Summary

التمايز العصبي من الخلايا الجذعية الجنينية الماوس في المختبر

Published: June 02, 2020
doi:

Summary

هنا، أنشأنا طريقة منخفضة التكلفة وسهلة التشغيل التي توجه التمايز السريع والفعال من الخلايا الجذعية الجنينية إلى الخلايا العصبية. هذه الطريقة مناسبة لتعميم بين المختبرات ويمكن أن تكون أداة مفيدة للبحوث العصبية.

Abstract

التمايز العصبي للخلايا الجذعية الجنينية الماوس (mESCs) هو أداة محتملة لتوضيح الآليات الرئيسية المشاركة في تكوين الخلايا العصبية ويحتمل أن تساعد في الطب التجديدي. هنا، أنشأنا طريقة فعالة ومنخفضة التكلفة للتمايز العصبي من mESCs في المختبر، باستخدام استراتيجية الفرز الجمعي. في ظل الظروف المحددة هنا، فإن تكوين الجسم الجنيني لمدة يومين + بروتوكول تحريض حمض الريتينويك لمدة 6 أيام يسمح بالتمايز السريع والفعال من الـ mESCs إلى خلايا السلائف العصبية (NPCs)، كما يتضح من تشكيل A2lox و129 مشتقة من النستين المرصوفة بشكل جيد والنوريت الشبيهة بالنيوتريت و129 مشتقًا إيجابيًا. الحالة الصحية للأجسام الجنينية ونقطة الوقت التي يتم فيها تطبيق حمض الريتينويك (RA) ، وكذلك تركيزات RA ، أمر حاسم في هذه العملية. في التمايز اللاحق من NPCs إلى الخلايا العصبية، N2B27 المتوسطة II (تكملها متوسطة العصبية) يمكن أن تدعم بشكل أفضل الصيانة على المدى الطويل ونضوج الخلايا العصبية. الطريقة المعروضة هي الكفاءة العالية ، وانخفاض التكلفة وسهلة التشغيل ، ويمكن أن تكون أداة قوية لبحوث البيولوجيا العصبية والتنمية البيولوجية.

Introduction

الخلايا الجذعية الجنينية (ESCs) هي متعددة القدرات ويمكن أن تفرق إلى الخلايا السليفة العصبية (NPCs) وبعد ذلك إلى الخلايا العصبية في ظل ظروف معينة1. يوفر تكوين الخلايا العصبية القائم على ESC أفضل منصة لمحاكاة النشوء العصبي ، وبالتالي بمثابة أداة مفيدة لدراسات البيولوجيا التنموية ويحتمل أن تساعد في الطب التجديدي2،3. في العقود الماضية، وقد تم الإبلاغ عن العديد من الاستراتيجيات لتحفيز تكوين جيني الجنين، مثل طريقة المعدلة وراثيا4، باستخدام جزيئات صغيرة5، وذلك باستخدام مصفوفة 3D microenvironment6، و شارك في ثقافة تقنية7. ومع ذلك، فإن معظم هذه البروتوكولات إما محدودة أو صعبة التشغيل، وبالتالي فهي غير مناسبة للاستخدام في معظم المختبرات.

للعثور على طريقة سهلة التشغيل ومنخفضة التكلفة لتحقيق تمايز عصبي فعال من mESCs ، تم استخدام استراتيجية فحص الجمع بين الدمج هنا. كما هو موضح في الشكل 1، تم تقسيم العملية الكاملة من النشوء العصبي الجنيني إلى مرحلتين. وتشير المرحلة الأولى إلى عملية التمايز بين الـ mESCs إلى NPCs، وتتعلق المرحلة الثانية بالتمايز اللاحق من NPCs إلى الخلايا العصبية. استنادا إلى مبادئ عملية سهلة، وانخفاض تكلفة، والمواد المتاحة بسهولة وكفاءة عالية التمايز، تم اختيار سبعة بروتوكولات في المرحلة الأولى وثلاثة بروتوكولات في المرحلة الثانية على أساس نظام ثقافة أحادية الطبقات التقليدية أو نظام تكوين الجسم الجنينية8،9. وتم تقييم كفاءة التمايز في البروتوكولات في كلتا المرحلتين باستخدام الملاحظة مورفولوجيا الخلية و قياس المناعة. من خلال الجمع بين البروتوكول الأكثر كفاءة في كل مرحلة ، أنشأنا الطريقة المثلى للتمايز العصبي من mESCs.

Protocol

1. ماوس الجنينية خلية جذعية ثقافة إعداد 0.1٪ الأطباق الجيلاتين ثقافة الخلية المغلفة أو لوحات. إضافة 2 مل من معقمة 0.1٪ الجيلاتين (0.1٪ ث / الخامس في الماء) إلى 60 ملم أطباق ثقافة الخلية. صخرة بلطف لضمان حتى طلاء أطباق ثقافة الخلية. وضع الأطباق في 5٪ CO2 حاضنة في 37 درجة مئوية والسم…

Representative Results

2-يوم تكوين الجسم الجنينية + 6 أيام RA التعريفي يعمل بشكل أفضل على توجيه التمايز من mESCs إلى NPCs (المرحلة الأولى). ولتحديد البروتوكول الأمثل الذي يعزز على أفضل أحسن ال أحسن الهون بين الـ mESCs إلى NPCs (المرحلة الأولى)، تم اختبار 7 بروتوكولات على كل من A2lox و129 mESCs(الجدول 1)وتم رصد حالة التمايز لك…

Discussion

في هذه الدراسة، أنشأنا طريقة بسيطة وفعالة للتمايز العصبي من mESCs، مع انخفاض تكلفة والمواد التي تم الحصول عليها بسهولة. في هذه الطريقة، 2 أيام من تكوين الجسم الجنينية تليها 6 أيام من تحريض RA يمكن أن تعزز بشكل فعال التفريق بين mESCs إلى NPCs (المرحلة الأولى البروتوكول 3). بالنسبة للمرحلة الثانية من ا…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وقد دعم هذا العمل المؤسسة الوطنية الصينية للعلوم الطبيعية (رقم 31501099) و”متوسط العمر” و”يونغ” من إدارة التعليم في مقاطعة هوبى، الصين (رقم 110099) Q20191104). ونشكر البروفيسور ونشينغ دينغ في جامعة ووهان للعلوم والتكنولوجيا على توفير خطوط الخلايا الجذعية الجنينية الماوس A2lox.

Materials

Anti-Nestin antibody [Rat-401] Abcam Ab11306 stored at -80 °C, avoid repeated freezing and thawing
Anti-β-Tubulin III antibody produced in rabbit Sigma Aldrich T2200 stored at -80 °C, avoid repeated freezing and thawing
Alexa Fluor 488-Labeled Goat Anti-Mouse IgG Beyotime A0428 stored at -20 °C and protect from light
B-27 Supplement (50X), serum free Gibco 17504044 stored at -20 °C, and protect from light
CHIR-99021 (CT99021) Selleck S1263 stored at -20 °C
Coverslips NEST 801007
Cy3-Labeled Goat Anti-Rabbit IgG Beyotime A0516 stored at -20 °C and protect from light
DME/F-12 1:1 (1x) HyClone SH30023.01B stored at 4 °C
Fetal bovine serum HyClone SH30084.03 stored at -20 °C, avoid repeated freezing and thawing
Fluorescence microscopy Olympus CKX53
Gelatin Gibco CM0635B stored at room temperature
GlutaMAX Supplement Gibco 35050061 stored at 4 °C
Immunol Staining Primary Antibody dilution Buffer Beyotime P0103 stored at 4 °C
KnockOut DMEM/F-12 Gibco 12660012 stored at 4 °C
KnockOut Serum Replacement Gibco 10828028 stored at -20 °C, avoid repeated freezing and thawing
Leukemia Inhibitory Factor human Sigma L5283 stored at -20 °C
Mounting Medium With DAPI – Aqueous, Fluoroshield Abcam ab104139 stored at 4 °C and protect from light
MEM Non-essential amino acids solution Gibco 11140076 stored at 4 °C
N-2 Supplement (100X) Gibco 17502048 stored at -20 °C and protect from light
Normal goat serum Jackson 005-000-121 stored at -20 °C
Neurobasal Medium Gibco 21103049 stored at 4 °C
Nonadhesive bacterial dish Corning 3262
Phosphate Buffered Saline (1X) HyClone SH30256.01B stored at 4 °C
Penicillin/ Streptomycin Solution HyClone SV30010 stored at 4 °C
PD0325901(Mirdametinib) Selleck S1036 stored at -20 °C
Retinoic acid Sigma R2625 stored at -80 °C and protect from light
Strain 129 Mouse Embryonic Stem Cells Cyagen MUAES-01001 Maintained in feeder-free culture system
Stem-Cellbanker (DMSO free) ZENOAQ stem cellbanker DMSO free stored at -20 °C, avoid repeated freezing and thawing
Trypsin 0.25% (1X) Solution HyClone SH30042.01 stored at 4 °C
Triton X-100 Sigma T8787
2-Mercaptoethanol Gibco 21985023 stored at 4 °C and protect from light
4% paraformaldehyde Beyotime P0098 stored at -20 °C
6 – well plate Corning 3516
60 mm cell culture dish Corning 430166
15 ml centrifuge tube NUNC 339650

References

  1. Vieira, M. S., et al. Neural stem cell differentiation into mature neurons: mechanisms of regulation and biotechnological applications. Biotechnology Advances. 36 (7), 1946-1970 (2018).
  2. Yang, J. R., Lin, Y. T., Liao, C. H. Application of embryonic stem cells on Parkinson’s disease therapy. Genomic Medicine, Biomarkers, and Health Sciences. 3 (1), 17-26 (2011).
  3. Liu, C., Zhong, Y. W., Apostolou, A., Fang, S. Y. Neural differentiation of human embryonic stem cells as an in vitro tool for the study of the expression patterns of the neuronal cytoskeleton during neurogenesis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 439 (1), 154-159 (2013).
  4. Khramtsova, E. A., Mezhevikina, L. M., Fesenko, E. E. Proliferation and differentiation of mouse embryonic stem cells modified by the Neural Growth Factor (NGF) gene. Biology Bulletin. 45 (3), 219-225 (2018).
  5. Yoshimatsu, S., et al. Evaluating the efficacy of small molecules for neural differentiation of common marmoset ESCs and iPSCs. Neuroscience research. , (2019).
  6. Kothapalli, C. R., Kamm, R. D. 3D matrix microenvironment for targeted differentiation of embryonic stem cells into neural and glial lineages. Biomaterials. 34, 5995-6007 (2013).
  7. Gazina, E. V., et al. Method of derivation and differentiation of mouse embryonic stem cells generating synchronous neuronal networks. Journal of Neuroscience Methods. 293, 53-58 (2018).
  8. Ohnuki, Y., Kurosawa, H. Effects of hanging drop culture conditions on embryoid body formation and neuronal cell differentiation using mouse embryonic stem cells: Optimization of culture conditions for the formation of well-controlled embryoid bodies. Journal of Bioscience and Bioengineering. 115 (5), 571-574 (2013).
  9. Wongpaiboonwattana, W., Stavridis, M. P. Neural differentiation of mouse embryonic stem cells in serum-free monolayer culture. Journal of Visualized experiments. (99), e52823 (2015).
  10. Li, Y., et al. An optimized method for neuronal differentiation of embryonic stem cells in vitro. Journal of Neuroscience Methods. 330 (15), 108486 (2020).
  11. Zhou, P., et al. Investigation of the optimal suspension culture time for the osteoblastic differentiation of human induced pluripotent stem cells using the embryoid body method. Biochemical and Biophysical Research Communications. 515 (4), 586-592 (2019).
  12. Lu, J. F., et al. All-trans retinoic acid promotes neural lineage entry by pluripotent embryonic stem cells via multiple pathways. BMC Cell Biology. 10, 57 (2009).
  13. Kanungo, J. Retinoic acid signaling in P19 stem cell differentiation. Anticancer Agents in Medicinal Chemistry. 17 (9), 1184-1198 (2017).
  14. Rochette-Egly, C. Retinoic acid signaling and mouse embryonic stem cell differentiation: Cross talk between genomic and non-genomic effects of RA. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Molecular and Cell Biology of Lipids. 1851 (1), 66-75 (2015).
  15. Wang, R., et al. Retinoic acid maintains self-renewal of murine embryonic stem cells via a feedback mechanism. Differentiation. 76 (9), 931-945 (2008).
  16. Wu, H. B., et al. Retinoic acid-induced upregulation of miR-219 promotes the differentiation of embryonic stem cells into neural cells. Cell Death Disease. 8, 2953 (2017).
  17. Chen, W., et al. Retinoic acid regulates germ cell differentiation in mouse embryonic stem cells through a Smad-dependent pathway. Biochemical and Biophysical Research Communications. 418 (3), 571-577 (2012).
  18. Nakayama, Y., et al. A rapid and efficient method for neuronal induction of the P19 embryonic carcinoma cell line. Journal of Neuroscience Methods. 227, 100-106 (2014).
  19. Bibel, M., et al. Differentiation of mouse embryonic stem cells into a defined neuronal lineage. Nature neuroscience. 7 (9), 1003-1009 (2004).
  20. Coyle, D. E., Li, J., Baccei, M. Regional Differentiation of Retinoic Acid-Induced Human Pluripotent Embryonic Carcinoma Stem Cell Neurons. PLoS ONE. 6 (1), 16174 (2011).
  21. Okada, Y., Shimazaki, T., Sobue, G., Okano, H. Retinoic-acid-concentration-dependent acquisition of neural cell identity during in vitro differentiation of mouse embryonic stem cells. Developmental Biology. 275, 124-142 (2004).

Play Video

Cite This Article
Mao, X., Zhao, S. Neuronal Differentiation from Mouse Embryonic Stem Cells In vitro. J. Vis. Exp. (160), e61190, doi:10.3791/61190 (2020).

View Video