temperatura fisiológica de 38-40 ° C utilizando um cobertor.
- No final do período de 4h, abater os animais com uma injeção de pentobarbital (100 mg/kg) de sódio.
12. necropsia
- Remova todas as linhas essenciais e tubos do animal.
- Prepare um recipiente com gelo regular e coloque-o ao lado da mesa de operações para congelar o tecido do órgão imediatamente após a remoção do corpo.
- Use um bisturi para fazer uma incisão de 6 cm tempo vertical ao longo da borda esternal esquerda, dissecando através da pele, tecidos subcutâneos, músculos peitoral e cartilagens costais. Entra na cavidade torácica para expor o coração e o pulmão.
- Remover a membrana pericárdica do coração, fazendo uma incisão com o bisturi e agarrar o ápice do coração usando fórceps. Use um bisturi para cortar uma parte de 5 x 5 cm do coração no ápice.
- Use uma tesoura para cortar uma parte de 5 x 5 cm do pulmão da fronteira anterior da base do pulmão.
- Estenda a incisão de toracotomia em linha média anterior do abdômen, expondo as vísceras abdominais.
- Use a pinça para prender o lobo esquerdo do fígado e cortar uma parte de 5 x 5 cm.
- Repita o mesmo processo para obter amostras do baço.
- Use a mão direita para criar uma janela para entrar a esquerda retroperitoneal para agarrar o rim. Depois que o parênquima renal está mobilizado, transeção da artéria renal, veia e ureter. Remova a cápsula renal.
- Delicadamente esprema fezes longe uma seção longa de 5 cm de intestino e use uma tesoura para cortar uma parte longa de 5 cm de intestino o mesentério.
- Use o bisturi para cortar uma parte longa de 5 x 2 cm do músculo quadríceps da coxa.
- Processe esses exemplos ainda mais cortando-os em pequenas secções para ser colocado em tubos de microcentrifuge. Congelam estas amostras de tecido, colocando os tubos em gelo seco ou nitrogênio líquido.
- Use tubos cônicos de 50 ml, contendo uma solução de formalina para corrigir a 3 cm de comprimento, finamente seções de corte de tecido para uma avaliação histológica.
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Representative Results
Parâmetros hemodinâmicos e fisiológicos:
O mapa diminuiu imediatamente após a hemorragia (Figs. 3A - 3D). Durante a fase de insuflação do balão, animais no grupo de oclusão completa experimentaram um mapa proximal superior em comparação com os animais no grupo de oclusão parcial (Figs. 3A e 3B). O mapa distal médio durante a insuflação do balão foi maior no grupo de oclusão parcial, em comparação com o grupo de oclusão completa (mapa distal médio, fase de insuflação do balão; parcial: 31 ± 2,9 mmHg, completa: 16,5 ± 1,14 mmHg; p > 0,05), refletindo o fluxo da aorta distal parcial (figuras 3 e 3D). Seguir reanimação, os mapas proximais e distais aumentada em ambos os grupos e retornado à linha de base após a deflação do balão para o restante da fase intensiva (figuras 3A - 3D).
Todos os animais experimentaram taquicardia reflexa, imediatamente após a hemorragia, que sofreu um aumento incremental durante a fase de insuflação do balão em ambos os grupos (Figura 4A). Seguindo a deflação do balão, o HRs foram significativamente mais elevados para o restante da fase intensiva no grupo de oclusão completa em relação ao grupo de oclusão parcial, embora esta diferença na HR não foi estatisticamente significativa.
Após a hemorragia, a pressão venosa central diminuída em ambos os grupos (Figura 4B). Passou por uma tendência ascendente após a insuflação do balão. Após a deflação do balão, o grupo completa oclusão demonstrou uma maior diminuição pressão venosa central em relação ao grupo de oclusão parcial, embora não estatisticamente diferente. Após a reanimação adicional na fase de cuidados críticos, o CVP recuperado em direção à linha de base em ambos os grupos. Da mesma forma, o CO diminuiu após a hemorragia aumentou durante a insuflação do balão e retornado à linha de base após a deflação do balão e ressuscitação para ambos os grupos (Figura 4).
O fluxo da carótida diminuiu em ambos os grupos, imediatamente após a hemorragia (Figura 4). Após a insuflação do balão, a oclusão completa grupo demonstraram maiores taxas de fluxo da carótida em comparação com o grupo de oclusão parcial. Após a reanimação e deflação do balão, a taxa de fluxo da carótida recuperado em direção à linha de base em ambos os grupos. No entanto, este fluxo carotídeo foi menor no grupo de oclusão completa em comparação com o grupo de oclusão parcial.
Parâmetros laboratoriais:
Sem diferenças apreciáveis do nível de pH e lactato de linha de base foram observadas entre os grupos. Após a insuflação do balão, os animais em ambos os grupos experimentaram uma diminuição do pH (Figura 5A). O nadir do pH no grupo de oclusão completa foi notavelmente menor do que no grupo de oclusão parcial (completa: 7,14 ± 0,01, parcial: 7,32 ± 0,02, p = 0,1). O nível de lactato foi significativamente maior em toda a inflação do balão e o restante da fase intensiva no grupo de oclusão completa (completa: 17,5 ± 0,71 mmol, parcial: 6,1 ± 0,28 mmol, p = 0,03) (Figura 5B). Esta diferença de lactato níveis diminuiu lentamente até que os níveis eram semelhantes ao final da fase de cuidados críticos.
Requisitos de reanimação:
A exigência total de fluido para animais no grupo de oclusão completa foi significativamente maior do que para os animais no grupo de oclusão parcial (total de ressuscitação com fluidos adicional para os animais no grupo de oclusão completa: 47,5 ± 3,4 cm3/kg, total de ressuscitação com fluidos adicional para os animais no grupo de oclusão parcial: 3,7 ± 0,4 cm3/kg, p = 0,003) (figura 6A). Da mesma forma, a exigência de norepinefrina no grupo de oclusão completa foi significativamente superior no grupo de oclusão parcial (completa: 289,7 ± 25,4 µ g/kg, parcial: 32 ± 13,8 µ g/kg, p = 0,006) (Figura 6B).
Figura 1: os cateteres de oclusão aórtica balão. (A) parcial oclusão aórtica é conseguido usando uma oclusão seletiva aórtica balão no cateter de trauma (SABOT), enquanto a completa oclusão aórtica é conseguido usando o cateter de oclusão completa da aorta balão. Cateter de oclusão (B) o balão parcial da aorta é um sistema de dois-balão que permite um fluxo de sangue intra-luminal fornecendo um fluxo da aorta distal. Completa oclusão aórtica é fornecida usando um sistema de single-balão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: protocolo de lesão. Um prejuízo decorrente de uma hemorragia de volume de sangue total de 35% é seguido por um período de 1 h de oclusão aórtica balão. Uma ressuscitação é realizada com 20% de todo o sangue mais 20 min, após 40 min de oclusão de balão. Os animais são monitorados na fase intensiva por 4h após a deflação do balão. BL = a linha de base; PS = pós-choque; PR = período pós-ressuscitação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: resposta hemodinâmica para a inflação de lesão e balão. Estes painéis mostram as medições no intra-operatório de (A) a pressão de arterial proximal mento (mapa), (B) o mapa proximal durante a insuflação do balão, (C) o mapa distal e (D) o mapa distal durante o balão inflação. Os dados são apresentados como o grupo média ± erro padrão (SE). S = o período de choque (20 min); Balão = a inflação do balão (60 min); R = a reanimação (20 min); PR = a deflação do balão/período pós-ressuscitação; E = o fim da fase de lesão (5 h após a conclusão de período de choque); Complete = o cateter de oclusão completa da aorta balão; Parcial = cateter balão parcial oclusão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: resposta fisiológica e sistêmica para a implantação de lesão e balão. Estes painéis mostram as medições no intra-operatório de (A) a frequência cardíaca (HR), (B) a pressão venosa central (CVP), (C) o cardíaco de saída (CO) e (D) o fluxo da carótida (CF). Os dados são apresentados como média ± grupo SE. S = o período de choque (20 min); Balão = a inflação do balão (60 min); R = a reanimação (20 min); PR = a deflação do balão/período pós-ressuscitação; E = o fim da fase de lesão (5 h após a conclusão de período de choque); Complete = o cateter de oclusão completa da aorta balão; Parcial = cateter balão parcial oclusão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: parâmetros de laboratório em resposta a inflação a lesão e balão. Estes painéis mostram as medições no intra-operatório de pH (A) e (B) lactato. Os dados são apresentados em grupo média ± SE. Os asteriscos indicam os pontos de tempo que foram significativamente diferentes (p < 0,05). S = o período de choque (20 min); Balão = a inflação do balão (60 min); R = a reanimação (20 min); PR = a deflação do balão/período pós-ressuscitação; E = o fim da fase de lesão (5 h após a conclusão de período de choque). Complete = o cateter de oclusão completa da aorta balão; Parcial = cateter balão parcial oclusão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: requisitos de reanimação em resposta a inflação a lesão e balão. Estes painéis mostram as medições no intra-operatório de fluidos de ressuscitação adicional total de (A) e (B) o uso de noradrenalina. Os dados são apresentados em grupo média ± SE. Os asteriscos indicam diferenças significativas (p < 0,05). Complete = o cateter de oclusão completa da aorta balão; Parcial = cateter balão parcial oclusão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Neste protocolo, destacámos um modelo de choque hemorrágico em suínos. Este modelo tem demonstrado ser confiável e reprodutível16,17,18,19. Modelos semelhantes a este têm sido empregados em vários estudos científicos investigando os efeitos do choque hemorrágico na fisiologia animal16,20. Além disso, este modelo também tem sido usado para testar ambas as intervenções de tratamento farmacológico e cirúrgico no choque hemorrágico, com assinalável sucesso12,13,16,19, 21.
Este modelo é composto por várias etapas que exigem grande atenção aos detalhes. A entubação de um porco é um procedimento complexo, desde que o animal tem um focinho longo, de bico e uma cavidade estreita, tempo da orofaringe. Além disso, suína geralmente têm uma tendência de alta se submeter a laringoespasmo, tornando a intubação orotraqueal ainda mais desafiador22. Uma apropriado indução da anestesia, promover o relaxamento muscular boa, deve ser alcançada antes de tentar a intubação. Em nossa experiência, tendo um assistente usar cordas de algodão cirúrgico para levantar a mandíbula e a língua e deprimem o maxilar ajuda a facilitar uma mais ampla abertura da cavidade oral para intubação mais fácil. Se a intubação torna-se difícil devido ao laringoespasmo, spray de xilocaína tópica deve ser usado. Embora não utilizados neste protocolo, um bloqueador neuromuscular pode ser administrado para promover relaxamento laríngeo. Usar um bloqueador neuromuscular, no entanto, requer supervisão por um profissional treinado. Também encontramos é útil para aplicar o gel lubrificante à extremidade do tubo endotraqueal, bem como girando o tubo enquanto avança-lo através da abertura da laringe. Após a intubação, a colocação do tubo endotraqueal deve ser confirmada com end-tidal CO2. No entanto, embora os porcos podem ser intubados em várias posições, encontramos intubação na posição supina, para ser o mais fácil, especialmente se o indivíduo realizar a intubação tem experiência com intubação humana.
Artéria femoral e cateterização da veia podem ser tecnicamente desafiadoras. O uso de boa retração é importante e pode ser alcançado usando afastadores auto-rententoras. Um retractor de adicional, como um exército-Marinha, pode ser usado se necessário. Tenha cuidado enquanto dissecando o feixe vasculonervoso, desde que o nervo femoral, que é a estrutura mais lateral no pacote, tem de ser preservado. Isto é particularmente importante se o animal precisa para sobreviver o experimento. Além disso, a canulação da artéria femoral direita é um passo fundamental para o experimento. Seguindo a canulação do fio-guia no vaso, é inserida uma bainha de introdução 14 Fr. Uma execução bem sucedida dessa etapa requer uma dilatação inicial com um dilatador de Fr 10 submeter ao upsizing do navio. Também primordial é comprimir a artéria femoral, no local da arteriotomia, seguindo a remoção do dilatador Fr 10, para minimizar a perda de sangue. Embora não rotineiramente realizado em estudos com animais, ganhando o controle proximal e distal antes de executar a arteriotomia e venotomy, conforme demonstrado neste estudo, pode ajudar a minimizar o sangramento e permitem a solução de problemas, surgirem problemas durante a canulação.
Um posicionamento adequado e implantação de cateteres de oclusão do balão são críticos. Precaução deve ser praticada enquanto avança o cateter dentro da aorta, como manipulação agressiva pode resultar em uma lesão iatrogênica da artéria femoral ou da aorta. Embora vários locais podem ser direcionados para a implantação do cateter, escolhemos a posicionar os balões de oclusão da aorta zona 1, que é a aorta supraceliac. O posicionamento do balão pode ser confirmado pela palpação manual ou fluoroscopia; no entanto, a ultra-sonografia também pode ser usada para confirmar facilmente a colocação do balão, que foi usada para este estudo. Após o posicionamento adequado, a inflação do balão deve ser conduzida com cuidado. Em geral, insuflação dos balões deve lentamente até que não mais diminuição no mapa de distal é observada. Sobreinflação do balão pode causar ruptura do balão, que pode precipitar uma lesão da aorta. Muita atenção ao mapa proximal e distal ajuda a atingir o grau desejado de oclusão aórtica balão, seja parcial ou completa.
Bainhas de inserção e cateteres de balão de oclusão tornaram-se menores no perfil nos últimos anos. Neste estudo, usamos uma bainha de introdução 14 Fr antes de avançar o cateter de balão parcial oclusão (i.e., SABOT) na artéria femoral. Atualmente, este cateter está na fase do seu desenvolvimento, com planos para uma futura revisão envolvendo balões ajustáveis e o fluxo da aorta distal, bem como um sistema menor, de baixo perfil. Menor 7 cateteres de Fr, no entanto, ganharam popularidade nos últimos anos, como eles estão associados com menos complicações isquêmicas. Menores, de baixo perfil bainhas e cateteres de balão de oclusão também podem ser utilizados para implantação neste modelo de choque hemorrágico, com excelentes resultados.
Vários modelos de hemorragia são usados para testar o choque hemorrágico em animais de grande porte23,24,25. Nós empregamos um modelo de volume fixo de hemorragia. Neste modelo, um volume predeterminado de hemorragia, que é baseado em um TBV calculado, é retirado do corpo ao longo de um período de tempo definido. Usamos um 35% TBV hemorragia mais 20 min, que é comumente usado em choque hemorrágico volume fixo modelos26,,27,28,29. Este modelo é amplamente utilizado para investigar alterações fisiológicas induzidas pelo choque e mecanismos compensatórios, bem como respostas fisiopatológicas, em choque hemorrágico. Embora este método é altamente popular, o grau de choque que é induzido devido a hemorragia de volume fixo varia de animal para animal. Além disso, como o sangue-de-corpo-relação volume peso varia, é importante para controle de peso neste modelo a fim de obter resultados reprodutíveis. Outros tipos de modelo na prática incluem um modelo de pressão fixa hemorragia, um modelo de hemorragia descontrolada e um modelo de hemorragia com marcadores isquêmicas como pontos de extremidade. Cada um destes modelos, no entanto, tem seu próprio conjunto de limitações.
Hemorragia controlada modelos têm sido utilizados para testar os cateteres de oclusão aórtica balão com sucesso12. Neste estudo, usamos um sistema fechado de hemorragia porque este tipo de modelo de hemorragia pode ser empregado em uma grande variedade de experiências. Nosso objetivo foi fornecer aos leitores com a Fundação para replicar um modelo de choque hemorrágico e implantar cateteres de balão de oclusão. No entanto, para criar mais clinicamente relevante e significativa comparação de parcial contra a completa oclusão da aorta, estes cateteres, finalmente, devem ser testados no cenário de uma hemorragia distal em curso. Em combinação com outros insultos traumáticos, este modelo de choque hemorrágico pode ser extrapolado para um modelo mais clinicamente realista de lesões traumáticas16,18.
Estratégias de ressuscitação após lesões traumáticas em modelos animais variam amplamente. Enquanto alguns são defensores do 'fluido receptividade'-guiando requisitos para reanimação em curso28, outros propõem objectivos limiares para administrar fluidos bolus e vasopressores21,26. Neste estudo, utilizamos os limiares para determinar a administração de salina e usam de vasopressores por sua facilidade de reprodutibilidade. Apesar de 'capacidade de resposta fluida' Replica de prática clínica, objetivos limiares para a administração de fluidos e vasopressores podem limitar uma grande variabilidade e a subjetividade dos requisitos de reanimação em modelos de choque hemorrágico.
Durante anos, suína têm sido utilizadas em vários modelos de choque hemorrágico que forneceram oportunidades para testar uma ampla gama de tratamento estratégias11,12,13,16,17, 19,20,21,30. No entanto, é importante perceber que suína não é o modelo animal perfeito e alterações fisiológicas traduzir não exatamente aos seres humanos. Por exemplo, alguns pesquisadores podem recomendar esplenectomia antes do choque hemorrágico para imitar melhor a fisiologia humana, embora isto seja controverso tópico31.
Em conclusão, este protocolo demonstra o fundamento básico para a replicação de um modelo de choque hemorrágico em suínos e para a implantação de cateteres de balão de oclusão. As conclusões de um estudo que usou um modelo semelhante de choque hemorrágico estão sendo usadas atualmente em ensaios clínicos de fase II investigando o papel do ácido valproico (VPA) em lesões traumáticas16,19,32, 33 , 34. também, salientar é a importância do papel dos cateteres de balão de oclusão na era atual. Cateteres de balão de oclusão não só encontrei um aplicativo em choque hemorrágico, eles também estão sendo usados em cirurgias cardíacas e vasculares, bem como em procedimentos cirúrgicos eletivos de alto risco onde um controle do fluxo da aorta é útil em uma outra forma circunstância devastador. Em geral, consideramos que o modelo suíno de choque hemorrágico descrito e a oclusão aórtica balão são altamente relevantes e podem ser empregados em uma infinidade de estudos experimentais.
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Disclosures
Este trabalho é apoiado nos Army Medical Research e comando Materiel sob contrato n º W81XWH-16-C-0102. As vistas, opiniões e/ou conclusões contidas neste relatório são dos autores e não devem ser interpretadas como um departamento oficial do exército posição, política ou da decisão, a menos que designadas por outra documentação.
Acknowledgments
Nós gostaríamos de reconhecer Rachel O'Connell e Jessica Lee por sua ajuda com os estudos em animais. Também gostaríamos de reconhecer o Major General Harold Timboe, MD, MPH, exército (RET.), que tem sido um conselheiro e mentor para este projeto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Yorkshire-Landrace Swine | Michigan State University Veterinary Farm | ||
| Anesthesia: Telazol | Pfizer | Dose: 2-8 mg/kg; IM | |
| Anti-cholinergic: Atropine | Pfizer | Dose: 1mg, IM | |
| Anesthesia: Isoflurane | Baxter | Dose: 1-5%, INH | |
| Betadine | Humco | ||
| Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | |
| Datex-Aespire Anesthesia Machine | GE Healthcare | 7900 | |
| Endotracheal tube | DEE Veterinary | 20170518 | Appropriate size for animal (6.5 or 7.0F) |
| Laryngoscope | Miller | 85-0045 | |
| Stylet | Hudson RCI | 5-151--1 | |
| Jelco 20G IV Catheter | Smiths Medical | 4054 | |
| Operating Room Monitor (Vital Signs Monitor) | SurgiVet Advisor | V9201 | May require at least 2 |
| Surgical Gowns | Kimberly Clark | 90142 | Use appropriate size for surgeon. |
| Sterile surgical gloves | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Use appropriate size for surgeon. |
| Cautery Pencil | Medline | ESPB 2000 | |
| Suction tubing | Medline | DYND50251 | |
| Sunction tip: Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Bovie Aaron 1250 Electrocautery Unit | Bovie Medical Co. FL | BOV-A1250U | |
| Salpel Blade - Size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Scalpel Handle | Martin | 10-295-11 | |
| Debakey Forceps | Roboz | RS-7562 | |
| Weitlander Retractor | Roboz | RS-8612 | |
| Mayo Scissors | Roboz | RS-76870SC | |
| Army-navy Retractor | Teleflex | 164715 | |
| Mixter Right-angle Forceps | Teleflex | 175073 | |
| 5F (1.7 mm) 11 cm Insertion Sheath with 0.35" Guidewire | Boston Scientific | 16035-05B | |
| 8F (2.7 mm) 11 cm Insertion Sheath with 0.35'' Guidewire | Boston Scientific | 16035-08B | |
| 20G angled Introducer Needle | Arrow | AK-09903-S | |
| 14F (4.78 mm) 13 cm Insertion Sheath with 10F dilator | Cook Medical | G08024 | |
| 2-0 Silk 18'' 45 cm | Ethicon | A185H | |
| 3-0 Vicryl 36'' 90 cm | Ethicon | J344H | |
| 3-0 Nylon 18'' 45 cm | Ethicon | 663G | |
| 4-0 Prolene 30'' 75 cm | Ethicon | 8831H | |
| 20 ml syringe | Metronic/Covidien | 8881512878 | |
| 3 mL syringe | Metronic/Covidien | 1180300555 | |
| 6 mL syringe | Metronic/Covidien | 1180600777 | |
| 1000ml 0.9% Saline | Baxter | 2B1324X | |
| Foley Catheter (18F 30 cc) | Bard | 0166V18S | |
| Urinary Drainage Bag | Bard | 154002 | |
| 9F 10 cm Insertion Sheath | Arrow | AK-09903-S | |
| Swan-Ganz pulmonary artery catheter (8F) | Edwards Lifesciences co. CA | 746F8 | |
| Carotid Flow Probe System | Transonic, Ithaca, NY | 3, 4, or 6 mm probes | |
| SABOT catheter | Hayes Inc. | ||
| CODA balloon catheter | Cook Medical | 8379144 | |
| Ultrasound, M-Turbo | SonoSite | ||
| Amplatz Stiff Guidewire (0.035 inch, 260 cm) | Cook Medical | G03460 | |
| Arterial Blood Gas Syringes | Smiths Medical | 4041-2 | |
| Arterial Blood Gas Analyzer | Nova Biochemical | ABL800 | |
| Masterflex Pump | Cole Palmer | HV-77921-75 | |
| Blood Collection Bags | Terumo | 1BBD606A | |
| Macro IV drip set | Hospira | 12672-28 | |
| Pentobarbital | Pfizer | Dose: 100 mg/kg; IV | |
| Eppendorf Tubes | Sorenson | 11590 | |
| 50 cc conical tubes | Falcon | 352097 | |
| Formalin | Fisherbrand | 431121 | |
| Bair Hugger Normothermia System | Arizant Healthcare, Inc. |
References
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