Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

Evaluering af kolorektal cancer risiko og prævalens ved afføring DNA Integrity Detection

Published: June 8, 2020 doi: 10.3791/59426
Automatic Translation
1, 1, 2, 2, 1
1Istituto Scientifico Romagnolo per lo Studio e la Cura dei Tumori (IRST) IRCCS, Meldola, Italy, 2Diatech Pharmacogenetics srl

ERRATUM NOTICE

Summary

Den præsenterede diagnostiske FL-DNA kit er en tidsbesparende og brugervenlig metode til at bestemme den pålidelige sandsynlighed for tilstedeværelsen af kolorektal cancer læsioner.

Abstract

I dag, afføring DNA kan isoleres og analyseres ved flere metoder. De lange fragmenter af DNA i afføringen kan detekteres ved en qPCR-analyse, som giver en pålidelig sandsynlighed for tilstedeværelsen af prænamplastiske eller neoplastiske kolorektale læsioner. Denne metode, kaldet fluorescens lang DNA (FL-DNA), er en hurtig, ikke-invasiv procedure, der er en forbedring af det primære forebyggelsessystem. Denne metode er baseret på evaluering af fækal DNA-integritet ved kvantitativ forstærkning af specifikke mål for genomisk DNA. Især giver evalueringen af DNA-fragmenter på over 200 bp mulighed for påvisning af patienter med kolorektal læsioner med meget høj specificitet. Dette system og alle i øjeblikket tilgængelige afførings-DNA-test præsenterer imidlertid nogle generelle spørgsmål, der skal løses (f.eks. hvor hyppigt testene skal udføres, og det optimale antal afføringsprøver, der indsamles på hvert tidspunkt for hver enkelt). Den største fordel ved FL-DNA er imidlertid muligheden for at bruge det sammen med en test, der i øjeblikket anvendes i CRC-screeningprogrammet, kendt som den immunkemiske fækal okkulte blodprøve (iFOBT). Faktisk kan begge test udføres på den samme prøve, hvilket reducerer omkostningerne og opnå en bedre forudsigelse af den endelige tilstedeværelse af kolorektal læsioner.

Introduction

Kolorektal cancer (CRC) stammer fra en multi-trinsproces,hvor sund epitel langsomt udvikler sig til adenomer eller polypper, som udvikler sig til maligne karcinomer over tid1,2. På trods af CRC's høje incidensrate er der observeret en nedadgående tendens i andelen af dødsfald i løbet af det seneste årti3. Faktisk, tidlig diagnostiske værktøjer vedtaget i screening programmer har ført til tidlig påvisning og fjernelse af præ-neoplastiske adenomer eller polypper4. Men på grund af de forskellige tekniske grænser er ingen af disse metoder optimale. For at forbedre følsomheden og specificiteten er mange afførings-DNA-test blevet foreslået alene eller i kombination med de nuværende rutinemæssige diagnostiske test5,6.

Typisk, sund slimhinde kaster ind i fækal strøm apoptotiske kolocytter, mens syge slimhinde eksfolierer ikke-apoptotiske colonocytes. Fragmenter på 200 bp eller mere i længden karakteriserer ikke-apoptotisk DNA. Dette DNA kaldes lang DNA (L-DNA) og er blevet en utilizable biomarkør for CRC tidlig diagnose. L-DNA'et kan isoleres fra afføringsprøven og kvantificeres ved qPCR ved hjælp af et in vitro-diagnostisk FL-DNA-sæt7,8,9,10,11,12.

Testen består af to analyser til påvisning af FL-DNA-fragmenter fra 138 bp til 339 bp. Hver analyse tillader forstærkning af FL-DNA (FAM) samt spike-in DNA (HEX). For at sikre optimal forstærkning af alle fragmenter er testen opdelt i to analyser (kaldet "A" og "B"). A-analysen registrerer to regioner af exon 14 af APC-genet (NM_001127511) og et fragment af exon 7 af TP53-genet (NM_001276760). B-analysen registrerer et fragment af exon 14 af APC-genet (NM_001127511) og to regioner med exoner 5 og 8 i TP53-genet (NM_001276760). Analysen skelner ikke mellem de fundne regioner. Den spike-in DNA svarer til Oncorhynchus keta laks DNA og gør det muligt at kontrollere, at proceduren er blevet gjort korrekt, og kontrol for den mulige tilstedeværelse af inhibitorer, som kan give falske negative resultater. FL-DNA-koncentrationen evalueres ved absolut kvantificering ved hjælp af standardkurvemetoden og udtrykkes som ng/reaktion.

FL-DNA-metoden er en ikke-invasiv og billig afføring DNA-test, der kombineret med den immunokemiske-baserede fækal okkult blodprøve (iFOBT), er i øjeblikket anvendes i CRC screening programmer og giver mulighed for bedre forudsigelser af CRC og / eller høj risiko adenom læsioner12.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Patienterne blev rekrutteret på Istituto Scientifico Romagnolo per lo Studio e la Cura dei Tumori (IRST) af Meldola (FC, Italien) mellem 2013 og 2015. Inkluderede patienter blev optaget i protokol IRSTB002, godkendt af den etiske komité i IRST - IRCCS AVR (25/10/2012, ver. 1). Alle metoder blev udført i overensstemmelse med relevante retningslinjer og bestemmelser. Der blev indhentet skriftligt informeret samtykke fra alle patienter.

1. DNA-ekstraktion fra afføring

  1. Brug et sæt til at forberede afføringsprøver(se Tabel over Materialer). Udvælg og behandle fækalmaterialet ved at udføre ekstraktionen i overensstemmelse med producentens anvisninger. Forstærke det rensede DNA direkte eller opbevares ved -20 °C til efterfølgende analyse.

2. Forberedelse af positiv kontrol, standarder, spike-in DNA og kliniske prøver

  1. Udarbejdelse af standarder og prøver
    1. For at forberede den positive kontrol, standarder, spike-in DNA, og alle kliniske prøver, centrifuge en aliquot af positiv kontrol, standarder, og spike-in DNA, derefter resuspend hver reagens ved at tilføje den korrekte mængde af forudsat vand (se nedenfor). Derefter forsigtigt vortex den positive kontrol, standard, og spike-in DNA, derefter centrifuge i 10 s. For at opnå en fuldstændig resuspension af de tørre reagenser skal væskereagenserne opbevares ved stuetemperatur (RT) i 30 minutter før brug.
      1. Den positive kontrol er menneskets DNA i et tørt format. Opslæmm hver aliquot med 750 μL vand.
      2. Den spike-in DNA er laks (Oncorhynchus keta) DNA, som bruges som en udefrakommende intern kontrol for at kontrollere den mulige tilstedeværelse af inhibitorer i DNA-prøver udvundet af afføring. Opslæmm hver aliquot med 100 μL vand.
    2. For at forberede standardkurven frembringer fire 1:5-fortyndinger med udgangspunkt i stamopløsningen. Standardpunkterne skal være 10 ng/reaktion, 2 ng/reaktion, 0,4 ng/reaktion og 0,08 ng/reaktion.
  2. Forberedelse af 1x spike-in DNA
    1. Forbered spike-in DNA-kontrol direkte før brug.
    2. Der fremstilles 1x spike-in DNA-kontrol ved at blande 5 μL FL-DNa spike med 20 μL sterilt vand. Antallet af 1x spike-in DNA-kontrolprøver vil blive udarbejdet i henhold til antallet af prøver, der skal analyseres, plus den positive kontrol.
  3. Fremstilling af prøver
    1. 75 μL af prøverne (kliniske prøver eller positiv kontrol) blandes med 25 μL 1x spike-in DNA, hvilket giver et samlet volumen på 100 μL.

3. Forstærkning og bestemmelse af FL-DNA-værdien ved hjælp af qPCR Easy PGX

BEMÆRK: Komplette forstærkningsblandinger, der indeholder specifikke primere og sonder rettet mod det menneskelige DNA og den interne kontrol, leveres i et frysetørret format i 8 brøndstrimler til FL-DNA Mix A og FL-DNA Mix B. Standarder, positive og negative kontroller og prøver skal forstærkes med begge lyofile blandinger. Kun kliniske prøver må kun forstærkes i to eksemplarer med begge frysetørrede blandinger.

  1. Se materialetabellen for qPCR-instrument og driftssoftware.
    1. Åbn driftssoftwaren, og opsæt pladen og den termiske profil:
      1. Pladen opstilles som vist i tabel 1.
        1. Angiv brøndtypen for alle otte positioner i kolonne 1 som Standard.
        2. Indstil brøndtypen for A2- og B2-brøndene som NTC.
        3. Angiv brøndtypen for C2 og D2 (de positive kontrolelementer) som Ukendt.
        4. Angiv brøndtypen for alle andre positioner som Ukendt.
        5. Vælg alle 96 positioner, og tilføj Farvestoffer FAM og HEX. Klik på Synkroniseringsplade.
      2. Indstil den termiske profil i henhold til tabel 2.
    2. Centrifuge det nødvendige antal strimler til 10 s for at bringe indholdet til bunden af røret.
    3. Forsigtigt fjernes tætningerne fra strimlerne, mens du er opmærksom på at bevare indholdet, og tilsæt til de respektive strimler: negativ kontrol: 20 μL vand; prøve: 20 μL DNA standardkurve: 20 μL standard 1, 2, 3 eller 4 positiv kontrol: 20 μL positiv kontrol.
    4. Luk omhyggeligt alle strimler ved hjælp af 8 strip flade optiske hætter og vortex i få sekunder.
    5. Centrifuges strimlerne i 10 s og læg dem i instrumentet. Start derefter løbet.

4. Dataanalyse

BEMÆRK: Dataanalyse kan udføres automatisk eller manuelt afhængigt af softwaren (se Tabel over Materialer).

  1. I slutningen af kørslen skal du vælge kolonne A, C, E, G for "FAM: FL-DNA-A" og"HEX: IC"og kolonne B, D, F, H for "FAM: FL-DNA-B" og"HEX: IC".
  2. Angiv følgende for standardmængdernes startbeløb:10 ng/reaktion for A1- og B1-brønde, 2 ng/reaktion for C1 og D1, 0,4 ng/reaktion for E1 og F1 og 0,08 ng/reaktion for G1 og H1.
  3. Indstil tærskel fluorescensværdier til 150 for både FAM-kanaler (FL-DNA A og FL-DNA B) og HEX (IC).
  4. Klik på Kolonneindstillinger i feltet Resultattabel| Vælg Alle | Ok at opnå resultaterne i begge kanaler med deres respektive Cq (▲R) og ▌R sidste værdier.
    BEMÆRK: Disse værdier leveres af pcr-instrumentsoftwaren Real Time. ΔR-til sidst svarer til den fluorescensværdi, der normaliseres til den sidste forstærkningscyklus.
  5. Højreklik på tabellen i feltet Resultattabel for at åbne genvejsmenuen og klikke på Send til Excel for at eksportere de rå data.
  6. Kontroller standardernes værdier for at kontrollere standardkurvens egnethed.
  7. For hver FL-DNA-blanding skal du kontrollere kolonnen R2 ["R² (»R)« og effektiviteten ["Effektivitet (%)" kolonne] værdier. Hvis de er inden for et acceptabelt interval, er det muligt at gå videre med analysen i overensstemmelse hermed til fabrikantens anvisninger (tabel 3).
  8. Hvis resultaterne af FAM-kanalen ikke er inden for det forventede område, skal du udelade et punkt i standardkurven og genanalysee kørslen.
  9. Bestem værdierne for de negative og positive kontrolelementer med følgende formel, idet værdierne "Ingen Cq" skal være nul:
    Equation 1
    Equation 2
  10. Sammenlign de opnåede værdier med dem , der er angivet i tabel 4.
  11. Hvis reaktionskontrollerne ligger inden for de forventede værdier, skal du fortsætte analysen af prøverne.
    BEMÆRK: Kontroller, at de opnåede Cq-værdier genereres af en reel forstærkningsreaktion (sigmoidal fluorescenskurve) og ikke fra en artefakt (lineær fluorescenskurve).
  12. For at analysere prøvens egnethed for hver FL-DNA-blanding skal du sammenligne Cq-værdierne for HEX-kanalen. Hvis værdien er ≥16, skal du fortsætte med analysen af prøverne. Hvis værdien er <16, eller der ikke er nogen Cq, skyldes det sandsynligvis en dispenseringsfejl af FL-DNA Spike. Det er derfor ikke muligt at analysere prøverne.
  13. Beregn gennemsnittet af Cq-værdierne i "HEX"-kanalen for det positive kontrolelement ved hjælp af følgende formel:
    Equation 3
  14. Beregn gennemsnittet af Cq-værdierne i "HEX"-kanalen i prøven replikerer ved hjælp af følgende formel:
    Equation 4
  15. Beregnværdier CqHEX-værdierne i henhold til følgende formel:
    Equation 5
  16. Sammenlign prøvernes ▲CqHEX-værdier med dem, der er rapporteret i tabel 5.
  17. For hver blanding (Mix A og Mix B) skal Cq-værdierne for FAM-kanalen sammenlignes med dem, der er angivet i tabel 6.
  18. For at bestemme FL-DNA-værdien for hver egnet prøve skal du bruge følgende formel under hensyntagen til "No Cq"-værdierne som nul:
    Equation 6
    Equation 2
    BEMÆRK: Kolorektal cancerrisiko og prævalens er en funktion af iFOBT- og FL-DNA-evalueringer i henhold til Fagan-nomogramresultaterne opnået ved Rengucci et al.12 (tabel 7).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Arbejdsprocessen for denne protokol vises i figur 1. Arbejdsprocessen indeholder to kontroltrin og forskellige handlinger i henhold til disse trinsresultater. Hvis en prøve for det første udviser uegnede betjeningsorganer, skal forstærkningen gentages. For det andet skal prøven, hvis forstærkningen hæmmes, oparbejdes fra begyndelsen eller klassificeres som ikke værdifuld.

Figur 2 viser de fluorescenskurver, der frembringes af positive og negative prøver. (A) Vist er et eksempel på en passende positiv prøve. Prøvesignalet på HEX-kanalen er inden for det acceptable område. Det positive signal er over tærsklen på FAM-kanalen. (B) Vist er et eksempel på en egnet negativ/ikke positiv prøve. Prøvesignalet er inden for det acceptable område på HEX-kanalen. Det negative kontrolsignal er under tærsklen på FAM-kanalen. (C) Vist er et eksempel på en ikke-egnet prøve. Prøvesignalet ligger ikke inden for det acceptable område på HEX-kanalen. således kan en potentiel hæmning antages. Denne prøve skal gentages med udgangspunkt i ekstraktionen.

Figure 1
Figur 1: Arbejdsgang for FL-DNA-kvantificering. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: Fluorescenskurver, der viser forstærkningen af målgener i mix A (eller Mix B) (kanal FAM) og intern kontrol (kanal HEX). (A) FL-DNA-positiv prøve. B) FL-DNA-negativ prøve. c) Hæmning af prøveforstærkning. Rød kurve: positiv kontrol; grøn kurve: negativ kontrol; sort kurve: klinisk prøve. Klik her for at se en større version af dette tal.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 X
A Standard 1 Vand DNA2 DNA4 DNA6 DNA8 DNA10 DNA12 DNA14 DNA16 DNA18 DNA20 1 FL-DNA Bland A
B Standard 1 Vand DNA2 DNA4 DNA6 DNA8 DNA10 DNA12 DNA14 DNA16 DNA18 DNA20 2 FL-DNA Mix B
C Standard 2 Pos DNA2 DNA4 DNA6 DNA8 DNA10 DNA12 DNA14 DNA16 DNA18 DNA20 3 FL-DNA Bland A
D Standard 2 Pos DNA2 DNA4 DNA6 DNA8 DNA10 DNA12 DNA14 DNA16 DNA18 DNA20 4 FL-DNA Mix B
E Standard 3 DNA1 DNA3 DNA5 DNA7 DNA9 DNA11 DNA13 DNA15 DNA17 DNA19 DNA21 5 FL-DNA Bland A
F Standard 3 DNA1 DNA3 DNA5 DNA7 DNA9 DNA11 DNA13 DNA15 DNA17 DNA19 DNA21 6 FL-DNA Mix B
G Standard 4 DNA1 DNA3 DNA5 DNA7 DNA9 DNA11 DNA13 DNA15 DNA17 DNA19 DNA21 7 FL-DNA Bland A
H Standard 4 DNA1 DNA3 DNA5 DNA7 DNA9 DNA11 DNA13 DNA15 DNA17 DNA19 DNA21 8 FL-DNA Mix B

Tabel 1: Opsætplade med fordeling af kontrol, kurve og prøver. Kolonne X angiver det tal, der er trykt øverst på strimlen.

Trin Temperatur og tid
Varm start (1 cyklus) 95 °C i 5 min.
Forstærkning (40 cyklusser) 95 °C for 15 s
54 °C for 15 s
60 °C for 45 s (Dataindsamling)

Tabel 2: Termisk profil til DNA-forstærkning.

Table 3
Tabel 3: Vifte af HEX- og FAM-kanalværdier for standarderne for at kontrollere standardkurvens egnethed.

Table 4
Tabel 4: Rækkevidde af HEX- og FAM-kanalværdier for negative og positive kontroller for at kontrollere kørslens egnethed.

Table 5
Tabel 5: Stikprøvers værdi for RANGE af HEX- og FAM-kanalværdier for at kontrollere stikprøveanalysens egnethed.

Table 6
Tabel 6: BlandingS A- og Mix B Cq-værdierne for FAM-kanalen for at kontrollere fl-DNA-analysens egnethed.

Table 7
Tabel 7: Vurdering af kræftrisikoen som funktion af iFOBT- og FL-DNA-værdier. Ifølge forholdet mellem iFOBT- og FL-DNA-værdier anslår tabellen sandsynligheden for kolorektal neoplastiske læsioner.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Tidligere undersøgelser har vist , at DNA-integritetsanalyse af afføring , der er udvundet ved manuelle og halvautomatiske tilgange , kan udgøre et alternativt redskab til tidlig påvisning af kolorektale læsioner7,8,9,10,11,12. Molekylære, noninvasive screeningtest er blevet udviklet i årenes løb til påvisning af kolorektal cancer, men den udbredte udbredelse af disse metoder er begrænset på grund af tidskrævende tilgange og dårlig omkostningseffektivitet i forhold til andre screeningstest.

Denne fremgangsmåde er forholdsvis billig og ikke for tidskrævende. Det har også øget nøjagtighed i detektering kolorektal læsioner på grund af en ny procedure, der kræver få manuelle trin. Den fremgangsmåde, der er beskrevet her, er hurtig med færre manuelle trin, og den kan nemt udføres på mange prøver om ugen. DNA-ekstraktionen giver ikke særlige problemer og kan udføres ved hjælp af nemme manuelle trin eller brug af et automatisk instrument. I sidstnævnte tilfælde er det nødvendigt at bestemme det automatiske DNA-ekstraktionsinstrument, der giver mulighed for de mest reproducerbare resultater. Det mest kritiske trin i DNA-ekstraktion er indsamling af afføring og metode til opbevaring før DNA-ekstraktion. Det er tilrådeligt at holde afføringen frosset og fortsætte med ekstraktion så hurtigt som muligt.

Et andet kritisk spørgsmål er repræsenteret ved mulige hæmmere af forstærkningsreaktionerne. Fækal ekstraktion er ikke i stand til at rense den genomiske DNA, som urenheder kompromittere den korrekte forstærkning reaktion. I denne forbindelse kræver protokollen brug af spike-in DNA til at kontrollere tilstedeværelsen/fraværet af reaktionshæmmere.

Indtil for nylig, fækal okkult blodprøve er den vigtigste tilgang, der anvendes til at opdage kolorektal læsioner i screening programmer; selv om det præsenterer nogle grænser med hensyn til nøjagtighed. En alternativ strategi for diagnosticering af kolorektal cancer er baseret på en analyse af DNA fra eksfolierede celler udskilles i afføring. Flere tilgange er blevet evalueret i det forløbne år, men ingen er tilgængelige til brug i screeningprogrammer.

FL-DNA-integritetsværdien kan være et nyttigt alternativ, som i kombination med standardscreenings-iFOBT-testværdien kan forudsige tilstedeværelsen af tumorer og/eller højrisikoadenomer11,12 ved en Fagan Nomogram-indflyvning10 (tabel 7). Denne metode anslår den kombinerede testsandsynlighed for neoplastisk læsionstilion, hvilket forbedrer den diagnostiske nøjagtighed sammenlignet med den standardmetode, der anvendes alene.

Disse oplysninger kan hjælpe klinikere i planlægningen diagnostiske tests ud over en passende koloskopi og tilpasse sin overvågning. FAKTISK forenkler FL-DNA-kittet de manuelle trin og sikrer stabile og ensartede resultater. Der er dog stadig nogle problemer, der skal afklares for at forbedre metodens diagnostiske nøjagtighed. F.eks. skal den hyppighed, hvormed testene skal udføres, og antallet af afføringsprøver, der skal analyseres på bestemte tidspunkter for den enkelte, vælges nøje. Da denne test skal udføres samtidig med iFOBT, er det nødvendigt med en metode, der kræver indsamling hvert andet år, som det er standard i talrige screeningsprotokoller, for at kontrollere effektiviteten af denne test som erstatning eller alternativ til de aktuelle screeningstest.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Maura Menghi er fuldtidsansat i Diatech Pharmacogenetics srl.

Acknowledgments

Forfatterne har ingen anerkendelser.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.5 mL and 2 mL polypropylene twist-lock tubes (DNase-, RNase-, DNA-, PCR inhibitor-free) Consumables required for DNA extraction and Real Time PCR
Absolute Ethanol (quality of analytical degree) Reagent required for DNA extraction
Benchtop centrifuge  Maximum speed of 20000 x g. Instrument required for DNA extraction
EasyPGX analysis software version 2.0.0 Diatech Pharmacogenetics RT800-SW Analysis software 
EasyPGX centrifuge/vortex 8-well strips Diatech Pharmacogenetics RT803 Instrument recommended for the Real Time PCR assay
EasyPGX qPCR instrument 96  Diatech Pharmacogenetics RT800-96 Instrument recommended for the Real Time PCR assay
EasyPGX ready FL-DNA Diatech Pharmacogenetics RT029 Kit required for the Real Time PCR assay
Micropipettes (volumes from 1 to 1.000 µL) Consumables required for DNA extraction and Real Time PCR
Powder-free disposable gloves Consumables required for DNA extraction and Real Time PCR
QIAamp Fast DNA Stool Qiagen 51604 Kit recommended for the DNA extraction and purification from stool
Sterile filter tips DNase-, RNase-free (volumes from 1 to 1.000 µL) Consumables required for DNA extraction and Real Time PCR
Thermal block e.g. EasyPGX dry block Diatech Pharmacogenetics RT801 Instrument required for DNA extraction
Vortex e.g. EasyPGX centrifuge/vortex 1.5 ml  Diatech Pharmacogenetics RT802 Instrument required for DNA extraction

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Fearon, E. R. Molecular Genetics of Colorectal Cancer. Annual Review of Pathology. 6, 479-507 (2011).
  2. Sears, C. L., Garrett, W. S. Microbes, Microbiota, and Colon Cancer. Cell Host and Microbe. 15, 317-328 (2014).
  3. SEER Stat Fact Sheets: Colon and Rectum Cancer. National Cancer Institute. , Available from: http://seer.cancer.gov/statfacts/html/colorect.html (2019).
  4. Levin, B., et al. Screening and Surveillance for the Early Detection of Colorectal Cancer and Adenomatous Polyps, 2008: A Joint Guideline From the American Cancer Society, the US Multi-Society Task Force on Colorectal Cancer, and the American College of Radiology. Gastroenterology. 134, 1570-1595 (2008).
  5. Bosch, L. J., et al. Molecular tests for colorectal cancer screening. Clinical Colorectal Cancer. 10, 8-23 (2011).
  6. Ahlquist, D. A. Molecular detection of colorectal neoplasia. Gastroenterology. 138, 2127-2139 (2010).
  7. Calistri, D., et al. Fecal multiple molecular tests to detect colorectal cancer in stool. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 1, 377-383 (2003).
  8. Calistri, D., et al. Detection of colorectal cancer by a quantitative fluorescence determination of DNA amplification in stool. Neoplasia. 6, 536-540 (2004).
  9. Calistri, D., et al. Quantitative fluorescence determination of long-fragment DNA in stool as a marker for the early detection of colorectal cancer. Cellular Oncology. 31, 11-17 (2009).
  10. Calistri, D., et al. Fecal DNA for noninvasive diagnosis of colorectal cancer in immunochemical fecal occult blood test-positive individuals. Cancer Epidemiology Biomarkers and Prevention. 19, 2647-2654 (2010).
  11. De Maio, G., et al. Circulating and stool nucleic acid analysis for colorectal cancer diagnosis. World Journal of Gastroenterology. 20, 957-967 (2014).
  12. Rengucci, C., et al. Improved stool DNA integrity method for early colorectal cancer diagnosis. Cancer Epidemiology Biomarkers and Prevention. 23, 2553-2560 (2014).

Tags

Kræftforskning afføring DNA integritet kolorektal cancer læsioner høj risiko kolorektal adenomer diagnostisk kolorektal cancer metode qPCR FL-DNA iFOBT

Erratum

Formal Correction: Erratum: Evaluation of Colorectal Cancer Risk and Prevalence by Stool DNA Integrity Detection
Posted by JoVE Editors on 09/28/2020. Citeable Link.

An erratum was issued for: Evaluation of Colorectal Cancer Risk and Prevalence by Stool DNA Integrity Detection. An affiliation was updated.

The first affiliation was updated from:

Istituto Scientifico Romagnolo per lo Studio e la Cura dei Tumori (IRST)

to:

Istituto Scientifico Romagnolo per lo Studio e la Cura dei Tumori (IRST) IRCCS, Meldola, Italy

Evaluering af kolorektal cancer risiko og prævalens ved afføring DNA Integrity Detection
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Rengucci, C., De Maio, G., Menghi,… More

Rengucci, C., De Maio, G., Menghi, M., Benzi, F., Calistri, D. Evaluation of Colorectal Cancer Risk and Prevalence by Stool DNA Integrity Detection. J. Vis. Exp. (160), e59426, doi:10.3791/59426 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter